Name: Pneumografia impedancyjna do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium rozwoju (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Poznaj metodę pneumografii impedancyjnej do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u homarów amerykańskich podczas stresu termicznego. Technika ta umożliwia określenie temperatury załamania Arrheniusa i okien wydajnościowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy dziękują Paulowi Rawsonowi za pomoc laboratoryjną i przyznanie przez National Science Foundation IIA-1355457 dla Maine EPSCoR na Uniwersytecie Maine za fundusze na zakup sprzętu. Projekt ten był wspierany przez Narodowy Instytut Żywności i Rolnictwa USDA, projekt Hatch o numerze MEO-21811 za pośrednictwem Maine Agricultural and Forest Experiment Station, a także NOAA National Marine Fisheries Service Saltonstall Kennedy Grant #18GAR039-136. Autorzy dziękują również trzem anonimowym recenzentom za ich uwagi do poprzedniej wersji tego manuskryptu. Publikacja Rolniczej i Leśnej Stacji Doświadczalnej Maine numer publikacji 3733.

1. Konfiguracja sprzętu
<ol>
	<li>Owiń wokół siebie przezroczystą, ciągliwą rurkę, aby utworzyć cewkę wymieniającą ciepło o średnicy około 8–10 cm i przedłużeniach o długości 40–70 cm. Zabezpiecz cewkę za pomocą taśmy izolacyjnej.</li>
	<li>Podłączyć wężownicę wymiany ciepła do zewnętrznej armatury zasilającej i powrotnej łaźni wodnej chłodzącej/grzewczej. Upewnij się, że połączenie jest bezpieczne za pomocą węża clamps.</li>
	<li>Napełnij studzienkę chłodzącej/grzewczej łaźni wodnej obiegowej wodą z odwróconej osmozy (RO) i podłącz przewód zasilający do gniazdka. Włącz łaźnię wodną i upewnij się, że nie ma wycieków w jej połączeniu z wężownicą wymieniającą ciepło.</li>
	<li>Skonfiguruj konwerter impedancji, podłączając BNC do wyjścia AC w urządzeniu i podłączając go do rejestratora danych (tabela materiałów) za pomocą portu kanału 1.</li>
	<li>Podłącz sondę termopary (rejestrator temperatury) do zasobnika typu T, a następnie podłącz czujnik typu T do portu kanału 2 rejestratora danych.</li>
	<li>Podłącz przewód zasilający rejestratora danych do źródła zasilania i podłącz rejestrator danych do komputera PC za pomocą złącza USB.</li>
	<li>Napełnij komorę aklimatyzacyjną i arenę doświadczalną 7,5 l sztucznej wody morskiej (zasolenie = 35 ppt, pH = 8,1, temperatura = ~12 °C). 
	UWAGA: Objętość, temperatura i skład chemiczny wody potrzebnej do komory aklimatyzacyjnej oraz warunki startowe na arenie doświadczalnej zależą od projektu eksperymentalnego. Co ważne, pojemniki te muszą być na tyle duże, aby wygodnie zanurzyć obiekt badany.</li>
</ol>
2. Implantacja elektrod
<ol>
	<li>Umieść homara na plastikowej ruszcie, która łatwo pasuje do areny eksperymentalnej, tak aby ciało wygodnie tworzyło kształt litery Y na jednym końcu prostokąta.</li>
	<li>Ostrożnie przymocuj pazury i brzuch homara do plastikowej kratki za pomocą małych opasek zaciskowych. Opaski kablowe powinny być wystarczająco ciasne, aby zapobiec ruchowi, ale pozostawić miejsce na nożyczki chirurgiczne, aby je usunąć po zakończeniu eksperymentu.</li>
	<li>Osusz pancerz ręcznikiem papierowym i wyczyść go wacikiem nasączonym 70% etanolem.</li>
	<li>Utwórz otwory na elektrody.
	<ol>
		<li>Za pomocą małego wiertła (np. 1,6 mm) powoli i ostrożnie ręcznie wywierć dwa małe otwory (prawie) w pancerzu po obu stronach osierdzia.</li>
		<li>Zakończ każdy otwór, delikatnie wkładając sterylną igłę do preparacji.</li>
		<li>Jeśli igła nie przejdzie łatwo przez pancerz, kontynuuj powolne wiercenie ręczne przed ponownym wypróbowaniem igły. 
		UWAGA: Aby zminimalizować stres u zwierząt doświadczalnych, zdecydowanie zaleca się ćwiczenie tej techniki przed eksperymentami. Z biegiem czasu użytkownicy mogą łatwo określić, wyczuwając, kiedy wiertło znajduje się prawie w pancerzu i przełączyć się na igłę. Wiercenie ręczne jest odpowiednie dla homarów i krabów, zwłaszcza jeśli egzoszkielet jest miękki (tj. zwierzę niedawno linieło). Jeśli jednak osoba badana ma grubszy egzoszkielet lub skorupę (np. małż), bardziej odpowiednie jest narzędzie Dremel.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zaopatrz się w elektrody (drut magnetyczny o długości 36–38 G, średnica 0,10–0,12 mm) i zeskrob niewielką część izolacji na końcu drutu za pomocą ostrza noża preparacyjnego. Ostrożnie zegnij końcówkę każdego drutu w mały haczyk za pomocą kleszczy i włóż po jednym do każdego z nowo wywierconych otworów.</li>
	<li>Zabezpiecz każdy przewód za pomocą małej kropli kleju cyjanoakrylowego i pozostaw do wyschnięcia na 5–10 minut. 
	UWAGA: Bardzo ważne jest, aby używać kleju oszczędnie, ponieważ dodanie zbyt dużej ilości spowoduje ponowne zakleszczenie drutu i uniemożliwi zarejestrowanie sygnału.</li>
	<li>Gdy klej wyschnie, podłącz przewody do konwertera impedancji i włącz go. Umieść homara w komorze aklimatyzacyjnej i pozwól mu zaaklimatyzować się w wszczepionych elektrodach przez 15–20 minut 
	UWAGA: Szybkie lub gwałtowne ruchy, a także nie do końca wyschnięty klej mogą spowodować oderwanie się elektrod od pancerza. W takim przypadku wróć do kroku 2.6.</li>
	<li>Włącz rejestrator danych i otwórz oprogramowanie LabChart na komputerze. Kliknij pozycję Nowy eksperyment i pozostaw otwarty ekran widoku wykresu.</li>
	<li>W widoku wykresu znajdź menu Funkcja kanału dla kanału 1 w prawej części ekranu. Wybierz Input Amplifier (Wzmacniacz wejściowy) z menu i wybierz AC Coupling (Sprzężenie prądu przemiennego). Sygnał przychodzący od osoby badanej pojawi się teraz na ekranie w czasie rzeczywistym. 
	UWAGA: Czułość kanału można regulować, wybierając menu podręczne Zakres. Dostosuj zakres, aż szczyty sygnału wyniosą 25%–75% pełnej skali. Zamknij wzmacniacz wejściowy, klikając przycisk OK.</li>
	<li>Na konwerterze impedancji wyreguluj wzmocnienie (rozmiar) i balans, aż na wyjściu rejestratora danych zaobserwuje się silny sygnał, dążąc do utrzymania balansu w pobliżu zera.</li>
	<li>Na kanale 2 wybierz czujnik T-Type, aby rejestrować dane dotyczące temperatury w czasie rzeczywistym.</li>
	<li>Po prawidłowym skonfigurowaniu obu kanałów kliknij przycisk Start, a rejestrator danych rozpocznie rejestrowanie danych.</li>
</ol>
3. Wzrost temperatury
<ol>
	<li>Po okresie aklimatyzacji ostrożnie umieść plastikową kratkę z dołączonym homarem na arenie doświadczalnej i umieść cewkę wymiany ciepła na ruszcie.</li>
	<li>Umieść sondę termopary w pobliżu homara, upewniając się, że jest całkowicie zanurzona przed umieszczeniem pokrywy na arenie eksperymentalnej, aby zmniejszyć stres wzrokowy u osoby badanej.</li>
	<li>Dostosuj saldo zgodnie z potrzebami i umieść komentarz na wyjściu informujący, że próba się rozpoczęła.</li>
	<li>Dane wyjściowe mogą i powinny być zapisywane okresowo przez cały czas trwania eksperymentu.
	<ol>
		<li>Kliknij pozycję Plik i wybierz opcję Zapisz jako, aby początkowo zapisać dane wyjściowe na komputerze.</li>
		<li>Podczas zapisywania podczas eksperymentu kliknij Plik i wybierz Zapisz. 
		UWAGA: Chociaż oprogramowanie LabChart może odzyskać pliki w przypadku przypadkowego wyłączenia programu (np. przerwy w dostawie prądu), zaleca się zapisywanie aktywnych plików co 15–20 minut podczas eksperymentu, aby zapobiec utracie danych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zwiększaj temperaturę wody w arenie doświadczalnej w tempie ~1,5 °C co 15 minut, aby uzyskać rampę z 12 °C do 30 °C w ciągu 2,5 godziny, dostosowując temperaturę łaźni recyrkulacyjnej. 
	UWAGA: Rozmieszczenie geograficzne homara amerykańskiego obejmuje gradient termiczny 25 °C, a osobniki mogą aklimatyzować się i przetrwać w temperaturach do 30 °C16. W związku z tym 30 °C zostało wybrane jako górna granica dla tego wzrostu temperatury, ponieważ zapewnia to, że homary doświadczają stresującego scenariusza, który nie osiąga krytycznego maksimum termicznego13, co może prowadzić do śmiertelności. Konkretne tempo ocieplenia zostało wybrane, ponieważ mieści się w zakresie współczynników ocieplenia zastosowanych w badaniach z wykorzystaniem innych gatunków8,14, a także w poprzednich badaniach nad homarem amerykańskim13,27. Przed wdrożeniem tego protokołu ważne jest, aby 1) określić odpowiedni zakres temperatur dla danego eksperymentu oraz 2) przeprowadzić przedpróbną rampę temperatury z pustą areną doświadczalną, ponieważ pomoże to określić niezbędną regulację temperatury łaźni wodnej w celu uzyskania pożądanej rampy. Może się to również różnić w zależności od objętości wody na arenie.</li>
	<li>W całym narastaniu temperatury rejestruj za każdym razem, gdy nastąpi regulacja, która może mieć wpływ na wyjście.
	<ol>
		<li>Należy pamiętać, że balans na konwerterze impedancji prawdopodobnie będzie musiał być regulowany przez cały czas trwania eksperymentu, co może spowodować niezamierzony skok mocy wyjściowej.</li>
		<li>Gdy temperatura na arenie eksperymentalnej zaczyna osiągać poziomy poza preferowanym zakresem termicznym osoby badanej, mimowolne skurcze mięśni mogą skutkować błędnym "skokiem" wydajności. W takim przypadku należy dodać komentarz, aby zidentyfikować obszary danych wyjściowych, które powinny zostać usunięte podczas procesu konwersji danych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu rampy usuń homara z areny doświadczalnej i umieść go w kąpieli regeneracyjnej (12 °C) na ~20 min. W razie potrzeby kontynuuj monitorowanie tętna homara, aż powróci do poziomu podstawowego.</li>
	<li>Po 20 minutach naciśnij przycisk Stop na wyjściu PowerLab i zapisz plik. Ostrożnie wyjmij elektrody i przetnij opaski kablowe nożyczkami chirurgicznymi przed powrotem obiektu testowego do zbiornika retencyjnego. 
	UWAGA: Zamiast umieszczać homara bezpośrednio w kąpieli regeneracyjnej, inną opcją jest powolne przywracanie eksperymentalnej areny do temperatury początkowej. Osiąga się to poprzez chłodzenie areny doświadczalnej o ~1,5 °C co 15 minut w ciągu dodatkowych 2,5 godziny.</li>
</ol>
4. Konwersja danych
<ol>
	<li>Otwórz konsolę danych. Ustaw kolumnę A na czas, klikając dwukrotnie kolumnę A i klikając opcję Wybór i aktywny punkt po lewej stronie menu ustawień kolumny A tabletu danych. Wybierz Czas po prawej stronie menu i zamknij okno, klikając OK.</li>
	<li>Ustaw kolumnę B na średnią temperaturę, klikając dwukrotnie kolumnę B i wybierając opcję Statystyki po lewej stronie menu Ustawienia kolumny B tabletu danych. Wybierz opcję Średnia po prawej stronie menu i Kanał 2 jako źródło obliczeń u dołu okna menu. Kliknij przycisk OK, aby zamknąć okno.</li>
	<li>Przeliczanie zarejestrowanego napięcia na uderzenia na minutę
	<ol>
		<li>Kliknij dwukrotnie kolumnę C i wybierz Wybór i aktywny punkt po lewej stronie menu. Wybierz Czas trwania zaznaczenia po prawej stronie menu i kliknij OK, aby zamknąć okno.</li>
		<li>Kliknij dwukrotnie kolumnę D i wybierz Pomiary cykliczne po lewej stronie menu. Wybierz opcję Liczba zdarzeń po prawej stronie menu i Kanał 1 jako źródło obliczeń. Kliknij przycisk OK, aby zamknąć okno. Spowoduje to zliczenie szczytów danych w celu określenia tętna w wybranej porcji danych. 
		UWAGA: W razie potrzeby wybierz przycisk Opcje u dołu menu i dostosuj ustawienia wykrywania, aby dokładniej odczytać dane. Przeskanuj plik danych i ustal, czy opcje kształtu "Sinus" lub "Spikey" powodują zliczanie tylko głównych szczytów sygnału wyjściowego bicia serca. Dodatkowo dostosuj próg regulacji wykrywania po prawej stronie menu, aby zignorować szumy w pliku wyjściowym.</li>
		<li>Kliknij dwukrotnie kolumnę E i wybierz Pomiary cykliczne po lewej stronie menu. Wybierz opcję Average Cyclic Rate (Średnia szybkość cykliczna) i Channel 1 (Kanał 1) jako źródło obliczeń. Dostosuj ustawienia wykrywania i korektę wykrywania, aby odpowiadały ustawieniom kolumny D (jeśli zostały zmodyfikowane w kroku 4.4.2). Kliknij przycisk OK, aby zamknąć okno. Zapewnia to ostateczne oszacowanie tętna (w uderzeniach na minutę) na wybranej porcji danych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po skonfigurowaniu kolumn wróć do pliku danych i zaznacz żądane sekcje danych wyjściowych, pomijając obszary błędnych danych zidentyfikowane w komentarzach w sekcji 3.6.
	<ol>
		<li>Wybierz Polecenia i wiele Dodaj do konsoli danych.</li>
		<li>Wybierz Czas z menu rozwijanego Znajdź za pomocą i pobieraj dane co 30 sekund, zaznaczając pole Co i wpisując "30" w menu Wybierz.</li>
		<li>Kliknij opcję Bieżące zaznaczenie w menu Krok po kroku i kliknij przycisk Dodaj.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wróć do ekranu Konsola danych i wybierz Plik i Zapisz jako, aby zapisać dane wyjściowe jako plik Excel. 
	UWAGA: Tutaj tętno jest podawane (w uderzeniach na minutę) co 30 sekund, a nie co minutę, jak wynika z poprzednich badań8,27. Pomaga to również w dokładniejszym wychwytywaniu zmian w danych o napięciu zbieranych w czasie rzeczywistym. Możliwe jest wybieranie danych w krótszych lub dłuższych odstępach czasu w oparciu o indywidualne preferencje.</li>
</ol>
5. Obliczanie temperatury hamowania Arrheniusa
<ol>
	<li>Otwórz plik danych w programie Excel i manipuluj danymi wyjściowymi z oprogramowania LabChart.
	<ol>
		<li>Przelicz temperaturę z Celsjusza na odwrotność Kelvina, używając następującego równania: [1000/(temperatura °C + 273.15 K)].</li>
		<li>Uzyskaj logarytm naturalny tętna: ln(BPM).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wygeneruj wykres Arrheniusa, wykreślając tętno jako funkcję temperatury, wyrażoną jako ln(BPM) w funkcji odwrotności (K)13,15.</li>
	<li>W SigmaPlot dopasuj dane do regresji odcinkowej i określ punkt przecięcia, którym jest ABT.
	<ol>
		<li>Skopiuj i wklej przekształcone dane do nowego skoroszytu. Wybierz opcję Statystyki z menu głównego i Kreatora regresji z listy rozwijanej.</li>
		<li>W oknie Równanie wybierz opcję Kawałek z menu Kategoria równania i 2 segmenty liniowe w polu Nazwa równania. Kliknij Dalej.</li>
		<li>W oknie Zmienne wybierz przekształcone dane temperatury jako zmienną t, a przekształcone dane tętna jako zmienną y, korzystając z opcji rozwijanych w menu Kolumny zmiennych. Upewnij się, że w menu Dane z wybrano parę XY przed kliknięciem przycisku Dalej.</li>
		<li>Po przejrzeniu okna Wyniki dopasowania kliknij przycisk Dalej i zaznacz pole wyboru Utwórz raport w oknie Opcje danych wyjściowych liczbowych. Kliknij Dalej.</li>
		<li>W oknie Opcje wykresu zaznacz opcję Utwórz nowy wykres w sekcji Wykres wyników dopasowania i Dodaj równanie do tytułu wykresu w sekcji Cechy wykresu. Kliknij przycisk Zakończ.</li>
		<li>Na stronie Dane wyjściowe wyników pobierz równania i wartości parametrów dla dwóch regionów regresji odcinkowej, a także dane statystyczne dla regresji (np. R2, F-statistic i p-value).</li>
		<li>Korzystając z wygenerowanych wartości parametrów i równań, ustaw dwa segmenty równe sobie i rozwiąż zmienną "t", aby określić ABT. Przelicz tę wartość z powrotem na stopnie Celsjusza, korzystając z następującego równania: °C = (1000/t) - 273.15. 
		UWAGA: ABT można również obliczyć w statystycznym środowisku obliczeniowym R za pomocą pakietu "segmented"17 w programie SAS18, lub za pomocą procedury "Segmentalna regresja liniowa" w Prism819.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Stocker, T. F., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStocker%2C+TF+%22Climate+Change+2013%3A+The+Physical+Basis.+Contribution+of+Working+Group+I+to+the+Fifth+Assessment+Report+of+the+Intergovernmental+Panel+on+Climate+Change%22">Climate Change 2013: The Physical Basis. Contribution of Working Group I to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate Change</a>. , Cambridge University Press. Cambridge, UK, and New York, NY, USA. (2013).</li>
<li>Pershing, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+adaptation+in+the+face+of+rapid+warming+leads+to+collapse+of+the+Gulf+of+Maine+cod+fishery%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Slow adaptation in the face of rapid warming leads to collapse of the Gulf of Maine cod fishery.</a> Science. 350 (6262), 809-812 (2015).</li>
<li>Smale, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+heat+waves+threaten+global+biodiversity+and+the+provision+of+ecosystem+services%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Climate+Change%22%5BJournal%5D)">Marine heat waves threaten global biodiversity and the provision of ecosystem services.</a> Nature Climate Change. 9 (4), 306-316 (2019).</li>
<li>Pörtner, H. O., Farrell, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+and+climate+change%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Physiology and climate change.</a> Science. 322 (5902), 690-692 (2008).</li>
<li>Pörtner, H. O., Bock, C., Mark, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-+and+capacity-limited+thermal+tolerance%3A+bridging+ecology+and+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Oxygen- and capacity-limited thermal tolerance: bridging ecology and physiology.</a> Journal of Experimental Biology. 220 (15), 2685-2696 (2017).</li>
<li>Somero, G. N., Lockwood, B. L., Tomanek, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSomero%2C+GN+%22Biochemical+adaptation%3A+response+to+environmental+challenges%2C+from+life%27s+origins+to+the+Anthropocene%22">Biochemical adaptation: response to environmental challenges, from life's origins to the Anthropocene</a>. , Sinauer Associates, Incorporated Publishers. Sunderland, MA, USA. (2017).</li>
<li>Sokolova, I. M., Frederich, M., Bagwe, R., Lanning, G., Sukhotin, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+homeostasis+as+an+integrative+tool+for+assessing+limits+of+environmental+stress+tolerance+in+aquatic+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Environmental+Research%22%5BJournal%5D)">Energy homeostasis as an integrative tool for assessing limits of environmental stress tolerance in aquatic invertebrates.</a> Marine Environmental Research. 79, 1-15 (2012).</li>
<li>Tepolt, C. K., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Master+of+all+trades%3A+thermal+acclimation+and+adaptation+of+cardiac+function+in+a+broadly+distributed+marine+invasive+species%2C+the+European+green+crab%2C+Carcinus+maenas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Master of all trades: thermal acclimation and adaptation of cardiac function in a broadly distributed marine invasive species, the European green crab, Carcinus maenas.</a> Journal of Experimental Biology. 217 (7), 1129-1138 (2014).</li>
<li>Frederich, M., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+limitation+of+thermal+tolerance+defined+by+cardiac+and+ventilatory+performance+in+spider+crab%2C+Maja+squinado%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Oxygen limitation of thermal tolerance defined by cardiac and ventilatory performance in spider crab, Maja squinado.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 279 (5), 1531-1538 (2000).</li>
<li>Metzger, R., Sartoris, F. J., Langenbuch, M., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+elevated+CO2+concentrations+on+thermal+tolerance+of+the+edible+crab+Cancer+pagurus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Biology%22%5BJournal%5D)">Influence of elevated CO2 concentrations on thermal tolerance of the edible crab Cancer pagurus.</a> Journal of Thermal Biology. 32, 144-151 (2007).</li>
<li>Walther, K., Sartoris, F. J., Bock, C., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anthropogenic+ocean+acidification+on+thermal+tolerance+of+the+spider+crab+Hyas+araneus%5BTitle%5D)+AND+%22Biogeosciences%22%5BJournal%5D)">Impact of anthropogenic ocean acidification on thermal tolerance of the spider crab Hyas araneus.</a> Biogeosciences. 6 (10), 2207-2215 (2009).</li>
<li>Styf, H. K., Sköld, H. N., Eriksson, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+response+to+long-term+exposure+of+the+marine+crustacean+Nephrops+norvegicus+to+ocean+acidification%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Embryonic response to long-term exposure of the marine crustacean Nephrops norvegicus to ocean acidification.</a> Ecology and Evolution. 3 (15), 5055-5065 (2013).</li>
<li>Camacho, J., Qadri, S. A., Wang, H., Worden, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+acclimation+alters+cardiac+performance+in+the+lobster+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Temperature acclimation alters cardiac performance in the lobster Homarus americanus.</a> Journal of Comparative Physiology A. 192 (12), 1327-1334 (2006).</li>
<li>Braby, C., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+gradients+and+relative+abundance+of+native+%28Mytilus+trossulus%29+and+invasive+%28Mytilus+galloprovincialis%29+blue+mussels+in+the+California+hybrid+zone%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Ecological gradients and relative abundance of native (Mytilus trossulus) and invasive (Mytilus galloprovincialis) blue mussels in the California hybrid zone.</a> Marine Biology. 148 (6), 1249-1262 (2006).</li>
<li>Stenseng, E., Braby, C. E., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+and+acclimation-induced+variation+in+the+thermal+limits+of+heart+function+in+congeneric+marine+snails+%28Genus+Tegula%29%3A+implications+for+vertical+zonation%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Evolutionary and acclimation-induced variation in the thermal limits of heart function in congeneric marine snails (Genus Tegula): implications for vertical zonation.</a> Biological Bulletin. 208 (2), 138-144 (2005).</li>
<li>Factor, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFactor%2C+J+%22Biology+of+the+Lobster%3A+Homarus+americanus%22">Biology of the Lobster: Homarus americanus</a>. , Academic Press. Boston, MA, USA. (1995).</li>
<li>Muggeo, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmented%3A+an+R+package+to+fit+regression+models+with+broken-lin+relationships%5BTitle%5D)+AND+%22R+News%22%5BJournal%5D)">Segmented: an R package to fit regression models with broken-lin relationships.</a> R News. 8 (1), 20-25 (2008).</li>
<li>Ryan, S. E., Porth, L. S. A tutorial on the piecewise regression approach applied to bedload transport data. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRyan%2C+SE+%22General+Technical+Report+RMS-GTR-189%22">General Technical Report RMS-GTR-189</a>. , US Department of Agriculture, Forest Service, . Rocky Mountain Research Station, Fort Collins, CO, USA. (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Prism8+Statistics+Guide%22">Prism8 Statistics Guide</a>. , GraphPad Software, Inc. San Diego, California, USA. www.graphpad.com (2020).</li>
<li>Cuculescu, M., Hyde, D., Bowler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+tolerance+of+two+species+of+marine+crab%2C+Cancer+pagurus+and+Carcinus+maenas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Biology%22%5BJournal%5D)">Thermal tolerance of two species of marine crab, Cancer pagurus and Carcinus maenas.</a> Journal of Thermal Biology. 23 (2), 107-110 (1998).</li>
<li>Stillman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+analysis+of+plasticity+of+thermal+limits+in+porcelain+crabs+across+latitudinal+and+intertidal+zone+clines%5BTitle%5D)+AND+%22International+Congress+Series%22%5BJournal%5D)">A comparative analysis of plasticity of thermal limits in porcelain crabs across latitudinal and intertidal zone clines.</a> International Congress Series. 1275, 267-274 (2004).</li>
<li>Maderia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cellular+and+biochemical+thermal+stress+response+of+intertidal+shrimps+with+different+vertical+distributions%3A+Palaemon+elegans+and+Palaemon+serratus%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology%2C+Part+A%22%5BJournal%5D)">cellular and biochemical thermal stress response of intertidal shrimps with different vertical distributions: Palaemon elegans and Palaemon serratus.</a> Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 183, 107-115 (2015).</li>
<li>Padilla-Ramirez, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+thermal+acclimation+on+the+behavior%2C+thermal+tolerance%2C+and+respiratory+metabolism+in+a+crab+inhabiting+a+wide+range+of+thermal+habitats+%28Cancer+antennarius+Stimpson%2C+1856%2C+the+red+shore+crab%29%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Freshwater+Behaviour+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">The effects of thermal acclimation on the behavior, thermal tolerance, and respiratory metabolism in a crab inhabiting a wide range of thermal habitats (Cancer antennarius Stimpson, 1856, the red shore crab).</a> Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (2), 89-101 (2017).</li>
<li>Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecosystem+effects+of+ocean+acidification+in+times+of+ocean+warming%3A+a+physiologist%27s+view%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Ecosystem effects of ocean acidification in times of ocean warming: a physiologist's view.</a> Marine Ecology Progress Series. 373, 203-217 (2008).</li>
<li>Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-+and+capacity-limitation+of+thermal+tolerance%3A+a+matrix+for+integrating+climate-related+stressor+effects+in+marine+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Oxygen- and capacity-limitation of thermal tolerance: a matrix for integrating climate-related stressor effects in marine ecosystems.</a> Journal of Experimental Biology. 213 (6), 881-893 (2010).</li>
<li>Zittier, Z. M. C., Hirse, T., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+synergistic+effects+of+increasing+temperature+and+CO2+levels+on+activity+capacity+and+acid-base+balance+in+the+spider+crab%2C+Hyas+araneus%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">The synergistic effects of increasing temperature and CO2 levels on activity capacity and acid-base balance in the spider crab, Hyas araneus.</a> Marine Biology. 160 (8), 2049-2062 (2013).</li>
<li>Harrington, A. M., Hamlin, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ocean+acidification+alters+thermal+cardiac+performance%2C+hemocyte+abundance%2C+and+hemolymph+chemistry+in+subadult+American+lobsters+Homarus+americanus+H.+Milne+Edwards%2C+1837+%28Decapoda%3A+Malcostraca%3A+Nephropidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Crustacean+Biology%22%5BJournal%5D)">Ocean acidification alters thermal cardiac performance, hemocyte abundance, and hemolymph chemistry in subadult American lobsters Homarus americanus H. Milne Edwards, 1837 (Decapoda: Malcostraca: Nephropidae).</a> Journal of Crustacean Biology. 39 (4), 468-476 (2019).</li>
<li>Depledge, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoplethysmography+-+a+non-invasive+technique+for+monitoring+heart+beat+and+ventilation+rate+in+decapod+crustaceans%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology+Part+A%3A+Physiology%22%5BJournal%5D)">Photoplethysmography - a non-invasive technique for monitoring heart beat and ventilation rate in decapod crustaceans.</a> Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology. 77 (2), 369-371 (1984).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten opisuje zastosowanie pneumografii impedancyjnej do pomiaru zmian częstości akcji serca bezkręgowców w późnym stadium podczas eksperymentu z narastaniem temperatury. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi podejściami laboratoryjnymi 9,10,11 jest to, że jest ona minimalnie inwazyjna i nie wiąże się z poważnymi chirurgicznymi manipulacjami egzoszkieletu, co skraca czas rekonwalescencji potrzebny przed ekspery...

W ostatnich dziesięcioleciach zwiększony dopływ gazów cieplarnianych (tj. dwutlenku węgla, metanu i podtlenku azotu) do atmosfery doprowadził do powszechnych zmian środowiskowych1. Oceany na świecie gwałtownie się ocieplają2,3, trend, który może mieć poważny wpływ na fizjologię organizmu. Temperatura ma duży wpływ na tempo fizjologiczne, a organizmy mają optymalny zakres temperatur dla wydajności4,5,6. W związku z tym osoby mogą napotkać trudności w utrzymaniu prawidłowego dostarczania tlenu do tkanek, ponieważ temperatury wykraczają poza ten zakres. Może to prowadzić do spadku wydolności tlenowej w obliczu ocieplających się temperatur oceanów5,7.
W warunkach laboratoryjnych, metodą pozwalającą zrozumieć fizjologiczne skutki zmian środowiskowych jest badanie sprawności serca w kontekście stresu termicznego. Daje to wgląd w to, w jaki sposób narażenie na przewidywane warunki ocieplenia może zmienić krzywe wydajności5,6, a także potencjał plastyczności aklimatyzacji8. Do pomiaru tętna u bezkręgowców morskich z powodzeniem wdrożono różne metody. Jednak wiele z tych technik wiąże się z chirurgicznym usunięciem lub poważną manipulacją egzoszkieletem i przedłużonym wszczepieniem urządzeń pomiarowych9,10,11, co wprowadza dodatkowy stres u badanego i wydłuża czas potrzebny do pomyślnego powrotu do zdrowia przed eksperymentem. Co więcej, mniej inwazyjne techniki (np. obserwacja wizualna, filmowanie) mogą być ograniczone do wczesnych etapów historii życia, kiedy organizmy mogą być w pełni lub częściowo przezroczyste12. Co więcej, dodatkowe wyzwania mogą pojawić się przed badaczami, którzy nie są dobrze zorientowani w bardziej zaawansowanych technologicznie metodologiach (np. obserwacje za pomocą przetworników podczerwieni lub perfuzji dopplerowskiej8,11).
Ten protokół wykorzystuje amerykańskiego homara (Homarus americanus) jako model bezkręgowców morskich w późnym stadium, aby zademonstrować użycie pneumografii impedancyjnej do oceny zmian w tętnie podczas eksperymentu z rosnącym ciśnieniem. Pneumografia impedancyjna polega na przepuszczeniu oscylującego prądu elektrycznego (AC) przez dwie elektrody umieszczone po obu stronach osierdzia w celu zmierzenia zmian napięcia, gdy serce kurczy się i rozluźnia13,14. Technika ta jest minimalnie inwazyjna, ponieważ wykorzystuje małe elektrody (tj. o średnicy 0,10–0,12 mm), które są delikatnie wszczepiane tuż pod egzoszkieletem. Wreszcie, zapewnia ocenę w czasie rzeczywistym zarówno tętna, jak i temperatury wody podczas rampy za pomocą rejestratora danych.
Protokół zawiera również instrukcje dotyczące obliczania temperatury przerwania Arrheniusa (ABT), temperatury, przy której tętno zaczyna spadać wraz ze wzrostem temperatury13,15. ABT służy jako nieśmiertelny wskaźnik termicznego limitu pojemności u badanych, który może być faworyzowany w stosunku do pomiaru krytycznego maksimum termicznego (CTmax, górna granica funkcji serca5,6), ponieważ śmiertelne limity są często ekstremalne i rzadko spotykane w środowisku naturalnym5.

<table><tbody><tr><td>Wiertło 1,6 mm (1/16 cala)</td><td>Milwaukee Tool w Home Depot</td><td>1001294900</td><td>Dotyczy to wiertła o średnicy 1,6 mm (1/16 cala). Ten przedmiot można znaleźć w większości sklepów dla majsterkowiczów.</td></tr><tr><td>Miedziany drut magnetyczny 38 AWG</td><td>TEMCo</td><td>MW0093</td><td>Ten drut służy do produkcji przewodów elektrodowych, które są wszczepiane badanym osobom. Ta aukcja dotyczy cewki o pojemności 4 uncji drutu magnetycznego o średnicy 38 mm. TemCo posiada również drut magnetyczny o grubości 36 mm, który nadaje się również do stosowania w budowie drutów elektrodowych.</td></tr><tr><td>Klej cyjanoakrylowy</td><td>Loctite</td><td>852882</td><td>Ten element zawiera końcówkę pędzla, która ułatwia kontrolowanie ilości kleju używanego do mocowania elektrod do pancerza.</td></tr><tr><td>Etanol, 70% roztwór, klasa biologii molekularnej</td><td>Fisher BioReagents</td><td>BP82931GAL</td><td>Ten odczynnik jest używany w połączeniu ze sterylnymi wacikami do dezynfekcji pancerza przed implantacją elektrody.</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>N/A</td><td>Ten program jest używany w protokole do organizowania, manipulowania i analizowania danych. Jest kompatybilny zarówno z systemami operacyjnymi PC, jak i Mac.</td></tr><tr><td>8-częściowy zestaw do preparacji Fisherbrand</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-855</td><td>Ten zestaw zawiera kleszcze, nożyczki, nóż preparacyjny (i ostrza) oraz igłę preparacyjną potrzebną do wykonania etapów implantacji elektrod w protokole.</td></tr><tr><td>Cyrkulatory do kąpieli chłodniczych/podgrzewanych Fisherbrand Isotemp: 5.4-6.5L, 115V/60Hz</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-180</td><td>Jest to kompletny system, który składa się z cyrkulatora zanurzeniowego i wanny. Może być stosowany jako kąpiel o kontrolowanej temperaturze lub do cyrkulacji płynu na zewnątrz do aplikacji. Zakres temperatur tej kąpieli wodnej wynosi od -20 do +100 stopni C, a urządzenie szybko się nagrzewa/chłodzi i można je łatwo opróżnić po zakończeniu użytkowania.</td></tr><tr><td>Fisherbrand Sterylne waciki</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-456-885</td><td>Te waciki powinny być nasączone 70% etanolem przed użyciem do dezynfekcji pancerza przed implantacją elektrody.</td></tr><tr><td>Końcówka widełkowa, czerwony winyl, szew cieniowany, 22 do 16 AWG, 100 PK</td><td>Zaciski Grainger</td><td>5WHE6</td><td>są przylutowane do drutu magnetycznego w celu skonstruowania drutu elektrodowego. Można je kupić u różnych sprzedawców majsterkowiczów.</td></tr><tr><td>Przetwornik impedancji</td><td>UFI</td><td>Model 2991</td><td>Mierzy zmiany impedancji skorelowane z bardzo małymi zmianami napięcia, w zakresie od 0,2 oma do ponad 5 omów. Model ten może konwertować zmiany impedancji, które wynikają ze zmian rezystancji, pojemności lub indukcyjności, a także kombinacji wszystkich trzech.</td></tr><tr><td>Oprogramowanie LabChart</td><td>ADInstruments</td><td>N/A</td><td>Zakup rejestratora danych PowerLab obejmuje oprogramowanie LabChart, ale licencję na oprogramowanie można również pobrać bezpośrednio online. LabChart umożliwia użytkownikowi rejestrowanie danych, otwieranie i odczytywanie plików LabChart, analizowanie danych, a także zapisywanie i eksportowanie plików. Dostępna jest darmowa wersja oprogramowania, LabChart Reader, ale użytkownicy mogą tylko otwierać i czytać pliki LabChart oraz je analizować (tj. nie można go używać do nagrywania, zapisywania ani eksportowania plików danych). Istnieje również możliwość wyboru LabChart Pro, który zawiera moduły dydaktyczne LabChart, które można wykorzystać do celów edukacyjnych.</td></tr><tr><td>Lutownica LED</td><td>Grainger</td><td>28EA35</td><td>Jest to ogólna lutownica, której można użyć do przylutowania drutu magnetycznego do zacisków widełkowych w celu utworzenia drutu elektrodowego.</td></tr><tr><td>Rejestrator danych PowerLab</td><td>ADInstruments</td><td>ML826</td><td>Istnieje wiele modeli PowerLab. Ten numer katalogowy dotyczy modelu 2/26, który jest 2-kanałowym rejestratorem o rozdzielczości 16 bitów z dwoma analogowymi kanałami wejściowymi, niezależnie wybieranymi czułościami wejściowymi, dwoma niezależnymi wyjściami analogowymi do stymulacji lub generowania impulsów oraz wejściem wyzwalającym. PowerLab posiada szeroką gamę filtrów dolnoprzepustowych, sprzężenie AC lub DC oraz adaptacyjny filtr sieciowy. To urządzenie posiada interfejs USB do podłączenia do komputerów z systemem Windows lub Mac OS i częstotliwość próbkowania 100 000 próbek/s na kanał.</td></tr><tr><td>Prism8</td><td>GraphPad</td><td>N/A</td><td>Ten program zapewnia dodatkową opcję obliczania temperatury przerwania Arrheniusa za pomocą " Segmentowa regresja liniowa" Opcja analizy danych. Ten program nie wymaga żadnego programowania i jest kompatybilny zarówno z systemami operacyjnymi Mac, jak i Windows.</td></tr><tr><td>R</td><td>R Project</td><td>N/A</td><td>Jest to darmowe oprogramowanie do obliczeń statystycznych, które jest kompatybilne z platformami UNIX, a także systemami operacyjnymi Windows i Mac. Ten program może być również używany do obliczania temperatury hamowania Arrheniusa za pomocą " podzielone na segmenty" pakiet. Na stronie internetowej r-project.org dostępnych jest wiele samouczków i podręczników użytkownika.</td></tr><tr><td>Grainger do z rdzeniem kalafonii</td><td></td><td>331856</td><td>Ten produkt ma średnicę 0,031 cala (0,76 mm) i jest idealny do stosowania w drutu głośnikowego (podobny przekrój jak drut magnetyczny używany do elektrod).</td></tr><tr><td>SAS</td><td>SAS Institute</td><td>N/A</td><td>Ten program zapewnia dodatkową opcję obliczania temperatury hamowania Arrheniusa. Wymaga jednak programowania i nie jest kompatybilny z systemami operacyjnymi Mac.</td></tr><tr><td>SigmaPlot</td><td>Systat Software, Inc.</td><td>Nie dotyczy</td><td>Jest to preferowany przez autorów program do statystycznego wyznaczania temperatury załamania Arrheniusa. Ikona " Kreator regresji" jest łatwy w użyciu i nie wymaga żadnego programowania. Przed zakupem można uzyskać bezpłatną 30-dniową licencję próbną. Jest jednak kompatybilny tylko z komputerami PC.</td></tr><tr><td>Aparatura</td> <td>do kapsułek typu T</td><td>ML312</td><td>Nadaje się do pomiaru temperatur w zakresie 0-50 stopni Celsjusza. C za pomocą termopar typu T.</td></tr><tr><td>Sonda termopary typu T</td><td>ADInstruments</td><td>MLT1401</td><td>kompatybilna z czujnikiem typu T do podłączenia. Mierzy temperaturę do 150 stopni C i nadaje się do zanurzania w różnych roztworach, półstałych i tkankach (zawiera igłę do implantacji). Ten produkt to izolowana sonda o średnicy 0,6 mm, która jest osłonięta odpornym na chemikalia teflonem i ma długość przewodu 1,0 m.</td></tr><tr><td>Opaska kablowa UV,</td><td>295813 Home Depot</td><td></td><td>Dotyczy to 100-paku 8-calowych (20,32 cm), czarnych opasek kablowych. Jednak w zależności od wielkości badanych mogą być potrzebne mniejsze lub większe opaski kablowe. Ten przedmiot i inne podobne można kupić w każdym sklepie dla majsterkowiczów.</td></tr></tbody></table>

pneumografia impedancyjna do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium rozwoju

Impedance Pneumography for Minimally Invasive Measurement of Heart Rate in Late Stage Invertebrates

Temperatury w oceanach gwałtownie rosną w wyniku powszechnych zmian klimatu na świecie. Ponieważ na fizjologię organizmu duży wpływ ma temperatura środowiska, może to potencjalnie wpływać na termiczną wydajność fizjologiczną różnych organizmów morskich. Wykorzystując homara amerykańskiego (Homarus americanus) jako organizm modelowy, protokół ten opisuje zastosowanie pneumografii impedancyjnej w celu zrozumienia, jak zmienia się wydajność serca u bezkręgowców w późnym stadium pod wpływem ostrego stresu termicznego. Protokół przedstawia minimalnie inwazyjną technikę, która pozwala na zbieranie tętna w czasie rzeczywistym podczas eksperymentu z rosnącym ciśnieniem. Dane można łatwo manipulować w celu wygenerowania wykresu Arrheniusa, który służy do obliczania temperatury przerwania Arrheniusa (ABT), temperatury, przy której tętno zaczyna spadać wraz ze wzrostem temperatury. Technika ta może być stosowana u różnych bezkręgowców w późnym stadium rozwoju (tj. Krabów, małży lub krewetek). Chociaż protokół koncentruje się wyłącznie na wpływie temperatury na wydolność serca, można go zmodyfikować, aby zrozumieć potencjał dodatkowych stresorów (np. niedotlenienia lub hiperkapnii) do interakcji z temperaturą w celu wpływu na wydajność fizjologiczną. W związku z tym metoda ta może znaleźć szerokie zastosowanie, aby lepiej zrozumieć, w jaki sposób bezkręgowce morskie reagują na gwałtowne zmiany w środowisku.

Niniejszy protokół opisuje zastosowanie pneumografii impedancyjnej w celu uzyskania danych w czasie rzeczywistym dotyczących częstotliwości akcji serca (wyrażonej napięciem) oraz temperatury podczas eksperymentu z rampowaniem temperatury. Podczas stosowania tej techniki amplituda rejestrowanych napięć i temperatury będzie się różnić w zależności od projektu eksperymentalnego oraz badanego gatunku. Jednakże sygnał napięcia wyświetlany w czasie rzeczywistym wykazuje typowy rozkład sinusoidalny, gdy protokół jest prawidłowo...

Pomiar tętna podczas wyzwania termicznego dostarcza wglądu w fizjologiczne reakcje organizmów w wyniku nagłej zmiany środowiska. Wykorzystując homara amerykańskiego (Homarus americanus) jako organizm modelowy, protokół ten opisuje zastosowanie pneumografii impedancyjnej jako stosunkowo nieinwazyjnego i nieśmiertelnego podejścia do pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium.

Pneumografia impedancyjna do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium rozwoju

Temperatures in oceans are increasing rapidly as a consequence of widespread changes in world climates. As organismal physiology is heavily influenced by ...

W protokole tym wykorzystano młode homary amerykańskie jako model w celu zademonstrowania zastosowania pneugrafii impedancyjnej do oceny sprawności fizjologicznej podczas stresu termicznego. Technika ta przepuszcza niewielki oscylujący prąd elektryczny przez dwie elektrody wszczepione po obu stronach serca i mierzy zmianę napięcia, gdy mięsień kurczy się i rozluźnia. Napięcie to można następnie łatwo przekształcić w uderzenia na minutę, aby wykreślić tętno w całym zakresie temperatur ocenianym w celu określenia okien wydajności cieplnej.Technika ta jest minimalnie inwazyjna i pozwala na gromadzenie danych w czasie rzeczywistym w organizmach w późnym stadium rozwoju, w których bezpośrednia wizualna obserwacja czynności serca może być trudna. Metoda ta koncentruje się również na obliczaniu temperatury hamowania Arrheniusa lub ABT i wykorzystuje ją jako nieśmiertelny punkt końcowy do określenia limitów termicznych. Owiń wokół siebie przezroczyste rurki z żeliwa ciągliwego, aby utworzyć cewkę wymiany ciepła o średnicy około ośmiu do 10 centymetrów i przedłużeniach o długości od 40 do 70 centymetrów.Zabezpiecz cewkę za pomocą taśmy izolacyjnej. Podłączyć wężownicę wymieniającą ciepło do

impedance-pneumography-for-minimally-invasive-measurement-heart-rate

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Przedstawiamy różne metody monitorowania funkcji serca u larw Drosophila w celu analizy kwestii dotyczących funkcji złączy szczelinowych, mutacji kanałów jonowych, modulacji aktywności rozrusznika oraz w badaniach farmakologicznych.

Monitorowanie funkcji serca u larw Drosophila melanogaster w badaniach fizjologicznych

Poniższy protokół opisuje proces izolacji, wentylacji i instrumentacji płuc myszy w celu pomiaru stacjonarnych lub pulsacyjnych zależności między ciśnieniem a przepływem w naczyniach płucnych, aby określić wpływ przepływu krwi, przepływu powietrza, zmian w drogach oddechowych i zmian naczyniowych na obciążenie następcze prawej komory.

Charakterystyka izolowanego, wentylowanego i opomiarowanego płuca mysiego poddanego perfuzji przepływem pulsacyjnym

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Częstość występowania otyłości wzrasta i zwiększa ryzyko przewlekłych chorób płuc. Aby ustalić podstawowe mechanizmy i strategie zapobiegawcze, potrzebne są dobrze zdefiniowane modele zwierzęce. W tym miejscu przedstawiamy trzy metody (test tolerancji glukozy, pletysmografia ciała i stabilizacja płuc) w celu zbadania wpływu otyłości na wyniki płucne u myszy.

Dootrzewnowy test tolerancji glukozy, pomiar czynności płuc i zespolenie płuc w celu zbadania wpływu otyłości i upośledzonego metabolizmu na wyniki płucne

Celem tego artykułu jest dostarczenie szczegółowego opisu zalecanych procedur oceny funkcji oddechowych u świadomych myszy za pomocą dwukomorowej pletyzmografii.

Ocena funkcji oddechowych u przytomnych myszy za pomocą dwukomorowej pletyzmografii

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia inwazyjnej oceny hemodynamicznej prawej komory i tętnicy płucnej u myszy przy użyciu metody chirurgicznej na otwartej klatce piersiowej.

Inwazyjna ocena hemodynamiczna układu prawej komory i tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego niedotlenieniem u myszy

Celem tego badania było ustalenie metody badania dynamiki serca za pomocą translacyjnego modelu zwierzęcego. Opisane podejście eksperymentalne obejmuje optokardiografię podwójnej emisji w połączeniu z badaniem elektrofizjologicznym w celu oceny aktywności elektrycznej w izolowanym, nienaruszonym modelu serca świni.

Badania optokardiograficzne i elektrofizjologiczne serca perfundowanego ex vivo Langendorffem

Obecny protokół opisuje uzyskanie zależności ciśnienie-objętość poprzez stymulację przezprzełykową, co służy jako cenne narzędzie do oceny funkcji rozkurczowej w mysich modelach niewydolności serca.

Kontrolowana stymulacja procedura oceny funkcji rozkurczowych zależnych od częstości akcji serca w modelach mysiej niewydolności serca

Tomografia impedancji elektrycznej to nieinwazyjne, wolne od promieniowania narzędzie do monitorowania wentylacji płuc w czasie rzeczywistym. Mierząc zmiany impedancji w klatce piersiowej, może wizualizować rozkład powietrza na zasadzie oddech po oddechu. Elektryczna tomografia impedancyjna początkowo przeznaczona do monitorowania wentylacji może również mierzyć perfuzję poprzez dożylne wstrzyknięcie roztworu soli fizjologicznej.

Monitorowanie czynności płuc za pomocą elektrycznej tomografii impedancyjnej na oddziale intensywnej terapii

Celem badania jest opracowanie technologii do pomiaru tętna bez znieczulenia u ruszających się rybek zebrafish. Nasze podejście łączy obrazowanie w podczerwieni krótkofalowej z opartym na maszynowym uczeniu śledzeniem tętna. Jest to technika nieinwazyjna, bez oznaczeń i przyjazna dla użytkownika, która nadaje się do szerokiej gamy badań na modelu rybki zebrafish.

Bezanestezjologiczne pomiary tętna u swobodnie poruszających się danio pręgowanego

Przedstawiono protokół oceny funkcji rozkurczowej za pomocą ultrasonografii Dopplera w przedklinicznym modelu nadciśnienia płucnego spowodowanego chorobą lewego serca.

Ocena dopplera fal pulsacyjnych dysfunkcji rozkurczowej w modelu szczura ZSF-1 dotyczącym nadciśnienia płucnego spowodowanego chorobą lewego serca

Poznaj metodę pneumografii impedancyjnej do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u homarów amerykańskich podczas stresu termicznego. Technika ta umożliwia określenie temperatury załamania Arrheniusa i okien wydajnościowych.

Pneumografia impedancyjna do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium rozwoju

Przeglądaj więcej filmów