Name: Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-24T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Poznaj model ARDS wywołany kwasem solnym u prosiąt z zastosowaniem urządzenia do sedacji wziewnej stosowanego na OIOM. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów uszkodzenia płuc i testowanie fluorowanych środków anestetycznych jako potencjalnej terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować pracownikom GreD, Université Clermont Auvergne i Centre International de Chirurgie Endoscopique (wszystkie w Clermont-Ferrand, Francja).

Protokół badania został zatwierdzony przez Komisję Etyki Zwierząt francuskiego Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (numer zatwierdzenia 01505.03) przed rejestracją w preclinicaltrials.eu (identyfikator rejestru przedklinicznego PCTE0000129). Wszystkie zabiegi zostały wykonane w Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Francja, zgodnie z wytycznymi Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.
1. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt
<ol>
	<li>Tryb prosiąt
	<ol>
		<li>Upewnij się, że protokół eksperymentalny jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi doświadczeń na zwierzętach, w tym z zasadami 3R (zastępowanie, redukcja i udoskonalanie) oraz przepisami krajowymi/międzynarodowymi.</li>
		<li>Przed rozpoczęciem stosowania protokołu należy uzyskać zgody komisji bioetycznej na opiekę i użytkowanie zwierząt doświadczalnych w odpowiedniej instytucji.</li>
		<li>Użyj samca białego prosiącia Landrace (w wieku 2–4 miesięcy, o wadze 10–15 kg).</li>
		<li>Umieścić prosię w pozycji leżącej na plecach po premedykacji za pomocą domięśniowego azaperonu (opisanego w 1.2.2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Indukcja znieczulenia
	<ol>
		<li>Ogranicz zwierzętom możliwość jedzenia na noc, jednocześnie umożliwiając swobodny dostęp do wody.</li>
		<li>Podaj prosięciu premedykację przeciwlękową za pomocą domięśniowego azaperonu (2 mg.kg-1) za uchem.</li>
		<li>Uciskaj palcem tkanki miękkie podstawy małżowiny usznej prosiącia, aby zidentyfikować żyłę uszną przyśrodkową i boczną</li>.
		<li>Wprowadzić obwodowy cewnik dożylny 22 G do żyły usznej przyśrodkowej lub bocznej prosiąt. Podążaj za cewnikiem pod płytkim kątem 45° przez skórę i przesuwaj się, aż przez cewnik pojawi się krew.</li>
		<li>Wywołaj znieczulenie ogólne za pomocą dożylnego propofolu (3 mg.kg-1) i sufentanylu (0,3 μ g.kg-1)37. Sprawdź głębokość znieczulenia przez brak reakcji na odruch pedałowania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Intubacja tchawicy38,39
	<ol>
		<li>Przygotuj laryngoskop za pomocą prostego ostrza laryngoskopu Miller w rozmiarze 4.</li>
		<li>Przełóż laryngoskop do jamy gardłowej i wciśnij język ostrzem laryngoskopu, uwidoczniając nagłośnię.</li>
		<li>Wizualizuj otwór krtani prosiąt przed intubacją ustno-tchawiczą.</li>
		<li>Włóż rurkę dotchawiczą z mankietem o średnicy wewnętrznej 6 mm.</li>
		<li>Napompuj mankiet rurki dotchawiczej, aby osiągnąć ciśnienie w mankiecie około 20–30 cmH2O.</li>
		<li>Przymocuj rurkę dotchawiczą do nosa prosiąt za pomocą taśmy chirurgicznej z mikroporami.</li>
		<li>Podłączyć do wentylatora i uruchomić wentylację mechaniczną zgodnie z ustawieniami opisanymi w rozdziale 3.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrzymanie sedacji
	<ol>
		<li>Utrzymuj znieczulenie ciągłym wlewem dożylnym propofolu (5 mg.kg-1.h-1) przed uszkodzeniem płuc wywołanym kwasem. Wlew propofolu zostanie przerwany po rozpoczęciu stosowania środków chlorowcowanych.</li>
		<li>Dodać ciągły wlew dożylny remifentanylu (10–20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1.min−1) w celu leczenia bólu.</li>
		<li>Dodać ciągły wlew dożylny cisatracurium (0,2 mg.kg-1.h-1) w celu uzyskania blokady nerwowo-mięśniowej.</li>
		<li>Utrzymuj temperaturę ciała prosiąt na poziomie około 38 °C za pomocą ciepłych.</li>
		<li>Monitoruj aktywność elektrokardiogramu, nasycenie tlenem obwodowym (SpO2) i ciśnienie tętnicze w sposób ciągły za pomocą zewnętrznego monitora.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>chirurgia
	<ol>
		<li>Wstawić centralny dostęp żylny za pomocą chirurgicznego odsłonięcia prawej żyły szyjnej wewnętrznej i metody Seldingera w celu wprowadzenia cewnika 3-kanałowego (7 francuskich, 16 cm).
		<ol>
			<li>Wykonaj nacięcie skórnej linii środkowej na brzusznej stronie szyi, 2 cm z boku od tchawicy. Użyj kleszczy chirurgicznych, aby wypreparować tkanki.</li>
			<li>Zlokalizuj żyłę szyjną wewnętrzną (o głębokości około 1–2 cm, boczną do tętnicy szyjnej wewnętrznej) i za pomocą igły (18 G, 6,35 cm) wykonaj nakłucie w kierunku czaszkowo-ogonowym.</li>
			<li>Ręką przełóż prowadnik "J" (średnica 0,81 mm, 60 cm) przez igłę. Delikatnie wyjmij igłę i szybko wprowadź cewnik żylny z trzema liniami do żyły szyjnej wewnętrznej wzdłuż prowadnika "J". Usuń prowadnik "J", utrzymując cewnik żylny na miejscu.</li>
			<li>Odessać krew przez każdą linię cewnika żylnego, aby usunąć powietrze z różnych linii i przepłukać 5 ml roztworu soli fizjologicznej (0,9% NaCl), aby przepłukać trzy linie.</li>
			<li>Zszyj skórę niewchłanialną nicią szwu 3,0 zgodnie z ciągłym wzorem Lemberta i przymocuj cewnik do skóry za pomocą pojedynczego szwu i potrójnych węzłów na każdej bocznej perforacji cewnika do żyły centralnej.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Wprowadzić linię tętniczą poprzez chirurgiczne odsłonięcie prawej tętnicy udowej i za pomocą metody Seldingera wprowadzić cewnik termorozcieńczalny (3–5 Francuzów, 20 cm).
		<ol>
			<li>Umieść prawą przednią kończynę prosiącia w wyprostu.</li>
			<li>Wykonaj nacięcie skórne w prawej okolicy pachwiny prosiaka. Użyj kleszczy chirurgicznych, aby wypreparować tkankę podskórną i mięśniową.</li>
			<li>Zlokalizuj prawą tętnicę udową, badając palpacyjnie tętno udowe (na głębokość około 3–4 cm) i za pomocą igły (19 G, 54 mm) wykonaj nakłucie w kierunku ogoniastym.</li>
			<li>Przełóż prowadnik "J" przez igłę. Delikatnie wyjmij igłę i szybko wprowadź cewnik tętniczy do tętnicy udowej wzdłuż prowadnika. Usuń prowadnik, utrzymując cewnik na miejscu.</li>
			<li>Usuń powietrze z cewnika tętniczego i przepłucz roztworem soli fizjologicznej, aby przepłukać linię.</li>
			<li>Zszyj skórę niewchłanialną nicią szwu 3,0 zgodnie z ciągłym wzorem Lemberta i przymocuj cewnik do skóry za pomocą pojedynczego szwu i potrójnych węzłów na każdej bocznej perforacji cewnika tętniczego.</li>
			<li>Podłącz cewnik do rurki przewodu tętniczego, aby umożliwić pobieranie seryjnych próbek krwi i ciągłe monitorowanie hemodynamiczne (ciśnienie tętnicze, indeks serca i pozanaczyniowa woda w płucach, indeksowane do masy ciała) za pomocą urządzenia monitorującego kontur tętna i pojemność minutową serca.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Ostre uszkodzenie płuc wywołane kwasem
UWAGA: Używaj rękawiczek i okularów podczas tego kroku, aby uniknąć ryzyka kontaktu kwasu ze skórą lub oczami)
<ol>
	<li>Przygotować 100 ml HCl w temperaturze 0,05 M i pH 1,4.</li>
	<li>Korzystając z anatomicznego punktu orientacyjnego ostatniego segmentu mostka, zmierz odległość między końcówką rurki dotchawiczej a cariną prosiącia.</li>
	<li>Zaznacz tę odległość czarnym pisakiem na cewniku ssącym Ch14.</li>
	<li>Przełóż cewnik ssący przez rurkę dotchawiczą do czarnego punktu orientacyjnego.</li>
	<li>Delikatnie wkraplać 4 mL.kg-1 (masa ciała) kwasu przez cewnik ssący przez ponad 3 minuty.</li>
	<li>Usuń cewnik ssący.</li>
</ol>
3. Wentylacja mechaniczna
<ol>
	<li>Stosować wentylację z regulacją objętości w respiratorze intensywnej terapii.</li>
	<li>Użyj objętości oddechowej 6 mL.kg-1, dodatniego ciśnienia wydechowego (PEEP) 5 cmH2O i wdychanej frakcji tlenu (FiO2) 40%.</li>
	<li>Dostosuj częstość oddechów, aby utrzymać schyłkowo-oddechowy dwutlenek węgla w zakresie od 35 do 45 mmHg. 
	UWAGA: Na podstawie wcześniejszych badań37,40,41, uraz płuc uważa się za ustalony, gdy stosunek tętniczego ciśnienia tlenu (PaO2) do FiO2 spada do 25% w stosunku do wartości wyjściowej, około 1 godziny po wkropleniu HCl z dróg oddechowych.</li>
</ol>
4. Znieczulenie halogenowe
UWAGA: Rozpocznij sedację za pomocą halogenowych środków znieczulających (sewofluran lub izofluran) po osiągnięciu uszkodzenia płuc wywołanego kwasem. Następnie należy przerwać sedację dożylną za pomocą propofolu.
<ol>
	<li>Napełnianie strzykawki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A): Podłącz adapter do napełniania dostarczony przez producenta do butelki z chlorowcowanym środkiem o pojemności 250 ml, a strzykawkę o pojemności 60 ml do adaptera do napełniania. Obrócić butelkę do góry dnem i napełnić strzykawkę, naciskając i pociągając tłok. Obrócić butelkę do góry nogami i wyjąć strzykawkę.</li>
	<li>Oczyszczanie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B)
	<ol>
		<li>Umieść filtr węglowy, używany do usuwania chlorowcowanych węglowodorowych gazów znieczulających, w pobliżu wentylatora.</li>
		<li>Zdejmij nasadkę ochronną z filtra węglowego.</li>
		<li>Podłącz filtr węglowy do zaworu wydechowego wentylatora za pomocą elastycznej rurki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Należy użyć urządzenia oszczędzającego środki znieczulające (urządzenie używane do sedacji wziewnej na OIT) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C) zgodnie z poniższym opisem.
	<ol>
		<li>Podłączyć przewód osuszacza membranowego jonomeru do portu pobierania próbek gazu urządzenia do konserwacji środka znieczulającego.</li>
		<li>Podłączyć jedną stronę przewodu do pobierania próbek gazu do przewodu osuszacza membranowego jonomerowego.</li>
		<li>Podłączyć drugą stronę przewodu do pobierania próbek gazu do analizatora gazu.</li>
		<li>Włożyć urządzenie oszczędzające środek znieczulający między część Y obwodu oddechowego a rurkę dotchawiczą.</li>
		<li>Upewnij się, że urządzenie do oszczędzania środka znieczulającego jest czarną stroną do góry i jest nachylone w dół w kierunku prosiaka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podać sedację wziewną za pomocą urządzenia oszczędzającego środki znieczulające (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).
	<ol>
		<li>Umieścić odpowiednią strzykawkę w pompie strzykawkowej.</li>
		<li>Podłączyć przewód środka znieczulającego do strzykawki.</li>
		<li>Zalać przewód środka bolusem 1,5 ml środka chlorowcowcowanego.</li>
		<li>Dostosuj początkową szybkość pompowania w ml.h-1 (początkowe ustawienia szybkości pompowania strzykawki dla izofluranu i sewofluranu wynoszą odpowiednio 3 i 5 ml/h) do docelowej frakcji sewofluranu wydychanej (FEsevo) lub wartości wydchanej frakcji izofluranu (FEiso), zgodnie z wyświetlaniem na analizatorze gazów.</li>
		<li>Upewnij się, że analizator gazu wyświetla FEsevo %–FEiso % lub równoważną minimalną wartość stężenia w pęcherzykach płucnych większą od zera. W razie potrzeby podać dodatkowy bolus 0,3 ml środka chlorowcowcowanego.</li>
		Dostosuj szybkość pompy strzykawki niezbędną do osiągnięcia określonego stężenia w zależności od objętości minutowej i stężenia docelowego, przy czym dawki 2–7 mL.h-1 i 4–10 mL.h-1 są na ogół związane z wydychanymi frakcjami 0,2%–0,7% i 0,5%–1,4% dla isofluranu42 i sevoflurane28,43,<li> odpowiednio.</li>
		<li>W trakcie eksperymentu należy kontynuować podawanie środków chlorowcopochodnych o docelowych wartościach ISOF Esevo iF Ewynoszących odpowiednio 0,8–1,1 i 0,5–0,8.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Pomiary
<ol>
	<li>monitoring
	<ol>
		<li>Zbieraj różne parametry mierzone przez monitor zewnętrzny: tętno, ciśnienie krwi i nasycenie tlenem obwodowym.</li>
		<li>Rejestruj parametry mierzone przez respirator: objętość oddechowa, częstość oddechów, ustawiony PEEP, auto-PEEP (poprzez zastosowanie manewru wstrzymania wydechu przez 5 s na respiratorze), podatność układu oddechowego, opór dróg oddechowych, ciśnienie plateau wdechowego (poprzez zastosowanie manewru zatrzymania wdechu przez 2 s na respiratorze), szczytowe ciśnienie wdechowe i ciśnienie napędowe.</li>
		<li>Obliczyć funkcjonalną pojemność resztkową płuc przy użyciu metody wymywania azotem, jeśli jest zintegrowany z respiratorem.</li>
		<li>Użyj wskaźnika termicznego umieszczonego wcześniej w tętnicy udowej, aby zmierzyć objętość wody pozanaczyniowej w płucach, indeks sercowy i ogólnoustrojowy opór naczyniowy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobieranie próbek płynu z obrzęku płuc w postaci nierozcieńczonego w celu pomiaru wskaźnika AFC netto.
	<ol>
		<li>Wprowadzić miękki cewnik ssący 14 Fr do zaklinowanej pozycji w dystalnym oskrzelu przez rurkę dotchawiczą.</li>
		<li>Pobrać próbkę płynu obrzękowego do pułapki ssącej, stosując delikatne odsysanie.</li>
		<li>Odwirować wszystkie próbki w temperaturze 240 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut w wirówce z chłodzeniem.</li>
		<li>Zebrać supernatanty. 
		UWAGA: Całkowite stężenie białka w nierozcieńczonym płynie obrzękowym płuc mierzy się metodą kolorymetryczną. Ponieważ szybkość usuwania płynu obrzękowego z przestrzeni pęcherzykowej jest znacznie szybsza niż szybkość usuwania białka, wskaźnik netto AFC obliczono jako procent AFC = 100 × [1 - (początkowe białko obrzękowe/końcowe białko całkowite obrzęku)], a następnie podano jako %/h37. Nierozcieńczone próbki płynu z obrzęku płuc są pobierane od zwierząt na początku badania i 4 godziny później, zgodnie z wcześniejszym opisem34,44,45,46,47,48,49.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Mini pobieranie próbek z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego.
	<ol>
		<li>Wprowadzić miękki cewnik ssący 14 Fr do pozycji zaklinowanej w dystalnym oskrzelu przez rurkę dotchawiczą.</li>
		<li>Wkroplić 50 ml 0,9% roztworu chlorku sodu do cewnika ssącego.</li>
		<li>Niezwłocznie pobrać próbkę płynu do syfonu ssącego.</li>
		<li>Zbierz mini płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe. 
		UWAGA: Całkowite stężenie białka w mini BAL mierzy się metodą kolorymetryczną i na przykład poziomy cytokin prozapalnych, takich jak TNF-α, IL-6, IL-1β i IL-18, mierzy się metodą multipleksowego testu immunologicznego. Próbki pobiera się 4 godziny po uszkodzeniu płuc wywołanym kwasem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gazometria krwi
	<ol>
		<li>Gazometrię krwi tętniczej należy pobrać przez linię tętniczą w strzykawce o pojemności 3 ml BD Preset z końcówką BD Luer-Lok na początku badania. Natychmiast zmierz PaO2/FiO2, PaCO2, pH, mleczan w surowicy i kreatyninę w surowicy za pomocą analizatora parametrów krytycznych krwi w miejscu opieki nad pacjentem.</li>
		<li>Powtarzaj ten krok co godzinę przez 4 godziny po wkropleniu kwasu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobieranie próbek z płuc
	<ol>
		<li>Uśmierc prosię, podając dożylnie zastrzyk pentobarbitalu (150 mg.kg-1) pod koniec eksperymentu (4 godziny po uszkodzeniu płuc wywołanym kwasem).</li>
		<li>Wypreparuj i usuń całe płuca. Napraw formaliną octaną alkoholu.</li>
		<li>Zanurzyć w parafinie i pokroić w plastry o grubości 10 μm.</li>
		<li>Barwienie hematoksyliną i eozyną. 
		UWAGA: Histologiczne dowody uszkodzenia płuc można ocenić za pomocą standaryzowanej oceny urazów histologicznych50.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W artykule opisano powtarzalny model doświadczalny ARDS indukowany przez dotchawicze wkroplenie HCl u prosiąt w celu zbadania ochronnego wpływu halogenowanych substancji lotnych, takich jak sewofluran lub izofluran, na płuca, podawanych za pomocą urządzenia oszczędzającego środki znieczulające.
Głównym celem tego badania było opracowanie eksperymentalnego modelu ARDS, w którym środki lotne mogłyby być dostarczane przez urządzenie oszczędzające środki znieczulające, takie jak te stosowane u pac...

Zespół ostrej niewydolności oddechowej (ARDS) jest częstą przyczyną niedotlenienia niewydolności oddechowej i śmierci u pacjentów w stanie krytycznym1. Charakteryzuje się zarówno rozlanymi uszkodzeniami nabłonka pęcherzyków płucnych, jak i śródbłonka, co prowadzi do zwiększonej przepuszczalności i obrzęku płuc, zmienionego klirensu płynu pęcherzykowego (AFC) i pogorszenia niewydolności oddechowej2. Resorpcja obrzęku pęcherzyków płucnych i powrót do zdrowia po ARDS wymaga transportu płynu nabłonkowego przez pęcherzyki płucne, aby pozostał nienaruszony, co sugeruje, że terapia poprawiająca AFC może być przydatna3,4. Chociaż wentylacja chroniąca płuca i restrykcyjna strategia dożylnej terapii płynami okazały się korzystne w poprawie wyników2,5, nadal wiążą się z wysoką śmiertelnością i zachorowalnością6. W związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania skutecznych terapii tego zespołu i lepszego zrozumienia dokładnych mechanizmów, dzięki którym takie terapie mogą działać.
Znieczulenie halogenowe, takie jak izofluran czy sewofluran, były szeroko stosowane do znieczulenia ogólnego na sali operacyjnej. Sewofluran jest związany ze zmniejszeniem stanu zapalnego w płucach u pacjentów poddawanych zabiegom chirurgicznym klatki piersiowej oraz ze zmniejszeniem pooperacyjnych powikłań płucnych, takich jak ARDS7. Podobne wyniki uzyskano w metaanalizie pacjentów po operacji kardiochirurgicznej8. Chlorowcowane substancje lotne mają również działanie rozszerzające oskrzela9,10 i być może niektóre właściwości chroniące kilka narządów, takie jak serce8,11 i nerki12,13,14. W ostatnim czasie wzrosło zainteresowanie klinicznym zastosowaniem wziewnych środków znieczulających jako środków uspokajających na oddziałach intensywnej terapii (OIOM). Zarówno badania na zwierzętach, jak i na ludziach potwierdzają ochronne działanie wstępnego leczenia środkami chlorowcowiecznymi przed przedłużonym niedokrwieniem wątroby15, brain16, lub heart11. Środki chlorowcowane mają również potencjalne zalety farmakokinetyczne i farmakodynamiczne w porównaniu z innymi środkami podawanymi dożylnie w sedacji pacjentów w stanie krytycznym, w tym szybki początek działania i szybkie przesunięcie ze względu na niewielką akumulację w tkankach. Wziewne środki halogenowe skracają czas intubacji w porównaniu z sedacją dożylną u pacjentów poddawanych zabiegom kardiochirurgicznym17. Kilka badań potwierdza bezpieczeństwo i skuteczność środków chlorowcowanych w sedacji pacjentów OIT18,19,20. W eksperymentalnych modelach ARDS, wziewny sewofluran poprawia wymianę gazową21,22, zmniejsza obrzęk pęcherzyków płucnych21,22, oraz łagodzi zarówno zapalenie płuc, jak i ogólnoustrojowe23. Izofluran poprawia również naprawę płuc po urazie, utrzymując integralność bariery pęcherzykowo-kapilarnej, prawdopodobnie poprzez modulację ekspresji kluczowego białka ścisłego połączenia24,25,26. Ponadto makrofagi myszy, które były hodowane i leczone izofluranem, miały lepsze działanie fagocytarne na neutrofile niż makrofagi, które nie były leczone izofluranem27.
Jednak dokładne biologiczne szlaki i mechanizmy odpowiedzialne za właściwości chroniące płuca lotnych środków znieczulających pozostają do tej pory w dużej mierze nieznane, co wymaga dalszych badań18. Uzasadnione są również dodatkowe badania w celu zbadania dokładnego wpływu sewofluranu na uszkodzenie płuc i sprawdzenia, czy dowody eksperymentalne można przełożyć na pacjentów. Pierwsze randomizowane badanie kontrolne przeprowadzone przez nasz zespół wykazało, że podawanie wziewnego sewofluranu pacjentom z ARDS wiązało się z poprawą natlenienia i obniżeniem poziomu zarówno cytokin prozapalnych, jak i markerów uszkodzenia nabłonka płuc, co oceniano za pomocą rozpuszczalnych receptorów osocza i pęcherzyków płucnych dla zaawansowanych produktów końcowych glikacji (sRAGE)28. Ponieważ sRAGE jest obecnie uważany za marker uszkodzenia komórek pęcherzyków płucnych typu 1 i kluczowy mediator zapalenia pęcherzyków płucnych, wyniki te mogą sugerować pewne korzystne skutki sewofluranu na uszkodzenie nabłonka pęcherzyków płucnych21,29,30.
Stosowanie środków halogenowych do sedacji wziewnej na OIOM-ie od dawna wymagało zastosowania na OIOM-ie respiratorów anestezjologicznych i parowników gazowych na sali operacyjnej. Od tego czasu opracowano reflektory anestezjologiczne odpowiednie do stosowania z nowoczesnymi respiratorami do intensywnej terapii do konkretnych zastosowań na OIOM31. Urządzenia te są wyposażone w zmodyfikowane filtry wymieniające ciepło i wilgoć umieszczone między częścią Y obwodu oddechowego a rurką dotchawiczą. Pozwalają one na podawanie środków chlorowcopochodnych, przy czym najczęściej stosuje się izofluran i sewofluran, a składają się z porowatego pręta parownika z polipropylenu, do którego uwalniany jest płynny środek, dostarczany przez specjalną pompę strzykawkową. Czynnik halogenowy jest absorbowany podczas wydechu przez medium odbijające światło zawarte w urządzeniu i jest uwalniany podczas następnego wdechu, umożliwiając recyrkulację około 90% przeterminowanego środka halogenowego31,32. Niedawno opracowano zminiaturyzowaną wersję urządzenia z instrumentalną martwą przestrzenią o pojemności 50 ml, dzięki czemu jest ono jeszcze bardziej odpowiednie do stosowania podczas wentylacji ultraochronnej u pacjentów z ARDS, z objętościami oddechowymi, które mogą wynosić nawet 200 ml31. Takie zminiaturyzowane urządzenie nigdy nie było badane w eksperymentalnym modelu ARDS dla prosiąt.
Ponieważ poprzednie badania potwierdzają obiecującą rolę halogenowanych substancji lotnych w zapaleniu i uszkodzeniu pęcherzyków płucnych podczas ARDS, zaprojektowaliśmy eksperymentalny model zwierzęcy, aby osiągnąć translacyjne zrozumienie mechanizmów wpływu czynników halogenowych na uszkodzenie i naprawę płuc33,34,35. W tym badaniu opracowaliśmy model ARDS indukowanego kwasem solnym (HCl) u prosiąt, u których sedacja wziewna może być podawana przy użyciu zminiaturyzowanej wersji urządzenia do oszczędzania środków znieczulających, urządzenia typu OIOM. Ten duży model zwierzęcy ARDS może zostać wykorzystany do pogłębienia naszej wiedzy na temat potencjalnego wpływu wdychanych środków halogenowych na ochronę płuc.

<table><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intubacja tchawicy</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rurka dotchawicza 6 mm</td><td>Covidien</td><td>18860</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Preparat dla zwierząt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewnik do żyły centralnej Cewnik 3-lumenowy (7 francuski - 16 cm)</td><td>Strzałka</td><td>CV-12703</td><td></td></tr><tr><td>Monitor konturu tętna i pojemności minutowej serca Cewnik PiCCO (3-5 francuskich - 20 cm)</td><td>Cewnik</td><td></td> <td>Getinge Pulsion Medical System</td></tr><tr><td>Ciepłe koce WarmTouch5300</td><td>MedTronic</td><td>5300</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monitoring</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monitor zewnętrzny IntelliVue MP40</td><td>Phillips</td><td>MNT 142</td><td></td></tr><tr><td>Analizator parametrów krytycznych krwi w miejscu opieki nad pacjentem Epoc&reg; System Analizy Krwi</td><td>Siemens</td><td>20093</td><td></td></tr><tr><td>Kontur tętna Monitor rzutu serca Urządzenie PiCCO Monitor PulsioFlex</td><td>System medyczny Getinge Pulsion Pulsio PulsioFlex</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wentylacja mechaniczna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ventilator Engstr&ouml; m Carestation</td><td>General</td><td>Electrics Engstr&ouml; m</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Halogenowe środki znieczulające</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anaconda Strzykawka</td><td>SedanaMedical</td><td>26022</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do oszczędzania środków znieczulających AnaConDa-S</td><td>SedanaMedical</td><td>26050</td><td></td></tr><tr><td>Filtr węglowy FlurAbsorb</td><td>SedanaMedical</td><td>26096</td><td></td></tr><tr><td>Adaptery do napełniania</td><td>SedanaMedical</td><td>26042</td><td></td></tr><tr><td>Linia do osuszania membranowego jonomerów Nafion</td><td>SedanaMedical</td><td>26053</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Produkty</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Mylan</td><td>66617123</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Virbac</td><td>QN01AB06</td><td></td></tr><tr><td>Cisatracurium</td><td>Mylan</td><td></td><td></td>69252651</tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>PanPharma</td><td>68942457</td><td></td></tr><tr><td>Sevoflurane</td><td>Abbvie</td><td>N01AB08</td><td></td></tr><tr><td>Sufentanil</td><td>Mylan</td><td>62404996</td><td></td></tr></tbody></table>

podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii

Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device

Zespół ostrej niewydolności oddechowej (ARDS) jest częstą przyczyną niedotlenienia niewydolności oddechowej i śmierci u krytycznie chorych pacjentów, dlatego istnieje pilna potrzeba znalezienia skutecznych terapii. Badania przedkliniczne wykazały, że wziewne środki chlorowcowane mogą mieć korzystne działanie w zwierzęcych modelach ARDS. Opracowanie nowych urządzeń do podawania środków chlorowcopochodnych z wykorzystaniem nowoczesnych respiratorów na oddziałach intensywnej terapii (OIOM) znacznie uprościło wydawanie środków chlorowcopochodnych pacjentom na OIT. Ponieważ wcześniejsze badania eksperymentalne i kliniczne sugerowały potencjalne korzyści chlorowcowanych substancji lotnych, takich jak sewofluran lub izofluran, w przypadku uszkodzenia nabłonka pęcherzyków płucnych i zapalenia, dwóch patofizjologicznych punktów orientacyjnych rozlanego uszkodzenia pęcherzyków płucnych podczas ARDS, zaprojektowaliśmy model zwierzęcy, aby zrozumieć mechanizmy wpływu środków chlorowcowanych na uszkodzenie i naprawę płuc. Po znieczuleniu ogólnym, intubacji tchawicy i rozpoczęciu wentylacji mechanicznej, ARDS indukowano u prosiąt poprzez dotchwiacze wkroplenie kwasu solnego. Następnie prosięta zostały uspokojone wziewnym sewofluranem lub izofluranem za pomocą urządzenia typu OIOM, a zwierzęta były wentylowane wentylacją mechaniczną chroniącą płuca przez okres 4 godzin. W okresie badania pobrano próbki krwi i pęcherzyków płucnych w celu oceny utlenowania tętnic, przepuszczalności błony pęcherzykowo-kapilarnej, klirensu płynu pęcherzykowego i zapalenia płuc. W trakcie trwania eksperymentu zbierano również parametry wentylacji mechanicznej. Chociaż model ten spowodował wyraźny spadek natlenienia tętnic ze zmienioną przepuszczalnością pęcherzyków płucnych i naczyń włosowatych, jest powtarzalny i charakteryzuje się szybkim początkiem, dobrą stabilnością w czasie i brakiem śmiertelnych powikłań.
Opracowaliśmy model aspiracji kwasu u prosiąt, który odtwarza większość fizjologicznych, biologicznych i patologicznych cech klinicznych ARDS, i będzie to pomocne dla dalszego zrozumienia potencjalnego ochronnego dla płuc działania środków halogenowych dostarczanych przez urządzenia używane do sedacji wziewnej na OIT.

W tym eksperymencie 25 prosiąt poddano znieczuleniu i podzielono na dwie grupy: 12 prosiąt do grupy kontrolnej (grupa SHAM) oraz 13 prosiąt do grupy z uszkodzeniem kwasowym (grupa HCl). Żadne z prosiąt nie padło przed zakończeniem eksperymentu. Dwukierunkowa analiza wariancji z powtarzanymi pomiarami (RM-ANOVA) wykazała istotną interakcję czasu i grupy (P &lt; 10−4), wskazując na niekorzystny wpływ ARDS indukowanego HCl na stosunek PaO2/FiO2 w porównaniu do zwierząt z grupy kontrolnej bez...

Opisujemy model zespołu ostrej niewydolności oddechowej wywołanej kwasem solnym (ARDS) u prosiąt otrzymujących sedację środkami chlorowcowanymi, izofluranem i sewofluranem, za pomocą urządzenia używanego do wziewnej sedacji intensywnej terapii. Model ten może być wykorzystany do badania biologicznych mechanizmów działania czynników halogenowych na uszkodzenie i naprawę płuc.

Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii

Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is a common cause of hypoxemic respiratory failure and death in critically ill patients, and there is an urgent ...

Model ten może pomóc w lepszym zrozumieniu mechanizmu związanego z uszkodzeniem płuc i przetestowaniu środka halogenowego jako potencjalnej nowej terapii zespołu ostrej niewydolności oddechowej. Główną zaletą tej techniki jest to, że wziewne środki znieczulające są dostarczane przez estetyczne urządzenie konserwujące, takie jak te stosowane u pacjentów OIOM. Nasza technika wykorzystuje klinicznie istotne urządzenie do dostarczania wziewnej sedacji na OIT, ułatwiając możliwości translacyjne do badania wpływu czynników halogenowych w zespole ostrej niewydolności oddechowej.Po potwierdzeniu braku reakcji na odruch pedałowania u dwu- lub czteromiesięcznego, ważącego od 10 do 15 kilogramów, białego samca prosiąt hodowanego na lądzie, należy zastosować chirurgiczne odsłonięcie prawej żyły szyjnej wewnętrznej i metodę Seldingera w celu wprowadzenia cewnika o trzech przesłonach do naczynia w celu uzyskania centralnego dostępu żylnego. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry na brzusznej stronie szyi, dwa centymetry w bok od tchawicy. I użyj kleszczy chirurgicznych, aby wypreparować tkanki.Po użyciu igły o rozmiarze 18 do wykonania nakłucia żyły szyjnej wewnętrznej w kierunku czaszkowo-ogo

halogenated-agent-delivery-porcine-model-acute-respiratory-distress

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna po uduszeniu okołoporodowym może być badana na modelach zwierzęcych. Przedstawiono procedury niezbędne do ustalenia modelu encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków u prosiąt.

Model prosięcia encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków

Powtarzające się płukanie płuc u znieczulonych świń powoduje uszkodzenie płuc przypominające główne aspekty zespołu ostrej niewydolności oddechowej u ludzi (ARDS). W tym celu płuca są wielokrotnie przepłukiwane 0,9% solą fizjologiczną w temperaturze 37 °C. Celem protokołu jest powtarzalne łagodzenie wymiany gazowej i hemodynamiki do badań w ARDS.

Niedobór środków powierzchniowo czynnych wywołany płukaniem u świń jako model zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS)

W tym artykule przedstawiamy protokół wywoływania ostrego uszkodzenia płuc u świń poprzez centralne wstrzyknięcie kwasu oleinowego. Jest to uznany model zwierzęcy do badania zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS).

Wstrzyknięcie kwasu oleinowego u świń jako model zespołu ostrej niewydolności oddechowej

Kombinacja wymywania środka powierzchniowo czynnego za pomocą 0,9% soli fizjologicznej (35 mL/kg masy ciała, 37 °C) i wentylacji o dużej objętości oddechowej z niskim PEEP powodującym umiarkowane uszkodzenie płuc wywołane respiratorem (VILI) skutkuje eksperymentalnym zespołem ostrej niewydolności oddechowej (ARDS). Metoda ta zapewnia model uszkodzenia płuc z niską/ograniczoną zdolnością rekrutacyjną do badania wpływu różnych strategii wentylacji przez dłuższy czas.

Niedobór środków powierzchniowo czynnych w połączeniu ze szkodliwą wentylacją skutkuje powtarzalnym modelem zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS)

Obecny protokół opisuje trzy metody podawania kardioaktywnych środków terapeutycznych w modelu świniowym. Samice świń rasy lądowej otrzymywały leczenie poprzez: (1) torakotomię i wstrzyknięcie przeznasierdziowe, (2) wstrzyknięcie przezwsierdziowe za pomocą cewnika lub (3) wlew dożylny za pomocą minipompy osmotycznej żyły szyjnej.

Dostarczanie terapii kardioaktywnej w modelu zawału mięśnia sercowego u świń

Ciągłe wprowadzanie kwasu oleinowego do tętnicy płucnej znieczulonej dorosłej świni wywołuje ostrą niewydolność oddechową, umożliwiając kontrolowane eksperymenty podczas ostrej dekompensacji oddechowej.

Świński model ostrej niewydolności oddechowej z ciągłym wlewem kwasu oleinowego

Udostępniamy protokół dla eksperymentalnego modelu wstrząsu endotoksemicznego u świń poprzez infuzję lipopolisacharydu.

Napar lipopolisacharydowy jako model wstrząsu endotoksemicznego u świń

Protokół ten opisuje opracowanie modelu noworodkowego prosięta ostrego urazu płuc, który modeluje wczesne zdarzenia patogenne występujące w przedwczesnym płucu, w tym niewystarczającą ilość surfaktantu, hiperoksję, wentylację pod wysokim ciśnieniem oraz stan zapalny, aby ułatwić zrozumienie molekularnych czynników wyzwalających dysplazję oskrzelowo-monową oraz poprawić terapeutyczne tłumaczenie.

Opracowanie modelu ostrego uszkodzenia płuc u prosiatka noworodkowego, odtwarzającego wczesne środowisko przedwcześniackich płuc

W tym badaniu wykazano, że nieinwazyjna technika instylacji tchawicy pozwala na rozwój ALI u szczurów za pomocą podstawowego laryngoskopu, aby zapewnić precyzyjne dostarczanie LPS do płuc. LPS jest wprowadzany za pomocą rurki tchawicowej za pomocą laryngoskopu. Skala uszkodzenia płuc jest oceniana w wielu punktach czasowych.

Nieinwazyjne podanie lipopolisacharydu przez endotchawicę w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u gryzoni

Protokół ten demonstruje zastosowanie wszczepialnego kardiowerter-defibrylatora (ICD) do niezawodnego indukowania arytmii komorowych, wykonywania kardiowersji wewnętrznej oraz uzyskania nagrań EKG wewnątrzsercowych w modelu wieprzowym.

Model zatrzymania akcji serca u wieprzi z użyciem wszczepialnego defibrylatora

Poznaj model ARDS wywołany kwasem solnym u prosiąt z zastosowaniem urządzenia do sedacji wziewnej stosowanego na OIOM. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów uszkodzenia płuc i testowanie fluorowanych środków anestetycznych jako potencjalnej terapii.

Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii (Wideo) | JoVE Journal

Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii

Przeglądaj więcej filmów