Name: Rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Poznaj nową technikę chirurgiczną heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy, umożliwiającą lepszą obserwację odpowiedzi alloimmunologicznych. Metoda poprawia niezawodność modelu badań transplantologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy dr Yun Xu za pomoc jako aktorce głosowej, dr med. Jianhua Peng za pomoc w edycji wideo oraz dr Annice Kuckhahn za komentarze i wsparcie. Prace te były częściowo wspierane przez Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) w celu promowania współpracy międzynarodowej (HO2581/4-1 do AH) oraz Chińską Narodową Fundację Naukową (NSFC; #81760291 do FJ).

Wszystkie doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dyrektywy Parlamentu Europejskiego 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych (zatwierdzona przez komisję etyki, #G1071/09).
UWAGA: Wstępne przygotowanie, znieczulenie, opieka pooperacyjna i monitorowanie są takie same, jak wykonywane tradycyjnymi metodami chirurgicznymi1,2,4. Myszy BALB/c służyły jako dawcy serca, a C57BL/6J jako biorcy przeszczepów. Myszy były w wieku 8-12 tygodni, ważyły ~ 30 g podczas przeszczepu i były trzymane w standardowych warunkach.
1. Kroki przygotowawcze
<ol>
	<li>W celu znieczulenia podaj myszom wziewny izofluran (2%) do momentu zaśnięcia, a następnie wstrzyknięcia dootrzewnowe ketaminy (100 mg / kg) + ksylazyny (10 mg / kg) + acepromazyny (2 mg / kg). W przypadku znieczulenia pooperacyjnego należy stosować Metamizol (200 mg/kg) p.o. i karprofen (5 mg/kg) s.c. 
	UWAGA: Celowo wstrzymano się od stosowania antybiotyków, ponieważ substancje te mogą wpływać na odpowiedź immunologiczną.</li>
	<li>Do operacji użyj zestawu mikroskopijnych narzędzi, w tym mikronożyczek, mikrokleszczyków, uchwytu na igłę i mikro zacisków hemostatycznych. Niezbędny jest również długopis elektrochirurgiczny. Wykonaj szwy przy użyciu nylonu typu 7/0er, 10/0er i 4/0er.</li>
	<li>Umieść mysz w pudełku do inhalacji izofluranu (2%) na 40-60 sekund. Określ głębokość znieczulenia, ściskając łapę pęsetą. Jeśli występuje całkowity brak odpowiedzi na ten bodziec, przejdź do następnego kroku.</li>
	<li>Gdy mysz zaśnie, zważ mysz.</li>
	<li>Zastosować dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (100 mg/kg) + ksylazyny (10 mg/kg) + acepromazyny (2 mg/kg) do znieczulonej myszy.</li>
	<li>Obetnij sierść na brzuchu i połóż mysz na stole operacyjnym. Wykonaj dezynfekcję za pomocą jodku powidonu 3 razy, a następnie odpowiednio ułóż mysz za pomocą fenestrowanego ręcznika chirurgicznego.</li>
</ol>
2. Procedura operacji dawcy
<ol>
	<li>Za pomocą nożyczek przeciąć skórę od szyi do podbrzusza i oderwać całą warstwę skóry do linii środkowej obu pach.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek przeciąć mięśnie ściany brzucha i delikatnie przesunąć wnętrzności w lewo (od strony operatora). Owiń wnętrzności gazą nasączoną solą fizjologiczną, aby bezpiecznie odsłonić żyłę główną dolną.</li>
	<li>Za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml wstrzyknąć powoli 0,4 ml roztworu heparyny (zawiera 500 j. heparyny) do dolnej żyły głównej i odczekać 1 minutę przed wyciągnięciem igły.</li>
	<li>Wyciągnij igłę i za pomocą mikronożyczek przeciąć zarówno żyłę główną dolną, jak i aortę brzuszną, aby przyspieszyć wykrwawienie.</li>
	<li>Użyj nożyczek, aby otworzyć jamę klatki piersiowej, wykonując cięcie w kształcie litery U; całkowicie odsłoń serce, płuca i wszystkie naczynia krwionośne klatki piersiowej.
	<ol>
		<li>Odsłoń aortę piersiową, odetnij 1/2 światła, a następnie przetnij żyłę płucną, aby ułatwić irygację i drenaż.</li>
		<li>Włożyć rurkę irygacyjną do otworu aorty piersiowej, wstrzyknąć co najmniej 2 ml zimnego roztworu kardioplegii histydyny-tryptofanu-ketoglutaranu o temperaturze 4 °C (roztwór Custodiol HTK)9, aż odpływ z żyły płucnej będzie całkowicie czysty, a serce całkowicie przestanie bić.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyciągnij rurkę irygacyjną i odłącz mostek.</li>
	<li>Użyj mikronożyczek, aby usunąć grasicę i lekko usunąć tłuszcz wokół łuku aorty.</li>
	<li>Użyj prostych i zakrzywionych kleszczy, aby odsłonić i podwiązać pień tętnicy płucnej (po prawej stronie łuku aorty) za pomocą szwu 10/0.</li>
	<li>Użyj mikrokleszczyków, aby oddzielić tłuszcz i tkankę łączną przyczepioną do IIVC, odsłonić i podwiązać żyłę główną górną (po lewej stronie łuku aorty) za pomocą szwu 7/0 i użyj mikronożyczek, aby przeciąć ją za podwiązaniem.</li>
	<li>Wykonaj szew 7/0 wokół podstawy serca pod łukiem aorty, IIVC i obiema małżowinami usznymi. Następnie podwiązaj gałęzie tętnicy płucnej i żylne naczynia płucne.</li>
	<li>Użyj mikronożyczek, aby przeciąć łuk aorty tak dystalnie, jak to możliwe, naczynia płucne pod ligaturą i IIVC w pobliżu przepony. Wyjmij serce z klatki piersiowej.</li>
	<li>Umieścić eksplantowane serce dawcy w zimnym roztworze HTK do kardioplegii o temperaturze 4 °C i zachować tymczasowo.</li>
</ol>
3. Procedura obsługi odbiorcy
UWAGA: Początkowe kroki operacji są podobne do tych wcześniej pokazanych dla myszy dawcy, w tym znieczulenie i dezynfekcja.
<ol>
	<li>Wykonać nacięcie skóry brzucha w sposób poprzeczny, przykryć narządy jamy brzusznej mokrą gazą z roztworem soli fizjologicznej.</li>
	<li>Użyj mikrokleszczyków, aby odsłonić żyłę główną dolną i aortę brzuszną i uwolnić je od otaczającej tkanki tłuszczowej.</li>
	<li>Użyj mikrokleszczyków do podwiązania lub elektrokoagulacji bocznych naczyń rozgałęzionych (bocznych lub pod żyłą/aortą) poniżej naczyń nerkowych.</li>
	<li>Za pomocą kleszczyków z aplikatorem klipsowym umieść dwa mikro zaciski hemostatyczne w brzusznej części żyły/aorty idącej z prawej strony, pozostawiając więcej niż 1 cm odległości dla obu aorty/żyły, aby zapewnić miejsce na budowę zespolenia między nimi.</li>
	<li>Użyj mikronożyczek, aby wykonać nacięcie w aorcie nieco bliżej dolnego zacisku niż górnego zacisku. Alternatywnie użyj igły 30 G, aby zrobić mały otwór i otwórz go mikronożyczkami.</li>
	<li>Ustaw mysz biorcy tak, aby aorta była skierowana w stronę operatora, a żyła główna znajdowała się po drugiej stronie. Następnie umieść serce w jamie brzusznej i przykryj je małym mokrym gazikiem.</li>
	<li>Użyj szwu 10/0, aby dostosować i zszyć aortę dawcy do aorty biorcy, zaczynając doogonowo, wykonaj węzeł i kontynuuj szew biegnący do górnej części nacięcia (około 4-5 szwów). Następnie odwróć serce w prawo (od strony osoby badanej), przykryj je ponownie i kontynuuj szew po lewej stronie, aż dojdziesz do końca ogonowego i zawiąż go.</li>
	<li>Za pomocą rurki irygacyjnej wstrzyknąć co najmniej 0,5 ml roztworu HTK do kardioplegii o temperaturze 4 °C w celu przepłukania IIVC dawcy.</li>
	<li>Za pomocą mikronożyczek wyciąć okrągły otwór w żyle głównej dolnej brzucha biorcy, który powinien mieć ten sam rozmiar światła IIVC dawcy. Nacięcie powinno znajdować się powyżej ujścia zespolenia aorty. Spraw, aby nacięcie żyły było większe niż nacięcie aorty.</li>
	<li>Użyj szwu 10/0, aby przyszyć IIVC dawcy do żyły głównej biorcy, zaczynając doogonowo. Zawiąż węzeł i wykonaj szew biegowy, aż do osiągnięcia górnej części nacięcia. Użyj pięciu szwów i kontynuuj szew po lewej stronie. Na koniec zawiąż węzeł w rogu ogona i ostrożnie zaciśnij (uważając, aby nie pociągnąć zbyt mocno).</li>
	<li>Umieść małe części gąbki hemostatycznej wokół żyły i zespoleń aorty.</li>
	<li>Za pomocą kleszczyków z aplikatorem clip usuń najpierw dolne, a następnie górne zaciski mikrohemostatyczne i przepłucz jamę brzuszną 0,9% chlorkiem sodu o temperaturze 38,0°C.</li>
	<li>Użyj mikro kleszczyków, aby usunąć gąbkę hemostatyczną.</li>
	<li>Obserwuj bicie serca przeszczepionego serca.</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby umieścić jelita z powrotem w jamie brzusznej i dwuwarstwowych szwów (mięśnie brzucha, a następnie skóra), aby zamknąć ranę brzucha za pomocą szwu 4/0.</li>
	<li>Umieść myszy w komorze stacji roboczej do kontroli tlenu i temperatury (np. INVIVO2-400), aby zapewnić ciepłe i bogate w tlen środowisko dla przeszczepionych myszy do regeneracji, poczekaj, aż myszy się obudzą.</li>
	<li>W przypadku znieczulenia pooperacyjnego należy podawać Metamizol w dawce 200 mg/kg na os po operacji. Cztery i 16 godzin po operacji podać Metamizol 200 mg/kg na os+ Karprofen (5 mg/kg) s.c. W dalszej obserwacji należy podawać karprofen (5 mg/kg) s.c przeszczepionym myszom co 24 godziny przez trzy kolejne dni po operacji.</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li>
<li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li>
<li>Melanie, L., et al. Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMelanie%2C+L+%22Cardiac+Transplantation%22">Cardiac Transplantation</a>. Moffatt-Bruce, S. D., et al. , IntechOpen (2012).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li>
<li>Türk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li>
</ol>

Technika chirurgiczna heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy jest bardzo trudna, co implikuje ograniczenie do powszechnego stosowania tego modelu.
Jedną z wad konwencjonalnej techniki jest ograniczona długość tętnicy płucnej dawcy (PA). Zwykle ma około 2 mm długości, podczas gdy długość IIVC serca dawcy używana w naszym modelu wynosi na ogół około 1 cm (ryc. 2). Oznacza to, że w zmodyfikowanym modelu zespolenie IIVC zapewnia wyraźniejszy obraz ...

Technika chirurgiczna heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy stanowi standardowy model badań w immunologii transplantacyjnej1,2,3. Jest to jednak bardzo trudne do wykonania, co implikuje ograniczenie do powszechnego stosowania tego modelu4,5.
W tradycyjnym przeszczepie serca u myszy (THTx), aorta dawcy i aorta brzuszna biorcy są zespolene, podczas gdy tętnica płucna jest zespolena z żyłą główną dolną biorcy6,7,8.
W tej zmodyfikowanej technice przeszczepu serca u myszy, aorta dawcy jest zespolona z aortą brzuszną biorcy, a dawca IIVC jest zespoleny z żyłą główną dolną biorcy(3,4,6) (Rysunek 2 i <silna klasa="xfig">Rysunek 3).

<table><tbody><tr><td>Igły 30G</td>, <td>Braun</td><td>456300</td><td></td></tr>, <tr><td>acepromazyna</td>, <td>CP, Pharma,</td><td>Tranquisol P</td><td></td></tr><tr><td>, BALB/c, AnNCrl, myszy,</td><td>Charles River. Niemcy</td><td>nr katalogowy</td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu Bepanthen</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 01578675</td><td></td></tr><tr><td>Bonn Micro Kleszcze</td><td>FST</td><td>11083-07</td><td></td></tr><tr><td>Pudełko na izolację i urządzenie do dostarczania tlenu</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J&nbsp; myszy</td><td>Charles River. Niemcy</td><td>nr katalogowy</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>CEWNIK-FEP 26G</td><td>TERUMO</td><td>Surflo-W</td><td></td></tr><tr><td>Clip Aplikator Kleszcze Style</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze zakrzywione</td><td>WPI</td><td>14114-G</td><td></td></tr><tr><td>custodiol/HTK</td><td>Dr. Franz K&ouml; hler Chemie</td><td>nr numer katalogowy</td><td></td></tr><tr><td>Dezynfekcja skóry Cutasept</td><td></td> Długopis elektrochirurgiczny <td>VWR</td> BODL980365 <td></td></tr> gazik <tr><td></td><td>Bovie</td><td>CHANGE-A-TIP</td><td></td></tr><tr><td>gaziki, waciki Bawełniane</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>13353</td><td></td></tr><tr><td>Mata grzewcza</td><td>THERMO MAT PRO 30W</td><td>HTP-30</td><td></td></tr><tr><td>Gąbka hemostatyczna</td><td>CuraSpon</td><td>J1276A</td><td></td></tr><tr><td>roztwór heparyny</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 03029820</td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na lód</td><td>PETZ</td><td>Nr Dostępny</td><td></td>numer katalogowy</tr><tr><td>Urządzenie do znieczulenia wziewnego</td><td>GROPPLER</td><td>BKGM 0616</td><td></td></tr><tr><td>urządzenie do izolacji i dostarczania tlenu</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>izofluran</td><td>CP Pharma</td><td>Isofluran CP 1 ml/ml</td><td></td></tr><tr><td>ketaminy</td><td>Zoetis</td><td>nr katalogowy</td><td></td></tr><tr><td>metamizole</td><td>WDT</td><td>nr katalogowy</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>FST</td><td>15000-00,15000-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefine ( Zacisk ) Kątowy / 16 mm</td><td>FST</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Leica</td><td>LEICAMZ6</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop światło</td><td>SCHOTT</td><td>KL2500LED</td><td></td></tr><tr><td>Saline roztwór (NaCl 0,9%)</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 06178437</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Peha Instruments</td><td>991083/4</td><td></td></tr><tr><td>mała szalka Petriego</td><td>Sarstedt</td><td>833900</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze proste</td><td>WPI</td><td>14113-G</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>BSN</td><td>4120</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do wiązania szwów - 10 cm</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Szwy(10-0)</td><td>Nici Medtronic</td><td>N2540</td><td></td></tr><tr><td>(4-0)</td><td>Szwy ETHILON</td><td>V4940H</td><td></td></tr><tr><td>(7-0)</td>Strzykawka <td>ETHILON</td><td>1647H</td><td></td></tr><tr><td>(0,3 ml)</td><td></td>Strzykawka 324826 <td></td><td>BD</td></tr><tr><td>(1 ml)</td><td>BD</td><td>320801</td><td></td></tr><tr><td>ksylazyna</td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

Technika chirurgiczna heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy jest standardowym modelem do badań w immunologii transplantacyjnej. W tym artykule przedstawiono ustaloną technikę zmodyfikowanej rekonstrukcji obwodu krwi w heterotopowym modelu przeszczepu serca w jamie brzusznej. Metoda ta wykorzystuje żyłę główną dolną w klatce piersiowej (IIVC) zamiast tętnicy płucnej serca dawcy do zespolenia z żyłą główną dolną biorcy. Ułatwia i poprawia wskaźniki powodzenia przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy.

W niniejszym materiale przedstawiono zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu serca do jamy brzusznej u myszy, opracowaną wcześniej w naszym laboratorium i sprawdzoną w ciągu ostatnich 16 lat. Wcześniej wykazano, że w łącznie 40 przypadkach procedury anastomozy żyła główna do żyły głównej (grupa V-V) w porównaniu do 40 przypadków tradycyjnej procedury anastomozy tętnicy płucnej do żyły głównej (grupa P-V)4 (Tabela 1), czas anastomozy naczyń wyniósł 20,8±1,3 min w grupie V...

Pokazano nowatorską technikę rekonstrukcji obwodu krwi w heterotopowym modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej.

Rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

Przeszczep serca u myszy jest cennym modelem do badania odpowiedzi alloimmunologicznej Tutaj przedstawiamy nową technikę chirurgiczną heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy. W tradycyjnym przeszczepie serca u myszy zespoleniu ulega aorta dawcy i aorta brzuszna biorcy. Tętnica płucna jest zespolena z żyłą główną dolną biorcy.W tym nowym przeszczepie serca myszy. Aorta dawcy jest zespolena z aortą brzuszną biorcy, a żyła główna dolna dawcy jest zespolena z żyłą główną dolną biorcy. Teraz zaczynamy demonstrację eksperymentalną.Po umieszczeniu myszy w pudełku do inhalacji izofluranu i znieczulenia, zważ mysz. W zależności od masy ciała myszy, należy podać dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy ksylazyny, acepromacyny w celu znieczulenia myszy. Napraw i zdezynfekuj mysz na stole operacyjnym, gdy zadziałało znieczulenie.Przetnij skórę od szyi do dolnej części brzucha. Przetnij mięśnie ściany brzucha i delikatnie usuń wnętrzności po lewej stronie. Następnie odsłoń żyłę główną dolną.Wstrzyknąć powoli 0,4 mililitra roztworu heparyny do dolnej żyły głównej i odczekać minutę przed wyciągnięciem igły. Wyciągnij igłę i przetnij nożyczkami zarówno żyłę główną dolną, jak i aortę brzuszną, aby przyspieszyć wykrwawienie. Otwórz jamę klatki piersiowej, wykonując cięcie w kształcie litery U.Całkowicie odsłoń serce, płuca i wszystkie naczynia krwionośne klatki piersiowej. Odsłoń aortę piersiową. Wytnij połowę prześwitu.Włóż rurkę irygacyjną do otworu aorty piersiowej. Przetnij żyłę płucną, aby ułatwić irygację i drenaż. Wstrzyknąć co najmniej dwa milimetry roztworu HTK o czterech stopniach.Serce całkowicie przestaje bić, dopóki odpływ z żyły płucnej nie będzie całkowicie czysty. Wyciągnij rurkę irygacyjną i odłącz mostek. Usuń grasicę.Lekko usuń tłuszcz wokół łuku aorty. Odsłoń i podwiąż pień tętnicy płucnej za pomocą szwu zerowego 10. Oddziel fakt i tkankę łączną przyczepioną do żyły głównej dolnej wewnątrz klatki piersiowej Odsłoń i podwiąż żyłę główną górną za pomocą siedmiu szwów zerowych i przetnij ją za podwiązaniem.Wykonaj szew siedem zerowych wokół podstawy serca pod łukiem aorty. Żyła główna dolna i obie małżowiny uszne, a następnie podwiązaj gałęzie tętnicy płucnej i żylne naczynia płucne. Przeciąć łuk aorty tak dystalnie, jak to możliwe, ale upewnij się, że masz jedno czyste światło bez otworów bocznych gałęzi.Naczynia płucne pod podwiązaniem i żyła główna dolna w pobliżu przepony. Teraz wyjmij serce z klatki piersiowej. Umieść eksplantowane serce dawcy w zimnym roztworze HDK o temperaturze 4 stopni i tymczasowo zakonserwuj.Pamiętaj, aby nie przedłużać czasu zimnego niedokrwienia dłużej niż 60 minut. Teraz zaczynamy demonstrować działanie receptora. Początkowe etapy operacji są podobne do tych wcześniej pokazanych dla myszy dawcy, w tym znieczulenie i sterylizacja.Skóra brzucha cięta w sposób poprzeczny. Po rozwarstwieniu jelit przykryj narządy jamy brzusznej mokrą gazą z użyciem roztworu soli fizjologicznej. Odsłoń żyłę główną dolną i aortę brzuszną i uwolnij je od otaczającej tkanki tłuszczowej.W razie potrzeby podwiązać lub elektrokoagulować boczne naczynia rozgałęzione pod naczyniami nerkowymi. Włóż pierwsze kleszcze mikrohemostatyczne od prawej strony w górną część mózgu i aortę pod naczyniami nerkowymi. Włóż drugie mikrokleszcze hemostatyczne z prawej strony w dolną część mózgu i aorty.Zarówno aorta, jak i przestrzeń żylna mają więcej niż jeden centymetr na zespolenie między dwoma kleszczami hemostatycznymi. Wykonaj nacięcie w aorcie, nieco bliżej dolnego zacisku niż górnego zacisku. Możesz także użyć igły 30G, aby zrobić mały otwór i otworzyć go mikronożyczkami.Umieść serce w jamie brzusznej. Aorta w widzeniu i żyła główna po drugiej stronie i przykryj ją małym mokrym gazikiem. Dostosuj i zszyj aortę dawczą do aorty biorcy, zaczynając doogonowo.Zrób węzeł i kontynuuj szew biegnący do szczytu tego nacięcia, około czterech do pięciu szwów. Następnie odwróć serce w prawo, przykryj je ponownie i kontynuuj szew po lewej stronie, aż dojdziesz do końca ogonowego i zawiąż węzeł. Za pomocą mikronożyczek wyciąć okrągły otwór w żyle głównej dolnej jamy brzusznej biorcy, który powinien mieć ten sam rozmiar światła żyły głównej dolnej w klatce piersiowej dawcy.Nacięcie powinno być zlokalizowane w obrębie czaszki do planowanego zespolenia aorty. Spraw, aby nacięcie żyły było większe niż nacięcie aorty. Płukanie żyły głównej dolnej dawcy w klatce piersiowej.Zszyj żyłę główną dolną dawcy wewnątrz klatki piersiowej do żyły głównej biorcy, zaczynając doogonowo. Zawiąż węzeł i wykonaj szew biegowy, aż do osiągnięcia górnej części nacięcia. Użyj pięciu szwów i kontynuuj szew po lewej stronie.Na koniec zawiąż węzeł w rogu ogona i ostrożnie dokręć. Uważaj, aby nie pociągnąć zbyt mocno. Połóż małe części gąbki hemostatycznej wokół żyły i zespolenia aorty.Usuń najpierw dolne, a następnie górne mikro hemostatyczne zaciski i przepłucz jamę brzuszną ciepłym 0,9% chlorkiem sodu. Wyjmij gąbkę hemostatyczną. Obserwuj bicie serca przeszczepionego serca.Jeśli wszystko się zgadza, serce znów zacznie się kurczyć. Włóż jelita z powrotem do jamy brzusznej i zamknij je czterema szwami zerowymi. Zapewnij ciepłe i bogate w tlen środowisko, aby przeszczepione myszy mogły się zregenerować.W naszej poprzedniej pracy badawczej przedstawiliśmy porównanie 40 ogólnych przypadków żyły głównej do żyły głównej z 40 przypadkami tradycyjnego zespolenia tętnica płucna z żyłą główną. Czas operacji zespolenia naczyniowego w grupie żyła główna do żyły głównej był istotnie krótszy w porównaniu z konwencjonalną grupą tętnica płucna do żyły głównej. Technika chirurgiczna heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy stanowi standardowy model badań w immunologii transplantacyjnej.Ta nowatorska technika rekonstrukcji obwodu krwi przedstawiona tutaj ułatwia przeszczep serca w jamie brzusznej u myszy. Nazywa się to współistnieniem ze zmniejszonym ciepłym niedokrwieniem i czasem ponownego bicia przeszczepionego serca, poprawiając w ten sposób wskaźnik sukcesu tego modelu.

blood-circuit-reconstruction-an-abdominal-mouse-heart-transplantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Technika jest demonstrowana dla procedury mikrochirurgicznej do heterotopowego przeszczepu serca u myszy, w tym uproszczone metody pobierania dawców i zespolenia naczyń biorców.

Zmodyfikowana metoda heterotopowego przeszczepu serca myszy

W manuskrypcie opisano kroki wymagane do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu serca u myszy.

Mysia heterotopowa technika przeszczepu serca

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Poznaj nową technikę chirurgiczną heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy, umożliwiającą lepszą obserwację odpowiedzi alloimmunologicznych. Metoda poprawia niezawodność modelu badań transplantologicznych.

Rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej

Przeglądaj więcej filmów