Name: Laserowe uszkodzenie mózgu w korze ruchowej szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Poznaj metodę laserowego uszkodzenia mózgu w korze ruchowej szczurów Sprague Dawley. Technika ta charakteryzuje się niską śmiertelnością i małą zmiennością obszaru zawału, umożliwiając standaryzowaną ocz.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Chcielibyśmy podziękować Działowi Anestezjologii Centrum Medycznego Uniwersytetu Soroka oraz personelowi laboratoryjnemu Uniwersytetu Ben-Guriona w Negev za pomoc w przeprowadzeniu tego eksperymentu.

Poniższą procedurę przeprowadzono zgodnie z wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych Wspólnoty Europejskiej. Eksperymenty zostały również zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami na Uniwersytecie Ben-Guriona w Negev.
1. Wybór i przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Do tej procedury należy wybrać 65 samców szczurów Sprague-Dawley o masie od 300 do 350 g, bez widocznych patologii. Mniejsza masa ciała stwarza trudności techniczne podczas przeprowadzania procedury MCAO.</li>
	<li>Umieścić po 3 szczury w jednej klatce i pozostawić je do aklimatyzacji na co najmniej 3 dni.</li>
</ol>
2. Procedura MCAO
<ol>
	<li>Wybierz 25 szczurów do zabiegu MCAO, uwzględniając 10—20% śmiertelności związanej z procedurą11.</li>
	<li>Wykonaj MCAO przy użyciu standardowej techniki, opisanej wcześniej szczegółowo12.</li>
</ol>
3. Procedura eksperymentalna wywoływania laserowego urazu mózgu
<ol>
	<li>Przypisz 20 szczurów do grupy oznaczonej jako grupa laserowa i 20 szczurów do drugiej, grupy kontrolnej (operowanej pozornie).</li>
	<li> poddaj szczury z grupy laserowej naświetlaniu laserowemu z dawką 50J X 10 punktów w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Zanurz szczura w znieczuleniu przy użyciu mieszaniny 2% izofluranu w tlenie, dopuszczając do oddychania spontanicznego. Sprawdź wystarczającą głębokość znieczulenia, uciśnięcie ogona pęsetą, aby zweryfikować brak odruchu cofania.</li>
		<li>Utrzymuj temperaturę głęboką ciała szczura na poziomie 37 ˚C przez cały czas trwania procedury eksperymentalnej, korzystając z podgrzewej maty regulowanej temperaturą rektalną.</li>
		<li>Usuń lokalnie sierść za pomocą golarki i zdezynfekuj obszar 70% alkoholem oraz 0,5% glukonianem chlorheksydyny. Powtórz etap dezynfekcji jeszcze dwa razy. 
		UWAGA: Wielkość cięcia chirurgicznego powinna wynosić około 3 cm. Usuń sierść w promieniu co najmniej 2 cm wokół obszaru cięcia.</li>
		<li>Umieść szczura na stereotaktycznym uchwycie do głowy w pozycji brzusznej i wykonaj cięcie o długości 3 cm, aby odsunąć skórę głowy bocznie i odsłonić obszar między Bregma a Lambda.</li>
		<li>Utrzymuj znieczulenie za pomocą maski nosowej.</li>
		<li>Użyj lasera neodymowo-YAG-owego (Nd-YAG) (szczytowa długość fali 1064 nm), aby podać 50J X 10 punktów z czasem trwania impulsu 1 s w odsłoniętym obszarze czaszki nad prawą półkulą.</li>
		<li>Upewnij się, że emitująca laser część urządzenia znajduje się w odległości 2 mm od odsłoniętego obszaru, aby wytworzyć wiązkę lasera. Parametry 50J X 10 punktów zostały wybrane po dokładnej ocenie różnych kombinacji energii i powierzchni. Kombinacja ta jest skuteczna i nie powoduje destrukcji kości czaszki po podaniu trwającym krócej niż sekundę10. 
		UWAGA: 2 mm to odległość między końcówką wiązki laserowej (przez którą przechodzi kabel optyczny) a kością czaszki. W przypadku użycia soczewki skupiającej, odległość należy obliczyć, uwzględniając kąt nachylenia soczewki, aby skupić wiązkę w pożądanym obszarze uszkodzenia. Zachowaj odpowiednie środki bezpieczeństwa podczas korzystania z urządzenia laserowego, w tym przejdź właściwe przeszkolenie i stosuj ochronę oczu.</li>
		<li>Zdejmij szczura z urządzenia i zamknij skórę głowy za pomocą chirurgicznych szwów jedwabnych 3-0.</li>
		<li>Przerwij znieczulenie i przenieś szczura do klatki w celu rekonwalescencji. Bezpośrednio po operacji podaj miejscowo 0,1 mL 0,25% bupiwakainy, aby zmniejszyć ból pooperacyjny. 
		UWAGA: Cała procedura powinna trwać mniej niż 5 min, jeśli jest wykonywana prawidłowo.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obserwuj szczura pod kątem wszelkich oznak stresu podczas wybudzania z znieczulenia. Przed całkowitym wybudzeniem podaj domięśniowo 0,01mg/kg buprenorfiny w celu analgezji pooperacyjnej i kontynuuj podawanie powtarzalnych dawek co 12 h przez co najmniej 48 h.</li>
	<li>Poddaj szczury z grupy kontrolnej tym samym warunkom, z pominięciem naświetlania laserem.</li>
</ol>
4. Skala nasilenia deficytów neurologicznych (NSS)
<ol>
	<li>Oceń stopień nasilenia deficytów neurologicznych 24 h po laserowym uszkodzeniu mózgu, stosując 43-punktową skalę oceny13. Przebadaj zwierzęta pod kątem deficytów neurologicznych, zaburzeń behawioralnych, wykonania zadania na belce równoważnej oraz odruchów, przypisując wyższe wartości za poważniejsze dysfunkcje, zgodnie z wcześniejszymi opisami13.</li>
</ol>
5. Manipulacje po urazie
<ol>
	<li>Po ocenie skali NSS uśmierć szczury poprzez podanie mieszaniny 20% tlenu i 80% CO2 (drogą wziewną), a następnie przeprowadź perfuzję transkardialną z użyciem heparynowanego roztworu soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS, 0,9% NaCl). 
	UWAGA: Należy upewnić się, że CO2 podawany jest z określoną wcześniej prędkością, zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (IACUC). Krok ten można również przeprowadzić w znieczuleniu izofluranem w stężeniu 5%.</li>
	<li>Pobrać mózgi i przygotować do dalszych badań zgodnie z opisem w poprzednim protokole11. </li>
	<li>Należy ocenić występowanie krwawienia podpajęczynówkowego (SAH) poprzez badanie wzrokowe całego mózgu po jego wyjęciu z czaszki. W razie potrzeby do tego celu można użyć mikroskopu lub szkieł powiększających.</li>
</ol>
6. Ocena urazu mózgu
<ol>
	<li>Oznaczanie objętości zawału mózgu i obrzęku mózgu za pomocą barwienia TTC 
	UWAGA: Barwienie chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolium (TTC) jest wygodną procedurą wykrywania zawałów mózgu11.
	<ol>
		<li>Podziel pobrane mózgi na 6 przekrojów czołowych o grubości 2 mm każdy.</li>
		<li>Inkubuj zestaw przekrojów z każdego mózgu przez 30 min w temperaturze 37 °C w 0,05% TTC.</li>
		<li>Po barwieniu zeskanuj przekroje za pomocą skanera optycznego z rozdzielczością 1600 X 1600 dpi.</li>
		<li>Niezafarbowane obszary utrwalonych przekrojów mózgu definiuje się jako obszary zawałowe12.</li>
		<li>Używając oprogramowania do przetwarzania obrazów (np. darmowego programu Image J), zmierz niezafarbowany obszar zawału w półkulach ipsilateralnej i kontralateralnej dla każdego z 6 przekrojów czołowych.</li>
		<li>Oblicz objętość zawału jako procent całkowitej objętości mózgu: 
		<img alt="Wzór na skorygowaną wielkość zawału; równanie do porównania wielkości półkul; obliczenia badawcze." src="/files/ftp_upload/60928/60928eq1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 1"></li>
		<li>Oblicz obrzęk mózgu metodą Kaplana: 
		<img alt="Równanie zakresu obrzęku w półkulach; wzór: zakres obrzęku = (ipsilateralna - kontralateralna)/kontralateralna." src="/files/ftp_upload/60928/60928eq2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 2"></li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oznaczanie stopnia uszkodzenia bariery krew-mózg (BBB) 
	UWAGA: Stopień uszkodzenia BBB oceniaj 24 h po laserowym uszkodzeniu mózgu w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Podaj szczurom dożylnie, poprzez kaniulowaną żyłę ogonową, 2% Evans Blue zmieszany z 4 mL/kg roztworem soli fizjologicznej i pozwól roztworowi krążyć przez 1 h.</li>
		<li>Uśmierć szczury poprzez wystawienie ich na działanie 20% tlenu i 80% CO2 (drogą wziewną) 24 h po ostatnim NSS, zgodnie z wcześniejszym opisem13.</li>
		<li>Pobierz barwnik zlokalizowany wewnątrz naczyniowo w następujący sposób:
		<ol>
			<li>Otwórz klatki piersiowe szczurów za pomocą pęset i nożyczek chirurgicznych.</li>
			<li>Przeprowadź perfuzję zwierząt schłodzoną 0,9% solą fizjologiczną przez lewą komorę przy ciśnieniu 110 mmHg, aż do uzyskania bezbarwnego płynu perfuzyjnego z prawego przedsionka.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Pobierz mózgi i pokrój je w kierunku rostrokaudalnym na plastry o grubości 2 mm.</li>
		<li>Oddziel lewe plastry mózgu od części prawych, aby oddzielnie ocenić półkule uszkodzone i nieuszkodzone.</li>
		<li>Zważ, zhomogenizuj za pomocą moździerza i tłuczka, a następnie inkubuj tkanki mózgu w 50% kwasie trójchlorooctowym przez 24 h.</li>
		<li>Wirowuj zhomogenizowane plastry mózgu przy 10 000 × g przez 20 min.</li>
		<li>Wymieszaj 1 mL supernatantu z wirowanego mózgu z 1,5 mL 96% etanolu w stosunku 1:3 i oceń uszkodzenie bariery krew-mózg za pomocą detektora fluorescencji przy długości fali wzbudzenia 620 nm (szerokość pasma 10 nm) i długości fali emisji 680 nm (szerokość pasma 10 nm). 
		UWAGA: Obie grupy szczurów są poddawane temu samemu protokołowi oznaczania rozpadu BBB.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>World Health Organization. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+health+estimates%3A+deaths+by+cause%2C+age%2C+sex+and+country%2C+2000-2012%5BTitle%5D)+AND+%22World+Health+Organization%22%5BJournal%5D)">Global health estimates: deaths by cause, age, sex and country, 2000-2012.</a> World Health Organization. 9, Geneva. (2014).</li>
<li>Meadows, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+focal+and+multifocal+cerebral+ischemia%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+the+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Experimental models of focal and multifocal cerebral ischemia: a review.</a> Reviews in the Neurosciences. 29, 661-674 (2018).</li>
<li>Durukan, A., Strbian, D., Tatlisumak, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+ischemic+stroke%3A+a+useful+tool+for+stroke+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Pharmaceutical+Designs%22%5BJournal%5D)">Rodent models of ischemic stroke: a useful tool for stroke drug development.</a> Current Pharmaceutical Designs. 14, 359-370 (2008).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design%2C+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Li, F., Omae, T., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+hyperthermia+and+its+mechanism+in+the+intraluminal+suture+middle+cerebral+artery+occlusion+model+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats.</a> Stroke. 30, 2464-2470 (1999).</li>
<li>Boyko, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+model+of+focal+ischemia+using+an+internal+carotid+artery+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">An experimental model of focal ischemia using an internal carotid artery approach.</a> Journal of Neuroscience Methods. 193, 246-253 (2010).</li>
<li>Zhao, Q., Memezawa, H., Smith, M. L., Siesjo, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperthermia+complicates+middle+cerebral+artery+occlusion+induced+by+an+intraluminal+filament%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Hyperthermia complicates middle cerebral artery occlusion induced by an intraluminal filament.</a> Brain Research. 649, 253-259 (1994).</li>
<li>Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+focal+cerebral+ischemia%3A+procedural+pitfalls+and+translational+problems%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Translational+Stroke+Medicine%22%5BJournal%5D)">Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems.</a> Experimental and Translational Stroke Medicine. 1, 8(2009).</li>
<li>Choi, B. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurobehavioural+deficits+correlate+with+the+cerebral+infarction+volume+of+stroke+animals%3A+a+comparative+study+on+ischaemia-reperfusion+and+photothrombosis+models%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Toxicology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Neurobehavioural deficits correlate with the cerebral infarction volume of stroke animals: a comparative study on ischaemia-reperfusion and photothrombosis models.</a> Environmental Toxicology and Pharmacology. 33, 60-69 (2012).</li>
<li>Boyko, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Alternative+Model+of+Laser-Induced+Stroke+in+the+Motor+Cortex+of+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Procedure+Online%22%5BJournal%5D)">An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats.</a> Biological Procedure Online. 21, 9(2019).</li>
<li>Bleilevens, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthesia+and+cerebral+blood+flow+on+neuronal+injury+in+a+rat+middle+cerebral+artery+occlusion+%28MCAO%29+model%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthesia and cerebral blood flow on neuronal injury in a rat middle cerebral artery occlusion (MCAO) model.</a> Experimental Brain Research. 224, 155-164 (2013).</li>
<li>Kuts, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Middle+Cerebral+Artery+Occlusion+Technique+for+Inducing+Post-stroke+Depression+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Middle Cerebral Artery Occlusion Technique for Inducing Post-stroke Depression in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (147), e58875(2019).</li>
<li>Boyko, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+and+neuro-behavioral+parallels+in+the+rat+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Morphological and neuro-behavioral parallels in the rat model of stroke.</a> Behavioural Brain Research. 223, 17-23 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Można założyć, że technika laserowa jest minimalnie inwazyjna, biorąc pod uwagę, że w grupie laserów nie wystąpiły żadne zgony ani SAH. Główną przyczyną zgonu i SAH jest uszkodzenie naczyń krwionośnych, które prowadzi do podniesienia ciśnienia śródczaszkowego (ICP), jak pokazano w oryginalnych technikach MCAO10. Brak zgonu i SAH w grupie laserów jest prawdopodobnie spowodowany specyficznym działaniem laserów: nie mają one bezpośredniego wpływu na naczynia krwionośne i mogą indukować krzepnięcie w ...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60928">Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats</a>. The Authors section was updated.
One of the author names was updated from:
Dmitri Frank
to
Dmitry Frank

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60928">Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats</a>. The Authors section was updated.

Erratum: Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats

Na całym świecie, udar mózgu jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów i trzecią główną przyczyną niepełnosprawności1. Udar mózgu prowadzi również do poważnej niepełnosprawności, często wymagającej dodatkowej opieki ze strony personelu medycznego i krewnych. W związku z tym istnieje potrzeba zrozumienia powikłań związanych z zaburzeniem i zwiększenia potencjału uzyskania bardziej pozytywnych wyników. 
Wykorzystanie modeli zwierzęcych to pierwszy krok do zrozumienia chorób. Aby zapewnić najlepsze wyniki badań, typowy model obejmowałby prostą technikę, przystępność cenową, wysoką odtwarzalność i minimalną zmienność. Determinanty w modelach udaru niedokrwiennego obejmują objętość obrzęku mózgu, wielkość zawału, stopień załamania bariery krew-mózg (BBB) oraz upośledzenie funkcjonalne ogólnie oceniane za pomocą oceny ciężkości neurologicznej2.
Najczęściej stosowana technika indukcji udaru mózgu w modelach gryzoni zasłania tętnicę środkową mózgu (MCA) przejściowo lub na stałe3. Technika ta tworzy model udaru podobny do tych u ludzi: ma półcień otaczający obszar udaruchania, jest wysoce powtarzalny i reguluje czas trwania niedokrwienia i reperfuzję4. Niemniej jednak metoda MCAO wiąże się z pewnymi komplikacjami. Technika ta jest podatna na krwotok śródczaszkowy i uszkodzenie siatkówki ipsilateralnej z dysfunkcją kory wzrokowej i częstą hipertermią, które często prowadzą do dodatkowych wyników5,6,7. Inne ograniczenia obejmują duże wahania w indukowanym udarze (wynikające z prawdopodobnego rozszerzenia niedokrwienia na niezamierzone obszary, takie jak obszar tętnicy szyjnej zewnętrznej), niewystarczająca niedrożność MCA i przedwczesna reperfuzja. Ponadto szczury różnych szczepów i rozmiarów wykazują różne objętości zawału8. Oprócz wszystkich wymienionych wad, model MCAO nie może indukować małych izolowanych udarów w głębokich obszarach mózgu, ponieważ jest ograniczony technicznie pod względem wymagań dotyczących minimalnej wielkości naczynia do cewnikowania. To sprawia, że potrzeba alternatywnego modelu jest jeszcze bardziej krytyczna. Inna metoda, fotozakrzepica, stanowi możliwą alternatywę dla procedur MCAO, ale nie poprawia wydajności9. Ta technika ma na celu pociągnięcie światłem i oferuje pewne ulepszenia w stosunku do poprzednich modeli. Jednak fotozakrzepica wymaga inwazyjnej kraniotomii, która wiąże się z wtórnymi obrazami9.
W świetle zarysowanych niedociągnięć, przedstawiony tutaj protokół dostarcza skuteczną alternatywną technikę laserową do wywoływania uszkodzeń mózgu u gryzoni. Mechanizm działania techniki laserowej opiera się na efektach fototermicznych lasera wywieranych na żywe tkanki, co prowadzi do absorpcji wiązek światła przez tkanki ciała i ich zamiany na ciepło. Zaletami stosowania techniki laserowej są jej bezpieczeństwo i łatwość manipulacji. Zdolność lasera do wytwarzania ciepła w celu zatrzymania krwawienia sprawia, że jest on bardzo ważny w medycynie, a jego zdolność do wzmacniania różnych wiązek w danym punkcie spotkania zapewnia, że lasery unikają niszczenia zdrowych tkanek, które stoją na drodze do punktu docelowego10. Wiązka laserowa używana w tym protokole może przechodzić przez medium o niskiej zawartości cieczy, takie jak kość, nie emitując swojej energii i/lub nie powodując żadnych zniszczeń. Gdy dotrze do środowiska o wysokiej zawartości płynu, takiego jak tkanki mózgowe, zużywa swoją energię na zniszczenie tkanek docelowych. Technika ta może zatem wywołać uszkodzenie mózgu tylko w odpowiednim obszarze mózgu.
Technika przedstawiona tutaj wykazała ogromną zdolność do regulowania poziomu napromieniowania, powodując wybrane warianty uszkodzenia mózgu, które były zamierzone od samego początku. W przeciwieństwie do oryginalnego MCAO, który wpływa zarówno na korę, jak i prążkowie, technika laserowa była w stanie regulować wpływ uszkodzenia mózgu, wywołując uraz tylko na zamierzonej korze ruchowej. W niniejszym artykule przedstawiono protokół uszkodzenia mózgu wywołanego laserem oraz podsumowanie reprezentatywnych wyników procedury wykonywanej na korze mózgowej szczurów.

<table><tbody><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>298-96-4</td><td></td></tr><tr><td>50% kwas trichlorooctowy</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>76-03-9</td><td></td></tr><tr><td>Mózg i Matryce tkankowe</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>15013</td><td></td></tr><tr><td>Kaniula Venflon 22 G</td><td>KD-FIX</td><td>1.83604E+11</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka Sigma 2-16P</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>Sigma 2-16P</td><td></td></tr><tr><td>Kompaktowe wagi analityczne</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>HR-AZ/HR-A</td><td></td></tr><tr><td>Cyfrowa waga</td> ważąca <td>SIGMA - ALDRICH</td><td>Rs 4,000</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td> <td>preparacyjneSIGMA - Pipeta ALDRICH</td><td>Z265969</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>Z683884</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Rurka</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>EP0030119460</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96 %</td><td>ROMICAL</td><td></td><td>Łatwopalna ciecz</td></tr><tr><td>Evans Blue 2%</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>314-13-6</td><td></td></tr><tr><td>Detektor fluorescencji</td><td>Tecan, M&auml; nnedorf Szwajcaria</td><td>model Czytnik wielomodowy</td><td></td>Infinite 200 PRO</tr><tr><td>Grzałka z termometrem</td><td>Heatpad-1</td><td>Model: Mankiet infuzyjny HEATPAD-1/2</td><td></td></tr><tr><td></td><td>ABN</td><td>IC-500</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran, USP 100%</td><td>Piramamal Critical Care, Inc</td><td>NDC 66794-017</td><td></td></tr><tr><td>Wielozadaniowy</td> mikroskop <td>TEVA MEDICAL</td><td>998702</td><td></td></tr><tr><td>Olympus BX 40</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Skaner optyczny</td><td>Canon</td><td>Cano Scan 4200F</td><td></td></tr><tr><td>szalki Petriego</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>P5606</td><td></td></tr><tr><td>Ostrza skalpela 11</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>S2771</td><td></td></tr><tr><td>Sharplan 3000 Nd:YAG (granat itrowo-aluminiowy domieszkowany neodymem)</td><td>Laser Industries Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktyczny uchwyt głowicy</td><td>KOPF</td><td>900LS</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna strzykawka 2 ml</td><td>Braun</td><td>4606027V</td><td></td></tr><tr><td>Igła strzykawkowa 27 G</td><td>Braun</td><td>305620</td><td></td></tr></tbody></table>

laserowe uszkodzenie mózgu w korze ruchowej szczurów

Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats

Powszechna technika wywoływania udaru mózgu w eksperymentalnych modelach gryzoni polega na przejściowym (często oznaczanym jako MCAO-t) lub stałym (określanym jako MCAO-p) zamknięciu środkowej tętnicy mózgowej (MCA) za pomocą cewnika. Ta ogólnie przyjęta technika ma jednak pewne ograniczenia, ograniczając tym samym jej szerokie zastosowanie. Indukcja udaru tą metodą często charakteryzuje się dużą zmiennością lokalizacji i wielkości obszaru niedokrwiennego, okresowym występowaniem krwotoków i wysoką śmiertelnością. Ponadto pomyślne zakończenie którejkolwiek z procedur przejściowych lub stałych wymaga specjalistycznej wiedzy i często trwa około 30 minut. W niniejszym protokole przedstawiono technikę naświetlania laserowego, która może służyć jako alternatywna metoda wywoływania i badania uszkodzeń mózgu w modelach gryzoni.
W porównaniu do szczurów w grupie kontrolnej i MCAO, uszkodzenie mózgu przez indukcję laserową wykazało zmniejszoną zmienność temperatury ciała, objętości zawału, obrzęku mózgu, krwotoku śródczaszkowego i śmiertelności. Co więcej, użycie urazu wywołanego laserem spowodowało uszkodzenie tkanek mózgowych tylko w korze ruchowej, w przeciwieństwie do eksperymentów MCAO, w których obserwuje się zniszczenie zarówno kory ruchowej, jak i tkanek prążkowia.
Wyniki tego badania sugerują, że naświetlanie laserowe może służyć jako alternatywna i skuteczna technika wywoływania uszkodzeń mózgu w korze ruchowej. Metoda skraca również czas zakończenia procedury i nie wymaga doświadczonych opiekunów.

W żadnej z grup, kontrolnej ani eksperymentalnej, nie odnotowano zgonów ani krwotoków podpajęczynówkowych (Tabela 1). W grupie MCAO wskaźnik śmiertelności oraz częstość występowania krwotoku podpajęczynówkowego wyniosły 20%.
Zmiany względnej temperatury ciała u szczurów z obu grup były również podobne, pomimo różnic w zmienności obu grup (Tabela 1).
Odnotowano istotnie gorszy wynik NSS zarówno w modelu laserowym (16 ± 1,1), jak i w ...

Przedstawiony tutaj protokół pokazuje technikę tworzenia modelu uszkodzenia mózgu u gryzoni. Opisana tutaj metoda wykorzystuje promieniowanie laserowe i celuje w korę ruchową.

Laserowe uszkodzenie mózgu w korze ruchowej szczurów

A common technique for inducing stroke in experimental rodent models involves the transient (often denoted as MCAO-t) or permanent (designated as MCAO-p) ...

Nasz protokół zapewnia nowatorską metodologię tworzenia urazowego uszkodzenia mózgu u szczurów przy użyciu promieniowania laserowego w celu wytworzenia ogniskowego uderzenia w korę ruchową. Główną zaletą tej techniki jest niska zmienność obszaru zawału, niska śmiertelność i względna prostota procedury, która nie wymaga doświadczonych opiekunów. Procedurę zademonstruje Dmitrij Natanel, badacz z naszego laboratorium.Aby wykonać uszkodzenie mózgu wywołane laserem, najpierw przypisz 20, 300 do 350 gramowych szczurów Sprague Dawley do grupy laserowej i 20 do grupy kontrolnej sterowanej przez Sham. Po potwierdzeniu braku reakcji na odruch odstawienia, umieść jednego szczura na poduszce grzewczej o regulowanej temperaturze odbytu i użyj golarki, aby usunąć wystarczającą ilość włosów z miejsca urazu z około dwucentymetrowym marginesem bez włosów wokół nacięcia. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę 70% etanolem i umieść szczura w pozycji leżącej w stereotaktycznym uchwycie na głowę.Wykonaj trzycentymetrowe nacięcie, aby umożliwić boczne odbicie skóry głowy, aby odsłonić obszar między bregmą a lambdą. Trzymając laser Nd:YAG o szczytowej długości fali 1064 nanometrów w odległości dwóch milimetrów od

laser-induced-brain-injury-in-the-motor-cortex-of-rats

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Jaskra jest jedną z głównych przyczyn ślepoty na świecie. Podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe stanowi główny czynnik ryzyka. Hipertonia oczna indukowana laserową fotokoagulacją jest jednym z dobrze ugruntowanych modeli zwierzęcych. Niniejszy film demonstruje, jak indukować hipertonię oczną za pomocą fotokoagulacji laserem argonowym u szczura.

Model przewlekłego nadciśnienia wewnątrzgałkowego indukowanego laserem u szczurów SD

Źródło: Wilson, K.L., et al. Wstrzyknięcie hydrożelowych rusztowań biomateriałowych do mózgu po udarze.  J. Vis. Exp. (2020)Ten film demonstruje stereotaktyczne wstrzyknięcie hydrożelu do rdzenia udarowego myszy po udarze, podkreślając jego rolę w tworzeniu rusztowania, które naśladuje macierz zewnątrzkomórkową, promuje infiltrację komórkową i wspiera angiogenezę, podkreślając jej potencjał neuroterapeutyczny w rekonwalescencji po udarze.

Stereotaktyczne wstrzykiwanie hydrożelu do mysiego modelu po udarze

Ten film demonstruje procedurę generowania precyzyjnego, kontrolowanego uszkodzenia mózgu w korze ruchowej szczura za pomocą lasera.

Wykonywanie uszkodzenia mózgu wywołanego laserem w modelu szczurzym

Źródło: Kuts, R. et al. Wywołane laserem uszkodzenie mózgu w korze ruchowej szczurów. J. Vis. Exp. (2020)Ten film przedstawia ocenę integralności bariery krew-mózg (BBB) po uszkodzeniu mózgu wywołanym laserem u szczurów. Barwnik śledzący jest wstrzykiwany do żyły ogonowej, umożliwiając mu krążenie do mózgu i wyciek do tkanki przez uszkodzoną barierę krew-mózg. Mózg jest następnie ekstrahowany i przetwarzany w celu uwolnienia barwnika. Intensywność fluorescencji barwnika jest mierzona w celu...

Ocena integralności bariery krew-mózg w szczurzym modelu uszkodzenia mózgu wywołanego laserem 

Źródło: Fritsch, B. et al. Przezczaszkowa elektryczna stymulacja mózgu u czujnych gryzoni. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje wszczepianie elektrod i zastosowanie przezczaszkowej stymulacji elektrycznej (tES) do kory ruchowej czujnych szczurów. Przedstawiono w nim etapy związane z umieszczeniem elektrod, dostarczaniem stymulacji i wynikającą z tego aktywacją neuronów i mikrogleju, podkreślając jej potencjał neuroterapeutyczny.

Przezczaszkowa stymulacja elektryczna kory ruchowej u obudzonego szczura

Kilka zwierzęcych modeli niedokrwienia mózgu zostało opracowanych w celu symulacji ludzkiego stanu udaru. Protokół ten opisuje model niedrożności środkowej tętnicy mózgowej indukowanej endoteliną-1 (ET-1) (MCAO) dla udaru niedokrwiennego u szczurów.  Ponadto omówiono ważne względy, zalety i wady tego modelu.

Model niedrożności tętnicy środkowej mózgu indukowany endoteliną-1 dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u szczura

Opisujemy użycie mikrodysekcji laserowej do uzyskania próbek różnych populacji komórek z różnych regionów mózgu do analizy genów i mikroRNA. Technika ta pozwala na badanie zróżnicowanych skutków urazowego uszkodzenia mózgu w określonych obszarach mózgu szczura.

Stereotaktyczne przechwytywanie laserowe pod kontrolą atlasu Mikrodysekcja obszarów mózgu dotkniętych urazem urazowym

Opracowaliśmy technikę, która jednocześnie rejestruje zarówno elektrokortykografię, jak i lokalne potencjały pola w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów. Technika ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, co ułatwia badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów

Tutaj opisujemy protokół indukcji mysiego urazowego uszkodzenia mózgu poprzez kontrolowane uderzenie w korę mózgową z otwartą głową.

Mysi model kontrolowanego wpływu na korę mózgową w celu indukcji urazowego uszkodzenia mózgu

Tutaj opisany jest model udaru fotozakrzepowego, w którym udar jest wytwarzany przez nienaruszoną czaszkę poprzez wywołanie trwałej okluzji mikronaczyniowej za pomocą oświetlenia laserowego po podaniu barwnika światłoczułego.

Modelowanie udaru u myszy: ogniskowe zmiany korowe spowodowane fotozakrzepicą

Ten protokół przedstawia zmodyfikowany mysi model powtarzalnego łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu (rmTBI) wywołanego metodą zamkniętego urazu głowy (CHI). Podejście to obejmuje cieńsze okienko czaszki i płynną stymulację w celu zmniejszenia stanu zapalnego często spowodowanego ekspozycją opon mózgowych, a także lepszą odtwarzalność i dokładność w modelowaniu rmTBI u gryzoni.

Zmodyfikowany mysi model powtarzającego się łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu z przerzedzonym okienkiem czaszki i płynną stymulacją

Poznaj metodę laserowego uszkodzenia mózgu w korze ruchowej szczurów Sprague Dawley. Technika ta charakteryzuje się niską śmiertelnością i małą zmiennością obszaru zawału, umożliwiając standaryzowaną ocz.

Laserowe uszkodzenie mózgu w korze ruchowej szczurów

Przeglądaj więcej filmów