Name: Indukcja całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Naucz się precyzyjnej techniki laminektomii w celu indukcji całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy C57BL/6. Ten protokół zapewnia wysoką powtarzalność i przeżywalność zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez stypendium Griffith University International Student (PhD) dla RR, Perry Cross Foundation Grant dla JE i JSJ, Clem Jones Foundation Grant dla JSJ i JE, oraz grant Motor Accident Insurance Commission of Queensland dla JSJ i JE.

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu Etyki Zwierząt Uniwersytetu Griffith (ESK/04/16 AEC i MSC/04/18 AEC) zgodnie z wytycznymi Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych Australii.
1. Procedura przygotowania zwierzęcia do operacji
<ol>
	<li>Znieczulić i ustabilizować zwierzę.
	<ol>
		<li>Użyj 8–10-tygodniowych samic myszy C57BL/6. Użyj 5% izofluranu w 1 l/min tlenu do indukcji znieczulenia. Do podtrzymania znieczulenia należy stosować 1,5–2% izofluranu w 1 l/min tlenu. Potwierdź odpowiednie znieczulenie, ustalając brak odruchu bólowego w ogonie i tylnych łapach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li> Podawać buprenorfinę (0,03 mg/kg masy ciała) w celu znieczulenia i enrofloksacynę (10 mg/kg masy ciała) w celu pokrycia antybiotykowego, podskórnie w zależności od masy ciała. Meloksykam (2 mg/kg masy ciała) może być podawany w celu długotrwałego znieczulenia, jeśli jest to wymagane. </li>
	<li>Utrzymuj stałą temperaturę ciała zwierzęcia na poziomie 37 °C za pomocą poduszki grzewczej
	<ol>
		<li>Ogol futro na grzbiecie, aby odsłonić obszar chirurgiczny nad grzbietem kręgosłupa. Usuń ogolone futro z obszaru operacyjnego przed sterylizacją miejsca nacięcia. Wysterylizuj ogolony obszar sterylnymi wacikami nasączonymi powidonem, jodem, płynem antyseptycznym i spirytusem chirurgicznym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przyklej łapy myszy do obszaru operacyjnego, aby ustabilizować zwierzę (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Umieść owalne okno nad myszą (Rysunek 1B).</li>
</ol>
2. Laminektomia
<ol>
	<li>Wykonaj pionowe nacięcie linii środkowej na poziomie kręgu T10 za pomocą skalpela chirurgicznego.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj wyrostek kolczysty kręgu T10, aby określić miejsce laminektomii. Trzon kręgu leży lekko czaszkowo do końca wyrostka kolczystego8 (patrz Rysunek 2). Końcówka spoczywa w przybliżeniu w punkcie środkowym kręgu T11 classebra8.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie o długości ~2,5 cm, tak aby kręgosłup kręgu T10 znajdował się mniej więcej w połowie długości nacięcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odbijaj skórę i chowaj się za pomocą retraktorów.
	<ol>
		<li>Użyj prostych kleszczy, aby podnieść skórę z leżącej poniżej powięzi. Stworzy to miejsce na umieszczenie zwijaczy; Dzięki temu pole operacyjne pozostanie otwarte.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj wycięcie tkanki podskórnej i powięzi, aby odsłonić wyrostki kolczyste.
	<ol>
		<li>Użyj krawędzi skalpela, aby wykonać małe nacięcie w linii środkowej w tkance podskórnej i powięzi poniżej, aby odsłonić kolce kręgów T9–T11. Użyj kleszczyków z cienką końcówką (nieostrych), aby wykonać rozwarstwienie i odbić powięź.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podziel i oddziel mięśnie przykolcowe, aby odsłonić blaszki.
	<ol>
		<li>Użyj końcówki skalpela, aby rozciąć mięśnie grzbietowe tułowia i mięśnie przykolczaste wzdłuż kolców kręgów T9–T11. Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby wykonać rozwarstwienie mięśni warstwami i odsłonić blaszki kręgów. Powinno to zminimalizować krwawienie. 
		UWAGA: Jeśli wystąpi krwawienie, użyj podgrzanej soli fizjologicznej (37 °C) i bawełnianych wacików, aby je opanować i usunąć krew z pola operacyjnego.</li>
		<li>Użyj tych samych kleszczy, aby zrobić małe kieszenie wokół wyrostków poprzecznych kręgu T10. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby ustabilizować trzon kręgu T10, zaczepiając jego zęby pod wyrostkami poprzecznymi, w utworzonych kieszeniach (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1C).</li>
		<li>Dokładnie spłucz blaszki T10 ciepłą solą fizjologiczną i delikatnie wytrzyj do czysta bawełnianymi wacikami, aby wyraźnie uwidocznić kostną powierzchnię. Upewnij się, że żadne przyczepy mięśni/więzadeł nie pozostają obustronnie wzdłuż powierzchni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj wiertła z cienką końcówką (średnica 0,55 mm, długość 7 mm), aby obustronnie rozbić blaszki.
	<ol>
		<li>Użyj końcówki wiertła, aby prześledzić pionową ścieżkę od przestrzeni międzykręgowej T9–T10 do przestrzeni międzykręgowej T10–T11 wzdłuż obu blaszek T10, bez włączania wiertła. Ma to na celu upewnienie się, że wiertło nie zahaczy o żadną tkankę (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D).</li>
		<li>Teraz włączając wiertło, powoli i ostrożnie wykop pionowy rów na prawej blaszce kręgu T10. Ta część laminektomii powinna stworzyć precyzyjny ubytek chirurgiczny na całej grubości kości w prostej linii pionowej. Utrzymuj chwyt za pomocą zakrzywionych kleszczy, aby kręg był stabilny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Upewnij się, że końcówka wiertła nie przebija przez kość i nie uszkadza rdzenia kręgowego. Powtórz ten sam proces po lewej stronie blaszki, utrzymując kręg stabilnie za pomocą zakrzywionych kleszczy. Nawadniaj ciepłą solą fizjologiczną, aby zmyć pozostałe fragmenty kości.</li>
	<li>Podnieś i usuń tylną część łuku nerwowego (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F).
	<ol>
		<li>Użyj kątowych kleszczyków z cienką końcówką, aby chwycić wyrostek kolczysty i usunąć cały grzbietowy segment blaszek oddzielonych dwustronnym wierceniem. Przepłukać i ponownie pobrać wymaz, jeśli wystąpi krwawienie, aby wyraźnie uwidocznić rdzeń kręgowy odsłonięty pod oknem laminektomii (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1E).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przecięcie
<ol>
	<li>Wywołaj uraz rdzenia kręgowego poprzez przecięcie odsłoniętego rdzenia za pomocą jednego plastra ostrza.
	<ol>
		<li>Użyj wąskiego, okrągłego ostrza z krawędzią tnącą, aby przeciąć pępowinę na środku okienka laminektomii. Upewnij się, że zamiatałeś boczne wgłębienia kręgosłupa, aby wywołać całkowite uszkodzenie przecięcia (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1G).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Potwierdź kompletność urazu po przecięciu za pomocą kleszczyków z cienką końcówką i usuń wszelkie pozostałe połączenia w miejscu przecięcia.</li>
	<li>Kontroluj krwawienie, jeśli występuje, przed zamknięciem warstw chirurgicznych.</li>
	<li>Użyj ciepłej soli fizjologicznej do przepłukania i usunięcia krwawienia, które występuje z przeciętych pni pępowiny. Użyj bawełnianego wacika, aby delikatnie docisnąć, aby w razie potrzeby uzyskać hemostazę. Uważaj, aby nie uciskać rdzenia kręgowego.</li>
</ol>
4. Zamknięcie i natychmiastowa opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Zbliż mięśnie do siebie i zszyj warstwą.
	<ol>
		<li>Po osiągnięciu hemostazy w miejscu przecięcia, zwolnij zakrzywiony uchwyt kleszczy na kręgach T10. Zbliż krawędzie wyciętych mięśni do siebie wzdłuż linii środkowej, aby uzyskać dobre ułożenie.</li>
		<li>Zszyj mięśnie warstwowo za pomocą wchłanialnych szwów 5-0 polyglactin 910. Upewnij się, że naturalna krzywizna kręgosłupa nie powoduje żadnego napięcia na linii szwów ani nie otwiera szwów, odsłaniając miejsce laminektomii.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamknij tkankę podskórną i skórę.
	<ol>
		<li>Użyj niewchłanialnych jedwabnych szwów 5-0, aby zamknąć nacięcie skóry. Przed zamknięciem upewnij się, że pod skórą nie pozostało krwawienie, skrzepy ani zanieczyszczenia. Na tym etapie może być konieczne końcowe nawadnianie ciepłą solą fizjologiczną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przerwij znieczulenie. Obserwuj zwierzę przez 10–30 minut, aż do wyzdrowienia. Przez ten czas zwierzę powinno pozostać na poduszce grzewczej. Zapewnij wodę, żel i uwodnioną karmę w klatce.</li>
	<li>W leczeniu pooperacyjnym należy profilaktycznie przyjmować buprenorfinę (dwa razy dziennie), enrofloksacynę (raz dziennie) przez pierwsze dwa dni. Dodatkowo należy ręcznie opróżniać pęcherz co najmniej dwa razy dziennie, postępując zgodnie z wytycznymi komisji etycznej ds. zwierząt. 
	UWAGA: Zwierzęta w tym eksperymencie były oceniane dwa razy dziennie pod kątem ich ogólnego stanu zdrowia i samopoczucia, co obejmowało sprawdzenie utrzymującego się bólu (w celu podania dodatkowych dawek buprenorfiny) lub infekcji (dodatkowa enrofloksacyna), ich stanu odżywienia i nawodnienia (podać płyny do wstrzykiwań, jeśli są odwodnione) oraz wszelkich oznak autotomii (zapewnić pielęgnację ran w przypadku niewielkiej autotomii). Zdecydowanie zaleca się, aby te aspekty opieki pooperacyjnej, w tym decyzje dotyczące eutanazji, były ustalane pod kierunkiem instytucjonalnej komisji etycznej ds. zwierząt.</li>
</ol>
5. Ocena modelu szkody
<ol>
	<li>Ustalenie utraty funkcji motorycznych.
	<ol>
		<li>Oceń zachowanie motoryczne rannych myszy 2, 7, 14, 21 i 28 dni po urazie na otwartym polu za pomocą skali Basso Mouse Scale (BMS), aby określić utratę funkcji9 (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C–E).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Histologiczne potwierdzenie urazu
	<ol>
		<li>Zbierz uszkodzone rdzenie kręgowe wraz z kręgosłupami po eutanazji (wykonanej za pomocą dwutlenku węgla w tym eksperymencie, zatwierdzonym przez komisję etyki zwierząt).</li>
		<li>Utrwal tkankę przez zanurzenie na noc w 4% paraformaldehydzie i odwapnij kości poprzez leczenie 20% kwasem etylenodiaminotetraoctowym (EDTA) przez 3 tygodnie, zastępując świeży EDTA co 48 godzin.</li>
		<li>Przygotuj odwapnione kolce do kriosekcji i pokrój je na odcinki o grubości 30 μm.</li>
		<li>Zamontuj sekcje na szkiełkach pokrytych żelatyną w celu barwienia immunologicznego przeciwciałami anty-GFAP i Hoechst 33342.</li>
		<li>Zobrazuj preparaty na mikroskopie fluorescencyjnym (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A) i wykonaj pomiary wielkości obrażeń za pomocą oprogramowania do analizy obrazu (np. oprogramowania do analizy Nikon - NIS Elements [<silna klasa="xfig">Rysunek 3B]).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Sharif-Alhoseini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury: a systematic review.</a> Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).</li>
<li>Lee, D. H., Lee, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+axon+regeneration+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Animal models of axon regeneration after spinal cord injury.</a> Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).</li>
<li>Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharif-Alhoseini%2C+M+%22Topics+in+Paraplegia%22">Topics in Paraplegia</a>. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).</li>
<li>Talac, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury+for+evaluation+of+tissue+engineering+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies.</a> Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).</li>
<li>Nakae, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+animal+model+of+spinal+cord+injury+as+an+experimental+pain+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+%26+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model.</a> Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023(2011).</li>
<li>Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+used+in+spinal+cord+regeneration+research%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Animal models used in spinal cord regeneration research.</a> Spine. 27, 1504-1510 (2002).</li>
<li>Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury%3A+current+mammalian+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury: current mammalian models.</a> American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).</li>
<li>Harrison, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebral+landmarks+for+the+identification+of+spinal+cord+segments+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse.</a> Neuroimage. 68, 22-29 (2013).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+spinal+cord+injury+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains.</a> Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+from+spinal+cord+injury%3A+a+new+transection+model+in+the+C57Bl%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse.</a> Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Metoda ta indukuje u myszy całkowite uszkodzenie typu transsekcji na poziomie kręgów T10, co skutkuje całkowitą paraplegią zwierzęcia, poniżej poziomu urazu. Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta skutkuje minimalnym krwawieniem, znikomymi uszkodzeniami ubocznymi i stabilnym, powtarzalnym urazem. W porównaniu z wcześniej opublikowanymi metodami przecięcia bez laminektomii10, metoda ta oferuje korzyści w postaci bezpośredniej wizualizacji bez manipulowania krzywizną kręgosłupa, lepszej kontroli nad komple...

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) to złożony problem medyczny, który powoduje drastyczne zmiany w zdrowiu i stylu życia. Nie ma lekarstwa na SCI, a patofizjologia SCI nie jest dokładnie poznana. Zwierzęce modele SCI, w szczególności modele gryzoni, stanowią nieocenione narzędzie do testowania nowych metod leczenia i są wykorzystywane do badania SCI od dziesięcioleci. Do tej pory w ponad 72% przedklinicznych badań SCI wykorzystano modele szczurze, w porównaniu z zaledwie 16%, w których użyto myszy1. Chociaż szczury, ze względu na ich większe rozmiary i tendencję do tworzenia jam podobnych do ludzkiego SCI, tradycyjnie były preferowanymi zwierzętami modelowymi do badania nowych podejść terapeutycznych, myszy (w tym wiele transgenicznych modeli myszy) są obecnie częściej wykorzystywane do badania mechanizmów komórkowych i molekularnych SCI2. Model myszy oferuje dodatkowe korzyści w postaci łatwiejszej obsługi, szybszego tempa reprodukcji i niższych kosztów niż u szczurów; Myszy wykazują również wysoki stopień podobieństwa genomowego do ludzi1,2,3. Główną wadą modelu mysiego został zidentyfikowany znacznie mniejszy rozmiar, który stwarza wyzwania dla interwencji chirurgicznych w celu tworzenia i leczenia urazów rdzenia kręgowego4,5.
Istnieje luka w istniejącej literaturze, która podkreśla potrzebę solidnego i powtarzalnego protokołu chirurgicznego w celu wywołania stabilnego SCI w modelu mysim. Dlatego w tym protokole zapewniamy nowatorskie i precyzyjne podejście chirurgiczne, aby przezwyciężyć te ograniczenia. Protokół ten zawiera szczegółowe wytyczne dotyczące wywoływania urazu typu przecięcia u myszy, ponieważ ten typ urazu został uznany za najbardziej odpowiedni do badania zmian regeneracyjnych i zwyrodnieniowych po urazie6, a także podejść neuroplastycznych, obwodów neuronowych i inżynierii tkankowej7. Zdecydowaliśmy się na wywołanie urazu w dolnej części klatki piersiowej, ponieważ SCI na poziomie klatki piersiowej jest najczęściej używany w literaturze1.

<table><tbody><tr><td>Baytril do wstrzykiwań 50 mg/mL, 50 mL</td><td>Provet</td><td>BAYT I</td><td>Lek do pielęgnacji pooperacyjnej</td></tr><tr><td>Betadine 500 mL</td><td>Provet</td><td>BETA AS</td><td>Materiałowy</td></tr><tr><td>uchwyt na igły Castroviejo, blokujący</td><td>ProSciTech</td><td>T149C</td><td></td></tr><tr><td>Ceramiczne ostrze z tlenku cyrkonu, okrągłe z ostrymi bokami, z pojedynczą krawędzią, kątowe</td> Waciki <td>bawełniane wielokrotnego użytku</td><td>ProSciTech</td><td>TXD101A-X</td></tr><tr><td>( 5szt)</td> <td>Multigate</td><td>21-893</td><td>Materiały eksploatacyjne</td></tr><tr><td>Dremel Micro</td><td>DREMEL</td><td>8050-N/18</td><td>Akumulatorowe narzędzie</td></tr><tr><td>obrotowe Kleszcze do opatrunków drobne</td><td>Multigate</td><td>06-306</td><td>Jednorazowe</td></tr><tr><td>wiertła</td><td>Kemmer Pr&auml; zision</td><td>SM 32 M 0550 070</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do #7b</td> wielokrotnego użytku <td>Dumont Fine Science Tools</td><td>11270-20</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta Dumont</td> wielokrotnego użytku, styl 5 <td>ProSciTech</td><td>T05-822</td><td></td></tr><tr><td>Trymer do futra</td> wielokrotnego użytku <td>WAHL</td><td>WA9884-312</td><td>Trymer do włosów Zero Overlap</td></tr><tr><td>Nożyczki do irysów, Ti, ostre końcówki, proste, 90mm</td><td>ProSciTech</td><td>TY-3032</td><td>Wielokrotnego użytku</td></tr><tr><td>Izoteza izofluranowa NXT 250</td><td>Provet</td><td>ISOF 00 HS</td><td>Środek znieczulający</td></tr><tr><td>Colibri Retraktor - 4cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela</td> wielokrotnego użytku <td>ProSciTech</td><td>T133</td><td></td></tr><tr><td>Lateksowe rękawiczki chirurgiczne wielokrotnego użytku rozmiar 7,5</td><td>Medline</td><td>MSG5475</td><td>Materiał eksploatacyjny</td></tr><tr><td>Chlorek sodu 0,9%</td> <td>STS</td><td>PHA19042005</td><td>Materiały eksploatacyjne</td></tr><tr><td>Sterylny zestaw opatrunkowy</td><td>Multigate</td><td>08-709</td><td>Jednorazowa</td></tr><tr><td>sterylna serweta nieprzepuszczalna dla płynów 60x60 cm</td><td>Multigate</td><td>29-220</td><td>Jednorazowa</td>jednorazowa</tr><tr><td>spirytus chirurgiczny 100 ml</td><td>Provet</td><td># SURG SP</td><td>Materiał do zszywania materiałów eksploatacyjnych</td></tr><tr><td>- JEDWAB BLK 45CM 5/0 FS-2</td><td>Johnson & Materiał</td> do <td>szwów jedwabnych</td>Johnson Medical <td>682G</td></tr><tr><td>- Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2</td><td>Johnson & Johnson Medical</td><td>VCP421H</td><td>Vicryl Suture</td></tr><tr><td>Temgesic 0,3 mg w 1 ml, x 5 ampułek (lek klasy S8)</td><td>Provet</td><td>TEMG I</td><td>Lek do opieki pooperacyjnej</td></tr></tbody></table>

indukcja całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection u myszy

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) w dużej mierze prowadzi do nieodwracalnej i trwałej utraty funkcji, najczęściej w wyniku urazu. Badanych jest kilka opcji leczenia, takich jak metody przeszczepu komórek, w celu przezwyciężenia wyniszczającej niepełnosprawności wynikającej z SCI. Większość badań przedklinicznych na zwierzętach przeprowadza się na modelach SCI u gryzoni. Podczas gdy modele szczurze SCI były szeroko stosowane, modelom mysim poświęcono mniej uwagi, mimo że modele myszy mogą mieć znaczną przewagę nad modelami szczurzymi. Niewielki rozmiar myszy równa się niższym kosztom utrzymania zwierząt niż w przypadku szczurów, a dostępność wielu transgenicznych modeli myszy jest korzystna dla wielu rodzajów badań. Wywołanie powtarzalnych i precyzyjnych urazów u zwierząt jest głównym wyzwaniem dla badań nad SCI, które u małych gryzoni wymagają bardzo precyzyjnej operacji. Model urazu typu transekcyjnego był powszechnie stosowanym modelem urazu w ciągu ostatniej dekady w badaniach terapeutycznych opartych na transplantacji, jednak nie istnieje ustandaryzowana metoda wywoływania całkowitego urazu typu transekcyjnego u myszy. Opracowaliśmy protokół chirurgiczny do wywoływania całkowitego urazu typu przecięcia u myszy C57BL / 6 na poziomie kręgów piersiowych 10 (T10). W zabiegu wykorzystuje się wiertło z małą końcówką zamiast rongeurs do precyzyjnego usunięcia blaszki, po czym do wywołania przecięcia rdzenia kręgowego używa się cienkiego ostrza z zaokrągloną krawędzią tnącą. Metoda ta prowadzi do powtarzalnego urazu typu przecięcia u małych gryzoni z minimalnym pobocznym uszkodzeniem mięśni i kości, a tym samym minimalizuje czynniki zakłócające, szczególnie tam, gdzie analizowane są behawioralne wyniki funkcjonalne.

Opracowana metoda, przedstawiona na Rysunku 1, obejmuje odpowiednią stabilizację myszy (Rysunek 1A) oraz dobrą wizualizację kręgosłupa i tkanek okołokręgosłupowych (Rysunek 1B). Wyrostki kolczyste i łuki kręgów można wyraźnie uwidocznić przy minimalnej dyssekcji mięśni i niewielkiej utracie krwi (Rysunek 1C, zaznaczona strefa). Wiercenie precyzyjnym wiertłem wykonuje się zgodnie z R...

Ten protokół opisuje, jak stworzyć precyzyjną laminektomię do indukcji stabilnego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection w modelu mysim, z minimalnymi szkodami ubocznymi dla badań nad uszkodzeniem rdzenia kręgowego.

Indukcja całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection u myszy

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Protokół ten zapewnia precyzyjny, chirurgicznie kontrolowany uraz w celu wywołania pełnego przecięcia rdzenia kręgowego u myszy o wysokiej odtwarzalności i bardzo wysokich wskaźnikach przeżycia. Użycie precyzyjnego wiertła do urazu kości minimalizuje uszkodzenia otaczającej tkanki, umożliwiając modelowanie urazu i reakcji na leczenie z większą dokładnością. Aby wykonać laminektomię, po potwierdzeniu braku reakcji na odruch pedałowania u znieczulonej ośmio- do 10-tygodniowej samicy myszy C57 black 6, należy ogolić futro z tyłu, aby odsłonić obszar chirurgiczny nad grzbietowym kręgosłupem i wysterylizować ogolony obszar sterylnymi wacikami nasączonymi płynem antyseptycznym jodu powidonu i spirytusem chirurgicznym.Za pomocą skalpela wykonaj pionowe nacięcie w linii środkowej na poziomie kręgów T10 i użyj prostych kleszczy, aby podnieść skórę z leżącej poniżej powięzi, aby ułatwić umieszczenie retraktora. Aby odsłonić kolce kręgów od T9 do T11, użyj krawędzi skalpela, aby wykonać małe nacięcie w linii środkowej w tkance podskórnej i powięzi pod spodem, a następnie użyj cienkich, nieostrych kleszczy, aby stępić, wypreparować i odbić powięź. Aby odsłonić blaszki, użyj końcówki skalpela,

induction-of-complete-transection-type-spinal-cord-injury-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Przeprowadzono podłużną analizę ubytku kostnego w kościach udowych i piszczelowych u dorosłych myszy po urazie rdzenia kręgowego, wykorzystując sekwencyjne skanowanie rentgenowskie w niskiej dawce. Ubytek kostny w obrębie kości piszczelowych stwierdzono przez cały okres trwania badania, natomiast ubytek w kości udowej wykryto dopiero 40 dni po urazie.

Podłużna ocena utraty masy kostnej kończyn tylnych myszy po urazie rdzenia kręgowego z wykorzystaniem nowej metodologii in vivo

Źródło: Elzat, E. Y. Y.,  i wsp., Ustalanie modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy w oparciu o technikę minimalnie inwazyjną. J. Vis. Exp. (2022). Ten film przedstawia metodę wywoływania kontuzji rdzenia kręgowego na poziomie T9 w modelu mysim przy użyciu platformy współosiowej urazu rdzenia kręgowego. Na rdzeń kręgowy na poziomie T9 upuszczany jest ciężar, który tworzy stłuczenie, które natychmiast powoduje przebarwienie i obrzęk tkanek.

Wywoływanie stłuczenia rdzenia kręgowego w modelu mysim za pomocą platformy koncentrycznej po urazie rdzenia kręgowego

Źródło: Kumar, S., et. al. Mysi model odleżyn po urazie rdzenia kręgowego. J. Vis. Exp. (2019)Ten film pokazuje szczegółową indukcję uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy. Znieczulona mysz jest preparowana w celu odsłonięcia kręgów T9-T10, a ich wyrostki kolczyste są usuwane. Odsłonięty rdzeń kręgowy jest następnie przecięty w celu zadania urazu. Obszar chirurgiczny jest następnie zamykany, a mysz może dojść do siebie.

Generowanie modelu myszy z urazem rdzenia kręgowego

Opisano nowatorską technikę tworzenia powtarzalnego modelu in vivo uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u myszy.  Technika ta opiera się na stabilizacji kręgosłupa poprzez unieruchomienie fasetek szyjnych i uszkodzenie rdzenia kręgowego za pomocą oscylującego ostrza z dokładnością do ±0,01 mm.

Kontrolowane uszkodzenie szyjki macicy u myszy

Uraz rdzenia kręgowego to traumatyczny stan, który powoduje ciężką zachorowalność i wysoką śmiertelność. W niniejszej pracy szczegółowo opisano model kontuzji rdzenia kręgowego u myszy, po którym następuje przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych.

Przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych w eksperymentalnym modelu kontuzyjnym uszkodzenia rdzenia kręgowego

Fotozakrzepica jest minimalnie inwazyjną i wysoce powtarzalną procedurą wywoływania ogniskowego niedokrwienia rdzenia kręgowego i służy jako model uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy.

Ogniskowe niedokrwienie wywołane fotozakrzepicą jako model uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy

Ten artykuł opisuje metodę generowania powtarzalnego uszkodzenia kompresyjnego rdzenia kręgowego (SCI) u noworodka myszy. Model ten stanowi korzystną platformę do badania mechanizmów plastyczności adaptacyjnej, które leżą u podstaw spontanicznej odbudowy funkcjonalnej.

Model urazu kompresyjnego rdzenia kręgowego u noworodków myszy

Wprowadzamy model uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanki, który może powodować stałe uszkodzenie rdzenia kręgowego u dorosłych myszy.

Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy

Minimalnie inwazyjne techniki i proste urządzenie laboratoryjne poprawiają odtwarzalność modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego, zmniejszając uszkodzenia operacyjne u zwierząt doświadczalnych i umożliwiając utrzymanie anatomicznej morfologii. Metoda ta jest opłacalna, ponieważ wiarygodne wyniki i powtarzalna procedura ułatwiają badanie mechanizmów naprawy choroby.

Ustalenie modelu urazu rdzenia kręgowego stłuczenia u myszy w oparciu o technikę minimalnie inwazyjną

Obecny protokół symulujący zespół centralnego rdzenia kręgowego (CCS) u myszy poprawił powtarzalność i zminimalizował uszkodzenia operacyjne zwierząt doświadczalnych, unikając nadmiernego naruszania struktury anatomicznej. Strategia zawarta w tym badaniu jest korzystna, ponieważ pozwala na badanie mechanizmów urazów poprzez uzyskanie spójnych wyników.

Opracowanie modelu zespołu rdzenia kręgowego u myszy C57BL/6J

Prezentujemy tutaj nowatorskie zautomatyzowane urządzenie do leczenia urazów rdzenia kręgowego dla myszy, które może dokładnie tworzyć modele urazów rdzenia kręgowego w różnym stopniu.

Zautomatyzowany impaktor do modelu kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy

Naucz się precyzyjnej techniki laminektomii w celu indukcji całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy C57BL/6. Ten protokół zapewnia wysoką powtarzalność i przeżywalność zwierząt.

Indukcja całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection u myszy

Przeglądaj więcej filmów