12 kwietnia 2020
Mikrodysekcja laserowa (LMD) jest czułą i wysoce powtarzalną techniką, która może być wykorzystana do odkrycia ścieżek pośredniczących w heterogeniczności i inwazji glejaka. W tym miejscu opisujemy zoptymalizowany protokół izolacji dyskretnych obszarów z tkanki glejaka za pomocą laserowego LMD, a następnie analizy transkryptomicznej.
Protokół ten wykorzystuje mikrodysekcję laserową i sekwencjonowanie RNA do analizy różnicowej ekspresji mRNA niejednorodności wewnątrz guza, takiej jak obszary akumulacji komórek mezenchymalnych lub obszary inwazji guza. Metoda ta została zoptymalizowana w celu zachowania dobrej jakości histologii tkanek i integralności RNA, aby ułatwić pozyskiwanie wysokiej jakości próbek z mikrodysekcji laserowej. Ta metoda jest czuła i wysoce powtarzalna.
Może być wykorzystany do badania morfologii i niejednorodności guza w różnych modelach nowotworów. Laserowa mikrodysekcja zamrożonej tkanki guza mózgu jest opłacalną i niezawodną techniką izolacji dyskretnych obszarów anatomicznych populacji komórek z tkanek nowotworowych w celu zbadania ich profili molekularnych. LMD może być wykorzystany do uzyskania dogłębnej wiedzy mechanistycznej na temat zdarzeń molekularnych, które mają miejsce podczas progresji nowotworu, i może ujawnić nowe cele terapeutyczne.
Bioluminescencja obciążenia guzem myszy in vivo osiąga sygnał od jednego razy 10 do sześciu i od jednego razy 10 do 7 fotonów. Przepłukać natleniony roztwór tyrodowy przez układ krążenia myszy poddanej eutanazji z guzem, aż wątroba i płuca zostaną całkowicie oczyszczone z krwi. Kontynuuj perfuzję zwierzęcia z 30% roztworem sacharozy rozpuszczonym w roztworze tyrodowym przez dodatkowe 15 minut.
Aby ocenić powodzenie perfuzji, upewnij się, że szyja, ogon i nogi są sztywne pod koniec krążenia. Następnie zbierz mózg zgodnie ze standardowymi protokołami i przechowuj go przez noc w świeżym 30% roztworze sacharozy. Aby przygotować się do krioprezerwacji, napełnij słoik zimnym izopentano-2-metylobutanem i umieść słoik w pojemniku wypełnionym ciekłym azotem.
Podczas schładzania rozpuszczalnika osusz mózg na kawałku bibuły filtracyjnej i umieść mózg w oznaczonym Cryomold. Ostrożnie przy około pięciu mililitrach optymalnej temperatury środka tnącego do środka Cryomold i umieść mózg w formie w żądanej orientacji. Za pomocą czystych kleszczy szybko umieść Cryomold w schłodzonym izopentano-2-metylobutanie na 30 do 40 sekund.
Po zestaleniu się podłoża tnącego przenieś Cryomold na suchy lód i zawiń Cryomold w folię aluminiową, aby przechowywać w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza. Aby uzyskać zamrożone skrawki tkanki guza mózgu, najpierw ustaw temperaturę kriostatu między minus 20 a minus 24 stopnie Celsjusza, a następnie umieść blok próbki w komorze kriostatu na 30 do 60 minut. Gdy próbka się równoważy, wyczyść komorę i uchwyt noża 100% etanolem i spryskaj szczotki sekcyjne roztworem czyszczącym RNaza.
Gdy próbka jest gotowa, wyjmij formę i użyj świeżego medium tnącego, aby przymocować zamrożony blok tkanki do krążka próbki kriostatu. Umieść blok w uchwycie dysku i wyrównaj blok z ostrzem noża. Zdobądź 10 mikrometrowych skrawków mózgu za pomocą jednej ze szczotek bez rnazy, aby ostrożnie spłaszczyć i rozwinąć kawałki tkanki na powierzchni cięcia.
Aby zamontować skrawki tkanki mózgowej na szkiełkach, płynnie dociśnij dodatnio naładowaną stronę oznakowanego szkiełka PEN bez RNaz do sekcji i umieść szkiełko w pudełku do przechowywania wewnątrz komory. Po zebraniu wszystkich szkiełek umieść schowek w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza. Aby rozpuścić medium tnące przed mikropreparacją laserową, zanurz szkiełka w 30-sekundowych sekwencyjnych zanurzeniach w etanolu w dół, a następnie barwiej roztworem fioletu krystalicznego przez 20 sekund i pięć sekund w 0,5% roztworze eozyny Y.
Pod koniec inkubacji eozyny Y należy użyć bibuły filtracyjnej, aby zablokować szkiełka do sucha i odwodnić szkiełka w sekwencyjnym rosnącym zanurzeniu w etanolu. Po 60-sekundowym zanurzeniu w etanolu płucz szkiełka w pojemniku z ksylenem przez trzy minuty. Następnie wysuszyć szkiełka na powierzchni wolnej od RNaz w temperaturze pokojowej przez 10 sekund przed zamontowaniem próbek w podłożu montażowym przygotowanym z wodą wolną od RNaz.
Po 10 do 20 sekundach przenieś szkiełka na platformę mikroskopową do mikroskopu. W przypadku mikrodysekcji wychwytywania laserowego włącz zasilanie przed włączeniem lasera. Następnie włącz kontroler mikroskopu w komputerze i uruchom oprogramowanie do mikrodysekcji laserowej.
W panelu sterowania mikroskopu wybierz 10-krotne powiększenie. W obszarze Sterowanie laserem ustaw parametry lasera do rozwarstwiania tkanek i wybierz częstotliwość lasera 120 Hz oraz prąd lasera 100%Aby uzyskać dokładną mikrodysekcję laserową, ustaw prędkość na 10 i ustaw aperturę na 10 mikrometrów. Następnie ustaw moc na 53.
Załaduj kolektor tkanek, który przechwyci tkankę zgodnie z sekcją i kliknij drugi przycisk Rozładuj. Zastąp pusty kolektor probówkami z płaską głowicą PCR o pojemności 0,5 mililitra bez DNazy i Rnazy, zawierającymi 30 mikrolitrów buforu do lizy na probówkę. Zwróć kolektor do urządzenia i kliknij przycisk Kontynuuj, aby kontynuować.
Załaduj przetworzoną próbkę do mikroskopu i kliknij przycisk Unload (Rozładź) w oprogramowaniu do mikrodysekcji laserowej. Umieść próbkę na uchwycie szkiełka i umieść uchwyt szkiełka na stoliku. Kliknij przycisk Kontynuuj, aby kontynuować i wybierz opcję Rysuj wytnij w oknie Wytnij kształty.
Użyj elementów sterujących mikroskopu, aby znaleźć obszar zainteresowania i narysować kontur wokół obszaru zainteresowania. Następnie wybierz docelową rurkę kolektora i kliknij przycisk Start Cut, aby kontynuować mikrodysekcję tkanek. Po wypreparowaniu wszystkich obszarów zainteresowania przenieś rurki kolektora z uchwytu na suchy lód, aż zostaną poddane dalszej obróbce.
Aby uzyskać tkanki o lepszej morfologii i integralności RNA, oceniono różne podejścia do perfuzji. Aby przeanalizować obszary zainteresowania, konieczne jest wybarwienie tkanek nieszkodliwymi barwnikami dla RNA. Późniejsza perfuzja myszy z nowotworem roztworem tyrodowym i 30% sacharozą, a następnie nocna inkubacja w 30% sacharozie powoduje zachowanie morfologii i integralności RNA tkanki myszy.
Chociaż wiązanie tkanek paraformaldehydu skutkuje wysokiej jakości morfologią tkanki, ma to negatywny wpływ na integralność RNA. Inne podejścia, takie jak inkubacja roztworu tyrodowego lub inkubacja roztworu tyrodowego i 30% roztworu sacharozy, nie wpływają na jakość RNA, ale obserwuje się zmniejszoną rozdzielczość morfologii tkanki. Jeśli tkanki nie są połączone z podłożem montażowym, skrawki ulegają odwodnieniu, a morfologia pogarsza się, podczas gdy mocowanie próbek tkanek za pomocą 15% pożywki montażowej rozpuszczonej w wodzie utrzymuje wysoką jakość morfologii tkanek.
Obrazowanie mikroskopowe mikrodyparkcyjne z przechwytywaniem laserowym umożliwia wybór tkanki nowotworowej do wycięcia. Ten wybór obszaru zainteresowania umożliwia następnie preparację obszarów zainteresowania w każdej próbce tkanki w celu analizy integralności RNA. Utrzymanie wysokiej jakości morfologii tkanki nowotworowej i integralności RNA ma kluczowe znaczenie.
Roztwór tyrodu i 30% perfuzja sacharozy z nocnym przechowywaniem w 30% sacharozie znacznie poprawia morfologię tkanek dla LMD. Szybkie utrwalanie, barwienie i montaż lyoma za pomocą roztworu GAN jest kluczowym krokiem do zachowania jakości RNA i zapobiegania tworzeniu się pęknięć w tkance. Zalecamy cięcie co najmniej 2,5 razy 10 do 6 mikrometrów kwadratowych całkowitego guza na obszar tkanki, aby uzyskać odpowiednie ilości RNA zarówno do kontroli jakości RNA, jak i analizy transkryptomicznej.
LMD umożliwia analizę molekularnych szlaków sygnałowych, które regulują heterogeniczność i inwazję glejaka, co może ujawnić nowe potencjalne cele dla przyszłego rozwoju translacyjnego w przedklinicznych modelach glejaka.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejsze badanie przedstawia udoskonalony protokół mikrodysekcji laserowej (LMD) w celu izolacji konkretnych obszarów nowotworowych z tkanki glejaka, co umożliwia szczegółową analizę transkrypcyjną. Podejście to ujawnia szlaki powiązane z heterogenicznością i inwazyjnością glejaka, przyczyniając się do lepszego zrozumienia biologii nowotworu.
Mikrodysekcja laserowa (LMD) umożliwia przestrzenne profilowanie molekularne heterogenicznych podregionów guza, co wspiera walidację celów w badaniach nad glejakami. Dzięki zachowaniu morfologii tkanki i integralności RNA, metoda ta ułatwia mechanistyczną analizę ryzyka w odniesieniu do szlaków związanych z inwazją. Podejście to zwiększa pewność predykcyjną w modelach przedklinicznych poprzez powiązanie cech histologicznych, takich jak onkostrumy, z różnicową ekspresją genów.
LMD integruje się z kontinuum odkryć – od identyfikacji celu po walidację przedkliniczną – umożliwiając analizę molekularną podregionów guza z rozdzielczością przestrzenną.