Name: Obrazowanie hiperspektralne jako narzędzie do badania anizotropii optycznej w monokryształach molekularnych na bazie lantanowców (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 24 s
Description: Poznaj metodę obrazowania hiperspektralnego do analizy anizotropii optycznej w monokryształach na bazie lantanowców. Technika łączy dane spektralne i przestrzenne, umożliwiając szczegółowe badanie właściwości optycznych materiałów krystalicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Panu Dylanowi Errulatowi i Prof. Muralee Murugesu z Wydziału Chemii i Nauk Biomolekularnych Uniwersytetu w Ottawie za dostarczenie [TbEu(bpm)(tfaa)6] monokryształów. E.M.R., N.R. i E.H. wyrażają wdzięczność za wsparcie finansowe udzielone przez Uniwersytet w Ottawie, Kanadyjską Fundację na rzecz Innowacji (CFI) oraz Kanadyjską Radę ds. Badań Nauk Przyrodniczych i Inżynierii (NSERC).

UWAGA: Zaleca się używanie okularów ochronnych przeznaczonych do długości fali wzbudzenia przez cały czas podczas obsługi imagera.
1. Konfiguracja mikroskopu hiperspektralnego
UWAGA: Przegląd systemu obrazowania hiperspektralnego znajduje się w Rysunek 2a, z opisanymi głównymi elementami imagera. System obrazowania może być używany do wykrywania emisji w zakresie widzialnym lub bliskiej podczerwieni (NIR) z próbki. W zależności od tego, która detekcja jest pożądana (widzialna lub NIR), światło przechodzi przez dwie różne ścieżki światła (<silna klasa="xfig">Rysunek 2e). Kombinacja różnych sześcianów obracających wiązkę i sześcianów filtrów dichroicznych (kostek optycznych) musi być umieszczona w określonych miejscach w instrumencie, aby wybrać odpowiednią ścieżkę.
<ol>
	<li>Włącz komputer podłączony do systemu obrazowania. Włącz monitor komputera.</li>
	<li>Ustaw odpowiednią konfigurację kostki optycznej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2b,c). 
	UWAGA: W tym miejscu opisana jest konfiguracja imagera (konfiguracja kostki optycznej) do mapowania HSI z wykorzystaniem wzbudzenia UV i detekcji emisji widzialnej. Możliwa jest jednak również jego zmiana dla wzbudzenia NIR i detekcji emisji widzialnej lub NIR, w zależności od analizowanej próbki. Zapoznaj się z sekcją Reprezentatywne wyniki, aby zapoznać się z przykładem.
	<ol>
		<li>Zaczynając od stopnia mikroskopu (1 w <silna klasa="xfig">Rysunek 2a) i podążając ścieżką wiązki emisyjnej w kierunku detektorów (3 w <silna klasa="xfig">Rysunek 2a), pozostaw pierwszą pozycję dla kostki optycznej (4 w <silnej klasy="xfig">Rysunek 2b) i umieść kostkę optyczną mikroskopu konfokalnego (DFM1-P01) w pozycji wskazanej jako 5 w <silna klasa="xfig">Rysunek 2b, tak aby emisja z próbki była kierowana przez ścieżkę światła widzialnego.</li>
		<li>Patrząc wzdłuż ścieżki optycznej w kierunku detektora, umieść widzialny sześcian optyczny (CM1-P01), który zawiera zwierciadło dichroiczne i filtry kierujące widzialną emisję na ścieżki detekcji, w pozycji wskazanej jako 6 w <silna klasa="xfig">Rysunek 2b.</li>
		<li>Kontynuując drogę w kierunku detektora, umieść konfokalny sześcian optyczny otworkowy (DFM1-P01) w pozycji wskazanej jako 7 w <silnej klasie="xfig">Rysunek 2b, aby skierować światło przez ścieżkę wykrywania światła widzialnego. Następnie, podążając za ścieżką, umieść spektrometr konfokalny kostki optycznej (DFM1-P01) w pozycji 8 w <silna klasa="xfig">Rysunek 2c, tak aby emitowane światło docierało do detektora.</li>
		<li>W przypadku mapowania HSI ręcznie kontroluj otwór szczelinowy detektora (9 cali <silna klasa="xfig">Rysunek 2c), aby dopasować go do rozmiaru używanych otworów (około 50 mm jest optymalne).</li>
		W oprogramowaniu PHySpec wybierz otwór otworkowy (5 cali <silna klasa="xfig">Rysunek 3). <li>
		UWAGA: Im mniejsza apertura otworkowa, tym lepsza rozdzielczość HSI, kosztem intensywności sygnału.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włącz lampę szerokopasmową (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2d, wstawka), ustawiając przełącznik (10 w <silna klasa = "xfig" > Rysunek 2d) w pozycji ON. Aby kontrolować intensywność światła wzbudzenia, przekręć pokrętło oznaczone symbolem 11 (<silna klasa="xfig">Rysunek 2d) na wyższe (32 – najniższe natężenie) lub niższe (1 – najwyższe natężenie). Utrzymuj migawkę lampy szerokopasmowej (12 cali <klasa silna = "xfig" >Rysunek 2d) zamkniętą podczas konfiguracji. 
	UWAGA: Wyższe wartości odpowiadają większemu tłumieniu gęstości mocy emitowanej przez lampę, natomiast niższe wartości odpowiadają niższemu tłumieniu.</li>
	<li>Włącz następujący sprzęt w kolejności podanej poniżej, ustawiając ich przełączniki w pozycji ON:
	<ol>
		<li>Włącz kontroler ruchu ThorLabs.</li>
		<li>Włącz źródło zasilania firmy Nikon.</li>
		<li>Włącz kontroler ASI.</li>
		<li>Włącz kontroler Galvo.</li>
		<li>Włącz detektor ProEm.</li>
		<li>Włącz detektor Bayspec.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Na komputerze otwórz oprogramowanie PHySpec, klikając dwukrotnie jego ikonę.
	<ol>
		<li>Naciśnij F8 na klawiaturze, aby zainicjować system konwersji w górę IMA, a następnie kliknij przycisk OK w oknie Połącz z systemem. 
		UWAGA: Krok 1.5.1. można również wykonać, klikając kartę System, a następnie klikając Połącz, aby przejść do okna Połącz z systemem. Następnie można kliknąć przycisk OK, aby połączyć system obrazowania z oprogramowaniem.</li>
		<li>Upewnij się, że wszystkie menu są widoczne w interfejsie (Kamera kolorowa, ProEm i Bayspec), a także na tablicy wskaźników po lewej stronie ekranu, jak pokazano na Rysunek 3.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Obrazowanie hiperspektralne monokryształu [TbEu(bpm)(tfaa)6]
<ol>
	<li>W celu przygotowania próbki należy umieścić kryształ na szkiełku mikroskopowym. W przypadku, gdy konieczne jest użycie większego powiększenia, przykryj kryształ cienkim szkłem nakrywkowym i zabezpiecz go taśmą, tak aby próbkę można było umieścić cienką szklaną pokrywą skierowaną w stronę soczewki obiektywu.</li>
	<li>Umieść szklane szkiełko, na którym przygotowano próbkę, na stoliku mikroskopu i zabezpiecz je za pomocą metalowych ramion (<silna klasa="xfig">Rysunek 4a,b).</li>
	<li>Przesuń próbkę za pomocą joysticka (<silna klasa="xfig">Rysunek 4c) kontrolera ASI, aby ustawić próbkę nad używanymi obiektywami.</li>
	<li>Ręcznie umieść prawą kostkę filtrującą w kole pod obiektywami (3 w <silna klasa="xfig">Rysunek 5), aby wybrać wzbudzenie UV lampy i przepuścić emisję widzialną w kierunku detektora. 
	UWAGA: Dostępne są dodatkowe kostki filtracyjne do wzbudzenia światłem zielonym lub niebieskim, dlatego posiadanie odpowiedniej kostki filtrującej na miejscu jest ważne dla odpowiedniej długości fali wzbudzenia.</li>
	<li>Ręcznie ustaw obiektyw 20X (oznaczony przez 5 cali <silna klasa="xfig">Rysunek 5) pod próbką i naciśnij biały przycisk (6 w <silna klasa="xfig">Rysunek 5) po lewej stronie mikroskopu, aby włączyć białe światło.
	<ol>
		<li>Dostosuj jasność, obracając pokrętło pod przyciskiem zasilania białego światła (7 cali <silna klasa = "xfig" >Rysunek 5).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W oprogramowaniu PHySpec naciśnij przycisk Odtwórz (wideo) w oknie kolorowej kamery, co spowoduje pobranie skanu na żywo.
	<ol>
		<li>Jeśli w oknie kamery kolorowej wyświetlany jest obraz, zwiększ czas ekspozycji (2 w <silna klasa="xfig">Rysunek 3) i/lub wartość wzmocnienia (3 w <silna klasa="xfig">Rysunek 3) znajdujące się na tablicy wskaźników, w zakładce Kamera kolorowa. Jeśli oglądany obraz jest zbyt jasny, zmniejsz czas ekspozycji i/lub wartość wzmocnienia.</li>
		<li>Upewnij się, że przednie pokrętło po prawej stronie mikroskopu (2 w <silna klasa="xfig">Rysunek 5) jest ustawione w pozycji R, aby wysłać 20% sygnału do aparatu/lornetki i 80% sygnału do detektora.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Skoncentruj się na próbce, dostosowując odległość między obiektywem a stolikiem (<silna klasa="xfig">Rysunek 4b). Odbywa się to poprzez przekręcenie pokręteł pokazanych w <silna klasa="xfig">Rysunek 4d po prawej stronie mikroskopu. 
	UWAGA: Większe pokrętło służy do regulacji zgrubnej, podczas gdy mniejsze pokrętło służy do delikatniejszych i mniejszych zmian ostrości.</li>
	<li>Upewnij się, że ręcznie wybrany cel jest również wybrany w oprogramowaniu. Najpierw kliknij przycisk Widok na górnym pasku menu, a następnie kliknij jeden Pokaż / ukryj pasek skali, aby wyświetlić pasek skali na obrazie (1 w <silna klasa = "xfig" >Rysunek 3). Następnie przejdź do zakładki Galwanometr w panelu instrukcji sterowania i wybierz używany obiektyw (4 w <silna klasa="xfig">Rysunek 3). Upewnij się, że wyświetlana podziałka liniowa jest prawidłowa, wybierając odpowiedni obiektyw w oprogramowaniu.</li>
	<li>W oprogramowaniu należy wybrać odpowiedni detektor przechodząc do zakładki Diverter (ProEM – 6 w <silna klasa="xfig">Rysunek 3) oraz kraty przechodząc w zakładkę Filtr (1200 gr/mm w przypadku ProEM – 7 w <silna klasa="xfig">Rysunek 3) pod zakładką SpectraPro SP-2300.</li>
	<li>Otwórz przesłonę lampy szerokopasmowej (12 cali <klasa silna = "xfig" >Rysunek 2), aby umożliwić wzbudzenie próbki w świetle UV. Przekręć pokrętło intensywności (11 w <silna klasa="xfig">Rysunek 2d) do żądanej pozycji (np. 8 – intensywność pośrednia), aby kontrolować intensywność wzbudzenia lampy szerokopasmowej (UV).
	<ol>
		<li>Aby wybrać między oświetleniem o szerokim polu widzenia (otwarta przysłona) a mniejszym oświetleniem punktowym (bardziej zamknięta przysłona), kontroluj rozmiar apertury pola lampy UV za pomocą drążka i pokręteł pokazanych na 4 w <silna klasa="xfig">Rysunek 5.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W zakładce SpectraPro SP-2300 wybierz długość fali, aby obserwować emisję próbki.</li>
	<li>Jeśli długości fal emisyjnych próbki są nieznane, należy uzyskać widmo emisyjne.
	<ol>
		<li>W sekwencerze kliknij znak +, aby dodać nową sekwencję ("węzeł") do uzyskania widma emisyjnego.
		<ol>
			<li>Kliknij Spektrometr, a następnie Akwizycja widma (ze skanowaniem spektralnym).</li>
			<li>Wprowadź minimalną długość fali (tj. 400 nm) i maksymalną długość fali (tj. 700 nm) i kliknij OK, aby ustawić zakres widma, w którym widmo będzie rejestrowane.</li>
			<li>Wybierz odpowiedni czas ekspozycji w menu po lewej stronie oprogramowania. Wybierz krótsze czasy (np. 0,1 s) dla bardzo jasnych próbek i dłuższe czasy (np. 2 s) dla emiterów przyciemnionych.</li>
			<li>Dostosuj moc wzbudzenia w przypadku wzbudzenia lampy szerokopasmowej (UV) (patrz krok 1.3 powyżej). 
			UWAGA: W przypadku wzbudzenia diody NIR można je dostosować z menu rozwijanego Neutral Density po lewej stronie oprogramowania PHySpec.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Na sekwencerze kliknij przycisk podwójnego odtwarzania, aby uruchomić całą sekwencję. Po przedstawieniu widma należy zwrócić uwagę na obszary zainteresowania dla detekcji emisji próbki (np. 580–640 nm w przypadku próbek opartych na Tb3+ i Eu3+).</li>
		<li>W razie potrzeby zoptymalizuj wykrywanie sygnału, zmieniając ostrość próbki lub dostosowując czas ekspozycji w oprogramowaniu PHySpec. Osiągnij dalszą optymalizację detekcji sygnału poprzez zwiększenie intensywności emisji próbki poprzez zmianę mocy źródła wzbudzenia (lampy szerokopasmowej), jak opisano powyżej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dostosuj odpowiednio czas ekspozycji (np. 0,5 s – 2 cale <silna klasa="xfig">Rysunek 3) i wzmocnienie (3 w <silna klasa="xfig">Rysunek 3) kamery kolorowej, aby uzyskać obraz dobrej jakości. W razie potrzeby dodaj pasek skali do obrazu, klikając przycisk Pokaż/ukryj pasek skali w drugim wierszu menu w górnej części okna oprogramowania PHySpec.</li>
	<li>Zalecenie: Przed uzyskaniem kostki hiperspektralnej zapisz obraz kryształu z mikroskopii optycznej w jasnym polu w świetle białym (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 6a) i/lub pełnym UV (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 6b) lub ograniczonym (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 6c) oświetlenie (oświetlenie UV kontrolowane przez otwór migawki, pokazane jako 4 w <silna klasa = "xfig" >Rysunek 5). Aby to zrobić, gdy próbka jest ostra, kliknij przycisk odtwarzania na kolorowej kamerze.</li>
	<li>Kliknij Plik, a następnie Eksportuj widok okna, wybierz żądany format, aby wyeksportować uzyskany obraz i zapisz plik z żądanym rozszerzeniem (.h5, . w formacie JPEG).</li>
	<li>Przed uzyskaniem obrazu hiperspektralnego należy wyłączyć oświetlenie światłem białym oraz światło w pomieszczeniu.</li>
	<li>Aby uzyskać sześcian hiperspektralny, napisz nową sekwencję. Dlatego w sekwencerze kliknij znak +, aby dodać nowy węzeł.
	<ol>
		<li>Kliknij Confocal Imager.
		<ol>
			<li>Kliknij Akwizycja wielu spektrum. W tym przypadku pożądane pole widzenia jest definiowane przez liczbę punktów do uzyskania w kierunkach x i y oraz rozmiar stopnia. Na przykład użyj 100 punktów w x i 100 punktów w y z krokiem 5 μm, aby uzyskać obraz o wymiarach 500 na 500 μm. 
			Uwaga: Całkowita liczba punktów akwizycji i czas integracji w każdym punkcie będą miały bezpośredni wpływ na całkowity czas akwizycji kostki hiperspektralnej.
			<ol>
				<li>Wprowadź żądaną liczbę pozycji X (np. 100) i pozycji Y (np. 100), a także żądany rozmiar kroku (np. 5 μm). Wybierz opcję sprzętową dla synchronizacji kamery, aby uzyskać widoczne mapowanie emisji (i opcję oprogramowania w przypadku wykrycia NIR). Kliknij przycisk OK.</li>
			</ol>
			</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W sekwencerze kliknij na nowo dodaną linię Multi-Spectrum Acquisition, aby podświetlić węzeł.</li>
	<li>Kliknij przycisk Odtwórz, aby uruchomić wybrany node. 
	UWAGA: Pozostały czas, który zajmie akwizycja, pojawi się obok węzła (w minutach, np. 28 minut).</li>
	<li>Po zakończeniu akwizycji zapisz kostkę hiperspektralną w odpowiednim formacie pliku (.h5).</li>
</ol>
3. Analiza danych hiperspektralnych
<ol>
	<li>Zaraz po przejęciu, jeśli zapisana kostka hiperspektralna nie otworzy się automatycznie w oprogramowaniu, odzyskaj kostkę hiperspektralną, która została zapisana jako plik .h5, klikając Plik na górnym pasku menu, a następnie najeżdżając kursorem i klikając Otwórz plik.... Gdy pojawi się okno zatytułowane Wybierz dane do otwarcia, wybierz folder, w którym zapisany jest plik .h5 i kliknij dwukrotnie plik, aby go otworzyć.</li>
	<li>Po zaimportowaniu pliku sześcianu hiperspektralnego zmodyfikuj wyświetlany obraz sześcianu hiperspektralnego, aby pokazać intensywność określonej długości fali spektralnej, przesuwając pasek na górze obrazu sześcianu w lewo (dolna długość fali, np. 580 nm) lub w prawo (wyższa długość fali, np. 638 nm). 
	UWAGA: Wybrana długość fali jest wyświetlana po lewej stronie tego górnego paska (1 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7).</li>
	<li>Po wybraniu interesującej nas długości fali do analizy (np. maksymalnego natężenia, które w przypadku [TbEu(bpm)(tfaa)6] wynosi 613,26 nm), należy wykonać jeden (lub wszystkie) z trzech możliwych typów analizy spektralnej: (A) rozkład widmowy w postaci obrazu (2 w <klasa silna="xfig">Rysunek 7); (B) profil intensywności emisji w obszarze zainteresowania (3 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7); (C) ekstrakcja widma w określonym punkcie lub obszarze zainteresowania (4 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7).
	<ol>
		<li>W przypadku rozkładu widmowego z obrazu, użyj funkcji Crop and Bin , aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu na obrazie. Aby to zrobić, kliknij w górnym menu Przetwarzanie, a następnie wybierz Dane, a następnie opcję Przytnij i Kosz.</li>
		<li>W przypadku profilu intensywności emisji, na obrazie sześcianu, kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz Utwórz cel lub Utwórz profil X lub Utwórz profil Y, w zależności od tego, czy należy przeanalizować tylko jeden punkt (Cel - 5 i 6 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7), czy linię (Profil - 7 i 8 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7). Wybierz obszar analizy, przeciągając kursorem cel, profil linii poziomej lub pionowej i przesuń go w poprzek sześcianu.
		<ol>
			<li>Po prawidłowym wybraniu profilu kliknij prawym przyciskiem myszy region i wybierz Dodaj cel do wykresu. Wybrano opcję utworzenia nowego wykresu w celu wyświetlenia intensywności emisji (oś y) w funkcji fizycznego położenia celu (oś x). Widmo pojawi się na nowym wykresie, który został wstawiony (6 i 7 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7). 
			UWAGA: Można utworzyć wiele celów, które będą wyświetlane jako profile emisji w różnych kolorach (5 i 6 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Alternatywnie, uzyskaj widmo emisyjne określonego obszaru próbki (9 w <silna klasa="xfig">Rysunek 7). Na początek najedź kursorem na obraz kostki i kliknij prawym przyciskiem myszy. Kliknij opcje Zaznaczenie prostokąta lub Zaznaczenie elipsy na karcie, która się pojawi.
		<ol>
			<li>Narysuj kształt zaznaczenia (np. prostokąt) nad żądanym obszarem, klikając i przeciągając kursor po sześcianie. Po prawidłowym wybraniu obszaru kliknij go prawym przyciskiem myszy i wybierz Dodaj zaznaczenie do wykresu.</li>
			<li>W wyświetlonym oknie Dodaj do wykresu wybierz Utwórz nowy wykres, aby wyświetlić widma emisji celu, a następnie kliknij OK. 
			UWAGA: Na wykresie, na którym pokazana jest docelowa emisja, pojawi się nowa kolorowa linia (8 w <silnej klasie="xfig" >Rysunek 7) z intensywnością emisji jako osią y i długością fali na osi x. Widmo to odpowiada uśrednionemu natężeniu wybranego obszaru dla każdej długości fali.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po uzyskaniu widma zapisz je przed wybraniem nowego regionu, ponieważ w danym momencie można wybrać tylko jeden region. W tym celu należy wybrać okno, w którym znajduje się wykres. W menu Plik wybierz Zapisz jako i wybierz opcję zapisania wykresu w wybranym folderze, używając wybranej nazwy, w formacie .h5, który można otworzyć w oprogramowaniu PHySpec, lub w formacie .csv, który można zaimportować do programu Excel.</li>
</ol>

<ol><li>ElMasry, G., Sun, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Hyperspectral+Imaging+Technology%5BTitle%5D)+AND+%22Hyperspectral+Imaging+for+Food+Quality+Analysis+and+Control%22%5BJournal%5D)">Principles of Hyperspectral Imaging Technology.</a> Hyperspectral Imaging for Food Quality Analysis and Control. , 3-43 (2010).</li>
<li>Dong, X., Jakobi, M., Wang, S., Köhler, M. H., Zhang, X., Koch, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+hyperspectral+imaging+for+nanoscale+materials+research%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Spectroscopy+Reviews%22%5BJournal%5D)">A review of hyperspectral imaging for nanoscale materials research.</a> Applied Spectroscopy Reviews. 54 (4), 285-305 (2019).</li>
<li>Yakovliev, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperspectral+Multiplexed+Biological+Imaging+of+Nanoprobes+Emitting+in+the+Short-Wave+Infrared+Region%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale+Research+Letters%22%5BJournal%5D)">Hyperspectral Multiplexed Biological Imaging of Nanoprobes Emitting in the Short-Wave Infrared Region.</a> Nanoscale Research Letters. 14 (243), 1-11 (2019).</li>
<li>Cheng, W., Sun, D. W., Pu, H., Wei, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterospectral+two-dimensional+correlation+analysis+with+near-infrared+hyperspectral+imaging+for+monitoring+oxidative+damage+of+pork+myofibrils+during+frozen+storage%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Heterospectral two-dimensional correlation analysis with near-infrared hyperspectral imaging for monitoring oxidative damage of pork myofibrils during frozen storage.</a> Food Chemistry. 248, 119-127 (2018).</li>
<li>Liu, Y., Liu, L., He, Y., Zhu, L., Ma, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoding+of+quantum+dots+encoded+microbeads+using+a+hyperspectral+fluorescence+imaging+method%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Decoding of quantum dots encoded microbeads using a hyperspectral fluorescence imaging method.</a> Analytical Chemistry. 87 (10), 5286-5293 (2015).</li>
<li>Leavesley, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorectal+cancer+detection+by+hyperspectral+imaging+using+fluorescence+excitation+scanning%5BTitle%5D)+AND+%22Optical+Biopsy+XVI%3A+Toward+Real-Time+Spectroscopic+Imaging+and+Diagnosis%22%5BJournal%5D)">Colorectal cancer detection by hyperspectral imaging using fluorescence excitation scanning.</a> Optical Biopsy XVI: Toward Real-Time Spectroscopic Imaging and Diagnosis. 10489, (2018).</li>
<li>Zhang, H., Salo, D., Kim, D. M., Komarov, S., Tai, Y. -C., Berezin, M. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Penetration+depth+of+photons+in+biological+tissues+from+hyperspectral+imaging+in+shortwave+infrared+in+transmission+and+reflection+geometries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Penetration depth of photons in biological tissues from hyperspectral imaging in shortwave infrared in transmission and reflection geometries.</a> Journal of Biomedical Optics. 21 (12), 126006(2016).</li>
<li>Naccache, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Terahertz+Thermometry%3A+Combining+Hyperspectral+Imaging+and+Temperature+Mapping+at+Terahertz+Frequencies%5BTitle%5D)+AND+%22Laser+and+Photonics+Reviews%22%5BJournal%5D)">Terahertz Thermometry: Combining Hyperspectral Imaging and Temperature Mapping at Terahertz Frequencies.</a> Laser and Photonics Reviews. 11 (5), 1-9 (2017).</li>
<li>Jacques, S. D. M., Egan, C. K., Wilson, M. D., Veale, M. C., Seller, P., Cernik, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+laboratory+system+for+element+specific+hyperspectral+X-ray+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">A laboratory system for element specific hyperspectral X-ray imaging.</a> Analyst. 138 (3), 755-759 (2013).</li>
<li>Birmingham, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+Effect+of+Chemical+Dopant+Phase+on+Photoluminescence+of+Monolayer+MoS2+Using+in+Situ+Raman+Microspectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physical+Chemistry+C%22%5BJournal%5D)">Probing the Effect of Chemical Dopant Phase on Photoluminescence of Monolayer MoS2 Using in Situ Raman Microspectroscopy.</a> Journal of Physical Chemistry C. 123 (25), 15738-15743 (2019).</li>
<li>Marin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Harnessing+the+Synergy+between+Upconverting+Nanoparticles+and+Lanthanide+Complexes+in+a+Multiwavelength-Responsive+Hybrid+System%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Photonics%22%5BJournal%5D)">Harnessing the Synergy between Upconverting Nanoparticles and Lanthanide Complexes in a Multiwavelength-Responsive Hybrid System.</a> ACS Photonics. 6 (2), 436-445 (2019).</li>
<li>Gonell, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aggregation-induced+heterogeneities+in+the+emission+of+upconverting+nanoparticles+at+the+submicron+scale+unfolded+by+hyperspectral+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale+Advances%22%5BJournal%5D)">Aggregation-induced heterogeneities in the emission of upconverting nanoparticles at the submicron scale unfolded by hyperspectral microscopy.</a> Nanoscale Advances. 1, 2537-2545 (2019).</li>
<li>Errulat, D., Gabidullin, B., Murugesu, M., Hemmer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+Optical+Anisotropy+and+Polymorph-Dependent+Photoluminescence+in+%5BLn2%5D+Complexes+by+Hyperspectral+Imaging+on+Single+Crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry+-+A+European+Journal%22%5BJournal%5D)">Probing Optical Anisotropy and Polymorph-Dependent Photoluminescence in [Ln2] Complexes by Hyperspectral Imaging on Single Crystals.</a> Chemistry - A European Journal. 24 (40), 10146-10155 (2018).</li>
<li>Panov, N., Marin, R., Hemmer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microwave-Assisted+Solvothermal+Synthesis+of+Upconverting+and+Downshifting+Rare-Earth-Doped+LiYF4+Microparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Inorganic+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Microwave-Assisted Solvothermal Synthesis of Upconverting and Downshifting Rare-Earth-Doped LiYF4 Microparticles.</a> Inorganic Chemistry. 57 (23), 14920-14929 (2018).</li>
<li>Debasu, M. L., Brites, C. D. S., Balabhadra, S., Oliveira, H., Rocha, J., Carlos, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoplatforms+for+Plasmon-Induced+Heating+and+Thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22ChemNanoMat%22%5BJournal%5D)">Nanoplatforms for Plasmon-Induced Heating and Thermometry.</a> ChemNanoMat. 2 (6), 520-527 (2016).</li>
<li>Nadort, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Imaging+of+Single+Upconversion+Nanoparticles+in+Biological+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Quantitative Imaging of Single Upconversion Nanoparticles in Biological Tissue.</a> PLoS ONE. 8 (5), 1-13 (2013).</li>
<li>Sava Gallis, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tunable+Metal-Organic+Framework+Materials+Platform+for+Bioimaging+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Applied+Materials+and+Interfaces%22%5BJournal%5D)">Tunable Metal-Organic Framework Materials Platform for Bioimaging Applications.</a> ACS Applied Materials and Interfaces. 9 (27), 22268-22277 (2017).</li>
<li>Varghese, S., Das, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+molecular+packing+in+determining+solid-state+optical+properties+of+%CF%80-conjugated+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physical+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">Role of molecular packing in determining solid-state optical properties of π-conjugated materials.</a> Journal of Physical Chemistry Letters. 2 (8), 863-873 (2011).</li>
<li>Yan, D., Evans, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+crystalline+materials+with+tunable+luminescent+properties%3A+From+polymorphs+to+multi-component+solids%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Horizons%22%5BJournal%5D)">Molecular crystalline materials with tunable luminescent properties: From polymorphs to multi-component solids.</a> Materials Horizons. 1 (1), 46-57 (2014).</li>
<li>Mu, S., Oniwa, K., Jin, T., Asao, N., Yamashita, M., Takaishi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+highly+emissive+distyrylthieno%5B3%2C2-b%5Dthiophene+based+red+luminescent+organic+single+crystal%3A+Aggregation+induced+emission%2C+optical+waveguide+edge+emission%2C+and+balanced+ambipolar+carrier+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Organic+Electronics%3A+Physics%2C+Materials%2C+Applications%22%5BJournal%5D)">A highly emissive distyrylthieno[3,2-b]thiophene based red luminescent organic single crystal: Aggregation induced emission, optical waveguide edge emission, and balanced ambipolar carrier transport.</a> Organic Electronics: Physics, Materials, Applications. 34, 23-27 (2016).</li>
<li>Binnemans, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interpretation+of+europium%28III%29+spectra%5BTitle%5D)+AND+%22Coordination+Chemistry+Reviews%22%5BJournal%5D)">Interpretation of europium(III) spectra.</a> Coordination Chemistry Reviews. 295, 1-45 (2015).</li>
<li>Koyama, H., Fauchet, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anisotropic+polarization+memory+in+thermally+oxidized+porous+silicon%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Anisotropic polarization memory in thermally oxidized porous silicon.</a> Applied Physics Letters. 77 (15), 2316-2318 (2000).</li>
<li>Kushida, T., Takushi, E., Oka, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Memories+of+photon+energy%2C+polarization+and+phase+in+luminescence+of+rare+earth+ions+under+resonant+light+excitation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Luminescence%22%5BJournal%5D)">Memories of photon energy, polarization and phase in luminescence of rare earth ions under resonant light excitation.</a> Journal of Luminescence. 12-13, 723-727 (1976).</li>
<li>Onuma, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectroscopic+ellipsometry+studies+on+%CE%B2-Ga2O3+films+and+single+crystal%5BTitle%5D)+AND+%22Japanese+Journal+of+Applied+Physics%22%5BJournal%5D)">Spectroscopic ellipsometry studies on β-Ga2O3 films and single crystal.</a> Japanese Journal of Applied Physics. 55 (12), (2016).</li>
<li>Favreau, P. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitation-scanning+hyperspectral+imaging+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Excitation-scanning hyperspectral imaging microscope.</a> Journal of Biomedical Optics. 19 (4), 046010(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opisany tutaj protokół obrazowania hiperspektralnego zapewnia proste podejście, które pozwala na uzyskanie informacji spektroskopowych w precyzyjnych lokalizacjach próbki. Korzystając z opisanej konfiguracji, rozdzielczość przestrzenna (mapowanie x i y ) może sięgać 0,5 μm, podczas gdy rozdzielczość spektralna może wynosić 0,2 nm dla mapowania w zakresie widzialnym i 0,6 nm dla zakresu NIR.
Aby przeprowadzić mapowanie hiperspektralne pojedynczego kryształu, przygotowanie prób...

Obrazowanie hiperspektralne (HSI) to technika, która generuje mapę przestrzenną, gdzie każda współrzędna x-y zawiera informacje spektralne, które mogą być oparte na dowolnym rodzaju spektroskopii, a mianowicie spektroskopach fotoluminescencji, absorpcji i rozpraszania1,2,3. W efekcie uzyskuje się trójwymiarowy zestaw danych (zwany również "sześcianem hiperspektralnym"), gdzie współrzędne x-y są osiami przestrzennymi, a współrzędna z to informacje spektralne z analizowanej próbki. W związku z tym sześcian hiperspektralny zawiera zarówno informacje przestrzenne, jak i spektralne, zapewniając bardziej szczegółowe badanie spektroskopowe próbki niż tradycyjna spektroskopia. Chociaż HSI jest znana od lat w dziedzinie teledetekcji (np. geologia, przemysł spożywczy4), ostatnio pojawiła się jako innowacyjna technika charakteryzacji nanomateriałów2,5 lub sondy do zastosowań biomedycznych3,6,7,8. Ogólnie rzecz biorąc, nie ogranicza się do domeny UV/widzialnej/bliskiej podczerwieni (NIR), ale może być również rozszerzony za pomocą innych źródeł promieniowania, takich jak promieniowanie rentgenowskie – na przykład w celu scharakteryzowania rozkładu pierwiastków w różnych materiałach 9 – lub promieniowanie terahercowe, gdzie HSI zostało wykorzystane do przeprowadzenia detekcji termicznej w tkankach biologicznych8. Co więcej, mapowanie fotoluminescencji zostało połączone z mapowaniem Ramana w celu zbadania właściwości optycznych monowarstwy MoS210. Jednak wśród zgłoszonych zastosowań optycznego HSI jest jeszcze tylko kilka przykładów materiałów na bazie lantanowców dotyczących HSI11,12,13,14,15,16,17. Dla przykładu możemy przytoczyć: wykrywanie nowotworów w tkankach6, analiza głębokości przenikania światła w tkankach biologicznych7, multipleksowane obrazowanie biologiczne3, analiza wieloskładnikowego transferu energii w układach hybrydowych11, oraz badanie wywołanych agregacją zmian właściwości spektroskopowych nanocząstek konwertujących w górę12. Nie ulega wątpliwości, że atrakcyjność HSI wynika z jego przydatności do generowania wiedzy na temat luminescencji specyficznej dla środowiska, dostarczając jednocześnie informacji przestrzennych i spektralnych o sondzie.
Korzystając z tej potężnej techniki, opisujemy tutaj protokół do badania anizotropii optycznej monokryształu heterodinuclear Tb3+-Eu3+ [TbEu(bpm)(tfaa)6] (Rysunek 1a)13. Zaobserwowana anizotropia optyczna wynikała z różnego upakowania molekularnego jonów Ln3+ w różnych kierunkach krystalograficznych (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 1b), co spowodowało, że niektóre twarze kryształów były jaśniejsze, a inne wykazywały ciemniejszą fotoluminescencję. Zasugerowano, że zwiększona intensywność luminescencji na określonych ścianach kryształu była skorelowana z bardziej efektywnym transferem energii wzdłuż tych kierunków krystalograficznych, gdzie odległości jonów Ln3+···Ln3+ były najkrótsze13.
Zmotywowani tymi wynikami, proponujemy ustanowienie szczegółowej metodologii analizy anizotropii optycznej za pomocą HSI, otwierając drogę do lepszego zrozumienia procesów transferu energii jonów i przestrajalnych właściwości luminescencyjnych wynikających ze specyficznego układu molekularnego18,19. Te zależności między strukturą a właściwościami zostały uznane za ważne aspekty projektowania innowacyjnych materiałów optycznych, w tym między innymi systemów falowodowych i optomagnetycznych urządzeń magazynujących w skali nano i mikro – odpowiadając na zapotrzebowanie na bardziej wydajne i zminiaturyzowane systemy optyczne20.

<table><tbody><tr><td>Szkiełka mikroskopowe</td><td>FisherBrand</td><td>12-550-15</td><td>Szkiełka podstawowe służące do przygotowania próbek</td></tr><tr><td>Hiperspektralny konfokalny obrazownik do obrazowania w świetle widzialnym i bliskiej podczerwieni</td><td>PhotonETC</td><td></td><td>Mikroskop używany do analizy, zbudowany zgodnie z potrzebami użytkownika, dlatego nie jest to numer katalogowy</td></tr></tbody></table>

obrazowanie hiperspektralne jako narzędzie do badania anizotropii optycznej w monokryształach molekularnych na bazie lantanowców

Hyperspectral Imaging as a Tool to Study Optical Anisotropy in Lanthanide-Based Molecular Single Crystals

W tej pracy opisujemy protokół nowatorskiego zastosowania obrazowania hiperspektralnego (HSI) w analizie luminescencyjnych monokryształów molekularnych na bazie lantanowców (Ln3+). Jako reprezentatywny przykład wybraliśmy monokryształ heterodwujądrowego kompleksu na bazie Ln [TbEu(bpm)(tfaa)6] (bpm = 2,2'-bipirymidyna, tfaa- =1,1,1-trifluoroacetyloacetonian) wykazujący jasną emisję widzialną pod wpływem wzbudzenia UV. HSI to nowa technika, która łączy 2-wymiarowe obrazowanie przestrzenne struktury luminescencyjnej z informacjami spektralnymi z każdego piksela uzyskanego obrazu. W szczególności HSI na monokryształach kompleksu [Tb-EU] dostarczyło lokalnych informacji spektralnych, odsłaniając zmiany intensywności luminescencji w różnych punktach wzdłuż badanych kryształów. Zmiany te przypisano anizotropii optycznej występującej w krysztale, która wynika z różnego upakowania molekularnego jonów Ln3+ w każdym z kierunków struktury krystalicznej. Opisany tu HSI jest przykładem przydatności takiej techniki do badań spektroprzestrzennych materiałów molekularnych. Jednak, co ważne, protokół ten można łatwo rozszerzyć na inne rodzaje materiałów luminescencyjnych (takich jak między innymi kryształy molekularne o rozmiarach mikronów, mikrocząstki nieorganiczne, nanocząstki w tkankach biologicznych lub znakowane komórki), otwierając wiele możliwości głębszego badania zależności między strukturą a właściwościami. Ostatecznie takie badania dostarczą wiedzy, która zostanie wykorzystana w inżynierii zaawansowanych materiałów do szerokiego zakresu zastosowań, od bioobrazowania po zastosowania technologiczne, takie jak falowody czy urządzenia optoelektroniczne.

Aby zilustrować konfigurację mikroskopu hiperspektralnego do akwizycji danych na bazie molekularnego monokryształu lantanowca (tj. [TbEu(bpm)(tfaa)6], Rysunek 1a), na Rysunku 2 przedstawiono ogólny widok systemu oraz prawidłowe rozmieszczenie kostek optycznych w układzie. Rysunek 3 przedstawia zrzut ekranu oprogramowania PHySpec zawierający menu używane podczas akwizycji HSI. Rysunek 4 oraz <...

Tutaj prezentujemy protokół do uzyskiwania luminescencyjnych danych obrazowania hiperspektralnego oraz do analizy cech anizotropii optycznej monokryształów na bazie lantanowców za pomocą Systemu Obrazowania Hiperspektralnego.

Obrazowanie hiperspektralne jako narzędzie do badania anizotropii optycznej w monokryształach molekularnych na bazie lantanowców

In this work, we describe a protocol for a novel application of hyperspectral imaging (HSI) in the analysis of luminescent lanthanide (Ln3+)-based ...

Obrazowanie hiperspektralne pozwala na pozyskiwanie informacji spektroskopowych w precyzyjnych lokalizacjach w próbce. Na przykład do odkrycia anizotropii optycznej na poziomie pojedynczego kryształu. Generowanie zarówno danych spektralnych, jak i przestrzennych próbki pozwala na bardziej szczegółowe badanie próbki niż jest to możliwe za pomocą samej spektroskopii lub mikroskopii fluorescencyjnej.Duża liczba regulowanych parametrów, które wpływają na rozdzielczość, może na początku wydawać się przytłaczająca. Jednak sporządzenie listy kontrolnej może pomóc w zapoznaniu się z systemem. Technika ta wymaga ręcznego dostrojenia sprzętu do obrazowania, a także manipulacji oprogramowaniem.Niezbędne jest wizualne zilustrowanie obu aspektów, aby pokazać, w jaki sposób obie metody wzajemnie się uzupełniają. Procedurę z Nelsonem Rutajogą zademonstruje Emily Rodrigues, doktor habilitowany w moim laboratorium. Aby skonfigurować konfigurację kamery do mapowania obrazowania hiperspektralnego, zaczynając od stopnia mikroskopu i podążając ścieżką wiązki emisyjnej w kierunku detektorów, pozostaw wolne miejsce na sześcian optyczny tuż obok mikroskopu optycznego i umieść kostkę optyczną mikroskopu konfokalnego w tej pozycji, która kieruje emisję z próbki przez ścieżkę światła widzialnego.Patrząc wzdłuż ścieżki optycznej w kierunku detektora, umieść widzialny sześcian optyczny zawierający zwierciadło dichroiczne i filtry do kierowania emisji widzialnej na ścieżkę detekcji w jej pozycji. Kontynuując ścieżkę w kierunku detektora, umieść konfokalny sześcian optyczny otworkowy we właściwej pozycji, aby skierować światło przez ścieżkę wykrywania światła widzialnego i podążając tą ścieżką, umieść kostkę optyczną spektrometru konfokalnego w odpowiedniej pozycji, tak aby emitowane światło docierało do detektora. Gdy wszystkie kostki są na swoim miejscu, ręcznie dostosuj otwór szczelinowy czujnika, aby dopasować go do rozmiaru wybranego otworu.Następnie w oprogramowaniu PHySpec wybierz otwór otworu. W celu mapowania obrazowania hiperspektralnego monokryształu trifluoroacetyloacetonianu terbu europu bifluoroacetyloacetonianu, ręcznie ustaw 20-krotny obiektyw mikroskopu optycznego pod próbką i naciśnij biały przycisk po lewej stronie mikroskopu, aby włączyć białe światło. Obróć pokrętło pod przyciskiem, aby wyregulować jasność.Ustaw przednie pokrętło po prawej stronie mikroskopu w pozycji R, aby wysłać 20% sygnału do kamery i 80% sygnału do detektora. Naciśnij przycisk odtwarzania w oknie kolorowej kamery w oprogramowaniu PHySpec, aby zainicjować skanowanie na żywo. Jeśli okno kamery kolorowej pokazuje zbyt ciemny lub obraz, zwiększ czas ekspozycji i/lub wartość wzmocnienia na karcie kamery kolorowej.Jeśli obraz jest zbyt jasny, zmniejsz czas naświetlania i/lub wartość wzmocnienia. Aby ustawić ostrość na próbce, obróć pokrętła mikroskopu, aby wyregulować odległość między obiektywem w stoliku i otwórz migawkę lampy szerokopasmowej, aby umożliwić wzbudzenie próbki w promieniowaniu UV. Następnie przekręć pokrętło intensywności do żądanej pozycji, aby kontrolować intensywność wzbudzenia lampy szerokopasmowej.Kliknij przycisk Pokaż/Ukryj podziałkę skali, aby dodać podziałkę liniową do obrazu kryształu z mikroskopii optycznej w jasnym polu i obserwować obraz kryształu w pełnym lub ograniczonym oświetleniu UV. Aby wybrać między oświetleniem ograniczonym a oświetleniem o szerokim polu, użyj drążka i pokręteł, aby dostosować rozmiar przysłony pola lampy UV. W zakładce SpectraPro SP 2300 wybierz długość fali, aby obserwować emisję próbki i dostosuj czas ekspozycji detektora.Aby uzyskać sześcian hiperspektralny w sekwencerze, kliknij plus, aby dodać nowy węzeł, a następnie kliknij Confocal Imager. Kliknij opcję Multi-Spectrum Acquisition (Akwizycja wielu widm) i wprowadź żądaną liczbę pozycji X i Y, a także żądany rozmiar kroku. Wybierz opcję sprzętową synchronizacji kamery i mapowania emisji widocznej, a następnie kliknij przycisk OK.W sekwencerze kliknij nowo dodaną linię akwizycji wielospektracyjnej, aby podświetlić węzeł, a następnie kliknij przycisk Odtwórz, aby uruchomić wybrany węzeł. W celu analizy przechwyconych danych obrazowania hiperspektralnego, na przykład dla rozkładu widmowego obrazu, w menu Przetwarzanie wybierz Dane oraz Przytnij i zagięcie, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu obrazu. Aby uzyskać profil intensywności emisji, kliknij prawym przyciskiem myszy obraz sześcianu i wybierz opcję Utwórz profil X dla analizy jednej linii.Przeciągnij, aby zaznaczyć obszar i kliknij prawym przyciskiem myszy obszar zainteresowania. Aby wybrać opcję Dodaj do wykresu. Wyświetlanie intensywności emisji w funkcji fizycznego położenia obiektu.Profil intensywności pojawi się na nowym wykresie. Aby uzyskać widmo emisyjne określonego obszaru próbki, najedź kursorem na obraz sześcianu, kliknij prawym przyciskiem myszy i kliknij polecenie Wybór prostokąta. Przeciągnij i kliknij, aby narysować kształt zaznaczenia nad żądanym regionem.Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy interesujący Cię obszar i wybierz Dodaj zaznaczenie do wykresu. W oknie Dodaj do wykresu wybierz opcję Utwórz nowy wykres, aby wyświetlić widma emisji celu, a następnie kliknij przycisk OK. Następnie zapisz uzyskane widmo przed wybraniem nowego regionu.Tutaj pokazany jest obraz kryształu w jasnym polu zarejestrowany po ustawieniu próbki w odpowiedniej ostrości. Wyraźnie można zaobserwować igiełkowatą morfologię kryształu. Tutaj można zaobserwować obrazy tego samego kryształu pod wpływem wzbudzenia UV z pełnym oświetleniem lub lokalnie ograniczonym oświetleniem.Ograniczone oświetlenie może być wykorzystane do zbadania efektów transferu energii lub światła w krysztale, które mogą wyzwalać zachowanie podobne do falowody. Na przykład na tym zdjęciu silna emisja jest wykrywana w punkcie, który nie jest bezpośrednio wzbudzony, co sugeruje, że efektywna migracja energii odbywa się przez kryształ. Z pozyskanego sześcianu hiperspektralnego możliwe jest również uzyskanie rozkładu widmowego w postaci obrazu, reprezentującego określoną długość fali.Profil intensywności określonej długości fali emisyjnej i widma emisyjne w dowolnym pikselu lub obszarze pozyskanego sześcianu hiperspektralnego. Na przykład widma emisyjne dla tej analizy pokazują najbardziej charakterystyczne pasma emisji jonu europu. Co więcej, profil przestrzenny wzdłuż różnych powierzchni kryształów wskazuje na jaśniejszą emisję na wierzchołku i powierzchniach bocznych i może być skorelowany z odległościami lantanowców/jonów lantanowców w trzech kierunkach przestrzennych.Aby uzyskać dobry sygnał w rozsądnym czasie rejestracji sześcianu hiperspektralnego, ważne jest, aby dostosować konfiguracje mikroskopu, ostrość i czas ekspozycji detektora. Emisje wzbudzenia UV i emisji widzialnej, technika ta może być wykonywana przy użyciu wzbudzenia w bliskiej podczerwieni i wykrywania emisji w bliskiej podczerwieni. Dzięki temu można go stosować do szerokiej gamy materiałów luminescencyjnych.Korelacja sygnałów optycznych z szeregiem cech zależnych sprawia, że technika ta jest bardzo interesująca dla badania relacji między strukturą a właściwościami, w tym oceny interakcji nano-bio in vitro.

hyperspectral-imaging-as-tool-to-study-optical-anisotropy-lanthanide

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Manuskrypt opisuje metodę quasi-rezonansowej spektroskopii fluorescencyjnej wspomaganej fononem, która obejmuje zarówno spektroskopię o ograniczonej rozdzielczości laserowej, jak i spektroskopię fotoluminescencji (PL). Metoda ta wykorzystuje fonony optyczne do zapewnienia widm o ograniczonej szerokości linii struktur półprzewodnikowych podobnych do atomów w domenie energetycznej. Metodę tę można również łatwo zrealizować za pomocą pojedynczej konfiguracji spektrometru spektroskopii optycznej.

Spektroskopia fluorescencyjna quasi-rezonansowa wspomagana fononami o wysokiej rozdzielczości

Widma rentgenowskie dostarczają wielu informacji na temat plazmy o wysokiej temperaturze. Niniejszy manuskrypt przedstawia działanie spektrometru rentgenowskiego o wysokiej rozdzielczości falowej, obrazującego przestrzennie, służącego do oglądania jonów wodoropodobnych i helopodobnych pierwiastków o średniej liczbie atomowej w plazmie tokamakowej.

Zastosowanie spektroskopii krystalicznej do obrazowania rentgenowskiego jako diagnostyki plazmy wysokotemperaturowej

Tutaj prezentujemy protokoły analiz detekcji różnicowej czasowo-rozdzielczej spektroskopii oscylacyjnej w podczerwieni i dyfrakcji elektronów, które umożliwiają obserwacje deformacji lokalnych struktur wokół fotowzbudzonych cząsteczek w kolumnowym ciekłym krysztale, dając atomową perspektywę na związek między strukturą a dynamiką tego fotoaktywnego materiału.

Nowatorskie techniki obserwacji dynamiki strukturalnej fotoczułych ciekłych kryształów

Opisujemy konfigurację linii badawczej przeznaczoną do przeprowadzania szybkiej dwuwymiarowej fluorescencji rentgenowskiej i mapowania mikrodyfrakcji rentgenowskiej próbek monokryształów lub proszków za pomocą dyfrakcji Laue (promieniowanie polichromatyczne) lub proszkowej (promieniowanie monochromatyczne). Wynikowe mapy dostarczają informacji o odkształceniu, orientacji, rozkładzie fazowym i odkształceniu plastycznym.

Synchrotronowe obrazowanie mikrodyfrakcji rentgenowskiej i fluorescencji próbek minerałów i skał

Struktura pasma fotonicznego umożliwia zrozumienie, w jaki sposób ograniczone mody elektromagnetyczne rozchodzą się w krysztale fotonicznym. W kryształach fotonicznych, które zawierają elementy magnetyczne, takim ograniczonym i rezonansowym modom optycznym towarzyszy zwiększona i zmodyfikowana aktywność magnetooptyczna. Opisujemy procedurę pomiarową mającą na celu wyodrębnienie magnetooptycznej struktury pasmowej za pomocą mikroskopii przestrzeni Fouriera.

Spektralna i kątowo-optyczna charakterystyka nanostruktur fotonicznych

Tutaj prezentujemy protokół przygotowania próbek kriogenicznych i transferu kryształów do stacji końcowej próżni na linii badawczej I23 w Diamond Light Source, dla eksperymentów makromolekularnej krystalografii rentgenowskiej o długich falach.

Protokół przygotowania i transferu próbki do krystalografii długofalowej w próżni na linii badawczej I23 przy diamentowym źródle światła

Ten wkład opisuje, jak skonfigurować krystalizację białek na urządzeniach typu kryształ na krysztale oraz jak przeprowadzić automatyczne szeregowe zbieranie danych w temperaturze pokojowej za pomocą platformy krystalizacji na chipie.

Krystalizacja na chipie i dyfrakcja szeregowa na dużą skalę w temperaturze pokojowej

Przedstawiamy protokół do pozyskiwania obrazów chemicznych za pomocą mikroskopii SRS (ang. broadband stimulated Raman scattering). Opierając się na mikroskopie SRS, który działa z różnicową detekcją wielokanałową typu lock-in, protokół opisuje przygotowanie próbki, regulację aparatury SRS i chemometrię w celu rozplątania różnych składników chemicznie niejednorodnych próbek.

Multipleksowe obrazowanie chemiczne oparte na szerokopasmowej mikroskopii rozpraszania Ramana stymulowanego

Multimodalny, szybki system obrazowania hiperspektralnego został opracowany w celu uzyskania szerokopasmowych obrazów generowania oscylacyjnej sumy częstotliwości (VSFG), wraz z modalnościami obrazowania jasnego pola i generacji drugiej harmonicznej (SHG). Ze względu na to, że częstotliwość podczerwieni rezonansuje z drganiami molekularnymi, ujawnia się mikroskopijna wiedza o morfologii strukturalnej i mezoskopowej próbek dopuszczonych do symetrii.

Multimodalne nieliniowe hiperspektralne obrazowanie chemiczne przy użyciu mikroskopii generacji drgań i częstotliwości ze skanowaniem liniowym

Tutaj prezentujemy protokół do badania lokalnej elastyczności i dynamiki biomolekuł za pomocą czasowo-rozdzielczej anizotropii fluorescencji na poziomie pojedynczej cząsteczki w trybie mikroskopii konfokalnej.

Anizotropia fluorescencji rozdzielczo-rozdzielczej z pojedynczych cząsteczek do charakteryzowania lokalnej elastyczności w biomolekułach

Prezentujemy odtwarzalny protokół spektroskopii piezoreflektansowej z modulacją naprężeń, który umożliwia pomiar ΔR/R z wykrywaniem lock-in dla kryształów van der Waals przeniesionych na piezoceramiczne, i wyniki z charakteryzacją bezpośrednich przejść optycznych poprzez spektra ΔR/R z wykorzystaniem pasowania pochodnej trzeciej z formułą Aspnes.

Spektroskopia piezoreflekcyjna przejść optycznych w warstwowachrystałach van der Waalsa

Poznaj metodę obrazowania hiperspektralnego do analizy anizotropii optycznej w monokryształach na bazie lantanowców. Technika łączy dane spektralne i przestrzenne, umożliwiając szczegółowe badanie właściwości optycznych materiałów krystalicznych.

Obrazowanie hiperspektralne jako narzędzie do badania anizotropii optycznej w monokryształach molekularnych na bazie lantanowców (Wideo) | JoVE Journal

Obrazowanie hiperspektralne jako narzędzie do badania anizotropii optycznej w monokryształach molekularnych na bazie lantanowców

Przeglądaj więcej filmów