Name: Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-14T16:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 17 s
Description: Poznaj metodę sprzężenia wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg. System wykorzystuje czujnik pH do kontroli wstrzykiwania gazów spalinowych i monitoruje wzrost mikroalg w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez projekt Regional Algal Feedstock Testbed, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Dziękujemy również Estebanowi Jimenezowi, Jessice Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisnerosowi, RAFT Team, Markowi Mansfieldowi, pracownikom elektrowni UA i pracownikom elektrowni TEP za wszelką pomoc.

1. System wzrostu: ustawienia otwartego stawu na torze wyścigowym na zewnątrz
<ol>
	<li>Ustawić otwarte zbiorniki bieżni w pobliżu źródła spalin (zawierających 8–10% CO2 ). Upewnij się, że woda i energia elektryczna są dostępne w miejscu reaktora stawowego i że reaktor nie znajduje się w cieniu przez większość dnia (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Wychwytuj spaliny podczas procesu dopalania za pomocą węża paliwowego o długości 0,95 cm, kilka metrów przed tym, jak spaliny dostaną się do komina w celu odprowadzenia do atmosfery (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Usuń wodę ze spalin za pomocą syfonu o pojemności 20 l i skraplacza (długość wężownicy ~12 m) między kominem a sprężarką (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
	UWAGA: Spaliny zazwyczaj zawierają około 9\u201213.8% wody28. Ponadto skraplacz i rurociąg chłodzą spaliny16.</li>
	<li>Podłącz następujące czujniki do rejestratora danych, aby monitorować wzrost glonów: (1) czujnik gęstości optycznej w czasie rzeczywistym29, który mierzy absorbancję przy dwóch długościach fal - 650 i 750 nm - i może wykryć maksymalne stężenie komórek glonów 1,05 g/l; 2) czujnik tlenu rozpuszczonego; (3) termopary powietrzne i stawowe; 4) czujnik pH; oraz (5) czujnik EC. 
	UWAGA: Dodatkowo czujniki pH i EC są podłączone do przetwornika. Konfiguracja rejestratora danych jest pokazana w Rysunek 3.</li>
	<li>Upewnij się, że wszystkie elementy systemu wzrostu glonów są skalibrowane i prawidłowo działają przed inokulacją.</li>
</ol>
2. System kontroli pH
<ol>
	<li>Zarządzaj wtryskiem spalin za pomocą sprężarki, systemu zaworów sterujących i programu rejestratora danych, jak pokazano na Rysunek 2 i Rysunek 3 (materiał uzupełniający A).</li>
	<li>Za pomocą rurki skieruj spaliny z zaworu sterującego na dno stawu bieżni przez kamienny dyfuzor.</li>
	<li>Wstrzyknąć spaliny do systemu wzrostu w oparciu o pH. Gdy wartość pH jest większa niż 8,05, system będzie wtryskiwał spaliny, natomiast gdy pH będzie mniejsze niż 8,00, system zatrzyma wtryskiwanie spalin w okresach braku wzrostu. Natężenie przepływu jest mierzone w standardowych litrach na minutę (SLPM). 
	UWAGA: W zaworze regulacyjnym ciśnienie spalin na wlocie jest ograniczone do maksymalnie 50 psi.</li>
</ol>
3. Selekcja glonów i utrzymanie szczepu (światło i temperatura)
UWAGA: Zielone algi Chlorella sorokiniana DOE 1412 zostały wyizolowane przez Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 i wybrane przez National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); jego wybór opierał się na poprzednich badaniach charakterystyki szczepu przeprowadzonych przez Huesemann et al.32,33 . Ich badania dotyczące badań przesiewowych glonów, produktywności biomasy i symulowanej pod kątem klimatu hodowli (np. temperatury i światła) w regionie południowo-zachodnim przy użyciu zewnętrznych otwartych stawów torowych dostarczyły informacji na temat metody zastosowanej w tym projekcie.
<ol>
	<li>Utrzymuj kultury w temperaturze pokojowej (25 °C) w cyklu 12 godzin/12 godzin światła/ciemności.</li>
	<li>Utrzymuj natężenie światła na poziomie 200 μM/m2/s w celu utrzymania kultur uprawianych na płytkach i w małych kulturach płynnych (od 50 ml do 500 ml).</li>
	<li>Utrzymuj intensywność światła do uprawy na dużą skalę w kulturach płynnych od 50 ml do 500 ml przy 400 μM/m2/s i kulturach płynnych od 5 l do 20 l przy 600\u2012800 μM/m2/s.</li>
</ol>
4. Zwiększanie skali i kontrola jakości
<ol>
	<li>Przygotować pożywkę hodowlaną BG11 przy użyciu wody dejonizowanej i następujących soli, dla makroskładników pokarmowych, w g/l: 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 na2CO3 ; dodać 1 ml/l roztworu pierwiastków śladowych, który zawiera następujące mikroelementy w g/l: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O. 
UWAGA: Do inokulacji płytki i/lub długotrwałego przechowywania dodać 7,5 g/l agaru Bacto; Do inokulacji hodowli nie jest potrzebne dodawanie agaru. Sterylizować pożywkę hodowlaną w autoklawie przez 21 minut w temperaturze 121 °C.</li>
	<li>Wlać pożywkę BG11 z agarem na szalki Petriego w sterylnym okapie z przepływem laminarnym lub komorze bezpieczeństwa biologicznego. Gdy płytki są twarde i stygnące, odpipetować 500 μl z ponownie zawieszonej zamrożonej kultury glonów i dodać ampicylinę (100 μg/ml); Inkubuj płytki glonów w stole do wytrząsania (120 obr./min) przez 1 do 2 tygodni.</li>
	<li>Użyj sterylnej pętli, aby wybrać pojedynczą kolonię glonów z płytki hodowlanej i zaszczepić ją w probówce o pojemności 50 ml zawierającej sterylną pożywkę wzrostową w czystej komorze bezpieczeństwa biologicznego. Hoduj małą płynną kulturę na stole do wytrząsania (120 obr./min) przez tydzień.</li>
	<li>Przenieść 50 ml kultury glonów (liniowa faza wzrostu, OD750nm ≥ 1) do kolby o pojemności 1 l z 500 ml płynnego podłoża. Wyposaż każdą kolbę w gumowy korek i rurkę ze stali nierdzewnej, aby zapewnić napowietrzenie. Filtruj powietrze za pomocą filtrów sterylizacyjnych 0,2 μm. Pozwól kulturze rosnąć przez jeden do dwóch tygodni. Monitoruj gęstość komórek za pomocą spektrofotometru (OD750nm).</li>
	<li>Umieścić płynną kulturę o pojemności 500 ml w 10-litrowym balonie zawierającym 8 litrów niesterylnej pożywki hodowlanej i wstrzyknąć mieszaninę 5% CO2 i 95% powietrza. Następnie uprawiaj glony w takich samych warunkach, jak w kroku 4.4.</li>
	<li>Monitoruj kultury talerzowe i płynne (w krokach 4.2\u20124.5) raz w tygodniu. Weź porcję i obserwuj ją pod mikroskopem przy powiększeniu 10x i 40x, aby zapewnić wzrost pożądanego szczepu. Utrzymywano kultury do czasu, aż zostaną naruszone lub wykorzystane do eksperymentów. Wyrzuć skażone kultury.</li>
</ol>
5. Skoncentrowane podłoże do uprawy w otwartym stawie
<ol>
	<li>Aby przygotować roztwór pierwiastków śladowych, należy częściowo napełnić kolbę miarową o pojemności 1 l wodą destylowaną (DW). Włóż mieszadło magnetyczne i dodawaj kolejno substancje chemiczne pokazane w Tabeli 1. Upewnij się, że każdy składnik rozpuści się przed dodaniem następnego składnika. Usunąć magnes i napełnić kolbę do oznaczenia objętości 1 l.</li>
	<li>Częściowo napełnij szklaną butelkę o pojemności 1 l DW i włóż mieszadło magnetyczne. Umieść pojemnik na wierzchu płyty mieszadła magnetycznego i dodaj chemikalia do końcowej objętości reaktora, dodając je sekwencyjnie, upewniając się, że każdy z nich całkowicie się rozpuści. Tabela 2 zawiera listę substancji chemicznych do przygotowania 1 l pożywki, więc pomnóż wszystkie wartości przez ostateczną objętość reaktora. Napełnij szklaną butelkę do 1 l.</li>
</ol>
6. Inokulacja otwartego stawu wyścigowego na zewnątrz
<ol>
	<li>Dokładnie wyczyść reaktor przy użyciu 30% wybielacza przed każdym zaszczepieniem i po zbiorach. Zaleca się pozostawienie wybielacza na noc. Dobrze wypłucz reaktor, aby usunąć cały wybielacz.</li>
	<li>Skalibruj wszystkie czujniki przed inokulacją glonów zgodnie z odpowiednią procedurą kalibracji.</li>
	<li>Rozcieńczyć skoncentrowane podłoże (w kroku 5) za pomocą źródła wody, wypełniając staw bieżni do 80%.</li>
	<li>Zaszczepić reaktor za pomocą 10-litrowego balonu wypełnionego glonami (liniowa faza wzrostu OD750nm > 2) i doprowadzić go do ostatecznej objętości.</li>
	<li>Aklimatyzacja mikroalg poprzez częściowe zacienienie stawu z bieżnią drewnianymi paletami przez ~ 3 dni (<silna klasa="xfig">Rysunek 4), po upływie fazy wykładniczej, jako strategia adaptacyjna w celu uniknięcia fotoinhibicji. 
	UWAGA: W tym okresie mikroalgi będą miały również czas na przystosowanie się do stresu spowodowanego bezpośrednim wtryskiem spalin.</li>
</ol>
7. Eksperyment z przyrostem partii w elektrowni
<ol>
	<li>Sprawdzaj i rejestruj wszelkie codzienne zmiany, w tym parowanie wody, silnik koła łopatkowego, funkcjonalność czujnika i wszystko, co nietypowe.</li>
	<li>Codziennie opróżniaj i sprawdzaj sprężarkę i syfon, aby usunąć nadmiar wody i zminimalizować korozję, ponieważ spaliny są silnie34.</li>
	<li>Skonfiguruj rejestrator danych tak, aby skanował każdy pomiar czujnika co 10 s i zapisywał średnie dane co 10 minut. Należą do nich DO, pH, EC, gęstość optyczna w czasie rzeczywistym, a także temperatura powietrza i reaktora.</li>
</ol>
8. Dyskretne pobieranie próbek i monitorowanie
<ol>
	<li>Upewnij się, że poziom wody pozostaje stały w końcowej objętości reaktora, w przeciwnym razie wpłynie to na pomiar gęstości optycznej.</li>
	<li>Po uzupełnieniu wody w reaktorze należy pobrać próbkę o objętości 5 ml do pomiarów masy komórek za pomocą gęstości optycznej (540, 680 i 750 nm) za pomocą spektrofotometru w ultrafiolecie widzialnym. Powtarzaj ten proces codziennie.</li>
	<li>Pobieraj próbkę o objętości 500 ml trzy razy w tygodniu do obserwacji mikroskopowych i zatężania biomasy w oparciu o suchą masę bez popiołu (AFDW).
	<ol>
		<li>Wykonuj obserwacje mikroskopowe za pomocą soczewek obiektywowych 10x i 40x. Dodatkowo te powiększenia mikroskopowe są wykorzystywane w ramach kontroli jakości glonów opisanej w kroku 4.6.</li>
		<li>Użyj 400 ml próbki w kroku 8.3 dla AFDW
		<ol>
			<li>Umieść każdy filtr z włókna szklanego o wielkości porów 0,7 μm w tacy z folii aluminiowej i poddaj wstępnej obróbce każdą tackę/filtr z folii aluminiowej w piecu przez 4 godziny w temperaturze 540 °C.</li>
			<li>Oznacz każdą tackę z folii aluminiowej za pomocą ołówka #2, zapisz jej wagę (A) i umieść ją w aparacie filtrującym próżniowo.</li>
			<li>Energicznie wymieszaj próbkę glonów przed odmierzeniem objętości do przefiltrowania. Przefiltrować wystarczającą ilość próbki glonów, aby uzyskać różnicę masy przed i po popiele między 8 a 16 mg. Wybierz różnicę masy, która będzie używana przez cały czas trwania eksperymentu i utrzymuj tę wartość na stałym poziomie. </li>
			<li>Umieścić każdy filtr zawierający próbkę glonów w foliowej tacce w suszarce w temperaturze 105 °C na co najmniej 12 godzin.</li>
			<li>Wyjmij tackę/filtr foliowy z suszarki i umieść go w szklanym eksykatorze, aby zapobiec wchłanianiu wody. Zapisz wagę każdej tacki foliowej/filtra (B).</li>
			<li>Umieścić tackę/filtr foliowy w piecu muflowym o temperaturze 540 °C na 4 godziny.</li>
			<li>Wyłącz piec muflowy, ostudź tacki/filtry foliowe, umieść je w eksykatorze i zapisz wagę każdej tacki foliowej/filtra (C).</li>
			<li>Obliczać AFDW za pomocą analizy grawimetrycznej: 
			% AFDW = C – A x 100 / B</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przytrzymaj 2 litry glonów przed zbiorem w celu analizy ekstrakcji lipidów za pomocą ekstrakcji mikrofalowej (MAE) przy użyciu rozpuszczalników.
	<ol>
		<li>Odwirować próbkę glonów przy względnej sile odśrodkowej (RFC) 4 400 x g przez 15 minut. Weź granulki glonów i susz je w suszarce w temperaturze 80 °C przez co najmniej 24 godziny.</li>
		<li>Zmiel próbkę glonów i zważ proszek z glonów (zalecana biomasa wynosi od 0,3 g do 0,5 g).</li>
		<li>Dodaj proszek z glonów (suchą biomasę glonów) do naczyń Xpress systemu przyspieszonej reakcji mikrofalowej (MARS), dodaj 10 ml roztworu rozpuszczalnika chloroform:metanol (2:1, v/v) pod maską, zamknij naczynia i odstaw na noc.</li>
		<li>Umieścić naczynia w maszynie MARS za pomocą czujnika rozpuszczalnika na 60 minut w temperaturze 70 °C i mocy 800 W.</li>
		<li>Wyjmij naczynia z MARS i pozwól im ostygnąć pod maską.</li>
		<li>Użyj lejka i waty szklanej, aby oddzielić płynną część zawierającą chloroform, metanol i lipidy, przenosząc każdą płynną próbkę do wstępnie zważonej szklanej probówki i utrzymując ciała stałe (biomasę wolną od lipidów) do innych analiz.</li>
		<li>Zanieś probówki zawierające lipidy do parownika azotu, wyjmij je po odparowaniu cieczy, a następnie pozostaw probówki na noc pod maską, aby zapewnić całkowitą suchość.</li>
		<li>Obliczyć zawartość lipidów (% wag.) za pomocą analizy grawimetrycznej: 
		Zawartość lipidów (% wag.) = sucha biomasa lipidów x 100/ sucha masa glonów</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
9. Zbiór glonów i płodozmian
<ol>
	<li>Zbierz 75% całkowitej objętości hodowli glonów, gdy kultura jest bliska osiągnięcia fazy stacjonarnej. Weź 2\u20125 l kultury, aby przeprowadzić analizy produktywności biomasy w laboratorium. Przetwórz i przekształć resztę glonów w pożądane produkty z alg.</li>
	<li>Ponownie wyhoduj otwarty staw z bieżnią, używając 25% glonów pozostałych jako inokulum. Dodaj wodę do 80% całkowitej objętości reaktora, dodaj skoncentrowane media, a następnie dokończ napełnianie do końcowej objętości reaktora, jeśli to konieczne.</li>
	<li>Uprawiaj odpowiednią odmianę glonów w zależności od pory roku, w oparciu o warunki temperatury i natężenia światła.</li>
</ol>
10. Zarządzanie danymi
<ol>
	<li>Zapisz dane w rejestratorze danych i zbierz je do analizy, jak w kroku 7.3.</li>
	<li>Rozważ zapisanie surowych i przeanalizowanych danych na dysku udostępniania Regional Algal Feedstock Testbed (RAFT). Partnerzy projektu RAFT udostępniają swoje dane w celu symulacji i modelowania produktywności glonów oraz walidacji uprawy na zewnątrz.</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W tym badaniu wykazaliśmy, że synergiczne sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla ze spalin i uprawy mikroalg jest możliwe w gorącym klimacie półpustynnym. Protokół eksperymentalny dla półautomatycznego systemu stawów torowych integruje najnowocześniejszą technologię w celu monitorowania odpowiednich parametrów w czasie rzeczywistym, które korelują ze wzrostem glonów podczas wykorzystywania gazów spalinowych jako źródła węgla. Proponowany protokół ma na celu zmniejszenie niepewności w uprawie glonów, która jest jedną z ...

Globalne ocieplenie jest jednym z najważniejszych problemów środowiskowych, z którymi świat musi się obecnie zmierzyć1. Badania sugerują, że główną przyczyną jest wzrost emisji gazów cieplarnianych (GHG), głównie CO2 , w atmosferze spowodowany działalnością człowieka2,3,4,5,6,7. W Stanach Zjednoczonych największa gęstość emisji CO2 pochodzi głównie ze spalania paliw kopalnych w sektorze energetycznym, a konkretnie w elektrowniach3,7,8,9. W związku z tym technologie wychwytywania i utylizacji dwutlenku węgla (CCU) stały się jedną z głównych strategii redukcji emisji gazów cieplarnianych2,7,10. Należą do nich systemy biologiczne, które wykorzystują światło słoneczne do przekształcania CO2 i wody w procesie fotosyntezy, w obecności składników odżywczych, w biomasę. Zastosowanie mikroalg zostało zaproponowane ze względu na szybkie tempo wzrostu, wysoką zdolność wiązania CO2 i wysoką zdolność produkcyjną. Ponadto mikroalgi mają szeroki potencjał bioenergetyczny, ponieważ biomasa może być przekształcana w produkty będące przedmiotem zainteresowania, takie jak biopaliwa, które mogą zastąpić paliwa kopalne7,9,10,11,12.
Mikroalgi mogą rosnąć i osiągać biologiczną konwersję w różnych systemach uprawy lub reaktorach, w tym w otwartych stawach torowych i zamkniętych fotobioreaktorach13,14,15,16,17,18,19. Naukowcy zbadali zalety i ograniczenia, które decydują o powodzeniu procesu biologicznego w obu systemach uprawy, zarówno w warunkach wewnętrznych, jak i zewnętrznych5,6,16,20,21,22,23,24,25. Otwarte stawy torowe są najpowszechniejszymi systemami uprawy do wychwytywania i utylizacji dwutlenku węgla w sytuacjach, gdy spaliny mogą być rozprowadzane bezpośrednio z komina. Ten rodzaj systemu uprawy jest stosunkowo niedrogi, łatwo go zwiększyć, ma niskie koszty energii i ma niskie zapotrzebowanie na energię do mieszania. Ponadto systemy te można łatwo ulokować w tym samym miejscu co elektrownia, aby proces CCU był bardziej wydajny. Istnieją jednak pewne wady, które należy wziąć pod uwagę, takie jak ograniczenie w przenoszeniu masy gazu/cieczy CO2. Chociaż istnieją ograniczenia, otwarte stawy bieżniowe zostały zaproponowane jako najbardziej odpowiedni system do produkcji biopaliw z mikroglonów na zewnątrz5,9,11,16,20.
W tym artykule szczegółowo opisujemy metodę hodowli mikroalg w otwartych stawach torowych, która łączy wychwytywanie dwutlenku węgla ze spalin elektrowni na gaz ziemny. Metoda składa się z półautomatycznego systemu, który kontroluje wtryskiwanie spalin w oparciu o pH hodowli; system monitoruje i rejestruje stan hodowli Chlorella sorokiniana w czasie rzeczywistym za pomocą czujników gęstości optycznej, tlenu rozpuszczonego (DO), przewodności elektrycznej (EC) oraz temperatury powietrza i stawu. Dane dotyczące biomasy glonów i wtrysku spalin są zbierane przez rejestrator danych co 10 minut w elektrowni Tucson. Utrzymanie szczepu glonów, zwiększanie skali, pomiary kontroli jakości i charakterystyka biomasy (np. korelacja między gęstością optyczną, g / L i zawartością lipidów) są wykonywane w warunkach laboratoryjnych na Uniwersytecie Arizony. Poprzedni protokół opisywał metodę optymalizacji ustawień spalin w celu promowania wzrostu mikroglonów w fotobioreaktorach za pomocą symulacji komputerowej26. Prezentowany tutaj protokół jest wyjątkowy, ponieważ wykorzystuje otwarte stawy torowe i jest przeznaczony do wdrożenia na miejscu w elektrowni na gaz ziemny w celu bezpośredniego wykorzystania wytwarzanych spalin. Dodatkowo częścią protokołu są pomiary gęstości optycznej w czasie rzeczywistym. Opisany system jest zoptymalizowany pod kątem gorącego klimatu półpustynnego (Köppen BSh), który charakteryzuje się niskimi opadami, znaczną zmiennością opadów z roku na rok, niską wilgotnością względną, wysokim tempem parowania, czystym niebem i intensywnym promieniowaniem słonecznym27.

<table><tbody><tr><td>Silnik o regulowanej prędkości (system kół łopatkowych)</td><td>Leeson</td><td>174307</td><td>Lesson 174307.00, typ: SCR Napięcie; Ampery:10</td></tr><tr><td>Aluminiowe łodzie wagowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-732-102</td><td>Fisherbrand Aluminiowe naczynia wagowe</td></tr><tr><td>Żelazo amonowe (III) (NH?)? [Fe(C?H? O?)?]</td><td>Fisher Scientific</td><td>1185 - 57 - 5</td><td>Średni preparat. Cytrynian amonu żelaza(III)</td></tr><tr><td>Fosforan amonu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7722-76-1</td><td>Ta substancja chemiczna jest stosowana do zoptymalizowanego podłoża</td></tr><tr><td>Sól sodowa ampicyliny</td><td>Sigma</td><td>Aldrich A9518-5G</td><td>Ta substancja chemiczna jest stosowana w celu uniknięcia zanieczyszczenia glonami</td></tr><tr><td>Autoklaw</td><td>Amerex Instrument Inc</td><td></td><td>Hirayama HA300MII</td></tr><tr><td>Agar Bacto</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1423500</td><td>Fisher BioReagents Granulowany wybielacz agarowy</td></tr><tr><td></td> Clorox <td>Wybielacz bakteriobójczy, skoncentrowany kwas</td>borowy <td>clorox</td><td></td></tr><tr><td>(H3BO3)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10043-35-3</td><td>Śladowe elementy: Kwas borowy</td></tr><tr><td>Chlorek wapnia dwuwodny (CaCl2*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10035-04-8</td><td>Średni preparat. Dwuwodny chlorek wapnia</td></tr><tr><td>Carboys (20 L)</td><td>Nalgene - Thermo Fisher Scientific</td><td>2250-0050PK</td><td>Polipropylenowy balon z uchwytami</td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Beckman Coulter, Inc</td><td></td><td>J2-21</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-66-3</td><td>Ta substancja chemiczna jest używana do ekstrakcji lipidów</td></tr><tr><td>Citraplex 20% Iron</td><td>Loveland Products</td><td>SDS nr 1000595582 -17-LPI</td><td>https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info</td></tr><tr><td>Sześciowodny azotan kobaltu (II) (Co(NO3)2*6H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10026-22-9</td><td>Pierwiastki śladowe: Sześciowodny azotan kobaltu (II)</td></tr><tr><td>Sprężarka</td><td>Makita</td><td>MAC700</td><td>To urządzenie służy do wtrysku systemu CO2</td></tr><tr><td>Zawór sterujący</td><td>Sierra Instruments</td><td>SmartTrak 100</td><td>Ten element musi być dostosowany do Twojej aplikacji. W naszym przypadku użyto mieszanki 5% CO2 i 95% powietrza.</td></tr><tr><td>Pięciowodny siarczan miedzi (II) (CuSO4*5H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758-99-8</td><td>Pierwiastki śladowe: Pięciowodny siarczan miedzi (II)</td></tr><tr><td>Rejestrator danych: Jednostka Campbell CR3000</td><td>Scientific Campbell</td><td>CR3000</td><td>To urządzenie służy do sterowania całym systemem, motoryzacji i rejestrowania danych</td></tr><tr><td>Rozpuszczony roztwór tlenu</td><td>Campbell Scientific</td><td>14055</td><td>Roztwór elektrolitu tlenu rozpuszczonego DO6002 - Nr partii. 211085</td></tr><tr><td>sonda tlenu rozpuszczonego</td><td>Sensorex</td><td>?</td><td>Czujnik tlenu rozpuszczonego DO6400/T z komunikacją cyfrową</td></tr><tr><td>Roztwór do kalibracji przewodności elektrycznej</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>2245 - 32 ( R2245000-1A )</td> <td>Wzorzec przewodności, 5000 uS/cm przy 25C (2620 ppm TDS jako NaCl)</td></tr><tr><td>Sonda elektrokonduktometryczna</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI3003/D</td><td>Sonda przewodności przepływowej - Czujnik NTC, złącze DIN, 3m</td></tr><tr><td>Sól disodowa kwasu etylenodiaminotetraoctowego dwuwodian (Na2EDTA*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>6381-92-6</td><td>Podłoże Przygotowanie: Dwuwodna sól disodowa kwasu etylenodiaminotetraoctowego</td></tr><tr><td>Filtry</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-874-48</td><td>Filtry z mikrofibry szklanej bez spoiwa Whatman</td></tr><tr><td></td><td>Fisher scientific</td><td>09-552-40</td><td>Pyrex Fernbach Kolby</td></tr><tr><td>Piec</td><td>Hogentogler</td><td>Model: F6020C-80</td><td>Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Szklany</td></tr><tr><td>eksykator</td> <td>muflowyVWR International LLC</td><td>75871-430</td><td>Typ 150, średnica 140 mm</td></tr><tr><td>Lejek szklany</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB6005865</td><td>Fisherbrand Szklane lejki wielokrotnego użytku z długim trzpieniem</td></tr><tr><td>Okap z przepływem laminarnym</td><td>Fisher Hamilton Safeair</td><td></td><td>Fisher Hamilton Stainless Kaptur hume Safeair</td></tr><tr><td>Siarczan magnezu siedmiowodny (MgSO4*7H2O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10034 - 99 - 8</td><td>Średni Preparat: Magnez siarczan siedmiowodny</td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-56-1</td><td>Rozpuszczalnik do ekstrakcji lipidów</td></tr><tr><td>Dyfuzor mikropęcherzykowy</td><td>Pentair Aquatic Eco-Systems</td><td>1PMBD075</td><td>To urządzenie służy do wtryskiwania systemu CO2</td></tr><tr><td>Mikroalgi: Chlorella Sorokiniana</td><td>NAABB</td><td>DOE 1412</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td></td><td></td><td>Carl Zeiss 4291097</td></tr><tr><td>Asystent mikrofalowy ekstrakcja</td><td>MARS, CEM Korportacja</td><td></td><td>CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Mikrofalowy przyspieszony system reakcyjny. Model: 907601</td></tr><tr><td>MnCl2*4H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13446-34-9</td><td>Moździerze czterowodne chlorku manganu(II)</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961B</td><td>Moździerze porcelanowe Fisherbrand</td></tr><tr><td>Parownik azotu</td><td>Organomation</td><td></td><td>N-EVAP 112 Parownik azotu (system grzewczy OA-SYS)</td></tr><tr><td>Piekarnik</td><td>VWR International LLC</td><td>89511-410</td><td>Piekarnik z wymuszonym obiegiem powietrza</td></tr><tr><td>Koło</td><td></td><td></td> łopatkowe <td>8-łopatkowe śmigło o osi poziomej. Zwykle jest to część reaktora z kołem łopatkowym.</td></tr><tr><td>Silnik koła łopatkowego</td><td>Leeson</td><td>M1135042.00</td><td>Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 KM; Napięcie 90; FR 34; 62 obr./min.</td></tr><tr><td>Tłuczki</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961M</td><td>Tłuczki porcelanowe Fisherbrand</td></tr><tr><td>Przetwornik pH i EC Hanna</td><td>Instruments</td><td>HI98143</td><td>Hanna Instruments HI98143-04 Przetwornik pH i EC z izolacją galwaniczną 0-4V.</td></tr><tr><td>Roztwory do kalibracji pH</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-643-003</td><td>Thermo Scientific Orion Butelki buforowe pH</td></tr><tr><td>Czujnik sondy pH</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI1006-2005</td><td>Hanna Instruments HI1006-2005 Teflonowa elektroda pH z pasującym pinem 5m.</td></tr><tr><td>Końcówki do pipet</td><td>Fisher Scientific</td><td>1111-2821</td><td>1000 ul TipOne z podziałką niebieską końcówką w stojakach</td></tr><tr><td>Pippetter</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-690-032</td><td>Eppendorf Reserch plus Pipety o zmiennej regulacji objętości: jednokanałowe</td></tr><tr><td>Kuwety plastikowe</td><td>Fisher scientific</td><td>14377017</td><td>BrandTech BRAND Plastikowe kuwety</td></tr><tr><td></td><td>Fisher scientific</td><td>08-757-100D</td><td>Corning Falcon Bakteriologiczne szalki Petriego z pokrywką</td></tr><tr><td>Potaż</td><td></td><td></td><td>Ta substancja chemiczna jest używana do zoptymalizowanego przygotowania podłoża. Został zakupiony w lokalnej firmie nawozowej</td></tr><tr><td>Fosforan potasu dwuzasadowy (K2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758 -11 - 4</td><td>Medium Przygotowanie: Fosforan potasu dwuzasadowy</td></tr><tr><td>Butelki do przechowywania multimediów wielokrotnego użytku</td><td>Fisher scientific</td><td>06-414-2A</td><td>Butelki 1 L i 2 L - PYREX GL45 Nakrętki z uszczelkami zaślepkowymi</td></tr><tr><td>Raceway Pond</td><td></td><td></td><td>Podobny sprzęt można kupić pod adresem https://microbioengineering.com/products</td></tr><tr><td>Czujnik gęstości optycznej w czasie rzeczywistym</td><td>University of Arizona</td><td></td><td>Ten sprzęt został zaprojektowany i zbudowany przez członka grupy</td></tr><tr><td>RS232</td><td>Sabrent Sabrent</td><td></td><td>konwertera RS-2.0 USB 2.0 na szeregowy (9-pinowy) DB-9, chipset Prolific, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 i nowsze] 2,5 stopy (CB-DB9P)</td></tr> <tr><td>Stół</td><td></td><td></td> <td>do wytrząsaniaMieszanie glonów 150 obr./min</td></tr><tr><td>Węglan sodu (Na2CO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>497-19-8</td><td>Węglan sodu</td></tr><tr><td>Molibdenian sodu dwuwodny (Na2MoO4*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10102-40-6</td><td>Podłoże Preparat: Molibdenian sodu dwuwodny</td></tr><tr><td>Azotan sodu (NaNO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7631-99-4</td><td>Medium Preparat: Spektrofotometr azotanu sodu</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific Firma</td><td>14-385-400</td><td>Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spektrofotometr cylindryczny uchwyt na ogniwa o długiej ścieżce; wewnętrzny dektecor odniesienia, ksenonowa lampa błyskowa; podwójna fotodioda krzemowa; 240 V, 50 do 60 Hz wybierane automatycznie.</td></tr><tr><td>Probówki</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-961-27</td><td>Jednorazowe probówki ze szkła borokrzemianowego Fisherbrand ze zwykłym końcem (10 ml)</td></tr><tr><td>Termopary typu K</td><td>Omega</td><td>KMQXL-125G-6</td><td></td></tr><tr><td>Mocznik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2067-80-3</td><td>Mocznik</td></tr> System <tr><td>filtracji próżniowej</td><td>Fisher Scientific</td><td>XX1514700</td><td>Szklany uchwyt filtra próżniowego MilliporeSigma, 47 mm. W skład systemu wchodzą: nasadka do kolby ze szkła szlifowanego, wspornik filtra ze szkła gruboziarnistego i kolba</td></tr><tr><td>Pompa próżniowa</td><td>Grainger</td><td></td><td>Marathon Elektryczny silnik prądu przemiennego Zabezpieczony termicznie G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425</td></tr><tr><td>Siarczan siedmiowodny (ZnSO4*7H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7446-20-0</td><td>Siarczan siedmiowodny</td></tr></tbody></table>

sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg

Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation

W Stanach Zjednoczonych 35% całkowitej emisji dwutlenku węgla (CO2) pochodzi z przemysłu elektrycznego, z czego 30% to produkcja energii elektrycznej na gaz ziemny. Mikroalgi mogą wiązać CO2 od 10 do 15 razy szybciej niż rośliny i przekształcać biomasę glonów w produkty będące przedmiotem zainteresowania, takie jak biopaliwa. W związku z tym badanie to przedstawia protokół, który pokazuje potencjalne synergie uprawy mikroalg z elektrownią na gaz ziemny zlokalizowaną w południowo-zachodnich Stanach Zjednoczonych w gorącym klimacie półpustynnym. Najnowocześniejsze technologie są wykorzystywane w celu zwiększenia wychwytywania i utylizacji dwutlenku węgla za pośrednictwem gatunku zielonych glonów Chlorella sorokiniana, które można dalej przetwarzać na biopaliwo. Opisujemy protokół obejmujący półautomatyczny otwarty staw torowy i omawiamy wyniki jego działania, gdy był testowany w elektrowni Tucson Electric Power w Tucson w Arizonie. Gazy spalinowe były używane jako główne źródło węgla do kontrolowania pH, a także uprawiano Chlorella sorokiniana. Do uprawy glonów użyto zoptymalizowanego podłoża. Ilość CO2 dodawanego do systemu w funkcji czasu była ściśle monitorowana. Ponadto monitorowano inne czynniki fizykochemiczne wpływające na tempo wzrostu glonów, produktywność biomasy i wiązanie węgla, w tym gęstość optyczną, tlen rozpuszczony (DO), przewodność elektryczną (EC) oraz temperaturę powietrza i stawu. Wyniki wskazują, że możliwy jest plon mikroalg do 0,385 g/l suchej masy bez popiołu, przy zawartości lipidów na poziomie 24%. Wykorzystanie możliwości synergii między podmiotami emitującymi CO2 a hodowcami glonów może zapewnić zasoby niezbędne do zwiększenia wychwytywania dwutlenku węgla, wspierając jednocześnie zrównoważoną produkcję biopaliw i bioproduktów z alg.

Wcześniejsze wyniki eksperymentalne uzyskane w naszym laboratorium wskazują, że hodowla mikroalg w półautomatycznym otwartym kanale typu raceway może być powiązana z procesami wychwytywania dwutlenku węgla. Aby lepiej zrozumieć synergię między tymi dwoma procesami (Rysunek 2), opracowaliśmy protokół dostosowany do hodowli gatunku zielonych alg Chlorella sorokiniana w warunkach zewnętrznych w gorącym klimacie półpustynnym. Spaliny z gazu ziemnego pobrano ze stacji przemysłowej wytwar...

Opisano protokół wykorzystania dwutlenku węgla z gazów spalinowych elektrowni na gaz ziemny do hodowli mikroalg w otwartych stawach torowych. Wtryskiwanie spalin jest kontrolowane za pomocą czujnika pH, a wzrost mikroalg jest monitorowany za pomocą pomiarów gęstości optycznej w czasie rzeczywistym.

Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg

In the United States, 35% of the total carbon dioxide (CO2) emissions come from the electrical power industry, of which 30% represent natural gas ...

Ten półautomatyczny system uprawy bieżni sterowany przez czujnik pH może bezpośrednio wychwytywać gazy spalinowe z planów zasilania do uprawy mikroalg i może monitorować wzrost mikroalg za pomocą pomiarów w czasie rzeczywistym. System reaktora umożliwia bezpośrednie wychwytywanie i wykorzystanie węgla ze spalin przemysłowych do hodowli mikroalg w półautomatycznych systemach bieżni z otwartymi stawami na miejscu. System może być stosowany do uprawy alternatywnych gatunków glonów oraz do wychwytywania dwutlenku węgla z dowolnej elektrowni.Aby ustawić otwarty staw bieżniowy, należy podłączyć wąż paliwowy o długości 0,95 centymetra, aby wychwycić spaliny podczas procesu dopalania, kilka metrów przed wejściem spalin do komina w celu odprowadzenia do atmosfery. Umieść 20-litrowy syfon i skraplacz o długości około 12 metrów między kominem a sprężarką, aby usunąć wodę ze spalin. Aby monitorować wzrost glonów, podłącz czujnik gęstości optycznej w czasie rzeczywistym, który mierzy absorbancję przy 650 i 750 nanometrach, czujnik tlenu rozpuszczonego, termopary powietrza i stawu, czujnik pH i czujnik przewodności elektrycznej do rejestratora danych.Aby skonfigurować system kontroli pH, podłącz układ sprężarki i zaworu sterującego do programu rejestratora danych, aby zarządzać wtryskiem spalin i użyj rurki do skierowania spalin z zaworu sterującego przez kamienny dyfuzor na dno stawu bieżni, a następnie ustaw system tak, aby wtryskiwał spaliny, gdy wartość pH była większa niż 8,05 i zatrzymał wtrysk spalin, gdy pH osiągnie jest mniejsza niż osiem. Aby skonfigurować system hodowli glonów, ustaw pomieszczenie hodowlane na 25 stopni Celsjusza w 12-godzinnym cyklu światła i 12-godzinnego ciemnego cyklu, a następnie użyj dejonizowanych soli wodnych oraz makro i mikroelementów do przygotowania pożywki hodowlanej BG-11. Użyj sterylnej pętli, aby wybrać pojedynczą kolonię glonów z płytki hodowlanej i zaszczepić glony w 50-mililitrowej probówce zawierającej sterylną pożywkę wzrostową w czystej komorze bezpieczeństwa biologicznego.Hoduj małą płynną kulturę na stole do wytrząsania z prędkością 120 obrotów na minutę przez tydzień. Pod koniec inkubacji przenieść całą objętość kultury glonów do 500 mililitrów płynnej kultury w kolbie o pojemności jednego litra i zamknąć kolbę gumowym korkiem wyposażonym w rurkę ze stali nierdzewnej w celu zapewnienia napowietrzenia. Przefiltruj powietrze za pomocą filtrów sterylizacyjnych powietrza o wielkości 0,20 mikrona i pozwól kulturze rosnąć przez kolejny tydzień do dwóch tygodni za pomocą spektrofotometru do codziennego monitorowania gęstości komórek.Pod koniec okresu hodowli dodać 500 mililitrów płynnej kultury glonów do ośmiu litrów niesterylnej pożywki hodowlanej w 10-litrowym gąsiu i wstrzyknąć mieszaninę 5% dwutlenku węgla i 95% powietrza do balonu. Monitoruj płytkę podstawową i kultury płynne pod mikroskopem świetlnym przy powiększeniach 10 i 40x raz w tygodniu, aby zapewnić wzrost interesującego szczepu. Aby zaszczepić glonami odkryty staw z otwartym torem wyścigowym, najpierw dokładnie wyczyść reaktor przez noc 30% wybielaczem.Wypłucz reaktor następnego ranka, aż cały wybielacz zostanie usunięty i skalibruj wszystkie czujniki zgodnie z odpowiednimi procedurami kalibracji. Napełnij staw bieżni do 80% wodą, aby rozcieńczyć stężoną pożywkę i zaszczepić staw 10-litrowym balonem z kulturą glonów. Doprowadź staw do ostatecznej objętości, a następnie częściowo zacienij staw z bieżnią drewnianymi paletami przez około trzy dni jako strategię adaptacyjną, aby uniknąć zahamowania zdjęć, aby umożliwić mikroalgom zaaklimatyzowanie się w systemie hodowli.Aby przeprowadzić eksperyment ze wzrostem wsadowym, sprawdź i zapisz wszelkie codzienne zmiany, w tym parowanie wody, działanie silnika koła łopatkowego i czujnika lub cokolwiek innego. Codziennie opróżniaj i sprawdzaj sprężarkę i syfon, aby umożliwić usunięcie nadmiaru wody i zminimalizować korozję spalin. Skonfiguruj rejestrator danych tak, aby skanował każdy pomiar czujnika co 10 sekund i przechowywał średni czujnik oraz dane dotyczące temperatury powietrza i reaktora co 10 minut.Upewnij się, że poziom wody pozostaje stały w końcowej objętości reaktora, aby uniknąć wpływu na pomiar gęstości optycznej. Po uzupełnieniu wody w reaktorze należy pobrać próbkę biomasy glonów za pomocą butelki o pojemności 250 mililitrów. Zmierz gęstość optyczną w spektrofotometrze.Sprawdzaj jakość hodowli glonów trzy razy w tygodniu za pomocą mikroskopu świetlnego. Gdy kultura jest bliska osiągnięcia fazy stacjonarnej, zbierz 75% całkowitej objętości hodowli glonów i użyj od dwóch do pięciu litrów zawiesiny hodowli do przeprowadzenia analizy wydajności biomasy w laboratorium, a następnie przetwórz i przekształć resztę glonów w pożądane produkty z glonów. W tym miejscu można zaobserwować porównanie czujnika z pomiarami laboratoryjnymi.Obie hodowle wykazują podobne trendy, przy czym dane rosną w funkcji czasu. Wartości gęstości optycznej rosną w ciągu dnia, ale maleją w nocy podczas oddychania, co wskazuje na zmianę wydajności biomasy, dlatego integracja czujnika gęstości optycznej w czasie rzeczywistym umożliwia podejmowanie skutecznych decyzji zarządczych dotyczących całego systemu produkcji glonów. W tej analizie spaliny były wtryskiwane od około godziny 8:00 rano.do godziny 18:00, ale nie został wstrzyknięty między godziną 18:00 a 8:00.Ten cykl dzień/noc odzwierciedla ekspozycję na światło słoneczne w ciągu dnia i brak światła w nocy, a w konsekwencji odpowiednio aktywację fotosyntezy lub fotooddychania. Jak pokazano na tym rysunku, wraz ze wzrostem tempa wzrostu glonów potrzeba więcej spalin, co potwierdza, że system wstrzykiwania impulsów spalin typu on/off skutecznie ułatwia wychwytywanie i utylizację dwutlenku węgla poprzez hodowlę mikroalg. Inne parametry fizykochemiczne można również wykorzystać do ustalenia korelacji między parametrami a wzrostem i produktywnością glonów.Ważne jest, aby upewnić się, że system pH jest prawidłowo skonfigurowany i że wszystkie czujniki są skalibrowane przed zaszczepieniem stawów z bieżniami mikroalgami. Inne metody, które można wykonać w stawie bieżniowym podczas produkcji biomasy mikroalg, obejmują ekstrakcję lipidów, węglowodanów lub pigmentów, pomiary suchej masy bez popiołu oraz monitorowanie jakości PCR.

coupling-carbon-capture-from-power-plant-with-semi-automated-open

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Spaliny z elektrowni są tanim źródłem CO2 dla wzrostu glonów. Zbudowaliśmy prototypowe systemy "od gazów spalinowych do hodowli glonów" i opisaliśmy, jak zwiększyć skalę procesu hodowli glonów. Wykazaliśmy zastosowanie modelu bioreakcji z przeniesieniem masy do symulacji i zaprojektowania optymalnej pracy gazów spalinowych do wzrostu Chlorella sp. w fotobioreaktorach glonów.

Optymalizacja ustawień spalin w celu promowania wzrostu mikroalg w fotobioreaktorach za pomocą symulacji komputerowych

Integracja hodowli mikroalg z przemysłowymi gazami spalinowymi ostatecznie wprowadzi metale ciężkie i inne związki nieorganiczne do podłoża wzrostowego. W pracy przedstawiono procedurę zastosowaną do określenia końcowego losu i wpływu metali ciężkich i zanieczyszczeń nieorganicznych na wzrost Nannochloropsis salina hodowanych w fotobioreaktorach.

Kwantyfikacja metali ciężkich i innych zanieczyszczeń nieorganicznych na produktywność mikroglonów

Przedstawiono eksperymentalną metodologię porównywania wydajności małych (100 L) i dużych (1000 L) reaktorów przeznaczonych do remediacji glonów w ściekach składowiskowych. Charakterystykę systemu, w tym stosunek powierzchni do objętości, czas retencji, gęstość biomasy i stężenie ścieków, można dostosować w zależności od zastosowania.

Porównanie skali w systemie reaktora fotosyntetycznego do remediacji ścieków z glonów

Ten artykuł opisuje proces montażu i działania laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego, który może być użyty, w połączeniu z innymi metodami, do oszacowania odpowiednich parametrów wzrostu kinetycznego. System ten stale monitoruje pH, światło i temperaturę za pomocą czujników, jednostki akwizycji i sterowania danymi oraz oprogramowania do akwizycji danych typu open source.

Budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i pH do testów wzrostu kinetycznego

Tutaj prezentujemy protokół budowy fotobioreaktorów z bąbelkowymi kolumnami na skalę laboratoryjną i wykorzystania ich do hodowli mikroalg. Dostarcza również metody określania tempa wzrostu kultury i neutralnej zawartości lipidów.

Hodowla zielonych mikroalg w fotobioreaktorach z kolumnami bąbelkowymi i test na obecność obojętnych lipidów

Uprawa akseniczna na skalę laboratoryjną ułatwia charakterystykę mikroglonów i optymalizację produktywności przed kolejnym zwiększeniem skali procesu. Fotobioreaktory zapewniają niezbędną kontrolę dla wiarygodnych i powtarzalnych eksperymentów z mikroalgami i mogą być przystosowane do bezpiecznej hodowli mikroalg z gazami korozyjnymi (CO2, SO2, NO2) z emisji ze spalania komunalnego lub przemysłowego.

Uprawa mikroalg i kwantyfikacja biomasy w fotobioreaktorze laboratoryjnym z korozyjnymi gazami spalinowymi

Ta publikacja opisuje projekt laboratoryjnych fotobioreaktorów (PBR) z konfigurowalnymi reżimami oświetlenia. Wzrost sinic lub mikroalg, wykorzystujących wodorowęglan jako źródło węgla, jest stale monitorowany poprzez pomiar objętościowej produkcji tlenu. Te PBR ułatwiają szybkie, powtarzalne porównania wzrostu laboratoryjnego przy niewielkiej interwencji użytkownika podczas eksperymentów.

Obsługa fotobioreaktorów laboratoryjnych z pomiarami wzrostu online i konfigurowalnymi reżimami oświetlenia

Zanieczyszczenie powietrza wpływa na jakość życia wszystkich organizmów. W tym miejscu opisujemy zastosowanie biotechnologii mikroalg do oczyszczania biogazu (jednoczesne usuwanie dwutlenku węgla i siarkowodoru) oraz produkcji biometanu poprzez półprzemysłowe otwarte stawy glonów o wysokiej szybkości, a następnie analizę skuteczności oczyszczania, pH, rozpuszczonego tlenu i wzrostu mikroalg.

Oczyszczanie biogazu poprzez zastosowanie systemu mikroalgo-bakteryjnego w półprzemysłowych stawach z glonami o wysokiej zawartości

Opracowaliśmy metodologię przeprowadzania krzyżówek w Setaria viridis (S. viridis).  Metoda polega na przycięciu wiechy przed zabiegiem gorącej wody w celu zabicia żywotnego pyłku.  Krzyżówki są wykonywane zgodnie z dobrze kontrolowanym reżimem wzrostu i zazwyczaj skutkują odzyskaniem od 1 do 7 nasion zapylonych krzyżowo na wiechę.

Metody wykonywania krzyżówek w Setaria viridis, nowym systemie modelowym dla traw

Opisano metodę oznaczania zawartości i składu kwasów tłuszczowych w mikroalgach na podstawie mechanicznego rozbijania komórek, ekstrakcji lipidów na bazie rozpuszczalnika, transestryfikacji oraz kwantyfikacji i identyfikacji kwasów tłuszczowych za pomocą chromatografii gazowej. Wewnętrzny wzorzec tripentadekaniny służy do kompensacji ewentualnych strat podczas ekstrakcji i niepełnej transestryfikacji.

Analiza zawartości i składu kwasów tłuszczowych w mikroalgach

Poznaj metodę sprzężenia wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg. System wykorzystuje czujnik pH do kontroli wstrzykiwania gazów spalinowych i monitoruje wzrost mikroalg w czasie rzeczywistym.

Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg

Przeglądaj więcej filmów