Name: Obrazowanie i kwantyfikacja obszaru szybko poruszających się mikropęcherzyków za pomocą szybkiej kamery i analizy obrazu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 31 s
Description: Poznaj metodę szybkiego obrazowania mikropęcherzyków kawitacyjnych z użyciem kamery wysokiej prędkości i analizy obrazu ImageJ. Technika ta umożliwia kwantyfikację obszaru pęcherzyków i porównanie różnych końcówek ultradźwiękowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy są wdzięczni za finansowanie od Rady Badań Nauk Inżynieryjnych i Fizycznych EP/P015743/1.

1. Konfiguracja instrumentu
<ol>
	<li>Wybierz instrument lub obiekt, który ma zostać zobrazowany. W tym eksperymencie zobrazowano skaler ultradźwiękowy. Pęcherzyki kawitacyjne występują wokół końcówek skalerów ultradźwiękowych w wodzie.</li>
	<li>Wybierz stopień mikropozycjonowania dla instrumentu, który ma być obrazowany z translacją i obrotem XYZ. Umieść na podnośniku laboratoryjnym. Przymocuj uchwyt instrumentu do mikro etapu pozycjonowania</li>
	<li>Wybierz optycznie przezroczysty pojemnik na wodę do obrazowania. Pojemnik używany w tych eksperymentach został stworzony ze szklanymi szkiełkami mikroskopowymi.</li>
	<li>Wybierz stolik XY z platformą obrotową. Umieść na podnośniku laboratoryjnym. Umieść pojemnik na wodę na stoliku i napełnij go przefiltrowaną wodą (odwrócona osmoza lub destylowana).</li>
</ol>
2. Konfiguracja kamery o dużej szybkości
<ol>
	<li>Wybierz szybką kamerę o żądanej liczbie klatek na sekundę i rozdzielczości oraz źródło światła o dużej intensywności z światłowodem.</li>
	<li>Przymocuj przesuwną płytkę do mikropozycjonowania do korpusu szybkiej kamery i podłącz ją do statywu.</li>
	<li>Wybierz obiektyw o żądanej rozdzielczości i ogniskowej, a następnie podłącz go do aparatu. W tym eksperymencie użyto obiektywu zmiennoogniskowego o rozdzielczości 8,4 μm/piksel.</li>
	<li>Napełnij zbiornik obrazowania wodą i umieść końcówkę instrumentu, który ma być obrazowany, w zbiorniku na wodę w żądanej orientacji.</li>
	<li>Po podłączeniu kamery i załadowaniu podglądu na żywo do oprogramowania, użyj małego powiększenia, aby ustawić ostrość na końcówce skalera ultradźwiękowego, w razie potrzeby zmieniając położenie źródła światła. Ustaw instrument i źródło światła przed aparatem i ustaw ostrość. Dostosuj żądaną liczbę klatek na sekundę i jasność. 
	UWAGA: Do obrazowania przy dużej liczbie klatek na sekundę, krótkich czasach otwarcia migawki i/lub dużych powiększeniach wymagane jest większe natężenie światła. Oświetlenie może być zapewnione w trybie odbicia lub w trybie transmisji. W tym protokole oświetlenie jest zapewnione w trybie transmisji (jasne pole) za pomocą urządzenia do zimnego oświetlenia o wysokiej intensywności.</li>
	<li>Ustaw optymalną liczbę klatek na sekundę i czas otwarcia migawki dla szybkiego aparatu. W tym eksperymencie liczba klatek na sekundę wynosiła 6400 kl./s przy czasie otwarcia migawki 262 nanosekund. W przypadku szybko poruszających się pęcherzyków, takich jak pęcherzyki kawitacyjne, wymagany jest krótki czas otwarcia migawki, aby zapewnić ich ostrość.</li>
	<li>Dostosuj powiększenie obiektywu zmiennoogniskowego i intensywność źródła światła, aby tło było białe bez prześwietlenia.</li>
</ol>
3. Kalibracja
<ol>
	<li>Zapisz położenie końcówki (obrót w stopniu x-y, kąt obrotu przyrządu w celu zapewnienia odtwarzalności).</li>
	<li>Aby upewnić się, że pole widzenia jest spójne dla każdego powtórzenia, wybierz punkt odniesienia i zanotuj współrzędne. W tym przypadku punktem odniesienia była końcówka skalera ultradźwiękowego. Można go następnie przemieścić w przyszłych eksperymentach w to samo miejsce w polu widzenia.</li>
	<li>Jeśli rozmiar piksela jest nieznany, zobrazuj siatkę z oznaczeniami 10 μm przy ustawionym powiększeniu i użyj oprogramowania do analizy obrazu, takiego jak Fiji, aby obliczyć rozdzielczość.</li>
</ol>
4. Nagrywanie wideo z dużą szybkością
<ol>
	<li>Wyobraź sobie instrument bez kawitacji. Zostanie to odjęte od obrazów kawitacji w analizie obrazu podczas obliczania powierzchni pęcherzyków kawitacyjnych. Zapisz filmy w formacie takim jak TIFF, aby nie utracić jakości obrazu.</li>
	<li>Wyobraź sobie instrument działający z kawitacją. Upewnij się, że jest wystarczająca liczba klatek do dokładnej analizy, na przykład 5 powtórzeń po 500 klatek każde.</li>
</ol>
5. Przetwarzanie obrazu
<ol>
	<li>Pobierz Fiji19 ze strony ImageJ (https://imagej.net/Fiji). Dostarczono kod makra ImageJ, który automatycznie wykonuje opisane poniżej kroki analizy obrazu i może być również zmieniony w celu dopasowania do aplikacji. Poszczególne kroki makra są opisane w krokach 5.3-5.5.</li>
	<li>W razie potrzeby przytnij obraz, aby usunąć wszelkie ciemniejsze obszary wynikające z nierównomiernego oświetlenia. Upewnij się, że wszystkie obrazy są przycięte do tego samego rozmiaru i w tym samym miejscu obrazu.</li>
	<li>Przekonwertuj obrazy na binarne, automatycznie określając progi przy użyciu jednego z progów automatycznych. W tym przykładzie używany jest minimalny próg automatyczny</li>.
	<li>Uruchom polecenie wypełnij otwory, aby usunąć wszystkie czarne piksele z wnętrza bąbelków, które zostały fałszywie podzielone na segmenty.</li>
	<li>Oblicz histogram stosu, aby pokazać liczbę pikseli odpowiadającą skalerowi i kawitacji w każdej klatce.</li>
	<li>W tym przypadku piksele odpowiadające bąbelkom są białe i mają wartość 255. Zapisz te pomiary.</li>
	<li>Powtórz kroki 5.3-5.6, aby wyświetlić film przedstawiający instrument działający bez pęcherzyków.</li>
	<li>Oblicz średnią powierzchnię końcówki skalera ultradźwiękowego tylko na podstawie wyników histogramu.</li>
	<li>Odejmij średnią powierzchnię instrumentu od każdego z obszarów obliczonych na podstawie filmów z bąbelkami wokół skali. Obszar pęcherzyków pozostawia się do zmierzenia.</li>
	<li>Wizualizacja polega na odjęciu obrazu binarnego skalera od obrazu binarnego skalera z bąbelkami za pomocą kalkulatora obrazów na Fidżi.</li>
	<li>Oblicz średnią i odchylenie standardowe obszaru pęcherzyków.</li>
	<li>Przelicz wartości z liczby pikseli na obszar (w tym przypadku μm2), mnożąc przez kwadrat rozmiaru piksela. Oblicz rozmiar każdego piksela, obrazując siatkę za pomocą szybkiej kamery w tym samym powiększeniu, jakie zostało użyte do obrazowania, i użyj ImageJ, aby ustawić skalę.</li>
	<li>Wykreśl dane. Możliwe jest również przeprowadzenie analizy statystycznej w celu wykazania wszelkich istotnych różnic w obszarze pęcherzyków w przypadku porównania różnych warunków.</li>
</ol>
6. Makro ImageJ
<ol>
	<li>W menu ImageJ/Fiji przejdź do opcji Plugins > New > Macro. Upewnij się, że makro IJ1 jest zaznaczone w menu języka, a następnie skopiuj i wklej następujący kod. Kliknij przycisk Uruchom, aby uruchomić makro (plik uzupełniający).</li>
</ol>

<ol><li>Asegehegn, T. W., Schreiber, M., Krautz, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+bubble+behavior+in+fluidized+beds+with+and+without+immersed+horizontal+tubes+using+a+digital+image+analysis+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Power+Technologies%22%5BJournal%5D)">Investigation of bubble behavior in fluidized beds with and without immersed horizontal tubes using a digital image analysis technique.</a> Journal of Power Technologies. 210 (3), 248-260 (2011).</li>
<li>Busciglio, A., Vella, G., Micale, G., Rizzuti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+bubbling+behaviour+of+2D+gas+solid+fluidized+beds%3A+Part+I.+Digital+image+analysis+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Journal%22%5BJournal%5D)">Analysis of the bubbling behaviour of 2D gas solid fluidized beds: Part I. Digital image analysis technique.</a> Chemical Engineering Journal. 140 (1), 398-413 (2008).</li>
<li>Versluis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+imaging+in+fluids%5BTitle%5D)+AND+%22Experiments+in+Fluids%22%5BJournal%5D)">High-speed imaging in fluids.</a> Experiments in Fluids. 54 (2), 1-35 (2013).</li>
<li>Matsumoto, H., Yoshimine, Y., Akamine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+irrigant+flow+and+cavitation+induced+by+Er%3A+YAG+laser+within+a+root+canal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endodontics%22%5BJournal%5D)">Visualization of irrigant flow and cavitation induced by Er: YAG laser within a root canal model.</a> Journal of Endodontics. 37 (6), 839-843 (2011).</li>
<li>Young, F. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYoung%2C+FR+%22Cavitation%22">Cavitation</a>. , World Scientific. (1999).</li>
<li>Brennen, C. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrennen%2C+CE+%22Cavitation+and+Bubble+Dynamics%22">Cavitation and Bubble Dynamics</a>. , Cambridge University Press. (2013).</li>
<li>Leighton, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeighton%2C+T+%22The+acoustic+bubble%22">The acoustic bubble</a>. , Academic Press. (2012).</li>
<li>Verhaagen, B., Rivas, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+cavitation+and+its+cleaning+effect%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Measuring cavitation and its cleaning effect.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 29, 619-628 (2016).</li>
<li>Oulahal-Lagsir, N., Martial-Gros, A., Boistier, E., Blum, L., Bonneau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+an+ultrasonic+apparatus+for+the+non-invasive+and+repeatable+removal+of+fouling+in+food+processing+equipment%5BTitle%5D)+AND+%22Letters+in+Applied+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The development of an ultrasonic apparatus for the non-invasive and repeatable removal of fouling in food processing equipment.</a> Letters in Applied Microbiology. 30 (1), 47-52 (2000).</li>
<li>Gale, G. W., Busnaina, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+cavitation+and+acoustic+streaming+in+megasonic+cleaning%5BTitle%5D)+AND+%22Particulate+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Roles of cavitation and acoustic streaming in megasonic cleaning.</a> Particulate Science and Technology. 17 (3), 229-238 (1999).</li>
<li>Erriu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+biofilm+modulation+by+ultrasound%3A+Current+concepts+and+controversies%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Microbial biofilm modulation by ultrasound: Current concepts and controversies.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 21, 15-22 (2014).</li>
<li>Van der Sluis, L., Versluis, M., Wu, M., Wesselink, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+ultrasonic+irrigation+of+the+root+canal%3A+a+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22International+Endodontic+Journal%22%5BJournal%5D)">Passive ultrasonic irrigation of the root canal: a review of the literature.</a> International Endodontic Journal. 40 (6), 415-426 (2007).</li>
<li>Vyas, N., Sammons, R. L., Addison, O., Dehghani, H., Walmsley, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+method+to+measure+biofilm+removal+efficiency+from+complex+biomaterial+surfaces+using+SEM+and+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A quantitative method to measure biofilm removal efficiency from complex biomaterial surfaces using SEM and image analysis.</a> Scientific Reports. 6, 32694(2016).</li>
<li>Walmsley, A. D., Lea, S. C., Felver, B., King, D. C., Price, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+cavitation+activity+around+dental+ultrasonic+tips%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Oral+Investigations%22%5BJournal%5D)">Mapping cavitation activity around dental ultrasonic tips.</a> Clinical Oral Investigations. 17 (4), 1227-1234 (2013).</li>
<li>Price, G. J., Tiong, T. J., King, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonochemical+characterisation+of+ultrasonic+dental+descalers%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Sonochemical characterisation of ultrasonic dental descalers.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 21, 2052-2060 (2014).</li>
<li>Felver, B., King, D. C., Lea, S. C., Price, G. J., Damien Walmsley, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cavitation+occurrence+around+ultrasonic+dental+scalers%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Cavitation occurrence around ultrasonic dental scalers.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 16, 692-697 (2009).</li>
<li>Macedo, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonochemical+and+high-speed+optical+characterization+of+cavitation+generated+by+an+ultrasonically+oscillating+dental+file+in+root+canal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Sonochemical and high-speed optical characterization of cavitation generated by an ultrasonically oscillating dental file in root canal models.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 21, 324-335 (2014).</li>
<li>Reuter, F., Lauterborn, S., Mettin, R., Lauterborn, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+cleaning+with+ultrasonically+driven+bubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Membrane cleaning with ultrasonically driven bubbles.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 37, 542-560 (2017).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Vyas, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+Imaging+of+Cavitation+around+Dental+Ultrasonic+Scaler+Tips%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">High-speed Imaging of Cavitation around Dental Ultrasonic Scaler Tips.</a> PLoS One. 11 (3), 0149804(2016).</li>
<li>Ahmed, F. S., Sensenich, B. A., Gheni, S. A., Znerdstrovic, D., Al Dahhan, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bubble+dynamics+in+2D+bubble+column%3A+comparison+between+high-speed+camera+imaging+analysis+and+4-point+optical+probe%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Communications%22%5BJournal%5D)">Bubble dynamics in 2D bubble column: comparison between high-speed camera imaging analysis and 4-point optical probe.</a> Chemical Engineering Communications. 202 (1), 85-95 (2015).</li>
<li>Honkanen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstruction+of+three-dimensional+bubble+surface+from+high-speed+orthogonal+imaging+of+dilute+bubbly+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+Computational+Methods+in+Multiphase+Flow+V%2C+New+Forest%2C+UK%22%5BJournal%5D)">Reconstruction of three-dimensional bubble surface from high-speed orthogonal imaging of dilute bubbly flow.</a> Proceedings of Computational Methods in Multiphase Flow V, New Forest, UK. , 469-480 (2009).</li>
<li>do Amaral, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image+processing+techniques+for+high-speed+videometry+in+horizontal+two-phase+slug+flows%5BTitle%5D)+AND+%22Flow+Measurement+and+Instrumentation%22%5BJournal%5D)">Image processing techniques for high-speed videometry in horizontal two-phase slug flows.</a> Flow Measurement and Instrumentation. 33, 257-264 (2013).</li>
<li>Lau, Y., Deen, N., Kuipers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+image+measurement+technique+for+size+distribution+in+dense+bubbly+flows%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Science%22%5BJournal%5D)">Development of an image measurement technique for size distribution in dense bubbly flows.</a> Chemical Engineering Science. 94, 20-29 (2013).</li>
<li>Matsumoto, Y., Yoshizawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behaviour+of+a+bubble+cluster+in+an+ultrasound+field%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Numerical+Methods+in+Fluids%22%5BJournal%5D)">Behaviour of a bubble cluster in an ultrasound field.</a> International Journal for Numerical Methods in Fluids. 47 (6-7), 591-601 (2005).</li>
<li>Peeters, H. H., Iskandar, B., Suardita, K., Suharto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+removal+of+trapped+air+from+the+apical+region+of+the+straight+root+canal+models+generating+2-phase+intermittent+counter+flow+during+ultrasonically+activated+irrigation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endodontics%22%5BJournal%5D)">Visualization of removal of trapped air from the apical region of the straight root canal models generating 2-phase intermittent counter flow during ultrasonically activated irrigation.</a> Journal of Endodontics. 40 (6), 857-861 (2014).</li>
<li>Halford, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synergistic+effect+of+microbubble+emulsion+and+sonic+or+ultrasonic+agitation+on+endodontic+biofilm+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endodontics%22%5BJournal%5D)">Synergistic effect of microbubble emulsion and sonic or ultrasonic agitation on endodontic biofilm in vitro.</a> Journal of Endodontics. 38 (11), 1530-1534 (2012).</li>
<li>Kauer, M., Belova-Magri, V., Cairós, C., Linka, G., Mettin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+imaging+of+ultrasound+driven+cavitation+bubbles+in+blind+and+through+holes%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">High-speed imaging of ultrasound driven cavitation bubbles in blind and through holes.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 48, 39-50 (2018).</li>
<li>Rivas, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+removal+of+layers+of+metal%2C+polymer%2C+or+biomaterial+by+ultrasound+cavitation+bubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Biomicrofluidics%22%5BJournal%5D)">Localized removal of layers of metal, polymer, or biomaterial by ultrasound cavitation bubbles.</a> Biomicrofluidics. 6 (3), 034114(2012).</li>
<li>Pishchalnikov, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cavitation+Bubble+Cluster+Activity+in+the+Breakage+of+Kidney+Stones+by+Lithotripter+Shockwaves%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endourology%22%5BJournal%5D)">Cavitation Bubble Cluster Activity in the Breakage of Kidney Stones by Lithotripter Shockwaves.</a> Journal of Endourology. 17 (7), 435-446 (2003).</li>
<li>Sternberg, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomedical+image+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Computer%22%5BJournal%5D)">Biomedical image processing.</a> Computer. (1), 22-34 (1983).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Technika opisana w niniejszej pracy umożliwia obrazowanie szybko poruszających się mikropęcherzyków z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową. Może potencjalnie przynieść korzyści wielu dyscyplinom naukowym, takim jak inżynieria chemiczna, stomatologia i medycyna. Zastosowania inżynieryjne obejmują obrazowanie pęcherzyków kawitacyjnych do czyszczenia powierzchni lub do obrazowania pęcherzyków w reaktorach ze złożem fluidalnym. Zastosowania biomedyczne obejmują obrazowanie kawitacji wokół instrumentów medycznych i dentystycznych oraz obrazowanie oczyszczania biofilmu z tkanek twardych i miękkich za pomocą pęcherzyków kawitacyjnych. W tym badaniu zademonstrowaliśmy tę technikę, obrazując kawitację wokół dwóch różnych końcówek dentystycznego skalera ultradźwiękowego. Wielkość kawitacji różni się między dwiema końcówkami testowanymi w tym badaniu, przy czym więcej chmur kawitacji zaobserwowano wokół wolnego końca końcówki 10P. Wcześniej wiązano to z amplitudądrgań wynoszącą 20. Filmy z dużą prędkością pokazują, że końcówka FSI 1000 ma mniejsze wibracje, co prawdopodobnie jest powodem, dla którego wokół tej końcówki jest mniejsza kawitacja.
Jednym z ograniczeń metody analizy obrazu jest to, że technika odejmowania obrazu w celu usunięcia obszaru skalera nie jest całkowicie dokładna, ponieważ skaler oscyluje, a zatem odejmowanie może pozostawić niektóre obszary skalera fałszywie podzielone na segmenty jako bąbelki. Zostało to jednak uwzględnione poprzez uśrednienie powierzchni z dużej liczby klatek (n=2000). Nie stanowiłoby to problemu w przypadku zastosowań, w których obiekt, który ma zostać odjęty, jest nieruchomy. W przypadku badań, w których poruszający się obiekt, który ma zostać odjęty, ma znacznie większą wariancję, zalecamy zsynchronizowanie ruchów w obu filmach przed odjęciem w celu uzyskania dokładnych wyników. W obecnym badaniu nie zsynchronizowaliśmy oscylacji, ale ponieważ wibracje były niskie, możemy założyć, że oscylacje dobrze sobie odpowiadają w tych dwóch pomiarach.
Progowanie obrazu jest dokładne, ponieważ oświetlenie w jasnym polu zapewnia jednolite tło o dobrym kontraście. Bardzo ważne jest, aby upewnić się, że tło jest jednolite i nie zawiera żadnych innych obiektów, które mogłyby zostać błędnie podzielone na segmenty. Metodę progowania można modyfikować przy użyciu innych progów automatycznych w zależności od zastosowania. Ręczne progowanie, w którym użytkownik ustawia wartość progową, jest również możliwe, ale nie jest zalecane, ponieważ zmniejsza odtwarzalność wyników, ponieważ różni użytkownicy wybierają różne wartości progowe.
Analiza obrazu została wykorzystana w wielu innych badaniach obrazowania pęcherzyków. Wykorzystują one również podobną metodę podświetlania, aby uzyskać optymalny kontrast między bąbelkami a tłem, oraz progowania w celu segmentacji bąbelków 21,22,23,24. Metodę przedstawioną w obecnym badaniu można również uogólnić i można ją zastosować do wielu różnych zastosowań obrazowania pęcherzykowego, które nie ograniczają się tylko do obrazowania z dużą prędkością. Szybkie obrazowanie zostało wykorzystane do pęcherzyków kawitacyjnych generowanych w wodzie, a także wokół narzędzi takich jak pilniki endodontyczne i skalery ultradźwiękowe 12,25,26,27,28. Na przykład Rivas i wsp. oraz Macedo i wsp. użyli szybkiej kamery przymocowanej do mikroskopu, z oświetleniem zapewnianym przez źródło zimnego światła, do czyszczenia obrazu za pomocą kawitacji oraz do obrazowania kawitacji wokół pilnika endodontycznego17,29. Oświetlenie jasnym polem zapewnia większy kontrast między tłem a pęcherzykami, umożliwiając zastosowanie prostych technik segmentacji, takich jak progowanie, jak wykazano przez Rivasa i in., do obrazowania i ilościowego określania erozji kawitacyjnej i czyszczenia w czasie29. Oświetlenie ciemnego pola utrudnia progowanie ze względu na większą zmienność skal szarości 4,30. Analiza obrazu została wykorzystana w innych badaniach w celu zebrania większej ilości informacji na temat pęcherzyków 1,2. Vyas i in. wykorzystali podejście uczenia maszynowego do segmentacji pęcherzyków kawitacyjnych wokół skalera ultradźwiękowego20. Metoda opisana w niniejszym artykule jest szybsza, ponieważ wykorzystuje proste progowanie, dzięki czemu jest mniej intensywna obliczeniowo, a pęcherzyki występujące powyżej i poniżej skalera mogą być analizowane. Jednak metoda progowania zastosowana w obecnym artykule jest dokładna tylko wtedy, gdy tło jest jednolite. Jeśli nie jest możliwe uzyskanie jednolitego tła podczas obrazowania, można zastosować inne techniki przetwarzania obrazu, takie jak odejmowanie tła za pomocą promienia toczącej się kuli w celu skorygowania nierównomiernego oświetlenia, filtrowanie za pomocą filtrów medianowych lub gaussowskich w celu usunięcia szumu, a także stosowanie technik opartych na uczeniu maszynowym20,31.
Podsumowując, przedstawiamy protokół szybkiego obrazowania i analizy do obrazowania i obliczania obszaru mikroskopijnego poruszającego się obiektu. Zademonstrowaliśmy tę metodę, obrazując pęcherzyki kawitacyjne wokół skalera ultradźwiękowego. Może być używany do obrazowania kawitacji wokół innych instrumentów dentystycznych, takich jak pilniki endodontyczne, i może być łatwo dostosowany do innych zastosowań obrazowania pęcherzykowego innych niż dentystyczne.

Obrazowanie ruchu pęcherzyków jest ważne dla różnych zastosowań, ponieważ kontroluje hydrodynamikę systemu. Istnieje wiele zastosowań, w których może to być przydatne: w reaktorach ze złożem fluidalnym1,2, lub do czyszczenia za pomocą pęcherzyków kawitacyjnych3,4. Celem obrazowania pęcherzyków jest lepsze zrozumienie dynamiki pęcherzyków lub kierunku i ruchu chmury pęcherzyków. Można to osiągnąć poprzez obserwację zobrazowanych struktur, a także poprzez wykorzystanie analizy obrazu do uzyskania informacji ilościowych, takich jak rozmiar pęcherzyków.
Pęcherzyki kawitacji to jednostki gazowe lub parowe, które pojawiają się w płynie, gdy ciśnienie spada poniżej wartości ciśnienia nasyconego5. Mogą wystąpić, gdy pole akustyczne zostanie przyłożone do płynu o częstotliwościach ultradźwiękowych. Wielokrotnie rosną i zapadają się, a po zapadnięciu się mogą uwalniać energię w postaci szybkich mikrodżetów i fal uderzeniowych6,7. Mogą one usuwać cząstki z powierzchni za pomocą sił ścinających i powodować czyszczenie powierzchni8. Bąbelki kawitacyjne są badane pod kątem czyszczenia powierzchni w różnych branżach, takich jak półprzewodniki, żywność i czyszczenie ran9,10,11,12. Mogą być również używane do czyszczenia płytki nazębnej z zębów i biomateriałów, takich jak implanty dentystyczne12,13. Kawitacja występuje wokół obecnie używanych narzędzi dentystycznych, takich jak skalery ultradźwiękowe i pilniki endodontyczne i wykazuje potencjał jako dodatkowy proces czyszczenia za pomocą tych narzędzi14.
Oscylacja pęcherzyków kawitacyjnych następuje w ciągu kilku mikrosekund i dlatego potrzebna jest szybka kamera, aby uchwycić ich ruch poprzez obrazowanie z prędkością tysięcy klatek na sekundę8. Przedstawiono metodę obrazowania kawitacji mikropęcherzykowej wokół stomatologicznych skalerów ultradźwiękowych. Celem jest zrozumienie, w jaki sposób kawitacja zmienia się w zależności od różnych skalerów ultradźwiękowych, aby można ją było zoptymalizować jako nowatorski sposób czyszczenia płytki nazębnej.
Poprzednie metody używane do badania kawitacji obejmują sonochemiluminescencję, która wykorzystuje luminol do wykrywania miejsca, w którym wystąpiła kawitacja15,16. Jest to jednak technika pośrednia i nie jest w stanie zwizualizować pęcherzyków kawitacyjnych w czasie rzeczywistym. W związku z tym nie jest w stanie dokładnie określić, gdzie to się dzieje na instrumencie, a także nie można uzyskać żadnych informacji na temat dynamiki pęcherzyków, chyba że jest to połączone z innymi technikami obrazowania17. Szybkie obrazowanie może obrazować nie tylko rosnące i zapadające się pęcherzyki kawitacyjne, ale także rodzaj występującej kawitacji: chmury kawitacyjne, mikrostrumienie i mikrodżety6,7,18. Dają one więcej informacji o tym, w jaki sposób kawitacja może czyścić powierzchnie.
Prezentujemy metodę obrazowania mikropęcherzyków kawitacji za pomocą szybkiej kamery i obliczania średniej powierzchni występującej kawitacji. Metodę tę zademonstrowano na przykładzie kawitacji zachodzącej wokół różnych końcówek dentystycznych skalerów ultradźwiękowych, chociaż etapy eksperymentu i analizy obrazu można wykorzystać do innych zastosowań, takich jak obrazowanie innych makro i mikropęcherzyków.

<table><tbody><tr><td>Nasadka 0,25x</td><td>Navitar</td><td>1-50011</td><td></td></tr><tr><td>12x z precyzyjną ostrością 12 mm Obiektyw zmiennoogniskowy mikroskopu dalekiego</td><td>zasięgu Adapter Navitar</td><td>1-50486</td><td></td></tr><tr><td>2x z mocowaniem f</td><td>Navitar</td><td>1-62922</td><td></td></tr><tr><td>Skaler ultradźwiękowy Cavitron Plus</td><td>Dentsply Sirona</td><td>8184003</td><td></td></tr><tr><td>Wkładka ultradźwiękowa Cavitron FSI 1000FSI 1000</td><td>Dentsply Sirona</td><td>UCAFTHD</td><td></td></tr><tr><td>Światłowód światłowodowy. Wiązka włókien 8 mm o długości 1500 mm. Zestaw soczewki skupiającej do światła Hayashi, gwint statywowy 1/4"-20 do montażu.</td><td>Hayashi</td><td>LGC1- 8L1500</td><td></td></tr><tr><td>Głowica z przekładnią</td><td>Manfrotto</td><td>MN405</td><td>Udźwig 7,5 kg</td></tr><tr><td>HDF7010 Źródło światła endoskopowego LED o dużej mocy . Dioda LED o mocy 150 W zapewnia zimną moc odpowiadającą ksenonowi 250 W .</td><td>Hayashi</td><td>LA-HDF710</td><td></td></tr><tr><td>Ciężki statyw</td><td>Manfrotto</td><td>MN475B</td><td>Kolumna środkowa z przekładnią, udźwig 12 kg</td></tr><tr><td>Szybka kamera</td><td>Photron</td><td>103526</td><td>FASTCAM Mini AX200 900K M3 (pamięć 16 GB)</td></tr> <tr><td>Wysoka precyzja obrotu&nbsp; Stolik</td><td>Thorlabs</td><td>PR01/M</td><td></td></tr><tr><td>Podnośniki laboratoryjne</td><td>Camlab</td><td>1194083</td><td></td></tr><tr><td>Płyta przesuwna do mikropozycjonowania</td><td>Manfrotto</td><td>SKU 454</td><td></td></tr><tr><td>Stolik do mikropozycjonowania 3D</td><td>Thorlabs</td><td>PT3/M Rotacja</td><td></td></tr><tr><td>stolika do mikropozycjonowania</td><td>Thorlabs</td><td>OCT-XYR1</td><td>/M OCT-XYR1/M - stolik XY z solidną płytą górną</td></tr><tr><td>NEWTRON P5 XS Skaler ultradźwiękowy&nbsp;</td><td>Acteon</td><td>F62118</td><td></td></tr><tr><td>Wkładka ultradźwiękowa 10P</td><td>Acteon</td><td>F00253</td><td></td></tr></tbody></table>

obrazowanie i kwantyfikacja obszaru szybko poruszających się mikropęcherzyków za pomocą szybkiej kamery i analizy obrazu

Imaging and Quantification of the Area of Fast-Moving Microbubbles Using a High-Speed Camera and Image Analysis

Przedstawiono technikę eksperymentalną i analizę obrazu do obrazowania pęcherzyków kawitacyjnych i obliczania ich powierzchni. Przedstawiona tu eksperymentalna technika obrazowania z dużą szybkością i protokół analizy obrazu mogą być również stosowane do obrazowania mikroskopijnych pęcherzyków w innych dziedzinach badań; W związku z tym ma szeroki zakres zastosowań. Stosujemy to do kawitacji obrazu wokół dentystycznych skalerów ultradźwiękowych. Ważne jest, aby zobrazować kawitację, aby ją scharakteryzować i zrozumieć, w jaki sposób można ją wykorzystać do różnych zastosowań. Kawitacja występująca wokół stomatologicznych skalerów ultradźwiękowych może być stosowana jako nowatorska metoda usuwania płytki nazębnej, która byłaby bardziej skuteczna i powodowałaby mniej uszkodzeń niż obecne techniki terapii periodontologicznej. Przedstawiamy metodę obrazowania chmur pęcherzyków kawitacyjnych występujących wokół końcówek skalera ultradźwiękowego za pomocą szybkiej kamery i obiektywu zmiennoogniskowego. Obliczamy również obszar kawitacji za pomocą analizy obrazu za pomocą uczenia maszynowego. Do analizy obrazu wykorzystywane jest oprogramowanie typu open source. Przedstawiona analiza obrazu jest łatwa do odtworzenia, nie wymaga doświadczenia w programowaniu i może być łatwo modyfikowana w celu dopasowania do aplikacji użytkownika.

Kroki analizy obrazu przedstawiono w Rysunek 1 dla jednej z testowanych końcówek skalera ultradźwiękowego. Obrazowano końcówkę FSI 1000 oraz końcówkę 10P w zbiorniku z wodą przy wyłączonym chłodzeniu wodnym (rycina 2). Przy maksymalnej mocy kawitacja wystąpiła w pobliżu zgięcia końcówki FSI 1000 oraz w pobliżu wolnego końca końcówki 10P (Rycina 3 i Rysunek 4). Średnia powierzchnia kawitacji wynosiła 0,1 ± 0,07 mm²2 dla końcówki FSI 1000 i 0,50 ± 0,25 mm2 dla końcówki 10 µl (Rycina 5).
<img alt="Schemat procesu skalingu ultradźwiękowego z układem optycznym i analizą obrazu w celu wykrywania cząstek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Układ obrazowania wysokiej prędkości i etapy analizy obrazu (a) Schemat układu obrazowania wysokiej prędkości zastosowanego w badaniu. (b) Schemat etapów analizy obrazu zastosowanych w badaniu, przedstawiający po lewej stronie surowe obrazy samej końcówki skalera oraz końcówki z kawitacją, które następnie zostały zbinaryzowane i odjęte od siebie w celu obliczenia powierzchni chmur kawitacyjnych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Obraz mikroskopowy porównujący kształty nicieni; pasek skali 500 µm; badanie morfologii biologicznej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Porównanie różnych końcówek. Kadry z obrazowania wysokiej prędkości pokazujące kawitację występującą wokół dwóch testowanych końcówek skalera ultradźwiękowego (a) FSI 1000 (b) 10P. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Sekwencja uderzeń kropel o powierzchnię; fotografia wysokiej prędkości; poklatkowo; analiza dynamiki płynów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Obrazy wysokiej prędkości końcówki 10P: Pojedyncze klatki z filmu wysokiej prędkości przedstawiające końcówkę 10P, zarejestrowane z częstotliwością 6400 klatek na sekundę. Wokół wolnego końca końcówki widoczna jest kawitacja. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Sekwencja dynamicznego zginania, deformacja w skali mikro, time-lapse, odstępy milisekundowe, wyniki eksperymentalne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Obrazy wysokiej rozdzielczości końcówki FSI1000: Klatki z nagrania wideo końcówki FSI 1000, wykonanego przy częstotliwości 6400 klatek na sekundę. Wokół środkowej części końcówki widoczna jest kawitacja. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący obszar kawitacji (mm²) dla końcówek FSI-1000 i 10P, przedstawiający wyniki eksperymentalne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Wyniki analizy obrazu obszaru kawitacji. Średni obszar kawitacji występującej wokół końcówek skalera ultradźwiękowego FSI 1000 i 10P, obliczony przy użyciu opisanego procesu analizy obrazu. Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Plik uzupełniający. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/Jove_macro.ijm" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Mikropęcherzyki kawitacyjne są obrazowane za pomocą szybkiej kamery podłączonej do obiektywu zmiennoogniskowego. Wyjaśniono konfigurację eksperymentalną, a analiza obrazu służy do obliczenia obszaru kawitacji. Analiza obrazu odbywa się za pomocą ImageJ.

Obrazowanie i kwantyfikacja obszaru szybko poruszających się mikropęcherzyków za pomocą szybkiej kamery i analizy obrazu

An experimental and image analysis technique is presented for imaging cavitation bubbles and calculating their area. The high-speed imaging experimental ...

Szybkie obrazowanie może być wykorzystywane do obrazowania szybkich procesów, takich jak dynamika pęcherzyków kawitacyjnych. Demonstrujemy metodę obrazowania pęcherzyków kawitacyjnych wokół końcówki dentystycznego skalera ultradźwiękowego. Kawitacja wokół skalerów ultradźwiękowych jest badana pod kątem czyszczenia płytki nazębnej, ale przedstawiona tutaj metoda może być stosowana do wielu różnych zastosowań.Opracowaliśmy również protokół analizy obrazu przy użyciu oprogramowania open source, który pozwala użytkownikowi obliczyć powierzchnię pęcherzyków kawitacyjnych, aby umożliwić porównania między różnymi eksperymentami. Aby stworzyć konfigurację eksperymentalną, będziesz potrzebować szybkiej kamery, źródła zimnego światła o dużej intensywności, dwóch gniazd laboratoryjnych, stolika do mikropozycjonowania z rotacją, stolika do mikropozycjonowania 3D, obiektywu zmiennoogniskowego mikroskopu i skalera ultradźwiękowego do generowania mikropęcherzyków kawitacji lub obiektu, który chcesz zobrazować. Aby rozpocząć procedurę, przymocuj stolik do mikropozycjonowania z translacją i obrotem XYZ do podnośnika laboratoryjnego.Zamocuj rękojeść skalera ultradźwiękowego na etapie mikropozycjonowania. Użyj szybkiej kamery o żądanej liczbie klatek na sekundę i rozdzielczości. Przymocuj przesuwną płytkę mikropozycjonowania do korpusu szybkiej kamery i podłącz ją do statywu.Użyj obiektywu o żądanej rozdzielczości i obiektywu ogniskowego, a następnie przymocuj go do korpusu aparatu o dużej szybkości. Przymocuj stolik do mikropozycjonowania XY z obrotem do innego podnośnika laboratoryjnego i umieść na nim optycznie przezroczysty zbiornik do obrazowania. Będziesz także potrzebował źródła zimnego światła o dużej intensywności z światłowodem światłowodowym.Napełnij zbiornik obrazowania wodą i zanurz końcówkę instrumentu w zbiorniku. Podłącz aparat i załaduj podgląd na żywo do oprogramowania do obrazowania. Użyj małego powiększenia, aby ustawić ostrość na końcówce skalera ultradźwiękowego, w razie potrzeby zmieniając położenie źródła światła.W tym badaniu oświetlenie zapewniono w trybie jasnego pola. Wybierz optymalną liczbę klatek na sekundę i czas otwarcia migawki dla szybkiego aparatu. W tym przypadku wybrano krótki czas otwarcia migawki wynoszący 262 nanosekundy, aby zapewnić ostrość szybko poruszających się pęcherzyków kawitacyjnych.Dostosuj powiększenie obiektywu zmiennoogniskowego i intensywność źródła światła, aby tło było białe bez prześwietlenia. Zapisz kąt obrotu końcówki, aby zapewnić odtwarzalność. Aby upewnić się, że pole widzenia jest spójne dla każdego powtórzenia, wybierz punkt odniesienia i zanotuj współrzędne.W tym przypadku punktem odniesienia była końcówka skalera ultradźwiękowego. Jeśli zostanie przeprowadzona analiza obrazu, zrób zdjęcie instrumentu bez kawitacji. Zostanie to wykorzystane do odjęcia pola instrumentu w celu obliczenia pola powierzchni pęcherzyków.Następnie zobrazuj kawitację wokół instrumentu. Są to szybkie filmy przedstawiające kawitację zachodzącą wokół różnych końcówek skalera ultradźwiękowego. W tym badaniu analiza obrazu została wykorzystana do obliczenia średniej powierzchni występującej kawitacji, a te wykresy pokazują porównanie między różnymi końcówkami.Technika ta jest przydatna do obrazowania wzorów pęcherzyków i ich dokładnych lokalizacji, co jest przydatne do zrozumienia, w jaki sposób pęcherzyki kawitacyjne mogą być wykorzystywane do różnych zastosowań, takich jak czyszczenie. Te szybkie eksperymenty obrazowe można również zweryfikować za pomocą nowych symulacji medycznych. Wykorzystaliśmy artykuły oparte na modelowaniu metodą elementów skończonych, aby zasymulować trójwymiarową, nieliniową i przejściową interakcję między drganiami a powstawaniem końcówki skalera.Przeprowadziliśmy również symulację przepływu wody wokół skalera oraz powstawania kawitacji i ich dynamiki. Protokół ten pokazuje stosunkowo prosty sposób na stworzenie zestawu do szybkiego obrazowania, który po prawidłowym opanowaniu może być przydatny do obrazowania pęcherzyków kawitacyjnych wokół dentystycznych skalerów ultradźwiękowych, a także do obrazowania innych typów instrumentów, które wytwarzają mikropęcherzyki kawitacyjne. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak stworzyć zestaw do szybkiego obrazowania do obrazowania szybko poruszających się mikropęcherzyków.Główną zaletą tej metody jest łatwość konfiguracji, a szybką analizę obrazu można łatwo zastosować do setek obrazów. Technika ta pomoże naukowcom w wykorzystaniu szybkiego obrazowania do obrazowania szybko poruszających się mikropęcherzyków i będzie można ją łatwo dostosować do różnych zastosowań obrazowania pęcherzyków.

imaging-quantification-area-fast-moving-microbubbles-using-high-speed

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Przedstawiono technikę wykonywania ilościowego obrazowania trójwymiarowego (3D) dla różnych rodzajów przepływów płynów. Wykorzystując koncepcje z zakresu obrazowania pola światła (Light Field Imaging), rekonstruujemy objętości 3D z zestawów obrazów. Nasze wyniki 3D obejmują szeroki zakres danych, w tym pola prędkości oraz wielofazowe rozkłady wielkości pęcherzyków.

Wyznaczanie trójwymiarowych pól przepływu za pomocą wielokamerowego obrazowania pola światła

Prędkość obrazowania mikrocząstek (μPIV) służy do wizualizacji sparowanych obrazów mikrocząstek zasianych w przepływie krwi, które są skorelowane krzyżowo, aby uzyskać dokładny profil prędkości.  Na podstawie tych pomiarów można uzyskać szybkość ścinania, prędkość maksymalną, kształt profilu prędkości i natężenie przepływu, z których każdy ma zastosowania kliniczne.

Obrazowa prędkość mikrocząstek do pomiarów profilu prędkości mikroprzepływów krwi

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania ultradźwiękowych mikropęcherzykowych środków kontrastowych do żywych, izolowanych mysich zarodków w późnym stadium ciąży. Metoda ta umożliwia badanie parametrów perfuzji i naczyniowych markerów molekularnych w obrębie zarodka za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości ze wzmocnieniem kontrastowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Mikroprzepływowy chip został stworzony do produkcji par złotych kropek do generowania pęcherzyków tandemowych i pokrytych fibronektyną wysp do tworzenia wzorów pojedynczych komórek w pobliżu. Wynikowe pole przepływu scharakteryzowano za pomocą prędkości obrazu cząstek i wykorzystano do badania różnych efektów biologicznych, w tym poracji błony komórkowej, deformacji błony i wewnątrzkomórkowej odpowiedzi wapnia.

System mikroprzepływowy z modelowaniem powierzchni do badania interakcji pęcherzyków kawitacyjnych z komórką i wynikających z niej efektów biologicznych na poziomie pojedynczej komórki

Bariera krew-mózg (BBB) może być tymczasowo przerwana za pomocą skoncentrowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół wysokoprzepustowego otwierania BBB in vivo przy użyciu modułowego systemu FUS dostępnego dla ekspertów niebędących ekspertami w dziedzinie ultrasonografii.

Wysokoprzepustowy, sterowany obrazem stereotaktyczny neuronawigacja i skoncentrowany system ultrasonograficzny do otwierania bariery krew-mózg u gryzoni

Zaproponowano szybką i niezawodną technikę kontrolowania oscylacji kształtu pojedynczej, uwięzionej bańki akustycznej, która opiera się na technice koalescencji między dwoma bąbelkami. Oscylacje kształtu pęcherzyków w stanie ustalonym, kontrolowane symetrią umożliwiają analizę przepływu płynu generowanego w pobliżu granicy faz pęcherzyków.

Indukcja mikrostrumieniowania przez niesferyczne oscylacje pęcherzykowe w systemie lewitacji akustycznej

Ten protokół opisuje procedury chirurgiczne i techniczne, które umożliwiają w czasie rzeczywistym wielofotonowe obrazowanie fluorescencyjne mózgu gryzonia podczas skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzykowych w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg.

Mikroskopia wielofotonowa w czasie rzeczywistym w celu wizualizacji skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzyków w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg

Przedstawione protokoły mogą być użyte do scharakteryzowania reakcji znakowanych fluorescencyjnie mikropęcherzyków przeznaczonych do zastosowań związanych z dostarczaniem leków wyzwalanych ultradźwiękami, w tym ich mechanizmów aktywacji, jak również ich efektów biologicznych. W artykule omówiono szereg technik mikroskopii in vitro i in vivo wykonanych w celu uchwycenia odpowiednich długości i skal czasowych.

Wieloczasowe metody mikroskopowe do charakterystyki mikropęcherzyków znakowanych fluorescencyjnie do uwalniania leków wywołanego ultradźwiękami

Ten protokół opisuje wytwarzanie mikropęcherzyków lipidowych i kompatybilną metodę radioznakowania mikropęcherzyków w jednym garnku z nieoczyszczającą &gt;95% skutecznością znakowania, która zachowuje właściwości fizykochemiczne mikropęcherzyków. Metoda ta jest skuteczna w przypadku różnych preparatów mikropęcherzyków lipidowych i może być dostosowana do generowania mikropęcherzyków radioaktywnych i/lub fluorescencyjnych.

Wytwarzanie i znakowanie mikropęcherzyków za pomocą znaczników fluorescencyjnych i radioaktywnych

Ultrasonograficzna mikroskopia lokalizacyjna (ULM) to niedawno opracowana technika, która pozwala na niespotykany dotąd poziom rozdzielczości obrazowania mikronaczyń in vivo. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy, jak uzyskać superrozdzielcze obrazy mikronaczyniowej mikronaczyniowej mózgu u gryzoni, wykorzystując standaryzowaną funkcjonalną platformę ultradźwiękową zaprojektowaną do badań przedklinicznych.

Mikroskopia lokalizacyjna ultrasonograficzna do superrozdzielczego mapowania mikronaczynia mózgu gryzoni

Poznaj metodę szybkiego obrazowania mikropęcherzyków kawitacyjnych z użyciem kamery wysokiej prędkości i analizy obrazu ImageJ. Technika ta umożliwia kwantyfikację obszaru pęcherzyków i porównanie różnych końcówek ultradźwiękowych.

Obrazowanie i kwantyfikacja obszaru szybko poruszających się mikropęcherzyków za pomocą szybkiej kamery i analizy obrazu

Przeglądaj więcej filmów