Name: Stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Poznaj zintegrowany system anestezjologiczny z parownikiem niskoprzepływowym, respiratorem i monitorowaniem fizjologicznym dla myszy. Ta metoda zwiększa bezpieczeństwo, redukuje zużycie gazu i upraszcza procedury w laboratoriach z ograniczoną przestrzenią.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Purdue.
1. Konfiguracja waporyzatora o niskim przepływie
<ol>
	<li>Podawanie izofluranu lub sewofluranu
	<ol>
		<li>Wybierz źródło gazu nośnego. Aby skorzystać z wewnętrznej pompy powietrza, zdejmij czerwoną zaślepkę z portu wlotowego z tyłu systemu, umożliwiając systemowi zasysanie powietrza z pomieszczenia. Aby użyć sprężonego gazu, użyj regulatora ciśnienia lub reduktora ciśnienia ustawionego na 15 PSI i podłącz do portu sprężonego gazu z tyłu systemu.</li>
		<li>Podłącz pojemnik na węgiel drzewny do portu wylotowego.</li>
		<li>Podłącz złącze akcesoriów do portów wdechu i wydechu z przodu systemu. Połącz komorę indukcyjną z gałęziami za pomocą niebieskich klipsów, a stożek nosowy z gałęziami za pomocą białych klipsów (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do wentylacji mechanicznej
	<ol>
		<li>Podłącz rurkę złącza intubacyjnego do żółtych zacisków oznaczonych kodem (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Skalibruj respirator, wykonując kalibrację martwej przestrzeni. Na ekranie Vent Run (Uruchamianie odpowietrznika) dotknij opcji Setup (Konfiguracja), a następnie Calib & Tests (Calib i testy). Wybierz Deadspace Calibration (Kalibracja martwej przestrzeni) i naciśnij przycisk Dial B.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do pulsoksymetrii
	<ol>
		<li>Podłącz czujnik do portu z tyłu systemu, oznaczonego jako MouseSTAT.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do ocieplenia
	<ol>
		<li>Podłącz podkładkę grzewczą do portu "Pad Power" z przodu systemu.</li>
		<li>Podłącz jeden czujnik do portu "Body Sensor", a drugi do portu "Pad Sensor". Przymocuj czujnik podkładki do podkładki grzewczej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Konfiguracja ustawień
<ol>
	<li>Do znieczulenia
	<ol>
		<li>Włącz system znieczulający. Na ekranie Anest Run dotknij opcji Konfiguruj.</li>
		<li>Wybierz środek znieczulający. Dotknij opcji Wpisz Anest, a następnie obróć pokrętło B, aby wybrać Isoflurane lub Sevoflurane.</li>
		<li>Ustawić rozmiar strzykawki. Dotknij opcji Rozmiar strzykawki, a następnie obróć pokrętło B, aby wybrać rozmiar.</li>
		<li>Dotknij przycisku Wstecz, aby powrócić do ekranu Anest Run.</li>
		<li>Za pomocą adaptera do butelki napełnić strzykawkę środkiem znieczulającym.</li>
		<li>Podłączyć strzykawkę do systemu znieczulającego. Dotknij opcji Usuń, aby w razie potrzeby przesunąć blok popychacza do tyłu.</li>
		<li>Zalać strzykawkę. Dotknij i przytrzymaj Prime, aby przesunąć blok popychacza do przodu, aż blok popychacza dotknie górnej części tłoka strzykawki. Obracanie B przy przytrzymaniu przycisku Prime reguluje prędkość bloku popychacza.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do wentylacji mechanicznej
	<ol>
		<li>Dotknij karty Vent Run Screen (Ekran uruchamiania odpowietrznika), a następnie opcji Setup (Konfiguracja).</li>
		<li>Dotknij opcji Masa ciała i wprowadź wagę zwierzęcia.</li>
		<li>Dotknij opcji Priorytet, aby wybrać wentylację sterowaną objętością lub ciśnieniem. Ustawienie masy ciała automatycznie ustawia odpowiednią częstość oddechów i objętość oddechową.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do pulsoksymetrii
	<ol>
		<li>Dotknij karty Oxi Run Screen, a następnie Ustawienia.</li>
		<li>Dotknij HR i obróć pokrętło B, aby ustawić minimalny dozwolony odczyt tętna. Dostępne są ustawienia wstępne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do ocieplenia
	<ol>
		<li>Na ekranie Warm Run (Ciepły przebieg) dotknij opcji Setup (Konfiguracja). Wybierz metodę ogrzewania i ustawienie temperatury docelowej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Rozpocznij podawanie znieczulenia
<ol>
	<li>Znieczulenie myszy
	<ol>
		<li>Na ekranie Anest Run dotknij opcji Start Induction (Rozpocznij indukcję), aby rozpocząć przepływ powietrza. Domyślne natężenie przepływu indukcji wynosi 500 ml/min. Przekręcanie pokrętła A dostosowuje natężenie przepływu w razie potrzeby.</li>
		<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej, szczelnie zamykając pokrywę. Ustaw pokrętło stężenia środka znieczulającego na 3% dla izofluranu.</li>
		<li>Monitoruj, aż mysz osiągnie pożądaną płaszczyznę znieczulenia, określoną przez zmniejszenie częstości oddechów i utratę odruchu prostowania, gdy komora jest przechylona. W razie potrzeby wyreguluj pokrętło stężenia środka znieczulającego.</li>
		<li>Gdy zwierzę utraci odruch prostowania i zostanie odpowiednio znieczulone, dotknij opcji Zatrzymaj indukcję.</li>
		<li>W razie potrzeby dotknij komory spłukiwania, aby opróżnić komorę z resztkowego gazu znieczulającego.</li>
		<li>Otwórz zaciski prowadzące do stożka nosowego i zamknij zaciski prowadzące do komory.</li>
		<li>Dotknij opcji Start Nose Cone (Rozpocznij stożek nosowy). Ustawienie masy ciała określa natężenie przepływu stożka nosowego, chociaż można je regulować ręcznie, obracając pokrętło A.</li>
		<li>Natychmiast dopasuj stożek nosowy i wyśrodkuj zwierzę na podkładce grzewczej na podczerwień.</li>
		<li>Włóż czujnik zwierząt jako sondę doodbytniczą.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Rozpocznij wentylację mechaniczną
<ol>
	<li>Zaintubuj zwierzę.
	<ol>
		<li>Przenieś zwierzę do etapu intubacji, utrzymując zwierzę w stanie znieczulenia.</li>
		<li>Zawiesić zwierzę na górnych siekaczach za pomocą nici przymocowanej do pionowego etapu intubacji (ryc. 3).</li>
		<li>Delikatnie przesuń język zwierzęcia na bok i uwidocznij tchawicę za pomocą świateł dołączonych do zestawu do intubacji.</li>
		<li>Ostrożnie włóż rurkę dotchawiczą i sprawdź prawidłowe umieszczenie, podłączając mały pęcherz powietrzny do rurki i sprawdzając, czy płuca się napełniają.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podłącz rurkę dotchawiczą do rurki wentylacyjnej.</li>
	<li>Dotknij opcji Zatrzymaj stożek nosowy, a następnie dotknij opcji Uruchom wentylator. 
	UWAGA: Ustawienie masy ciała automatycznie określa prawidłowe tempo oddychania i objętość oddechową. Aby przeprowadzić wentylację sterowaną ciśnieniem, należy ustawić docelowe ciśnienie wdechowe w zakresie 15-18 cm H2O. W razie potrzeby należy dostosować ustawienia respiratora zgodnie z protokołami chirurgicznymi.</li>
</ol>
5. Rozpocznij monitorowanie fizjologiczne
<ol>
	<li>Umieść czujnik nad tylną łapą zwierzęcia (<silna klasa="xfig">Rysunek 4). Pulsoksymetr automatycznie rozpocznie odczyt HR i SpO2. Dotknij karty Oxi Run Screen Tab, aby view dane pulsoksymetrii.</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWard%2C+CS+%22Physical+principles+and+maintenance.+Anaesthetic+equipment%22">Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment</a>. , W. B. Saunders. London. (1985).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+Low-flow+Digital+Anesthesia+System+for+Mice+and+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e54436(2016).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+animal+anaesthesia%22">Laboratory animal anaesthesia</a>. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).</li>
<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Mullin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthesia+carrier+gas+on+in+vivo+circulation+times+of+ultrasound+microbubble+contrast+agents+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+%26+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats.</a> Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).</li>
<li>Flores, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging%3A+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging+and+Biology%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192(2008).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTranquilli%2C+WJ+%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+and+Pharmaceutical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals.+8th+edn%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn</a>. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
<li>Zarndt, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+%28Cavia+porcellus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li>
<li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li>
</ol>

Projekt ten został wsparty sprzętem i funduszami przez Kent Scientific Corporation. Autorzy, Krista Bigiarelli i Dave FitzMiller, są pracownikami firmy Kent Scientific Corporation, która produkuje sprzęt używany w tym artykule. Publikacja tego artykułu w otwartym dostępie jest sponsorowana przez Kent Scientific Corporation.

Ten cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie integruje systemy anestezjologii, wentylacji, ogrzewania i monitorowania fizjologicznego w jednym urządzeniu. Dodatkowo system zawiera wewnętrzną pompę, dzięki czemu może zasysać powietrze z otoczenia do wykorzystania jako gaz nośny, eliminując potrzebę korzystania ze źródła sprężonego gazu.
W tej procedurze system jest używany jako jedyny element wyposażenia zastępujący parownik znieczulający, wentylator mechaniczny, pulsoksymetr i podkładkę rozgrzewającą. Wcześniej zademonstrowaliśmy podawanie środka znieczulającego przy natężeniu przepływu 100 ml / min2 . Ustawienia natężenia przepływu mają kluczowe znaczenie dla tej techniki podawania środka znieczulającego, ponieważ natężenie przepływu bezpośrednio kontroluje objętość użytego płynnego środka znieczulającego. Wcześniej pokazaliśmy również, w jaki sposób przy niskich natężeniach przepływu można zaoszczędzić płyn znieczulający 1,2. Gdy tradycyjny waporyzator jest podłączony do wentylatora mechanicznego, parownik musi pracować w sposób ciągły, podczas gdy wentylator wpuszcza próbki ze strumienia gazu. W przypadku parownika cyfrowego ze zintegrowanym wentylatorem, tylko gaz niezbędny do wentylacji jest odprowadzany przez wentylator. Zmniejsza to koszty związane z płynem znieczulającym, gazami nośnymi i filtrami węglowymi.
Chociaż korzystanie z waporyzatora cyfrowego o niskim przepływie ma wiele zalet, istnieją również ograniczenia. System ten jest przeznaczony do pracy przy niskich natężeniach przepływu, idealnych dla gryzoni i innych małych ssaków, ale nie dostarcza znieczulenia powyżej natężenia przepływu 1000 ml / min. Ten konkretny system jest zatem odpowiedni tylko dla małych gatunków zwierząt. Zintegrowany pulsoksymetr zawiera czujnik przeznaczony wyłącznie do użytku na łapach. Czujnik nie jest zalecany do stosowania na ogonie, co może stanowić ograniczenie w przypadku niektórych zabiegów chirurgicznych. Ponadto, chociaż częstość oddechów może być monitorowana za pomocą tego systemu za pomocą czujnika łapy, uzyskanie spójnych zapisów oddechowych przez dłuższy czas może być trudne. Wreszcie, w przeciwieństwie do tradycyjnego waporyzatora, ten cyfrowy system wymaga energii elektrycznej. Baterie są dostępne do użytku w przypadkach, gdy energia elektryczna jest niedostępna lub w przypadku przerwy w dostawie prądu i mogą zasilać system przez kilka godzin użytkowania.
Ta konfiguracja i protokół demonstrują bezpieczne i skuteczne wykorzystanie cyfrowego systemu znieczulenia o niskim przepływie ze zintegrowanym respiratorem i modułami monitorowania fizjologicznego. Ta konfiguracja będzie przydatna we wszystkich laboratoriach z ograniczoną przestrzenią stołową lub tam, gdzie nie jest możliwe umieszczenie wielu elementów sprzętu i rurek w pobliżu pola operacyjnego. System typu "wszystko w jednym" ma wiele zalet, w tym eliminację zbiorników ze sprężonym gazem i oddzielnych urządzeń do monitorowania fizjologicznego. Ogólnie rzecz biorąc, ten zintegrowany system może być rozważany przez grupy, w których korzystanie z tradycyjnego waporyzatora nie jest idealne.

Badania z udziałem modeli zwierzęcych często wymagają specjalistycznego sprzętu do zbierania danych. Istnieją dwa popularne rodzaje waporyzatorów anestezjologicznych powszechnie stosowanych w chirurgii małych zwierząt. Tradycyjne waporyzatory anestezjologiczne opierają się na pasywnym odparowywaniu lotnych środków znieczulających w oparciu o ciśnienie atmosferyczne i przepływ gazu1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Są zaprojektowane do pracy z natężeniami przepływu od 0,5 l/min do 10 l/min, co czyni je idealnymi dla dużych modeli zwierzęcych11.
Niedawno pokazaliśmy efekty działania cyfrowego waporyzatora o niskim przepływie w porównaniu z tradycyjnym waporyzatorem12,13. Cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie może być używany do utrzymywania zwierzęcia na stożku nosowym przy bardzo niskich natężeniach przepływu 1,5-2,2 razy większej niż objętość zwierzęcia na minutę14,15,16.
Istnieje wiele korzyści z korzystania z cyfrowego systemu znieczulenia. Zawiera wbudowaną pompę, która zasysa powietrze z otoczenia, które jest używane jako gaz nośny. Dzięki temu użytkownik może podać znieczulenie bez użycia sprężonego gazu. Ostatnie badania17,18 sugerują, że użycie powietrza zamiast tlenu jako gazu nośnego może być korzystne dla wielu procedur.
Monitorowanie fizjologiczne i funkcje ogrzewania mogą być również zainstalowane w cyfrowym systemie znieczulenia o niskim przepływie. W większości instytucji ocieplanie zwierząt i monitorowanie fizjologiczne są wymagane przez Instytucjonalne Komitety ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt19,20,21,22. Badania porównujące fizjologiczne działanie środków znieczulających wykazały drastyczne obniżenie temperatury ciała, funkcji serca i funkcji oddechowych23,24,25. Często wymagane jest umieszczenie zwierzęcia na podkładce rozgrzewającej w celu monitorowania i utrzymywania normalnej temperatury ciała. Dostępnych jest wiele metod ogrzewania zwierząt, takich jak podgrzewacze ciepłej wody, elektryczne poduszki grzewcze i lampy grzewcze, ale każda z nich ma istotne wady. W badaniach porównujących różne metody ocieplania zwierząt, stwierdzono, że ocieplenie dalekiej podczerwieni jest najbardziej korzystne26. Waporyzator cyfrowy posiada wbudowane homeotermiczne ogrzewanie dalekiej podczerwieni w celu utrzymania określonej temperatury ciała zwierzęcia. Eliminuje to potrzebę stosowania dodatkowych kontrolerów podkładek grzewczych.
Oprócz monitorowania temperatury ciała, pulsoksymetria jest popularną metodą monitorowania tętna zwierzęcia i nasycenia tlenem. Ta nieinwazyjna metoda jest prosta, dokładna i zapewnia ogólną ocenę zdolności zwierzęcia do regulowania poziomu natlenienia krwi. Czujnik łapy do pulsoksymetrii można podłączyć do systemu anestezjologicznego, jak to już wcześniej pokazaliśmy2.
Wentylacja mechaniczna jest często wymagana, gdy zwierzę jest poddawane dłuższemu znieczuleniu, lub gdy wzorzec oddychania zwierzęcia musi być kontrolowany. Cyfrowy waporyzator o niskim przepływie ma możliwość dostarczania kontrolowanych oddechów z kontrolą ciśnienia lub objętości. Zintegrowany wentylator eliminuje potrzebę stosowania zewnętrznego wentylatora i nadmierne wymagania dotyczące konfiguracji przewodów.
Ponieważ wszystkie te popularne monitory i funkcje są połączone w jeden sprzęt, konfiguracja przewodów jest znacznie uproszczona. Celem tego protokołu jest zademonstrowanie konfiguracji i użytkowania cyfrowego systemu anestezjologicznego typu "wszystko w jednym".

<table><tbody><tr><td>Zestaw do intubacji</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Zawiera etap intubacji, rurkę intubacyjną, światło LED</td></tr><tr><td>Izofluran Płynna inhalacja 99,9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Szklana butelka 250 ml</td></tr><tr><td>Pulsoksymetr MouseSTAT</td> Kent <td>Scientific Corporation</td><td>SS-03</td> zintegrowany ze zbiornikiem tlenu <td>SomnoSuite</td></tr><tr><td></td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Klasa medyczna O2</td></tr> <tr><td>Automatyczny wentylator 99% RoVent</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>zintegrowany z SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital System anestezjologiczny</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Zawiera homeotermiczny regulator ogrzewania RightTemp, podkładkę i czujniki temperatury</td></tr><tr><td>Zestaw startowy myszy SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Zawiera stożek nosowy, strzykawki, komorę indukcyjną i kanister na węgiel drzewny</td></tr></tbody></table>

stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Cyfrowe waporyzatory o niskim przepływie zwykle wykorzystują pompę strzykawkową do bezpośredniego podawania lotnych środków znieczulających do strumienia gazu nośnego. Zgodnie z zaleceniami dotyczącymi dobrostanu zwierząt, zwierzęta są ogrzewane i monitorowane podczas zabiegów wymagających znieczulenia. Powszechny sprzęt do anestezjologii i monitorowania fizjologicznego obejmuje zbiorniki gazu, parowniki i stojaki anestezjologiczne, kontrolery i podkładki grzewcze, respiratory mechaniczne i pulsoksymetry. Komputer jest również niezbędny do zbierania danych i uruchamiania oprogramowania sprzętowego. W mniejszych przestrzeniach lub podczas wykonywania prac terenowych skonfigurowanie całego tego sprzętu w ograniczonej przestrzeni może być trudne.
Celem tego protokołu jest zademonstrowanie najlepszych praktyk korzystania z cyfrowego waporyzatora o niskim przepływie, wykorzystującego zarówno sprężony tlen, jak i powietrze w pomieszczeniu, wraz ze zintegrowanym wentylatorem mechanicznym, pulsoksymetrem i ogrzewaniem dalekiej podczerwieni jako kompleksowego zestawu do znieczulenia i monitorowania fizjologicznego, idealnego dla gryzoni.

W badaniu wykorzystano dziesięciotygodniowe, samce myszy szczepu C57Bl6j typu dzikiego o masie 25,41 ± 0,8 g. Myszy poddano znieczuleniu i utrzymywano w tym stanie za pomocą maski nosowej lub intubacji z wykorzystaniem zintegrowanego respiratora z zastosowaniem 1,5-2,5% izofluranu, monitorując jednocześnie częstość akcji serca oraz saturację tlenem. Zwierzęta przebywały w grupach w klatkach mikroizolacyjnych z wolnym dostępem do standardowej karmy dla gryzoni i wody z poidełek.
Częstość akcji serca oraz SpO2 monitorowano podczas utrzymania stanu znieczulenia za pomocą pulsoksymetrii (Rysunek 5, Rysunek 6 oraz Rysunek 7). Temperaturę ciała utrzymywano na poziomie 36,5-37,5 °C za pomocą podgrzew서nej maty podczerwonej i lampy grzewczej. Zwierzęta wentylowane otrzymywały ciągłą dawkę izofluranu podczas procedury intubacji za pomocą statywu do intubacji z zintegrowanym stożkiem nosowym. Każda mysz była pomyślnie wentylowana lub utrzymywana na stożku nosowym przy niskich przepływach powietrza pokojowego (RA) lub tlenu (O2) nieprzekraczających 141 mL/min przez 15 minut. Częstość akcji serca i saturacja krwi tlenem u zwierząt pozostawały stabilne, z niewielkimi istotnymi zmianami w obu pomiarach dla wszystkich grup. SpO2 utrzymywało się w zakresie 82-99% dla wszystkich grup, natomiast temperaturę ciała utrzymywano w przedziale 36,5-37,5 °C. Zaobserwowano, że zarówno położenie pulsoksymetru, jak i temperatura ciała wpływały na pomiary SpO2. W przypadku stwierdzenia niewłaściwego odczytu z pulsoksymetru korygowano rozmieszczenie sensora oraz poziom ogrzewania, aby utrzymać stabilną temperaturę głęboką ciała.
W celu określenia istotności danych przedstawionych na Rysunku 5, Rysunku 6 oraz Rysunku 7 przeprowadzono dwuczynnikową analizę wariancji (ANOVA) z poprawką Bonferroniego. Za istotną uznano wartość p mniejszą niż 0,05.
<img alt="Schemat znieczulenia, konfiguracja dla gryzoni, system SomnoSuite, obwód przepływu gazu do badań inhalacyjnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat konfiguracji przewodów do indukcji znieczulenia i utrzymania maski nosowej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat systemu anestezji gryzoni; sprzęt medyczny, proces podawania anestezji inhalacyjnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Schemat układu rurek do indukcji anestezji, intubacji i wentylacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura eksperymentu na zwierzętach z pobieraniem wymazów w warunkach laboratoryjnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Myszy otrzymywały ciągły dopływ izofluranu podczas procedury intubacji za pomocą statywu do intubacji z zintegrowanym stożkiem nosowym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Mysz w układzie eksperymentalnym do znieczulenia; testy na zwierzętach; podłączona rurka chirurgiczna i czujnik." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Umiejscowienie zintegrowanego czujnika pulsoksymetrycznego na tylnej łapie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Wykres słupkowy średniej częstotliwości akcji serca; RA i stożek nosowy O₂ w porównaniu z wentylowanymi; porównanie danych; analiza bpm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Średnia częstotliwość akcji serca w ciągu 15 minut ± SD przy podawaniu powietrza pokojowego (RA) lub 100% tlenu (O2) przez stożek nosowy lub wentylacji przez rurkę tchawiczą (n=5/grupa). Nie zaobserwowano istotnych różnic między grupami. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza tętna; wykres bpm w czasie; stożek nosowy RA/O2, wentylowany; porównanie danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 6"> 
Rycina 6: Wartości tętna (bpm) zarejestrowane po wstępnej indukcji znieczulenia przy użyciu systemu znieczulenia o niskim przepływie. Średnie wartości tętna obliczone z 30-sekundowych odstępów czasu w ciągu 15 minut. Każdy punkt danych reprezentuje średnią ± SD wszystkich zwierząt w każdej grupie (n=5). W żadnej z grup nie zaobserwowano istotnych zmian tętna w ciągu 15-minutowego okresu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykresy saturacji krwi tlenem; porównanie RA/O2 przez kaniulę nosową i wentylacji w czasie wyrażonym w minutach." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Poziomy saturacji tlenem tkanek (%) po wstępnej indukcji znieczulenia z użyciem systemu znieczulenia niskoprzepływowego.Średnie wartości SpO2 obliczone z 30-sekundowych odstępów czasu w okresie 15 minut. Każdy punkt danych reprezentuje średnią ± SD dla wszystkich zwierząt w każdej grupie (n=5). W żadnej z grup nie zaobserwowano istotnych zmian SpO2 w ciągu 15-minutowego okresu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>

Tutaj prezentujemy protokół bezpiecznego i skutecznego podawania myszom gazu znieczulającego za pomocą cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie ze zintegrowanym respiratorem i modułami monitorowania fizjologicznego.

Stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Protokół ten podkreśla najlepsze zastosowania kompleksowego zestawu do znieczulenia i monitorowania fizjologicznego, który obejmuje elektroniczny waporyzator o niskim przepływie, zintegrowany respirator, pulsoksymetr i podkładkę rozgrzewającą dalekiej podczerwieni. Ta metodologia jest przydatna w każdym obiekcie z ograniczoną przestrzenią laboratoryjną lub laboratoryjną. System typu "wszystko w jednym" eliminuje również potrzebę stosowania zbiorników na sprężony gaz i oddzielnych urządzeń do monitorowania fizjologicznego.Procedurę zademonstruje Luke Schepers, doktorant inżynierii biomedycznej na Uniwersytecie Purdue. Aby skonfigurować parownik o niskim przepływie, wybierz źródło gazu nośnego i zdejmij czerwoną zaślepkę z portu wlotowego z tyłu systemu, aby umożliwić systemowi pobieranie powietrza z pomieszczenia. Jeśli używasz źródła sprężonego gazu, użyj regulatora ciśnienia i reduktora ciśnienia ustawionego na 15 funtów na cal kwadratowy.I podłącz urządzenie do portu gazowego sprężarki z tyłu systemu. Podłącz pojemnik na węgiel drzewny do portu wylotowego. Podłącz złącze akcesoriów do portów wdechowych i wydechowych z przodu systemu.Połącz komorę indukcyjną z gałęziami za pomocą niebieskich klipsów, a stożek nosowy z gałęziami za pomocą białych klipsów. Aby skonfigurować zintegrowany respirator, podłącz rurkę złącza intubacyjnego do odgałęzień za pomocą żółtych zacisków. Aby skalibrować martwą przestrzeń wentylatora na ekranie pracy wentylacji, dotknij opcji Ustawienia oraz kalibracja i testy, a następnie wybierz opcję Zmierz martwą przestrzeń i naciśnij Dial B.To skonfigurować zintegrowany pulsoksymetr, podłącz czujnik portu stat myszy z tyłu systemu.Aby skonfigurować podkładkę grzewczą dalekiej podczerwieni, podłącz podkładkę grzewczą do portu zasilania podkładki z przodu systemu. Następnie podłącz jeden czujnik do portu czujnika ciała, a drugi do portu czujnika podkładki i przymocuj czujnik podkładki do podkładki grzewczej. Aby skonfigurować ustawienia systemowe dotyczące podawania znieczulenia na ekranie Anest Run, dotknij opcji Setup (Konfiguracja) i wybierz środek znieczulający.Dotknij, wpisz anest i obróć pokrętło B, aby wybrać izofluran lub sewofluran. Aby ustawić ten rozmiar strzykawki, dotknij opcji Rozmiar strzykawki i obróć pokrętło B, aby wybrać rozmiar. Dotknij przycisku Wstecz, aby powrócić do ekranu Anest Run i użyj adaptera do butelki, aby napełnić strzykawkę środkiem znieczulającym.Podłącz strzykawkę do systemu anestezjologicznego i dotknij opcji Wyjmij, aby w razie potrzeby przesunąć blok popychacza do tyłu. Aby napełnić strzykawkę, należy nacisnąć i przytrzymać przycisk "zamocuj", aby przesunąć blok popychacza do przodu, aż klocek dotknie górnej części tłoka strzykawki. Aby skonfigurować wentylację mechaniczną, otwórz zakładkę Vent Run Screen (Ekran uruchamiania odpowietrznika) i naciśnij przycisk Setup.Naciśnij Waga ciała i wprowadź wagę zwierzęcia. Następnie naciśnij Priorytet, aby wybrać wentylację sterowaną objętościowo lub ciśnieniowo. Odpowiednia częstość oddechów i objętości oddechowe zostaną ustawione automatycznie.Aby ustawić parametry pulsoksymetrii, otwórz zakładkę ekranu Oxy run i naciśnij Setup. naciśnij Minimalne tętno i obróć pokrętło B, aby ustawić minimalny dozwolony odczyt tętna. Aby ustawić parametry ogrzewania na ekranie ciepłego biegu, naciśnij Setup i wybierz metodę ogrzewania oraz docelowe ustawienie temperatury.Aby znieczulić mysz z ekranu Anest Run, dotknij opcji Indukcja, aby rozpocząć przepływ powietrza. Domyślne natężenie przepływu indukcji wynosi 500 mililitrów na minutę. Obróć pokrętło A, aby w razie potrzeby wyregulować natężenie przepływu.Umieść mysz w komorze indukcyjnej i szczelnie zamknij pokrywę. Ustawić pokrętło stężenia środka znieczulającego na 3% dla izofluranu. Domyślne natężenie przepływu indukcji wynosi 500 mililitrów na minutę.Obróć pokrętło A, aby w razie potrzeby wyregulować natężenie przepływu. Naciśnij Podaj, aby rozpocząć podawanie znieczulenia. Gdy zwierzę jest już wystarczająco znieczulone, ponownie dotknij indukcji, a następnie komory płukania, aby zredukować resztki gazu znieczulającego w komorze.Otwórz klipsy prowadzące do stożka nosowego i zamknij zaciski prowadzące do komory. Dotknij stożka nosowego, aby rozpocząć przepływ powietrza i natychmiast dopasuj stożek nosowy do zwierzęcia. Wyśrodkuj zwierzę na podkładce grzewczej na podczerwień, a następnie włóż czujnik zwierzęcia jako sondę doodbytniczą, aby kontrolować temperaturę ciała.Aby zainicjować wentylację mechaniczną, umieść znieczulone zwierzę na etapie intubacji i użyj nici przymocowanej do etapu intubacji pionowej, aby zawiesić zwierzę na górnych siekaczach. Delikatnie odchyla język zwierzęcia na bok i użyj świateł dostarczonych w zestawie innowacji, aby uwidocznić tchawicę. Ostrożnie włóż rurkę dotchawiczą.Prawidłowe umieszczenie można zweryfikować, podłączając mały pęcherz powietrzny do rurki i sprawdzając, czy płuca są napompowane. Dotknij Zatrzymaj stożek nosowy, aby zatrzymać przepływ powietrza, zamknij zaciski do stożka nosowego i otwórz zaciski do rurki wentylacyjnej. Podłącz rurkę dotchawiczą do rurki wentylacyjnej i dotknij przycisku Uruchom wentylator, aby rozpocząć wentylację.Aby rozpocząć monitorowanie fizjologiczne, delikatnie przypnij czujnik do jednej tylnej łapy zwierzęcia, pulsoksymetr automatycznie zacznie odczytywać tętno i nasycenie krwi tlenem. Dotknij karty ekranu uruchamiania Oxy, aby view dane pulsoksymetrii. Tętno i nasycenie krwi tlenem można monitorować podczas konserwacji za pomocą symetrii impulsu.W tej reprezentatywnej analizie tętno zwierzęcia i nasycenie krwi tlenem pozostały stabilne, z kilkoma istotnymi zmianami zaobserwowanymi w obu pomiarach dla wszystkich grup. A przy nasyceniu krwi tlenem utrzymującym się od 82 do 99%Ta technika pozwala naukowcom na dostarczanie znieczulenia przy niższych prędkościach przepływu i bez potrzeby stosowania sprężonego gazu. Niższe natężenia przepływu prowadzą do mniejszej ilości odpadów gazowych i mniejszego narażenia personelu badawczego.

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Niniejszy protokół zawiera szczegółowy opis krok po kroku procedur wymaganych do wykonania pomiarów mechaniki układu oddechowego, jak również oceny reakcji dróg oddechowych na wdychaną metacholinę u myszy przy użyciu techniki wymuszonej oscylacji (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Kanada).

Ocena mechaniki układu oddechowego u myszy przy użyciu techniki wymuszonej oscylacji

Utrata odruchu prostowania od dawna służy jako standardowy substytut behawioralny dla utraty przytomności, zwany również hipnozą, u zwierząt laboratoryjnych.  Zmiany wrażliwości na lotne środki znieczulające spowodowane interwencjami farmakologicznymi można wykryć za pomocą starannie kontrolowanego systemu oceny o wysokiej przepustowości, który może być dostosowany do dostarczania dowolnego wziewnego środka terapeutycznego.

Ocena zmian w lotnej wrażliwości na znieczulenie ogólne myszy po miejscowej lub ogólnoustrojowej interwencji farmakologicznej

Perfuzja płuc Ex-Vivo (EVLP) umożliwiła przeszczep płuc u ludzi dzięki umożliwieniu oceny narządów i rozszerzeniu puli dawców. W tym miejscu opisujemy rozwój programu EVLP dla szczurów i udoskonalenia, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu do przyszłej rozbudowy.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

Ten rękopis opisuje szczegółowy protokół zbierania danych o ciśnieniu i objętości z myszy.

Pomiar pętli głośności ciśnienia w myszy

Tutaj prezentujemy protokół do bezpieczniejszego i skuteczniejszego podawania myszom gazu znieczulającego za pomocą cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie, wykorzystującego napędzany strzykawką parownik do bezpośredniego wtrysku.

Stosowanie cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie dla myszy i szczurów

Opisujemy model zespołu ostrej niewydolności oddechowej wywołanej kwasem solnym (ARDS) u prosiąt otrzymujących sedację środkami chlorowcowanymi, izofluranem i sewofluranem, za pomocą urządzenia używanego do wziewnej sedacji intensywnej terapii. Model ten może być wykorzystany do badania biologicznych mechanizmów działania czynników halogenowych na uszkodzenie i naprawę płuc.

Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni.

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

Proponowana konfiguracja umożliwia kontrolowaną wentylację mechaniczną i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego ruchu klatki piersiowej 3D u myszy i szczurów. Wykorzystaliśmy tę konfigurację do zbadania patofizjologii leżącej u podstaw dysfunkcji mięśni oddechowych wywołanej wentylacją mechaniczną.

Obrazowanie 3D Cine Magnetic Resonance ruchu oddechowego u myszy i szczurów wentylowanych mechanicznie

W niniejszym badaniu zaproponowano ustrukturyzowane podejście do ekstubacji dostosowane do szczurzych modeli wentylacji mechanicznej (MV). Podejście to ułatwia płynne przejście od oddychania MV do oddychania spontanicznego, jednocześnie minimalizując powikłania związane z ekstubacją. Standaryzacja odzwyczajania, udrażniania dróg oddechowych i opieki po ekstubacji zwiększa wiarygodność i odtwarzalność badań eksperymentalnych.

Usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie

Poznaj zintegrowany system anestezjologiczny z parownikiem niskoprzepływowym, respiratorem i monitorowaniem fizjologicznym dla myszy. Ta metoda zwiększa bezpieczeństwo, redukuje zużycie gazu i upraszcza procedury w laboratoriach z ograniczoną przestrzenią.

Stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni (Wideo) | JoVE Journal

Stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni

Przeglądaj więcej filmów