Name: Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-11-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Poznaj model niedokrwienia siatkówki u myszy z użyciem przejściowego obustronnego zamknięcia tętnicy szyjnej wspólnej. Ta metoda pozwala badać patofizjologię niedokrwiennych retinopatii i testować leki in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Grants-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) (18K09424 dla Toshihide Kurihara i 20K18393 dla Yukihiro Miwa) z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii (MEXT).

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) Szkoły Medycznej Uniwersytetu Keio.
1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych i zwierząt
<ol>
	<li>Autoklaw narzędzi chirurgicznych i przechowuj je w 70% alkoholu etylowym. Przed każdym nowym zabiegiem chirurgicznym należy dokładnie oczyścić narzędzia chirurgiczne przy użyciu 70% alkoholu etylowego.</li>
	<li>Przygotuj samce myszy BALB/cAJc1 (6 tygodni, 26-28 kg) w pomieszczeniu wolnym od specyficznych patogenów (SPF), aby utrzymać sterylne warunki przed, w trakcie i po operacji.</li>
</ol>
2. Przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej wspólnej (tBCCAO)
<ol>
	<li>Umieść mysz w znieczuleniu poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe z kombinacją midazolamu (40 μg/100 μL), medetomidyny (7,5 μg/100 μL) i winianu butorfanolu (50 μg/100 μL), oznaczonego jako "MMB", zgodnie z wcześniejszym opisem8,9. Przytrzymaj tylne osłony myszy, aby mysz nie uderzała w oczy, dopóki mysz nie zostanie całkowicie znieczulona.
	<ol>
		<li>Oceń głębokość znieczulenia, ściskając palec u nogi myszy, aż nie zareaguje, która to metoda jest powszechnie stosowana do sprawdzania pełnego znieczulenia10. 
		UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, myszy potrzebują mniej niż 5 minut, aby zasnąć. Właściwe receptury na znieczulenie ogólne mogą się różnić w zależności od instytucji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nałóż jedną kroplę 0,1% oczyszczonego roztworu kropli do oczu z hialuronianu sodu na oczy, aby zapobiec wysuszeniu oczu w znieczuleniu.</li>
	<li>Połóż mysz na plecach i przymocuj łapki myszy za pomocą taśm samoprzylepnych.</li>
	<li>Przed zabiegiem zdezynfekuj okolice szyi myszy przy użyciu 70% alkoholu etylowego. 
	UWAGA: Nie wykonano dodatkowego przycinania futra, ponieważ może to spowodować późniejsze zapalenie skóry11,12.</li>
	<li>Wykonaj strzałkowe nacięcie szyi za pomocą ostrza (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). 
	UWAGA: Nacięcie należy wykonać na linii środkowej między szyją, mostkiem i tchawicą.</li>
	<li>Ostrożnie oddziel oba gruczoły ślinowe za pomocą dwóch kleszczy i zmobilizuj je, aby uwidocznić leżące poniżej CCA.</li>
	<li>Ostrożnie odizoluj prawe CCA od odpowiednich nerwów błędnych i towarzyszących im żył, nie uszkadzając ich struktur, i umieść dwa jedwabne szwy 6-0 pod CCA. Zawiąż mocno dwie opaski, aby zablokować przepływ krwi (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). 
	UWAGA: Podczas zabiegu może dojść do uszkodzenia małych żył. Jeśli widoczne jest krwawienie, konieczne jest wytarcie, aby wyraźnie uwidocznić CCA.</li>
	<li>Znajdź ostrożnie lewe CCA z odpowiednich nerwów błędnych i towarzyszących im żył, nie uszkadzając ich struktur, i zatkaj lewe CCA na 2 sekundy za pomocą zacisku (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). 
	UWAGA: Pod lewym CCA należy umieścić igłę do szwów jedwabnych 6-0, aby oznaczyć miejsce do zaciśnięcia.</li>
	<li>Po ponownym otwarciu lewego CCA, zszyj rany szyi jedwabnym szwem 6-0 i nałóż odrobinę antybiotyku (50 μl) na szyję, aby zahamować infekcję bakteryjną. 
	UWAGA: Delikatnie zdejmij zacisk, aby uniknąć uszkodzenia ściany tętnicy podczas ponownego otwierania lewego CCA.</li>
	<li>Wstrzyknąć myszi dootrzewnowo 0,75 mg/kg chlorowodorku atipamezolu, aby pomóc myszy szybko wyzdrowieć z głębokiego znieczulenia. Umieść mysz z powrotem w klatce na mysz z podgrzewanymi podkładkami. 
	UWAGA: Nie pozwól myszy pozostać bez opieki, dopóki mysz nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.</li>
	<li>Wstrzyknąć myszi 0,4 mg/kg winianu butorfanolu w celu opanowania bólu, gdy mysz się budzi. 
	UWAGA: W tym miejscu protokół można wstrzymać. Jako pierwszą wskazówkę do udanego tBCCAO można zaobserwować opadanie powiek myszy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>W przypadku eutanazji wstrzyknij myszom 3x mieszaninę MMB i poświęć je do eksperymentów.</li>
</ol>
3. Ogólne obserwacje (wskaźniki przeżycia i opadanie powiek)
<ol>
	<li>Po operacji sprawdź wskaźniki przeżycia dla wszystkich przyczyn zgonu w dniu 0 (po operacji), 1, 3 i 7.</li>
	<li>Oceń opadanie powiek za pomocą 4-punktowej skali ocen: 1 = brak opadania, 2 = łagodne opadanie (~50%), 3 = silne opadanie (ponad 50%) i 4 = silne opadanie z wydzieliną z oka.</li>
</ol>
4. Perfuzja krwi w siatkówce
<ol>
	<li>Wstrzyknąć 200 μl FITC-dekstranu (25 mg/ml) do lewej komory myszy, która jest powszechnie stosowana do obserwacji perfuzji krwi w naczyniach siatkówki myszy13,14.</li>
	<li>2 minuty po krążeniu wyłuszczyć oczy i utrwalić w 4% paraformaldehydzie przez 1 godzinę. Siatkówki zostały starannie uzyskane i zamontowane płasko, jak opisano wcześniej15, a następnie zbadane za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.</li>
	<li>Zrób zdjęcia całych wierzchowców siatkówki w powiększeniu 4x i połącz je w jedno za pomocą analizatora scalania, wcześniej opisanego16.</li>
	<li>Zmierz perfundowane obszary za pomocą narzędzia do analizy naczyń w oprogramowaniu NIH Fiji/ImageJ.</li>
</ol>
5. Western blot
<ol>
	<li>3 i 6 godzin po tBCCAO pobrać oczy myszy i natychmiast przenieść na szalkę Petriego zawierającą zimny PBS w celu wyizolowania siatkówki.</li>
	<li>Po wyizolowaniu siatkówki wykonaj western blotting, jak opisano wcześniej9.</li>
	<li>Inkubować z przeciwciałami przeciwko czynnikowi indukowanemu hipoksją-1α (HIF-1α; ogólny marker niedotlenienia) i dla β-aktyny (wewnętrzna kontrola obciążenia) przez noc, a następnie inkubować przeciwciała drugorzędowe sprzężone z HRP. Wizualizacja sygnałów za pomocą chemiluminescencji.</li>
</ol>
6. Ilościowy PCR (qPCR)
<ol>
	<li>6, 12 i 24 godziny po tBCCAO, przetworzyć uzyskane siatkówki do qPCR, jak opisano wcześniej17.</li>
	<li>Wykonaj qPCR za pomocą systemu PCR w czasie rzeczywistym. Stosowane podkłady wymieniono w tabeli 1. Obliczyć zmiany fałdowania między poziomami różnych transkryptów metodą ΔΔCT.</li>
</ol>
7. Immunohistochemia (IHC)
<ol>
	<li>3 dni po tBCCAO uzyskaj oczy myszy i zanurz w parafinie.</li>
	<li>Wytnij oczy zanurzone w parafinie za pomocą mikrotomu, aby uzyskać skrawki oczu.</li>
	<li>Odparafinować i zabarwić odcinki oczu o grubości 5 μm, jak opisano wcześniej13.</li>
	<li>Inkubować z przeciwciałem przeciwko kwaśnemu białku fibrylarnemu glejowemu (GFAP; niezawodny marker astrocytów i komórek Müllera w siatkówce) przez noc, a następnie inkubować przeciwciało drugorzędowe sprzężone z Alexa Fluor 555</li>.
	<li>Użyj DAPI (4′,6-diamidino-2-fenyloindolu) do barwienia jądra w siatkówce. Wizualizacja sygnałów za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.</li>
	<li>Oceń punktację morfologii za pomocą 4-punktowej skali ocen, jak opisano wcześniej13,18: 0 = brak sygnału, 1 = kilka dodatnich glejowych stóp końcowych w warstwie komórek zwojowych (GCL), 2 = kilka znakowanych procesów sięgających od GCL do zewnętrznej warstwy jądrowej (ONL), a 3 = większość znakowanych procesów sięgających od GCL do ONL.</li>
</ol>
8. Elektroretinografia (ERG)
<ol>
	<li>3 i 7 dni po tBCCAO wykonaj ERG za pomocą kopuły Ganzfelda, systemu akwizycji i stymulatorów LED, jak wcześniej opisano9.</li>
	<li>Po nocnej adaptacji do ciemności znieczulij myszy kombinacją MMB w słabym czerwonym świetle.</li>
	<li>Użyj zmieszanego roztworu 0,5% tropikamidu i 0,5% fenylefryny, aby rozszerzyć źrenice.</li>
	<li>Umieść elektrody aktywne na soczewce kontaktowej i umieść elektrodę odniesienia w jamie ustnej.</li>
	<li>Uzyskaj odpowiedzi ERG z obu oczu każdego zwierzęcia.</li>
	<li>Rejestruj reakcje skotopowe w adaptacji do ciemności z różnymi bodźcami.</li>
	<li>Zmierz amplitudy fali a od linii podstawowej do najniższego punktu fali a.</li>
	<li>Zmierz amplitudy fali b od najniższego punktu fali a do szczytu fali b.</li>
	<li>Utrzymuj wszystkie myszy w cieple podczas zabiegu za pomocą poduszek grzewczych.</li>
</ol>
9. Optyczna koherentna tomografia (OCT)
<ol>
	<li>2 tygodnie po tBCCAO wykonaj OCT za pomocą systemu SD-OCT, jak wcześniej raportowano8,9.</li>
	<li>W celu pomiaru poddaj myszy rozszerzeniu źrenic za pomocą zmieszanego roztworu 0,5% tropikamidu i 0,5% fenylefryny oraz znieczuleniu ogólnemu mieszaniną MMB.</li>
	<li>Uzyskaj obrazy skanów B z równikowych wycinków skanów en-face.</li>
	<li>Zbadaj siatkówki w odległości 0,2, 0,4 i 0,6 mm od głowy nerwu wzrokowego.</li>
	<li>Zmierz grubość siatkówki od warstwy włókien nerwowych siatkówki (NFL) do zewnętrznej błony ograniczającej (ELM) i rozważ średnią zmierzonych wartości jako grubość siatkówki pojedynczej myszy.</li>
	<li>Wykreśl wyniki jako diagramy pająków.</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W badaniu wykazaliśmy, że tBCCAO, przy użyciu prostych szwów i zacisku, może wywołać niedokrwienie siatkówki i towarzyszącą mu dysfunkcję siatkówki. Ponadto wykazaliśmy, że nasz obecny protokół rozwoju mysiego modelu niedokrwienia siatkówki jest łatwiejszy i szybszy w porównaniu z innymi wcześniejszymi protokołami rozwoju modeli uszkodzeń niedokrwiennych siatkówki 2,3,7.
Anatomicznie lewa i prawa tętn...

Siatkówka jest tkanką neurosensoryczną służącą do funkcji wzrokowych. Ponieważ znaczna ilość tlenu jest potrzebna do funkcjonowania wzrokowego, siatkówka jest znana jako jedna z najbardziej wymagających tlenu tkanek w organizmie1. Siatkówka jest podatna na choroby naczyniowe, ponieważ tlen jest dostarczany przez naczynia krwionośne. Różne rodzaje chorób naczyniowych, takie jak retinopatia cukrzycowa i niedrożność naczyń krwionośnych siatkówki (żył lub tętnic), mogą wywoływać niedokrwienie siatkówki. Aby zbadać patologiczne mechanizmy niedokrwienia siatkówki, uważa się, że konieczne są powtarzalne i klinicznie istotne modele eksperymentalne niedokrwienia siatkówki. Niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO) poprzez wprowadzenie włókna śródświetlnego jest najpowszechniej stosowaną metodą do opracowywania in vivo modeli gryzoni eksperymentalnego niedokrwienia mózgu2,3. Ze względu na bliskość tętnicy ocznej (OpA) do MCA, modele MCAO są również używane jednocześnie do zrozumienia patofizjologii niedokrwienia siatkówki4,5,6. Aby wywołać niedokrwienie mózgu wraz z niedokrwieniem siatkówki, długie włókna są zwykle wprowadzane przez nacięcie tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) lub tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA). Metody te są trudne do wykonania, wymagają długiego czasu na wykonanie operacji (ponad 60 minut na jedną myszkę) i prowadzą do dużych różnic w wynikach po operacji7. Nadal ważne jest opracowanie lepszego modelu, aby rozwiązać te problemy.
W tym badaniu po prostu użyliśmy krótkiej, przejściowej obustronnej okluzji CCA (tBCCAO) z igłami i zaciskiem, aby wywołać niedokrwienie siatkówki u myszy i przeanalizowaliśmy typowe wyniki urazów niedokrwiennych siatkówki. W tym filmie przedstawimy demonstrację procedury tBCCAO.

<table><tbody><tr><td>Chlorowodorek atypamezolu</td><td>Zenoaq</td><td>Antisedan</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Applied Biosystems 7500 Fast</td><td>Applied Biosystems-Do</td><td></td> <td>qPCR</td></tr><tr><td>Winian butorfanolu</td><td>Meiji Seika Pharma</td><td>Vetorphale</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Analizator BZ-II</td><td>KEYENCE-Do</td><td></td> <td>scalania obrazów</td></tr><tr><td>BALB/cAJc1</td><td>CLEA-Mouse</td><td></td><td> szczep</td></tr> <tr><td>i beta-aktyna (8H10D10) Mysz</td><td>mAb CST</td><td>3700</td><td>Do kleszczyka zaciskowego western blot</td></tr><tr><td></td><td>World Precision Instruments</td><td>WPI 500451</td><td>Do operacji</td></tr><tr><td>Kleszcze Dumonta #5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td>Do chirurgii</td></tr><tr><td>Rozwiązanie DAPI</td><td>Dojindo</td><td>340-07971</td><td>Dla systemu IHC</td></tr><tr><td>Envisu SD-OCT</td><td>Leica</td><td>R4310</td><td>Dla KTZ</td></tr><tr><td>FITC-dekstran</td><td>Merk</td><td>FD2000S</td><td>Do perfuzji krwi siatkówki</td></tr><tr><td>Mikroskop fluorescencyjny</td><td>KEYENCE</td><td>BZ-9000</td><td>Do wykrywania fluorescencji</td></tr><tr><td>Hydrat gatifloksacyny</td><td>Senju Pharmaceutical</td><td>Gachifuro</td><td>Do infekcji przeciwbakteryjnych</td></tr><tr><td>Przeciwciało monoklonalne GFAP (2.2B10)</td><td>Thermo</td><td>13-0300</td><td>Do IHC</td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Marukan</td><td>RH-200</td><td>Do operacji</td></tr><tr><td>HIF-1&alpha; (D1S7W) XP Rabbit mAb</td><td>CST</td><td>36169</td><td>Do western blot</td></tr><tr><td>ImageQuant LAS 4000 mini</td><td>GE</td> <td>Healthcare-Do</td> <td>chemiluminescencji</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Sandoz KK</td><td>SANDOZ</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Microtome Tissue-Tek TEC 6</td><td>Sakura-Do</td><td></td> <td>cięcia</td></tr><tr><td>Medetomidine</td><td>Orion Corporation</td><td>Domitor</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Igła uchwyt</td><td>Handaya</td><td>HS-2307</td><td>Do chirurgii</td></tr><tr><td>PuREC</td><td>MAYO</td> <td>Corporation-Do</td> <td>ERG</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>91460-11</td><td>Do chirurgii</td></tr><tr><td>Hialuronian sodu</td><td>Santen Pharmaceutical</td><td>Hyalein</td><td>Do smarowania oczu</td></tr><tr><td>Chlorowodorek tropikamidu/penylefryny</td><td>Santen Pharmaceutical</td><td>Mydrin-P</td><td>Na rozszerzenie źrenic</td></tr><tr><td>6-0 szew jedwabny</td><td>Natsume</td><td>E12-60N2</td><td>Do operacji</td></tr></tbody></table>

mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Różne choroby naczyniowe, takie jak retinopatia cukrzycowa, niedrożność żył lub tętnic siatkówki oraz zespół niedokrwienny oka, mogą prowadzić do niedokrwienia siatkówki. Aby zbadać patologiczne mechanizmy niedokrwienia siatkówki, należy opracować odpowiednie modele eksperymentalne. Anatomicznie głównym naczyniem ukrwiającym siatkówkę jest tętnica oczna (OpA), a OpA pochodzi z tętnicy szyjnej wewnętrznej tętnicy szyjnej wspólnej (CCA). Tak więc zakłócenie CCA może skutecznie spowodować niedokrwienie siatkówki. Tutaj ustaliliśmy mysi model niedokrwienia siatkówki przez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej wspólnej (tBCCAO), aby zawiązać prawe CCA szwami jedwabnymi 6-0 i przejściowo zamknąć lewe CCA na 2 sekundy za pomocą zacisku i wykazaliśmy, że tBCCAO może wywołać ostre niedokrwienie siatkówki prowadzące do dysfunkcji siatkówki. Obecna metoda zmniejsza zależność od narzędzi chirurgicznych poprzez użycie wyłącznie igieł chirurgicznych i zacisku, skraca czas okluzji, aby zminimalizować nieoczekiwaną śmierć zwierzęcia, co często obserwuje się w mysich modelach niedrożności tętnicy środkowej mózgu, i utrzymuje powtarzalność typowych objawów niedokrwiennych siatkówki. Model może być wykorzystany do badania patofizjologii retinopatii niedokrwiennej u myszy, a następnie może być wykorzystany do badań przesiewowych leków in vivo.

Po 2 minutach krążenia systemowego FITC-dekstranu zbadano naczynia krwionośne lewej i prawej siatkówki u myszy z grupy operacji pozornej oraz u myszy po zabiegu tBCCAO (Rysunek uzupełniający 1). FITC-dekstran był w pełni widoczny w obu siatkówkach u myszy z grupy operacji pozornej oraz w lewej siatkówce u myszy po tBCCAO, natomiast w prawej siatkówce myszy po tBCCAO był wykrywalny tylko częściowo.
Po zabiegu tBCCAO zbadano opadanie powiek (Rycina 2</strong...

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Model mysi ustalony za pomocą tego protokołu może być wykorzystany do badania patofizjologii retinopatii niedokrwiennych oraz do badań przesiewowych leków in vivo. Obecna metoda może zmniejszyć zależność od różnych narzędzi chirurgicznych i skrócić czas operacji w celu wywołania niedokrwienia siatkówki. Można zrozumieć patogenezę chorób naczyniowych, takich jak retinopatia cukrzycowa, niedrożność żył lub tętnic siatkówki oraz zespół niedokrwienny oka.Procedurę zademonstruje Deokho Lee, nasza doktorantka z mojego laboratorium. Yukihiro Miwa, DVM, PhD i adiunkt z mojego laboratorium pomogą zademonstrować procedurę. Przed zabiegiem chirurgicznym należy autoklawować wszystkie narzędzia chirurgiczne i przechowywać je w 70% alkoholu etylowym.Przygotuj samce myszy BALB/c w określonym pomieszczeniu wolnym od patogenów, aby utrzymać sterylne warunki przed, w trakcie i po operacji. Nałóż jedną kroplę 0,1% oczyszczonego roztworu kropli do oczu z hialuronianu sodu na oczy zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu w znieczuleniu. Połóż mysz na plecach i przymocuj jej łapy za pomocą taśmy klejącej.Przed zabiegiem należy zdezynfekować okolice szyi przy użyciu 70% alkoholu etylowego. Za pomocą ostrza wykonaj strzałkowe nacięcie na szyi. Ostrożnie oddziel gruczoły ślinowe za pomocą dwóch kleszczy i odłóż je na bok, aby uwidocznić leżące poniżej CCA.Odizoluj prawe CCA od odpowiednich nerwów błędnych i towarzyszących im żył i umieść dwa jedwabne szwy 6-0 pod CCA. Zwiąż mocno oba końce, aby zablokować przepływ krwi. Wytrzyj krew sączącą się z uszkodzonych małych żył podczas zabiegu, aby uzyskać wyraźną widoczność CCA.Znajdź lewe CCA bez uszkadzania towarzyszących żył i umieść pod nim igłę do szwów 6-O, aby zaznaczyć miejsce do zaciśnięcia, zatkaj ją na dwie sekundy. Delikatnie zdejmij zacisk, aby uniknąć uszkodzenia ściany tętnicy i ponownie otwórz lewy CCA. Po ponownym otwarciu zszyj rany na szyi jedwabnym szwem.Po zakończeniu nałóż odrobinę antybiotyku na szyję, aby zahamować infekcję bakteryjną. Wstrzyknij myszowi 0,75 miligrama na kilogram chlorowodorku atipamezolu dootrzewnowo, aby pomóc jej szybko wyzdrowieć z głębokiego znieczulenia, a następnie umieść mysz z powrotem w klatce z podgrzanymi podkładkami. Kiedy mysz się obudzi, wstrzyknij jej 0,4 miligrama na kilogram winianu butorfanolu w celu leczenia bólu.Opadanie powiek badano po tBCCAO. Prawe oko wykazywało łagodne i silne opadanie powieki, podczas gdy lewe oko nie miało opadania z wyjątkiem jednej myszy. Immunobloty i analizy ilościowe dla HIF-1 alfa i beta-aktyny wykazały, że HIF-1 alfa został ustabilizowany w prawej siatkówce trzy i sześć godzin po tBCCAO.Glejozę reaktywną siatkówki badano trzy dni po tBCCAO. Średnia wyników morfologii znakowania GFAP w prawej siatkówce była najwyższa zarówno wśród siatkówki u myszy operowanych pozorowo, jak i lewej siatkówki u myszy operowanych tBCCAO. Amplituda załamka b w prawym oku zmniejszyła się trzy i siedem dni po tBCCAO, jak pokazano w ERG przystosowanym do ciemności.Natomiast analizy ilościowe wykazały spadek amplitudy załamka b w prawym oku bez zmiany amplitudy załamka a. Reprezentatywne obrazy OCT w siatkówkach pozorowanych i tBCCAO oraz analizy ilościowe wykazały wzrost grubości siatkówki w prawej siatkówce i brak zmian w lewej siatkówce. Próbując skorzystać z tego protokołu, należy pamiętać, że prawy CCA musi być wyraźnie zasłonięty.A potem lewy CCA musi być rygorystycznie zamknięty. Dzięki tej metodzie nadciśnienie lub hipoglikemia mogą być stosowane w stanach mimicznych chorób oczu u ludzi. Model ten przedstawia wyniki powszechnego niedokrwienia siatkówki oraz mechanizmy niedokrwienia siatkówki.

a-murine-model-ischemic-retinal-injury-induced-transient-bilateral

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszej pracy przedstawiono model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu u myszy. Zakres zawału mózgu oceniano za pomocą skali neurologicznej oraz barwienia fioletem krezylowym, który stanowi alternatywę dla barwienia TTC, oferując znaczącą zaletę w postaci możliwości równoległego badania wielu interesujących markerów.

Model mysi wewnątrzluminalnego MCAO: ocena zawału mózgu za pomocą barwienia fioletem krezylu

Ten film przedstawia procedurę wykonywania trwałej dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu lub MCAO z tętnicą szyjną wspólną lub podwiązaniem CCA u starszych szczurów w celu modelowania udaru niedokrwiennego. Blokuje to przepływ krwi do mózgu, prowadząc do śmierci neuronów i generowania modelu do badania mechanizmów udaru i potencjalnych metod leczenia.

Wywoływanie niedokrwienia poprzez niedrożność środkowej części mózgu i tętnicy szyjnej wspólnej w modelu szczurzym

Wykazano, że monitorowanie perfuzji mózgowej poprawia dokładność modeli udaru niedokrwiennego. Trudności techniczne często ograniczają wykorzystanie tego niezbędnego narzędzia do badań naczyń mózgowych. W tym filmie pokazano zoptymalizowany system do uzyskania jedno- lub wielomiejscowego monitorowania hemodynamicznego podczas śródświetlnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu u szczurów.

Zoptymalizowany system do monitorowania perfuzji mózgowej w modelu udaru szczura wewnątrzświetlnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Charakterystyka komórek szpikowych mózgu po udarze może być przeprowadzona za pomocą metody frakcjonowania optycznego lub za pomocą analizy cytometrycznej zawiesin leukocytów mózgu. Obie są użytecznymi technikami do przeprowadzenia dokładnego fenotypowego rozróżnienia głównych podzbiorów komórek szpikowych znajdujących się w niedokrwionym mózgu.

Charakterystyka stereologiczna i cytometrii przepływowej subpopulacji leukocytów w modelach przejściowego lub trwałego niedokrwienia mózgu

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

Wewnątrzświateł okluzja włókien środkowej tętnicy mózgowej jest najczęściej używanym modelem in vivo eksperymentalnego udaru mózgu u gryzoni. Wykonuje się tutaj alternatywne podejście chirurgiczne umożliwiające naprawę tętnicy szyjnej wspólnej, które umożliwia reperfuzję tętnicy szyjnej wspólnej i pełną reperfuzję do obszaru tętnicy środkowej mózgu.

Niedrożność tętnicy środkowej mózgu umożliwiająca reperfuzję poprzez wspólną naprawę tętnicy szyjnej u myszy

Mysi model niedokrwienia i reperfuzji mózgu został stworzony w celu zbadania patofizjologii udaru. Podwiązujemy dystalnie prawą środkową tętnicę mózgową i prawą tętnicę szyjną wspólną i przywracamy przepływ krwi po 10 lub 40 minutach niedokrwienia.

Mysi model zamknięcia dwóch naczyń niedokrwienia mózgu-reperfuzji

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Ten protokół opisuje proces przygotowania do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną wspólną.

Zmodyfikowany model preparatu do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Metoda igłowa asymetrycznego obustronnego zwężenia tętnicy szyjnej wspólnej jest proponowana do stworzenia mysiego modelu dla naczyniowego zaburzenia poznawczego i demencji. Skutkuje długoterminowymi wynikami w porównaniu z wcześniej ustalonymi modelami i jest kompatybilny z MRI na żywo. Wizualna reprezentacja przedstawiająca procedurę stanowi wskazówkę do opanowania operacji.

Mysi model naczyniowych zaburzeń poznawczych i otępienia oparty na asymetrycznym obustronnym zwężeniu tętnicy szyjnej wspólnej prowadzonym igłą

Celem niniejszej pracy było ustalenie reprodukowalnej metody wykonywania kraniektomii z późniejszym trwałym, selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej u szczurów dla zastosowania w badaniach eksperymentalnych nad deficytami ruchowymi i przestrzenną pamięcią.

Selektywne i trwałe zatorowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów: eksperymentalne podejście do badania niedoborów motorycznych i przestrzennej pamięci

Poznaj model niedokrwienia siatkówki u myszy z użyciem przejściowego obustronnego zamknięcia tętnicy szyjnej wspólnej. Ta metoda pozwala badać patofizjologię niedokrwiennych retinopatii i testować leki in vivo.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Przeglądaj więcej filmów