Name: Dotchawicze podawanie preparatu suchego proszku myszom (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę dotchawicznego podawania preparatu suchego proszku myszom, kluczową dla badań przedklinicznych chorób układu oddechowego. Technika umożliwia bezpieczne i precyzyjne dostarczanie leków do płuc.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Panom Rayowi Lee, Panu HC Leungowi i Panu Wallace'owi So za ich uprzejmą pomoc w stworzeniu źródła światła i insuplikatora proszku; oraz Wydziałowi Głównego Obiektu za pomoc w obrazowaniu zwierząt. Prace były wspierane przez Radę ds. Grantów Badawczych w Hongkongu (17300319).

Eksperymenty przeprowadzone w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Wykorzystania Żywych Zwierząt do Nauczania i Badań (CULATR), Uniwersytet w Hongkongu. W tym badaniu zastosowano preparaty suchego proszku przygotowane metodą liofilizacji rozpyłowej (SFD) zawierające 0,5% informacyjnego RNA lucyferazy (mRNA), 5% syntetycznego peptydu PEG12KL4 i 94,5% mannitolu (w/w) w celu wykazania ekspresji mRNA w klasie płuc16. Mediana masy średnicy aerodynamicznej (MMAD) proszku SFD wynosi 2,4 μm. Suszony rozpyłowo (SD) mannitol w proszku służy do badania wpływu objętości powietrza użytego w dyspersji proszku16. MMAD proszku SD wynosi 1,5 μm.
1. Wykonanie insulatora suchego proszku i ładowanie suchego proszku
<ol>
	<li>(Opcjonalnie) Zneutralizować ładunki elektrostatyczne suchego proszku (w fiolce) i okrągłej końcówki do pipety o pojemności 200 μl bez filtra. Używaj pistoletu antystatycznego lub wagi z funkcją dejonizacji zgodnie z instrukcją producenta.</li>
	<li>Przygotuj papier wagowy o wymiarach około 4 cm x 4 cm. Złóż papier na pół po przekątnej, a następnie rozłóż go.</li>
	<li>Odważyć 1-2 mg suchego proszku na papierze wagowym.</li>
	<li>Napełnij końcówkę pipety z żelem proszkiem przez szerszy otwór końcówki. Delikatnie stukaj, aby upakować proszek, aż proszek utworzy luźne aglomeraty w pobliżu wąskiego końca końcówki (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A). Należy unikać zbyt ciasnego pakowania proszku, ponieważ może to utrudnić dyspersję proszku.</li>
	<li>Podłącz końcówkę z proszkiem do strzykawki o pojemności 1 ml przez trójdrożny kran (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B). Rozmiar strzykawki można zmieniać w zależności od objętości powietrza używanego do dyspersji proszku. Podczas łączenia należy trzymać końcówkę i strzykawkę pionowo, aby zapobiec rozsypaniu się proszku. Jeśli podanie nie zostanie wykonane natychmiast, należy użyć parafilmu do uszczelnienia otworów końcówki i przechowywać go tymczasowo w odpowiednich warunkach do czasu podania.</li>
</ol>
2. Produkcja urządzenia do intubacji
<ol>
	<li>Źródło światła (<silna klasa="xfig">Rysunek 2)
	<ol>
		<li>Przygotuj niestandardowe źródło światła z latarką z diodą elektroluminescencyjną (LED) i elastycznym światłowodem o średnicy 0,8-1 mm.</li>
		<li>Wykonaj wyśrodkowany otwór na przezroczystej soczewce latarki LED za pomocą wiertarki ręcznej lub wiertła, aby światłowód ledwo mógł przejść.</li>
		<li>Przełóż światłowód przez otwór. Włącz latarkę LED, aby dostosować pozycję i głębokość wsunięcia, aby uzyskać maksymalną jasność na drugim końcu światłowodu.</li>
		<li>Przymocuj światłowód na miejscu za pomocą przezroczystego kleju epoksydowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kaniula prowadząca (<silna klasa="xfig">Rysunek 3)
	<ol>
		<li>Weź plastikową pipetę Pasteura o pojemności 1 ml (<klasa silna = "xfig">Rysunek 3A) i przytrzymaj pipetę na obu końcach.</li>
		<li>Użyj lampy alkoholowej (lub innych źródeł ciepła w laboratorium, takich jak palnik Bunsena), aby podgrzać środek pipety, umieszczając ją na wysokości 5-10 cm nad płomieniem (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B). Obróć pipetę, aby upewnić się, że jest równomiernie podgrzana.</li>
		<li>Gdy plastik stanie się miękki i odkształcalny, odsuń pipetę od płomienia i delikatnie ją rozciągnij.</li>
		<li>Przetnij rozciągniętą pipetę na środku nożyczkami na część A i część B (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C-E). Części A należy używać jako pipety z cienką końcówką, a części B jako kaniuli prowadzącej. Aby zwiększyć szansę na udaną intubację za pomocą kaniuli prowadzącej, wykonaj skos (niezbyt ostry, który może zwiększyć ryzyko zranienia zwierzęcia) na końcu części B (<silna klasa="xfig">Rysunek 3F). Po włożeniu końcówki pipety o pojemności 200 μl (do ładowania proszku) do kaniuli prowadzącej, powinna ona wystawać kaniuli na 1-2 mm. 
		UWAGA: Kaniula prowadząca (część B) o odpowiednim wymiarze (średnica wewnętrzna i zewnętrzna) do intubacji może mieć igłę o rozmiarze 21, która mieści się w środku, podczas gdy może również pasować do igły o rozmiarze 17. Może być konieczne wielokrotne rozciągnięcie pipet w celu uzyskania odpowiedniego wymiaru.</li>
		<li>(Opcjonalnie): Wytnij mały otwór na szerszym końcu kaniuli prowadzącej, aby była bardziej elastyczna i łatwiej było utrzymać światłowód (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3F). Otwór ten pozwala również na zamontowanie mikrorozpylacza do podawania ciekłego aerozolu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Intubacja
<ol>
	<li>Znieczulić mysz (BALB/c, 7-9 tygodni) ketaminą (100 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.</li>
	<li>Przygotuj platformę z pleksi i zamontuj ją na stojaku za pomocą zacisku (<silna klasa="xfig">Rysunek 4A). Umieść znieczuloną mysz na platformie (pod kątem około 60° nachylenia) w pozycji leżącej. Wysokość i kąt nachylenia platformy można regulować za pomocą położenia zacisku na stojaku.</li>
	<li>Zawieś mysz, zaczepiając jej siekacze o nylonową nić dentystyczną (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B). Zabezpiecz pozycję myszy kawałkiem taśmy lub gumką.</li>
	<li>Wprowadzić światłowód do kaniuli prowadzącej przed intubacją z końcówką światłowodu na poziomie otworu kaniuli prowadzącej. Włącz latarkę LED, aby się zaświecić.</li>
	<li>Delikatnie wysuń język myszy za pomocą kleszczy, aby odsłonić jej tchawicę.</li>
	<li>Drugą ręką przytrzymaj kaniulę prowadzącą ze światłowodem w środku. Włóż je przez jamę ustną. Dzięki oświetleniu ze światłowodu otwór tchawicy można uwidocznić jako otwór między strunami głosowymi.</li>
	<li>Wyrównaj skos kaniuli prowadzącej w kierunku linii środkowej otworu (<silna klasa="xfig">Rysunek 5A). Delikatnie zaintubuj kaniulę prowadzącą światłowodem do tchawicy, kierując najcieńszą końcówkę kaniuli na otwór tchawicy.</li>
	<li>Po intubacji szybko usuń światłowód i pozostaw kaniulę prowadzącą wewnątrz tchawicy (<silna klasa = "xfig">Rysunek 5B). Należy przestrzegać normalnego oddychania.</li>
	<li>Przytrzymaj pipetę z cienką końcówką (część A) przy otworze kaniuli prowadzącej i wdmuchnij niewielki podmuch powietrza (około 0,2 ml) do płuca myszy. Lekkie napompowanie w klatce piersiowej myszy wskazuje na prawidłową intubację. Wyjmij pipetę z cienką końcówką przed podaniem proszku.</li>
</ol>
4. Podawanie proszku
<ol>
	<li>Trzymać końcówkę z proszkiem, która jest podłączona do strzykawki, jak opisano w kroku 1.5. Upewnij się, że przepływ powietrza między strzykawką a końcówką jest odłączony.</li>
	<li>Pociągnąć tłok strzykawki do tyłu, aby pobrać 0,6 ml powietrza. 
	UWAGA: Objętość powietrza używanego do dyspersji proszku zależy od właściwości proszku i ilości załadowanego proszku. Jest to bardziej szczegółowo opisane w sekcji wyników.</li>
	<li>Przekręć zawór trójdrogowego zaworu odcinającego, aby połączyć przepływ powietrza między strzykawką a końcówką z proszkiem.</li>
	<li>Włóż końcówkę z proszkiem do kaniuli prowadzącej, która została już umieszczona w tchawicy myszy (<silna klasa="xfig">Rysunek 5C). Chwycić kaniulę prowadzącą i mocno wcisnąć tłok strzykawki jednym ciągłym ruchem, aby rozproszyć proszek w postaci aerozoli do płuc. 
	UWAGA: Wszelkie ruchy urządzenia do przodu powinny być zminimalizowane, aby uniknąć zranienia zwierzęcia.</li>
	<li>Zdejmij końcówkę i sprawdź, czy proszek wewnątrz końcówki został opróżniony. Jeśli nie, powtórz kroki od 4.1 do 4.4. 
	UWAGA: Jeśli proszek jest zbyt ciasno zapakowany z powodu nadmiernego stukania, może nie zostać prawidłowo zdyspergowany.</li>
	<li>Po zakończeniu podawania wyjmij kaniulę prowadzącą z tchawicy.</li>
	<li>Pozwól myszy dojść do siebie, ustawiając ją poziomo w pozycji leżącej z językiem do połowy wysuniętym, aby uniknąć zablokowania dróg oddechowych.</li>
</ol>

<ol><li>Newman, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+delivery+to+the+lungs%3A+challenges+and+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Therapeutic+Delivery%22%5BJournal%5D)">Drug delivery to the lungs: challenges and opportunities.</a> Therapeutic Delivery. 8 (8), 647-661 (2017).</li>
<li>Setter, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhaled+dry+powder+insulin+for+the+treatment+of+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Inhaled dry powder insulin for the treatment of diabetes mellitus.</a> Clinical Therapeutics. 29 (5), 795-813 (2007).</li>
<li>Muralidharan, P., Hayes, D., Mansour, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry+powder+inhalers+in+COPD%2C+lung+inflammation+and+pulmonary+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+on+Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Dry powder inhalers in COPD, lung inflammation and pulmonary infections.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 12 (6), 947-962 (2015).</li>
<li>de Boer, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry+powder+inhalation%3A+past%2C+present+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+on+Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Dry powder inhalation: past, present and future.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 14 (4), 499-512 (2017).</li>
<li>Das, S., Tucker, I., Stewart, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhaled+dry+powder+formulations+for+treating+tuberculosis%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Inhaled dry powder formulations for treating tuberculosis.</a> Current Drug Delivery. 12 (1), 26-39 (2015).</li>
<li>Okamoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stability+of+chitosan-pDNA+complex+powder+prepared+by+supercritical+carbon+dioxide+process%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Stability of chitosan-pDNA complex powder prepared by supercritical carbon dioxide process.</a> International Journal of Pharmaceutics. 290 (1-2), 73-81 (2005).</li>
<li>He, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+inhaled+recombinant+human+insulin+dry+powders%3A+pharmacokinetics%2C+pharmacodynamics+and+14-day+inhalation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacy+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of inhaled recombinant human insulin dry powders: pharmacokinetics, pharmacodynamics and 14-day inhalation.</a> Journal of Pharmacy and Pharmacology. 71 (2), 176-184 (2019).</li>
<li>Durham, P. G., Young, E. F., Braunstein, M. S., Welch, J. T., Hickey, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+dry+powder+combination+of+pyrazinoic+acid+and+its+n-propyl+ester+for+aerosol+administration+to+animals%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">A dry powder combination of pyrazinoic acid and its n-propyl ester for aerosol administration to animals.</a> International Journal of Pharmaceutics. 514 (2), 384-391 (2016).</li>
<li>Phillips, J. E., Zhang, X., Johnston, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry+powder+and+nebulized+aerosol+inhalation+of+pharmaceuticals+delivered+to+mice+using+a+nose-only+exposure+system%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+%28Journal+of+Visualized+Experiments%29%22%5BJournal%5D)">Dry powder and nebulized aerosol inhalation of pharmaceuticals delivered to mice using a nose-only exposure system.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (122), e55454(2017).</li>
<li>Nahar, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro%2C+in+vivo+and+ex+vivo+models+for+studying+particle+deposition+and+drug+absorption+of+inhaled+pharmaceuticals%29%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">In vitro, in vivo and ex vivo models for studying particle deposition and drug absorption of inhaled pharmaceuticals).</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 49 (5), 805-818 (2013).</li>
<li>Price, D. N., Muttil, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+Therapeutics+to+the+Lung%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Delivery of Therapeutics to the Lung.</a> Methods in Molecular Biology. 1809, 415-429 (2018).</li>
<li>Chang, R. Y. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proof-of-Principle+Study+in+a+Murine+Lung+Infection+Model+of+Antipseudomonal+Activity+of+Phage+PEV20+in+a+Dry-Powder+Formulation%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrobial+Agents+and+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Proof-of-Principle Study in a Murine Lung Infection Model of Antipseudomonal Activity of Phage PEV20 in a Dry-Powder Formulation.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).</li>
<li>Ito, T., Okuda, T., Takayama, R., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+an+Evaluation+Method+for+Gene+Silencing+by+Serial+Pulmonary+Administration+of+siRNA+and+pDNA+Powders%3A+Naked+siRNA+Inhalation+Powder+Suppresses+Luciferase+Gene+Expression+in+the+Lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+pharmaceutical+sciences%22%5BJournal%5D)">Establishment of an Evaluation Method for Gene Silencing by Serial Pulmonary Administration of siRNA and pDNA Powders: Naked siRNA Inhalation Powder Suppresses Luciferase Gene Expression in the Lung.</a> Journal of pharmaceutical sciences. 108 (8), 2661-2667 (2019).</li>
<li>Patil, J. S., Sarasija, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+drug+delivery+strategies%3A+A+concise%2C+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Lung+India%22%5BJournal%5D)">Pulmonary drug delivery strategies: A concise, systematic review.</a> Lung India. 29 (1), 44-49 (2012).</li>
<li>Ihara, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+Quantification+of+Gene+Silencing+by+Intratracheal+Administration+of+Dry+Powdered+Small-Interfering+RNA%2FChitosan+Complexes+in+the+Murine+Lung%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutical+Research%22%5BJournal%5D)">Histological Quantification of Gene Silencing by Intratracheal Administration of Dry Powdered Small-Interfering RNA/Chitosan Complexes in the Murine Lung.</a> Pharmaceutical Research. 32 (12), 3877-3885 (2015).</li>
<li>Qiu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+mRNA+pulmonary+delivery+by+dry+powder+formulation+of+PEGylated+synthetic+KL4+peptide%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Effective mRNA pulmonary delivery by dry powder formulation of PEGylated synthetic KL4 peptide.</a> Journal of Controlled Release. 314, 102-115 (2019).</li>
<li>Pfeifer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry+powder+aerosols+of+polyethylenimine+%28PEI%29-based+gene+vectors+mediate+efficient+gene+delivery+to+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Dry powder aerosols of polyethylenimine (PEI)-based gene vectors mediate efficient gene delivery to the lung.</a> Journal of Controlled Release. 154 (1), 69-76 (2011).</li>
<li>Kim, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doxorubicin-loaded+highly+porous+large+PLGA+microparticles+as+a+sustained-+release+inhalation+system+for+the+treatment+of+metastatic+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Doxorubicin-loaded highly porous large PLGA microparticles as a sustained- release inhalation system for the treatment of metastatic lung cancer.</a> Biomaterials. 33 (22), 5574-5583 (2012).</li>
<li>Tonnis, W. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+aerosol+generator+for+homogenous+distribution+of+powder+over+the+lungs+after+pulmonary+administration+to+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">A novel aerosol generator for homogenous distribution of powder over the lungs after pulmonary administration to small laboratory animals.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (3), 1056-1063 (2014).</li>
<li>Hoppentocht, M., Hoste, C., Hagedoorn, P., Frijlink, H. W., de Boer, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+evaluation+of+the+DP-4M+PennCentury+insufflator%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">In vitro evaluation of the DP-4M PennCentury insufflator.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (1), 153-159 (2014).</li>
<li>Liao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porous+and+highly+dispersible+voriconazole+dry+powders+produced+by+spray+freeze+drying+for+pulmonary+delivery+with+efficient+lung+deposition%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Porous and highly dispersible voriconazole dry powders produced by spray freeze drying for pulmonary delivery with efficient lung deposition.</a> International Journal of Pharmaceutics. 560, 144-154 (2019).</li>
<li>Ito, T., Okuda, T., Takashima, Y., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naked+pDNA+Inhalation+Powder+Composed+of+Hyaluronic+Acid+Exhibits+High+Gene+Expression+in+the+Lungs%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Naked pDNA Inhalation Powder Composed of Hyaluronic Acid Exhibits High Gene Expression in the Lungs.</a> Molecular Pharmaceutics. 16 (2), 489-497 (2019).</li>
<li>Chaurasiya, B., Zhou, M., Tu, J., Sun, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+validation+of+a+simple+device+for+insufflation+of+dry+powders+in+a+mice+model%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Design and validation of a simple device for insufflation of dry powders in a mice model.</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 123, 495-501 (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

W artykule przedstawiono wykonane na zamówienie urządzenia do influacji suchego proszku i intubacji dotchawiczej. Na etapie ładowania proszku suchy proszek jest ładowany do końcówki do pipety o pojemności 200 μl z żelem. Ważne jest, aby delikatnie postukać w końcówkę, aby umożliwić luźne opakowanie proszku na wąskim końcu końcówki. Jeśli jednak proszek zostanie zapakowany zbyt ciasno, utkną w końcówce i nie będzie można ich odpowiednio rozprowadzić. Zaleca się neutralizację ładunków elektrostatycznych proszku i końcówki ...

Płucna droga podawania oferuje różne korzyści w dostarczaniu leków zarówno dla działań miejscowych, jak i ogólnoustrojowych. W leczeniu chorób płuc wysokie miejscowe stężenie leku można osiągnąć poprzez dostarczanie do płuc, zmniejszając w ten sposób wymaganą dawkę i zmniejszając częstość występowania ogólnoustrojowych działań niepożądanych. Co więcej, stosunkowo niska aktywność enzymatyczna w płucach może zmniejszać przedwczesny metabolizm leków. Płuca są również wydajne w wchłanianiu leków o działaniu ogólnoustrojowym ze względu na dużą i dobrze ukrwioną powierzchnię, niezwykle cienką warstwę komórek nabłonka i dużą objętość krwi w naczyniach włosowatych płucnych1.
Wziewne preparaty suchego proszku były szeroko badane pod kątem zapobiegania i leczenia różnych chorób, takich jak astma, przewlekła obturacyjna choroba płuc, cukrzyca i szczepienia płuc2,3,4. Leki w stanie stałym są na ogół bardziej stabilne niż w postaci płynnej, a inhalatory suchego proszku są bardziej przenośne i przyjazne dla użytkownika niż nebulizatory5,6. Przy opracowywaniu postaci wziewnych suchego proszku należy ocenić bezpieczeństwo, profil farmakokinetyczny i skuteczność terapeutyczną w przedklinicznych modelach zwierzęcych po podaniu dopulmonologicznym7. W przeciwieństwie do ludzi, którzy mogą aktywnie wdychać suchy proszek, dostarczanie suchego proszku przez płuca małym zwierzętom jest trudne. Konieczne jest ustalenie skutecznego protokołu dostarczania suchego proszku do płuc zwierząt.
Myszy są powszechnie używane jako badawcze modele zwierzęce, ponieważ są ekonomiczne i dobrze się rozmnażają. Są również łatwe w obsłudze, a wiele modeli chorób jest dobrze ugruntowanych. Istnieją dwa główne podejścia do podawania suchego proszku do płuc myszy: inhalacja i podanie dotchawicze. Do inhalacji mysz umieszcza się w komorze na całe ciało lub tylko nos, gdzie suchy proszek jest aerozolowany, a zwierzęta wdychają aerozol bez sedacji8,9. Wymagany jest drogi sprzęt, a skuteczność dostarczania leków jest niska. Podczas gdy komora na całe ciało może być technicznie mniej wymagająca, komora naświetlania tylko na nos może zminimalizować narażenie na działanie narkotyków na powierzchnię ciała. Niezależnie od tego, nadal trudno jest precyzyjnie kontrolować i określać dawkę dostarczaną do płuc. Suchy proszek osadza się głównie w okolicy nosogardzieli, gdzie widoczny jest klirens śluzowo-rzęskowy10. Co więcej, myszy znajdujące się w komorze są narażone na znaczny stres podczas procesu podawania, ponieważ są ograniczone i pozbawione dostępu do pożywienia i wody11. W przypadku podawania dotchawiczego na ogół odnosi się do wprowadzenia substancji bezpośrednio do tchawicy. Aby to osiągnąć, istnieją dwie różne techniki: tracheotomia i intubacja ustno-tchawicza. Ta pierwsza wymaga zabiegu chirurgicznego, który polega na nacięciu tchawicy, które jest inwazyjne i rzadko stosowane do podawania proszku. Tylko druga technika jest tutaj opisana. W porównaniu z metodą inhalacyjną, podawanie dotchawicze jest częściej stosowaną metodą podawania do płuc u myszy ze względu na wysoką skuteczność dostarczania przy minimalnych stratach leku12,13. Jest to prosta i szybka metoda na precyzyjne dostarczenie myszce niewielkiej ilości proszku w ciągu kilku miligramów. Chociaż mysz jest anatomicznie i fizjologicznie odmienna od człowieka i podczas procesu intubacji wymagane jest znieczulenie, podanie dotchawicze omija górne drogi oddechowe i oferuje bardziej skuteczny sposób oceny aktywności biologicznej preparatu suchego proszku, takiej jak wchłanianie płucne, biodostępność i efekty terapeutyczne14,15.
Aby podać suchy proszek dotchawiczo, mysz musi być zaintubowana, co może być trudne. W artykule opisano wytwarzanie wykonanego na zamówienie insuflatora suchego proszku i urządzenia do intubacji. Przedstawiono procedury intubacji i wdmuchiwania suchego proszku do płuc myszy.

<table><tbody><tr><td>BALB/c mysz</td><td></td><td></td><td>Samica; 7-9 tygodni; Masa ciała 20-25 g</td></tr><tr><td>CleanCap Firefly Lucyferazy, mRNA</td><td>TriLink Biotechnology</td><td>L-7602</td><td></td></tr><tr><td>Insuflator suchego proszku</td><td>PennCentury</td><td>Model DP-4M</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 10%</td> <td>Alfasan International BV</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Latarka z diodą elektroluminescencyjną (LED)</td><td>Unilite Internation</td><td>PS-K1</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td> <td>Roquette</td><td>450001</td><td></td></tr><tr><td>Okrągła końcówka do pipety do ładowania żelu bez filtra (200 &mikro; L)</td> <td>Labcon</td><td>1034-800-000</td><td></td></tr><tr><td>Nić nylonowa</td><td>Zasięg</td><td>30017050</td><td></td></tr><tr><td>Jedna mililitrowa strzykawka bez igły</td><td>Terumo</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Światłowód Światłowód</td><td></td><td>OMPF1000</td><td></td></tr><tr><td>peptyd PEG12KL4</td><td>EZ Biolab</td><td></td><td>(PEG12)-KLLLLKLLLLLLLLLLLLLLLLLLK-NH2</td></tr><tr><td>Plastikowa pipeta z cienką końcówką Pasteura</td><td>Alpha Labotatory</td><td>LW4061</td><td></td></tr><tr><td>Zawór trójdrogowy</td><td>Braun</td><td>D201</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna 2%</td><td>Alfasan International BV</td><td>Pistolet</td> antystatyczny NA <td></td></tr><tr><td>Zerostat 3</td><td>MILTY</td><td>5036694022153</td><td></td></tr></tbody></table>

dotchawicze podawanie preparatu suchego proszku myszom

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Przy opracowywaniu preparatów suchego proszku do inhalacji, niezbędna jest ocena ich aktywności biologicznej w przedklinicznych modelach zwierzęcych. W pracy przedstawiono nieinwazyjną metodę dotchawniczego podawania preparatu suchego proszku do tchawicy u myszy. Przedstawiono urządzenie do ładowania suchego proszku, które składa się z końcówki pipety o pojemności 200 μl w żelu, połączonej ze strzykawką o pojemności 1 ml za pomocą trójdrogowego zaworu odcinającego. Niewielką ilość suchego proszku (1-2 mg) umieszcza się na końcówce pipety i rozprasza w 0,6 ml powietrza w strzykawce. Ponieważ końcówki do pipet są jednorazowe i niedrogie, różne preparaty suchego proszku można z wyprzedzeniem dodawać do różnych końcówek. Różne preparaty mogą być oceniane w tym samym eksperymencie na zwierzętach bez konieczności czyszczenia urządzenia i uzupełniania dawki, co pozwala zaoszczędzić czas i wyeliminować ryzyko zanieczyszczenia krzyżowego resztkami proszku. Stopień dyspersji proszku można sprawdzić na podstawie ilości proszku pozostałego w końcówce pipety. W zestawie znajduje się protokół intubacji u myszy z wykonanym na zamówienie źródłem światła i kaniulą prowadzącą. Właściwa intubacja jest jednym z kluczowych czynników wpływających na dotchawicze dostarczanie preparatu suchego proszku do głębokiego obszaru płuc myszy.

Podczas stosowania inhalatora do proszków suchych w celu podania aerozolu proszkowego do płuc zwierzęcia, objętość użytego powietrza ma kluczowe znaczenie, ponieważ wpływa ona zarówno na bezpieczeństwo, jak i na efektywność dyspersji proszku. Aby zoptymalizować tę metodę, do dyspersji proszku suchego (1 mg mannitolu otrzymanego metodą suszenia rozpyłowego) wykorzystano różne objętości powietrza (0,3 mL, 0,6 mL i 1,0 mL), a masę myszy monitorowano przez 48 godzin po podaniu (Rycina 6). Zastos...

Preparaty suchego proszku do inhalacji mają ogromny potencjał w leczeniu chorób układu oddechowego. Przed przystąpieniem do badań na ludziach konieczna jest ocena skuteczności preparatu w postaci suchego proszku w badaniach przedklinicznych. Przedstawiono prostą i nieinwazyjną metodę podawania suchego proszku myszom drogą dotchawiczą.

Dotchawicze podawanie preparatu suchego proszku myszom

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

Dotchawicze podawanie suchego proszku jest niezbędne do oceny wydajności i aktywności biologicznej wziewnego preparatu w postaci proszku, takiej jak wchłanianie płucne, biodostępność i efekty terapeutyczne w przedklinicznych modelach zwierzęcych. Proces intubacji jest nieinwazyjny i może bezpiecznie i dokładnie dostarczyć myszom preparat w postaci proszku. Wykonany na zamówienie insuflator suchego proszku jest jednorazowy, niedrogi i wydajny w dozowaniu preparatów proszkowych.Insuflatory mogą być używane do oceny różnych preparatów na wielu myszach w tych samych eksperymentach bez ryzyka zanieczyszczenia krzyżowego pozostałościami proszku. Proces intubacji jest wyzwaniem dla niedoświadczonych badaczy. Zdolność do wizualizacji i wycelowania najcieńszej końcówki kaniuli w otwór tchawicy ma kluczowe znaczenie dla prawidłowego wprowadzenia kaniuli prowadzącej.Ta technika wymaga praktyki, aby zminimalizować niewłaściwe włożenie. Moja doktorka Carol i moja doktorantka Rachel zademonstrują procedurę przygotowania i intubacji. Na początek zneutralizuj ładunki elektrostatyczne suchego proszku i okrągłej końcówki pipety do napełniania żelem o pojemności 200 mikrolitrów bez filtra za pomocą p

intratracheal-administration-of-dry-powder-formulation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Instylacje wewnątrzkrtaniowe pozwalają na dostarczanie substancji bezpośrednio do płuc. Procedura ta umożliwia wprowadzenie instylatu do dystalnych obszarów płuc, dlatego jest często stosowana w badaniach nad pęcherzykami pęcherzykowymi. Przedstawiamy szczegółowy protokół dla zwierząt przeżywalnych dotyczący wykonywania instylacji wewnątrzkrtaniowych u myszy.

Bezpośrednia instylacja substancji rozpuszczonych do tchawicy myszy w celu podania do płuc

Ten film opisuje podejście dooskrzelowe polegające na selektywnym podawaniu eksperymentalnego środka do dystalnego prawego i lewego płuca. W przedstawionym protokole będziemy podawać bleomycynę dooskrzelowo myszy, aby uzyskać lepszy model zwłóknienia płuc.

Podawanie dooskrzelowe: technika selektywnego podawania eksperymentalnego środka do płuc myszy

Źródło: Venuprasad, K., et al. Dotchawicze podawanie Haemophilus influenzae w modelach mysich w celu zbadania stanu zapalnego dróg oddechowych. J. Vis. Exp. (2016)Ten film pokazuje dotchawicze podawanie patogennego dla płuc inokulum bakteryjnego do znieczulonej myszy w celu modelowania infekcji dolnych dróg oddechowych.

Przeprowadzanie dotchawiczego podawania bakterii w modelu mysim

Ten film pokazuje wytwarzanie aerozoli leków i celowe dostarczanie tych aerozoli myszom tylko do nosa za pomocą urządzenia do inhalacji wyposażonego w generator aerozolu. Mysz jest unieruchomiona w ograniczniku tylko na nos i podłączona do jednostki inhalacyjnej, która dostarcza lek bezpośrednio do jamy nosowej myszy. Następnie lek przechodzi przez tchawicę i dostaje się do płuc.

Technika wytwarzania i dostarczania aerozoli leków bezpośrednio do płuc myszy

Intubacja-intubacja dotchawicza (IMIT) jest doskonałą, nieinwazyjną metodą badania chorób układu oddechowego, jak również metodą wkraplania odczynników terapeutycznych bezpośrednio do płuc. Jest to szybka i wysoce powtarzalna metoda, która nadaje się do badań przedklinicznych.

Wkraplanie dotchawicze za pośrednictwem intubacji (IMIT): nieinwazyjny, specyficzny dla płuc system dostarczania

Ten artykuł przedstawia szybką i prostą metodę podawania bleomycyny bezpośrednio do tchawicy myszy poprzez intubację. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest wysoce powtarzalna, łatwa do opanowania i nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu rekonwalescencji.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Opisana tutaj jednostka inhalacyjna może generować, pobierać próbki do charakterystyki i równomiernie deponować aerozol leku w płucach gryzoni. Umożliwia to przedkliniczne określenie skuteczności i bezpieczeństwa dawek leków zdeponowanych w płucach; kluczowe dane umożliwiające kliniczne opracowanie leków wziewnych.

Wdychanie suchego proszku i aerozoli w nebulizach farmaceutyków dostarczanych myszom przy użyciu systemu naświetlania tylko przez nos

Dotchawicze (IT) podawanie eksperymentalnych środków myszom często powoduje asymetryczne dostarczanie do dystalnych płuc. W tym raporcie opisujemy bezpośrednie podejście dooskrzelowe (IB) do kanniulacji każdego płuca u żywych myszy bez operacji. To podejście może być stosowane do selektywnego podawania środków do jednego płuca lub może być dostosowane do poprawy symetrycznego dostarczania środka do obu płuc.

Bezpośrednie podanie dooskrzelowe w celu poprawy selektywnego odkładania się czynnika w płucach myszy

Tutaj proponujemy protokół dostarczania lipopolisacharydów dotchawiczych (LPS) poprzez nieinwazyjną intubację dotchawiczą ustno-gardłową. Metoda ta minimalizuje uraz związany z zabiegiem chirurgicznym u zwierzęcia i dokładnie dostarcza LPS do tchawicy, a następnie do płuc.

Nieinwazyjne wkraplanie lipopolisacharydu dotchawiczego u myszy

Rozwój suchego proszku farmaceutycznego wymaga wiarygodnych testów in vivo, często przy użyciu modelu mysiego. Technologia urządzeń do dokładnego i powtarzalnego dostarczania myszom aerozoli w postaci suchego proszku jest ograniczona. W badaniu tym przedstawiono jednorazowe dozatory do podawania leków do płuc w dawkach odpowiednich dla myszy, pomagając we wstępnych badaniach potwierdzających słuszność koncepcji.

Dozatory jednorazowego użytku przeznaczone do podawania myszom suchego proszku

Przedstawiamy protokół modelowania włóknienia płuc u myszy z wykorzystaniem aerozozolizowanej bleomycyny podanej przez tchawicę. Ta zoptymalizowana metoda umożliwia jednolite, ilościowe i precyzyjne podanie bez nacięcia chirurgicznego, zwiększając powtarzalność i wiarygodność włóknienia wywołanego bleomycyną.

Udoskonalona metoda podawania bleomycyny wewnątrztchawicowej oparta na aerozoli dla powtarzalnych i minimalnie inwazyjnych modeli myszy z włóknieniem płuc

Poznaj nieinwazyjną metodę dotchawicznego podawania preparatu suchego proszku myszom, kluczową dla badań przedklinicznych chorób układu oddechowego. Technika umożliwia bezpieczne i precyzyjne dostarczanie leków do płuc.

Dotchawicze podawanie preparatu suchego proszku myszom

Przeglądaj więcej filmów