Name: Optymalizacja reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-12T14:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 54 s
Description: Poznaj metodę optymalizacji reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych do syntezy radiofarmaceutyków. Platforma umożliwia prowadzenie 16 równoległych reakcji, znacznie zwiększając przepustowość i redukując zużycie odczynników.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Zakładowi Cyklotronów Biomedycznych UCLA oraz Dr. Rogerowi Slavikowi i Dr. Giuseppe Carlucciemu za hojne dostarczenie [18F]fluorków do tych badań, a także UCLA NanoLab za wsparcie sprzętem do produkcji chipów.

UWAGA: Ten protokół obejmuje postępowanie z materiałami radioaktywnymi. Eksperymenty nie powinny być przeprowadzane bez niezbędnego przeszkolenia i środków ochrony osobistej oraz zgody biura ds. bezpieczeństwa radiologicznego w danej organizacji. Eksperymenty powinny być przeprowadzane za osłoną radiacyjną, najlepiej w wentylowanej gorącej komorze
1. Produkcja układów scalonych
UWAGA: Partie wieloreakcyjnych mikrokropelek są wytwarzane z 4-calowych płytek krzemowych przy użyciu standardowych technik fotolitografii, jak wcześniej opisano10 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Ta procedura wytworzy 7 chipów, z których każdy ma 4 x 4 układy miejsc reakcji.
<ol>
	<li>Umieść wafel silikonowy na uchwycie do powlekania wirowego, upewniając się, że jest wyśrodkowany. Umieść 3 ml roztworu politetrafluoroetylenu na środku płytki za pomocą pipety transferowej i pokryj płytkę z prędkością 1000 obr./min przez 30 s (rampa 500 obr./min).</li>
	<li>Aby zestalić powłokę, umieść wafel na płycie grzejnej o temperaturze 160 °C na 10 minut, a następnie przenieś na płytę grzejną o temperaturze 245 °C na 10 minut.</li>
	<li>Wyżarzanie powłoki w piecu wysokotemperaturowym w temperaturze 340 °C przez 3,5 godziny w atmosferze azotu, a następnie schładzanie do 70 °C przy rampie 10 °C/min.</li>
	<li>Umieść wafel silikonowy na uchwycie wirówki, upewniając się, że jest wyśrodkowany. Wlej 2 ml dodatniego fotorezystu na środek płytki za pomocą pipety transferowej, a następnie wykonaj powlekanie z prędkością 3000 obr./min przez 30 s (rampa 1000 obr./min).</li>
	<li>Zestal fotorezyst, wykonując delikatne pieczenie wafla na płycie grzejnej o temperaturze 115 °C przez 3 minuty.</li>
	<li>Zainstaluj wafel i fotomaskę w wyrównywaczu maski i wykonaj 14-sekundową ekspozycję przy natężeniu lampy 12 mW/cm2 i długości fali 356 nm w trybie twardego kontaktu. W tym etapie wykorzystuje się maskę przezroczystości zawierającą ujemny końcowy wzór politetrafluoroetylenu, tj. wzór o średnicy 4 cali składający się z 4 kopii 16-reakcyjnego chipa, z przezroczystymi miejscami reakcji i wszystkimi innymi obszarami w nieprzezroczystym kolorze.</li>
	<li>Zanurz wafel za pomocą 20 ml roztworu wywoływacza fotorezystu w szklanym pojemniku na 3 minuty z lekkim mieszaniem, aby uzyskać naświetlony wzór.</li>
	<li>Spłucz rozwijający się roztwór, zanurzając wafel w szklanym pojemniku z 20 ml wody demineralizowanej na 3 minuty z lekkim mieszaniem. Wysuszyć wafel pistoletem do azotu.</li>
	<li>Usuń odsłonięte obszary politetrafluoroetylenu za pomocą reaktywnego wytrawiania jonowego (RIE) plazmą tlenową w następujących warunkach: ekspozycja 30 s, ciśnienie 100 mTorr, moc 200 W i przepływ tlenu 50 sccm.</li>
	<li>Pokrój wafel w kostkę na pojedyncze wióry (łącznie 7 na płytkę) za pomocą noża do wafli krzemowych.</li>
	<li>Zanurz każdy chip w acetonie na 1 minutę, aby usunąć fotorezyst, a następnie izopropanol na 1 minutę. Na koniec wysusz każdy wiór za pomocą pistoletu do azotu.</li>
	<li>Umieść suche frytki w szklanym pojemniku i przykryj folią aluminiową do przechowywania do czasu użycia.</li>
</ol>
2. Planowanie badania optymalizacyjnego
UWAGA: W tym protokole, synteza radiofarmaceutyku [18F]fallypride jest używana jako przykład do zilustrowania optymalizacji wysokiej przepustowości (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Za pomocą jednego chipa można przeprowadzić 16 jednoczesnych reakcji, na przykład o różnym stężeniu prekursora (8 różnych stężeń, n=2 powtórzenia każde). Warunki są odwzorowane na miejsca reakcji w <silna klasa="xfig">Rysunek 3A. Protokół ten może być dostosowany w celu optymalizacji innych parametrów reakcji (np. rozpuszczalnika reakcji, objętości reakcji, ilości TBAHCO3 itp.) lub innych radiofarmaceutyków.
<ol>
	<li>Należy wybrać parametr(-y) reakcji, który ma być zmieniony(-e), konkretne wartości, które mają być użyte, oraz liczbę powtórzeń.</li>
	<li>Oblicz liczbę chipów potrzebnych do przeprowadzenia eksperymentu.</li>
	<li>Dla każdego chipa przygotuj mapę warunków reakcji, które zostaną użyte w każdym miejscu reakcji, aby pomóc w przygotowaniu odczynnika i przeprowadzeniu reakcji kropelkowych.</li>
</ol>
3. Przygotowanie odczynników i materiałów do optymalizacji radiosyntezy [18F]fallypride
UWAGA: Radiosynteza oparta na kropelkach [18F]fallypride (<silna klasa="xfig">Rysunek 2) rozpoczyna się od dodania [18F]fluorku i katalizatora przeniesienia fazowego (TBAHCO3) do miejsca reakcji, po którym następuje ogrzewanie w celu odparowania wody i pozostawienia wysuszonej pozostałości. Następnie dodaje się kroplę prekursora (tosyl-fallypride) w rozpuszczalniku reakcyjnym (alkohol teksylowy i acetonitryl) i podgrzewa się w celu przeprowadzenia reakcji radiofluorowania. Na koniec surowy produkt jest pobierany z chipa w celu analizy. Procedury przygotowania i syntezy odczynników powinny być dostosowane w przypadku optymalizacji innego znacznika.
<ol>
	<li>Przygotować roztwór podstawowy rozpuszczalnika reakcyjnego, składający się z alkoholu teksylowego i acetonitrylu w mieszaninie o proporcji 1:1 objętościowej. Upewnij się, że objętość jest wystarczająca do utworzenia planowanej serii rozcieńczeń. W tej przykładowej optymalizacji wystarczy ~30 μL.</li>
	<li>Przygotować 30 μl roztworu podstawowego prekursora (fallyprydu tozylo-tozylowego) w rozpuszczalniku reakcyjnym o maksymalnym stężeniu, które ma być badane (77 mM). Upewnij się, że wolumin jest wystarczający do przeprowadzenia planowanego eksperymentu. W tej przykładowej optymalizacji wystarczy ~30 μL.</li>
	<li>Z roztworu podstawowego prekursora i rozpuszczalnika reakcyjnego wykonać 2x seryjne rozcieńczenia, aby przygotować różne stężenia roztworu prekursora. Upewnij się, że objętość każdego rozcieńczenia jest wystarczająca do przeprowadzenia żądanej liczby kontrprób dla każdego warunku. W tej przykładowej optymalizacji wystarczy ~15 μL każdego stężenia.</li>
	<li>Przygotuj probówki do mikrowirówek, aby zebrać każdy surowy produkt reakcji za pomocą trwałego markera, aby oznaczyć każdą probówkę unikalnym numerem. Upewnij się, że całkowita liczba probówek do mikrowirówek odpowiada liczbie warunków pomnożonej przez liczbę powtórzeń (8 x 2 = 16).</li>
	<li>Przygotować zapas roztworu zbiorczego (10 ml) zawierającego wodę o proporcji 9:1 metanol:DI (v/v). Porcjować 50 μl do każdej z 16 dodatkowych oznakowanych probówek do mikrowirówek (po jednej na każde miejsce reakcji na chipie).</li>
	<li>Przygotować roztwór podstawowy [18F]fluorku w probówce mikrowirówki o pojemności 500 μl, mieszając [18F]fluorek/[18O]H2O (~260 MBq [7 mCi]) z 75 mM roztworemTBAHCO3 (56 μL) i rozcieńczając wodą DI do 140 μL. 8 μL tego roztworu zostanie załadowane do każdego miejsca reakcji (zawierającego ~15 MBq [0,40 mCi] aktywności, i 240 nmol TBAHCO3).</li>
</ol>
4. Równoległa synteza [18F]fallypride z różnymi stężeniami prekursorów
UWAGA: Układ jest obsługiwany na platformie grzewczej (skonstruowanej zgodnie z wcześniejszym opisem13) składającej się z grzałki ceramicznej o wymiarach 25 mm x 25 mm, sterowanej za pomocą regulatora temperatury on-off wykorzystującego wewnętrzny sygnał termopary do sprzężenia zwrotnego. Temperatury powierzchni grzałki zostały skalibrowane za pomocą obrazowania termicznego. Jeśli taka platforma nie jest dostępna, można użyć pary płyt grzejnych (jednej w temperaturze 105 °C i jednej w temperaturze 110 °C).
<ol>
	<li>Załadować roztwór podstawowy [18F] fluorku (z katalizatorem przeniesienia fazowego).
	<ol>
		<li>Za pomocą mikropipety załadować kroplę 8 μl roztworu podstawowego fluorku [18F] na pierwsze miejsce reakcji chipa wieloreakcyjnego. Zmierz aktywność chipa, umieszczając go w kalibratorze dawki i zapisz czas, w którym przeprowadzany jest pomiar.</li>
		<li>Wyjąć chip z kalibratora dawki, a następnie załadować kroplę 8 μl roztworu podstawowego fluorku [18F] na drugie miejsce reakcji. Zmierz aktywność na chipie, umieszczając go ponownie w kalibratorze dawki i zapisz czas, w którym przeprowadzany jest pomiar.</li>
		<li>Powtórz te czynności dla wszystkich pozostałych miejsc reakcji na chipie.</li>
		<li>Obliczyć aktywność załadowaną dla każdego miejsca reakcji, wykonując pomiar aktywności po załadowaniu izotopu promieniotwórczego i odejmując poprzedni pomiar (z korekcją zaniku) przed załadowaniem tego miejsca.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dopasuj chip wieloreakcyjny do grzejnika.
	<ol>
		<li>Nałóż cienką warstwę pasty termicznej na wierzch grzejnika ceramicznego.</li>
		<li>Ostrożnie umieść chip na grzałce za pomocą pęsety, aby uniknąć rozlania kropel, wyrównując narożnik odniesienia chipa z rogiem odniesienia grzałki (jak pokazano na <silna klasa = "xfig">Rysunek 3B). Chip będzie zwisał z grzejnika o niewielką ilość.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wysuszyć [18F] fluorek i katalizator przeniesienia fazowego.
	<ol>
		<li>Podgrzewaj wiór przez 1 minutę, ustawiając grzałkę na 105 °C w programie sterującym, aby odparować kropelki do wyschnięcia, pozostawiając wysuszoną pozostałość [18F] fluorku i TBHACO3. Po 1 min schłodzić chip wyłączając grzałkę i włączając wentylator chłodzący za pomocą programu sterującego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dodaj roztwór prekursora.
	<ol>
		<li>Za pomocą mikropipety dodać 6 μl roztworu prekursora fallypride na wysuszoną pozostałość w pierwszym miejscu reakcji.</li>
		<li>Powtórz te czynności dla wszystkich pozostałych miejsc reakcji na chipie. Skorzystaj z planu optymalizacji, aby określić, jakie stężenie serii rozcieńczeń jest stosowane dla każdego miejsca reakcji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadź reakcję fluorowania.
	<ol>
		<li>Podgrzewać każdy wiór do temperatury 110 °C przez 7 minut za pomocą programu sterującego do przeprowadzenia reakcji radiofluorowania. Następnie schłodzić chip, wyłączając grzałkę i włączając wentylator chłodzący za pomocą programu sterującego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zebrać surowe produkty z miejsc reakcji.
	<ol>
		<li>Zebrać surowy produkt w pierwszym miejscu reakcji, dodając 10 μl roztworu zbiorczego z wyznaczonej probówki do mikrowirówki za pomocą mikropipety. Po odczekaniu 5 sekund za pomocą mikropipety (z zainstalowaną tą samą końcówką) odessać rozcieńczony produkt surowy i przenieść do odpowiedniej oznaczonej probówki wirówkowej do zbierania danych.</li>
		<li>Powtórz ten proces w sumie 4 razy, używając tej samej końcówki pipety do wszystkich operacji.</li>
		<li>Powtórz proces zbierania dla wszystkich innych miejsc reakcji na chipie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Analiza syntezy w celu określenia wydajności reakcji i optymalnych warunków
<ol>
	<li>Określ "skuteczność zbierania" dla pierwszej reakcji na chipie.
	<ol>
		<li>Umieścić probówkę mikrowirówki z zebranym surowym produktem z pierwszego miejsca reakcji w kalibratorze dawki w celu zmierzenia aktywności. Zapisz pomiar i czas pomiaru. </li>
		<li>Obliczyć skuteczność zbierania, dzieląc aktywność zebranego produktu naftowego przez aktywność początkową zmierzoną dla tego samego miejsca reakcji (korygując wartości aktywności do tego samego punktu czasowego z korekcją rozpadu).</li>
		<li>Powtórz te czynności dla wszystkich pozostałych miejsc reakcji na chipie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeanalizować skład (wydajność fluorowania) każdego zebranego produktu surowego. 
	UWAGA: Aby umożliwić praktyczną analizę wszystkich próbek w krótkim czasie, wydajność fluorowania jest analizowana przy użyciu wcześniej opisanego podejścia opartego na wysokoprzepustowej chromatografii radio-cienkowarstwowej (radio-TLC)14. Technika ta pozwala na równoległe przetwarzanie do ośmiu próbek poprzez punktowe nacieranie, a następnie obok siebie (odstęp 5 mm, 0,5 μl na plamkę) na pojedynczej płytce TLC, a następnie wywoływanie razem i wspólne wykonywanie odczytu za pomocą obrazowania Cerenkov14, 15. Do przykładowej optymalizacji z 16 równoległymi reakcjami potrzebne są 2 płytki TLC. Inną opcją jest użycie radio-wysokosprawnej chromatografii cieczowej (radio-HPLC) do analizy, chociaż czas separacji, czyszczenia i równoważenia może ograniczać liczbę próbek, które można przeanalizować.
	<ol>
		<li>Dla każdej płytki TLC (50 mm x 60 mm) ołówkiem narysuj linię w odległości 15 mm od jednej krawędzi 50 mm (na dole) i drugą linię w odległości 50 mm od tej samej krawędzi. Pierwsza linia to linia początkowa; Drugi to pierwsza linia rozpuszczalników. Narysuj 8 małych liter "X" wzdłuż linii początkowej w odstępach 5 mm, aby określić pozycję wykrywania próbki dla każdego z 8 "pasów".</li>
		<li>Za pomocą mikropipety przenieść 0,5 μl pierwszego surowego produktu na płytkę TLC w punkcie "X" dla pierwszego pasa. Powtórz tę czynność dla dodatkowych produktów surowych (do 8 na płytkę TLC). Poczekaj, aż plamy produktu surowego wyschną na płytce TLC.</li>
		<li>Dla każdej płytki TLC wywoływać przy użyciu fazy ruchomej 60% MeCN w 25 mM NH4HCO2 z 1% TEA (v/v), aż czoło rozpuszczalnika dotrze do pierwszej linii rozpuszczalnika. Poczekaj, aż rozpuszczalnik na płytce TLC wyschnie, a następnie przykryj szklanym szkiełkiem mikroskopowym (76,2 mm x 50,8 mm, grubość 1 mm).</li>
		<li>Uzyskaj obraz radioaktywności każdej płytki TLC, umieszczając ją w systemie obrazowania Cerenkov na 5-minutową ekspozycję. Wykonaj standardowe korekcje obrazu (odejmowanie ciemnego prądu, korekcja płaskiego pola, filtrowanie mediany i odejmowanie tła).</li>
		<li>Użyj analizy obszaru zainteresowania (ROI) dla pierwszego pasa pierwszej płytki TLC. Narysuj obszary wokół każdego pasma widocznego na pasie ruchu. Oprogramowanie obliczy ułamek zintegrowanej intensywności każdego regionu (pasma) w porównaniu z całkowitą zintegrowaną intensywnością wszystkich regionów (pasm).</li>
		<li>W tej fazie ruchomej oczekuje się, że przy wskazanych współczynnikach retencji pojawią się następujące pasma: Rf = 0,0: nieprzereagowany [18F]fluorek; Rf = 0,9: [18F]fallypride; Rf = 0,94: Produkt poboczny. Określ skuteczność fluorowania jako frakcję aktywności w paśmie [18F]fallypride.</li>
		<li>Powtórz tę analizę dla wszystkich pozostałych pasów ruchu na wszystkich płytach TLC. 
		UWAGA: Jeśli komora obrazowania Cerenkov nie jest dostępna, do obrazowania płytek TLC można użyć systemu obrazowania optycznego in vivo dla małych zwierząt (przedklinicznego). Alternatywnie można użyć 2-wymiarowego skanera TLC. Alternatywnie, jeśli dostępny jest tylko 1-wymiarowy skaner TLC, płytki TLC można analizować, tnąc je na paski nożyczkami (1 na linię) i skanując każdy pasek osobno.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oznaczyć surową wydajność radiochemiczną (surowy RCY) dla każdego miejsca reakcji.
	<ol>
		<li>Określić surowy RCY dla pierwszego produktu surowego, mnożąc skuteczność zbierania przez wydajność fluorowania.</li>
		<li>Powtórz tę czynność dla wszystkich innych miejsc reakcji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analizuj wyniki
	<ol>
		<li>Zagreguj wartości dowolnych powtórzonych eksperymentów w postaci średniej i odchylenia standardowego.</li>
		<li>Wykreśl wydajność zbierania, wydajność fluorowania i surowy RCY w funkcji parametru, który uległ zmianie (stężenie prekursora w tym przykładzie).</li>
		<li>Wybierz optymalne warunki w oparciu o żądane kryteria. Zazwyczaj jest to maksymalny surowy RCY. Ponadto punkt jest często wybierany w regionie, w którym nachylenie wykresu jest stosunkowo płaskie, co wskazuje, że jest niewrażliwy na niewielkie zmiany parametru, zapewniając bardziej niezawodny protokół.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Matthews, P. M., Rabiner, E. A., Passchier, J., Gunn, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positron+emission+tomography+molecular+imaging+for+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Positron emission tomography molecular imaging for drug development.</a> British Journal of Clinical Pharmacology. 73 (2), 175-186 (2012).</li>
<li>Piel, M., Vernaleken, I., Rösch, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positron+emission+tomography+in+CNS+drug+discovery+and+drug+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Positron emission tomography in CNS drug discovery and drug monitoring.</a> Journal of Medicinal Chemistry. 57 (22), 9232-9258 (2014).</li>
<li>Cherry, S. R., Sorenson, J. A., Phelps, M. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCherry%2C+SR+%22Physics+in+Nuclear+Medicine%22">Physics in Nuclear Medicine</a>. , Elsevier Saunders. Philadelphia, PA, USA. (2012).</li>
<li>Knapp, K. -A., Nickels, M. L., Manning, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+current+role+of+microfluidics+in+radiofluorination+chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging+and+Biology%22%5BJournal%5D)">The current role of microfluidics in radiofluorination chemistry.</a> Molecular Imaging and Biology. 22 (3), 463-475 (2020).</li>
<li>Rensch, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics%3A+A+groundbreaking+technology+for+PET+tracer+production%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">Microfluidics: A groundbreaking technology for PET tracer production.</a> Molecules. 18 (7), 7930-7956 (2013).</li>
<li>Pascali, G., Watts, P., Salvadori, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+in+radiopharmaceutical+chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Nuclear+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Microfluidics in radiopharmaceutical chemistry.</a> Nuclear Medicine and Biology. 40 (6), 776-787 (2013).</li>
<li>Keng, P. Y., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidics%3A+A+new+paradigm+for+radiochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidics: A new paradigm for radiochemistry.</a> Molecular Imaging. 14, 579-594 (2015).</li>
<li>Wang, J., Chao, P. H., Janet, S., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performing+multi-step+chemical+reactions+in+microliter-sized+droplets+by+leveraging+a+simple+passive+transport+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Performing multi-step chemical reactions in microliter-sized droplets by leveraging a simple passive transport mechanism.</a> Lab on a Chip. 17 (24), 4342-4355 (2017).</li>
<li>Wang, J., Chao, P. H., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultra-compact%2C+automated+microdroplet+radiosynthesizer%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Ultra-compact, automated microdroplet radiosynthesizer.</a> Lab on a Chip. (19), 2415-2424 (2019).</li>
<li>Rios, A., Wang, J., Chao, P. H., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+multi-reaction+microdroplet+platform+for+rapid+radiochemistry+optimization%5BTitle%5D)+AND+%22RSC+Advances%22%5BJournal%5D)">A novel multi-reaction microdroplet platform for rapid radiochemistry optimization.</a> RSC Advances. 9 (35), 20370-20374 (2019).</li>
<li>Sergeev, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performing+radiosynthesis+in+microvolumes+to+maximize+molar+activity+of+tracers+for+positron+emission+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Communications+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Performing radiosynthesis in microvolumes to maximize molar activity of tracers for positron emission tomography.</a> Communications Chemistry. 1 (1), 10(2018).</li>
<li>Pascali, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+nucleophilic+18F+radiofluorinations+using+a+microfluidic+reaction+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Optimization of nucleophilic 18F radiofluorinations using a microfluidic reaction approach.</a> Nature Protocols. 9 (9), 2017-2029 (2014).</li>
<li>Lisova, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscale+radiosynthesis%2C+preclinical+imaging+and+dosimetry+study+of+%5B18F%5DAMBF3-TATE%3A+A+potential+PET+tracer+for+clinical+imaging+of+somatostatin+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Nuclear+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Microscale radiosynthesis, preclinical imaging and dosimetry study of [18F]AMBF3-TATE: A potential PET tracer for clinical imaging of somatostatin receptors.</a> Nuclear Medicine and Biology. 61, 36-44 (2018).</li>
<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+radio-TLC+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nuclear+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">High-throughput radio-TLC analysis.</a> Nuclear Medicine and Biology. 82-83, 41-48 (2020).</li>
<li>Dooraghi, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+microfluidic+PET+tracer+synthesis+with+Cerenkov+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">Optimization of microfluidic PET tracer synthesis with Cerenkov imaging.</a> Analyst. 138 (19), 5654-5664 (2013).</li>
<li>Collins, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+diverse+PET+probes+with+limited+resources%3A+24+18F-labeled+compounds+prepared+with+a+single+radiosynthesizer%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Production of diverse PET probes with limited resources: 24 18F-labeled compounds prepared with a single radiosynthesizer.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (43), 11309-11314 (2017).</li>
<li>Lazari, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+automated+production+of+diverse+18F-labeled+PET+tracers+on+the+ELIXYS+multireactor+radiosynthesizer+without+hardware+modification%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine+Technology%22%5BJournal%5D)">Fully automated production of diverse 18F-labeled PET tracers on the ELIXYS multireactor radiosynthesizer without hardware modification.</a> Journal of Nuclear Medicine Technology. 42 (3), 203-210 (2014).</li>
<li>Lisova, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid%2C+efficient%2C+and+economical+synthesis+of+PET+tracers+in+a+droplet+microreactor%3A+application+to+O-%282-%5B18F%5Dfluoroethyl%29-L-tyrosine+%28%5B18F%5DFET%29%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+Radiopharmacy+and+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Rapid, efficient, and economical synthesis of PET tracers in a droplet microreactor: application to O-(2-[18F]fluoroethyl)-L-tyrosine ([18F]FET).</a> EJNMMI Radiopharmacy and Chemistry. 5 (1), 1(2019).</li>
<li>Wang, J., Holloway, T., Lisova, K., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Green+and+efficient+synthesis+of+the+radiopharmaceutical+%5B18F%5DFDOPA+using+a+microdroplet+reactor%5BTitle%5D)+AND+%22Reaction+Chemistry+%26+Engineering%22%5BJournal%5D)">Green and efficient synthesis of the radiopharmaceutical [18F]FDOPA using a microdroplet reactor.</a> Reaction Chemistry & Engineering. 5 (2), 320-329 (2020).</li>
<li>Lisova, K., Wang, J., Rios, A., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptation+and+optimization+of+%5BF-18%5D+Florbetaben+%28%5BF-18%5D+FBB%29+radiosynthesis+to+a+microdroplet+reactor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Labelled+Compounds+and+Radiopharmaceuticals%22%5BJournal%5D)">Adaptation and optimization of [F-18] Florbetaben ([F-18] FBB) radiosynthesis to a microdroplet reactor.</a> Journal of Labelled Compounds and Radiopharmaceuticals. 62, 353-354 (2019).</li>
<li>Wang, J., Chao, P. H., Slavik, R., van Dam, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-GBq+production+of+the+radiotracer+%5B18F%5Dfallypride+in+a+droplet+microreactor%5BTitle%5D)+AND+%22RSC+Advances%22%5BJournal%5D)">Multi-GBq production of the radiotracer [18F]fallypride in a droplet microreactor.</a> RSC Advances. 10 (13), 7828-7838 (2020).</li>
</ol>

Regenci Uniwersytetu Kalifornijskiego udzielili licencji firmie Sofie, Inc. na technologię, która została wynaleziona przez dr van Dama, i przejęli udziały w Sofie, Inc. w ramach transakcji licencyjnej. Dr van Dam jest założycielem i konsultantem firmy Sofie, Inc. Pozostali autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Prace te były częściowo wspierane przez National Cancer Institute (R33 240201).

Ze względu na ograniczenia konwencjonalnych systemów radiochemicznych, które dopuszczają tylko jedną lub niewielką liczbę reakcji dziennie i zużywają znaczną ilość odczynników na punkt danych, tylko niewielka część ogólnej przestrzeni parametrów reakcji może być zbadana w praktyce, a wiele razy wyniki są podawane bez powtórzeń (n = 1). W porównaniu z konwencjonalnymi systemami, ta platforma radiosyntezy kropel z wieloma reakcjami sprawia, że praktyczne jest przeprowadzanie bardziej kompleksowych i rygorystycznych badań w...

Pozytonowa tomografia emisyjna (PET) radiofarmaceutyki są szeroko stosowane jako narzędzia badawcze do monitorowania określonych procesów biochemicznych in vivo i badania chorób, a także do opracowywania nowych leków i terapii. Co więcej, PET jest kluczowym narzędziem do diagnozowania lub oceny stopnia zaawansowania choroby oraz monitorowania odpowiedzi pacjenta na terapię1,2,3. Ze względu na krótki okres półtrwania radioizotopów PET (np. 110 minut w przypadku radiofarmaceutyków znakowanych fluorem-18) i zagrożenie radiacyjne, związki te są przygotowywane przy użyciu specjalistycznych zautomatyzowanych systemów działających za osłoną radiacyjną i muszą być przygotowane tuż przed użyciem.
Obecne systemy używane do syntezy radiofarmaceutyków są przeznaczone do produkcji dużych partii, które są dzielone na wiele indywidualnych dawek, aby podzielić koszty produkcji. Podczas gdy obecne systemy są odpowiednie do produkcji szeroko stosowanych radioznaczników, takich jak [18F]FDG (ponieważ w ciągu jednego dnia można zaplanować wiele skanów pacjenta i eksperymentów badawczych), systemy te mogą być marnotrawstwem na produkcję nowych radioznaczników na wczesnym etapie rozwoju lub rzadziej stosowanych radioznaczników. Objętości używane przez konwencjonalne systemy mieszczą się zwykle w zakresie 1-5 ml, a reakcje wymagają ilości prekursorów w zakresie 1-10 mg. Ponadto stosowanie konwencjonalnych radiosyntezatorów jest na ogół kłopotliwe podczas badań optymalizacyjnych, ponieważ aparatura ulega zanieczyszczeniu po użyciu, a użytkownik musi poczekać, aż radioaktywność zaniknie przed wykonaniem następnego eksperymentu. Oprócz kosztów sprzętu, koszt radioizotopu i odczynników może stać się bardzo znaczny w przypadku badań wymagających produkcji wielu partii. Może się to zdarzyć na przykład podczas optymalizacji protokołów syntezy dla nowych radioznaczników w celu osiągnięcia wystarczającej wydajności i wiarygodności dla wstępnych badań obrazowania in vivo.
Technologie mikroprzepływowe są coraz częściej wykorzystywane w radiochemii, aby wykorzystać kilka zalet w porównaniu z konwencjonalnymi systemami4,5,6. Platformy mikroprzepływowe, w tym oparte na objętościach reakcyjnych 1-10 μl7,8,9, wykazały znaczne zmniejszenie objętości odczynników i zużycia drogich prekursorów, a także krótkie czasy reakcji. Redukcje te prowadzą do niższych kosztów, szybszych etapów ogrzewania i parowania, krótszego i prostszego oczyszczania końcowego, ogólnie "bardziej ekologicznego" procesu chemicznego10, oraz wyższej aktywności molowej wytwarzanych radioznaczników11. Ulepszenia te sprawiają, że bardziej praktyczne jest przeprowadzanie bardziej rozległych badań optymalizacyjnych poprzez obniżenie kosztu odczynnika każdej syntezy. Dalsze korzyści można osiągnąć poprzez przeprowadzenie wielu eksperymentów z jednej partii radioizotopu w ciągu jednego dnia. Na przykład radiosyntezatory mikroprzepływowe pracujące w "trybie wykrywania" mogą sekwencyjnie wykonywać dziesiątki reakcji, z których każda zużywa tylko 10 μl objętości reakcji12.
Zainspirowany tymi zaletami, opracowano układ matrycy kropel wieloreakcyjnych, w którym reakcje mikroobjętościowe są ograniczone do szeregu pułapek napięcia powierzchniowego na powierzchni krzemu, stworzony przy użyciu wzorzystej powłoki teflonowej. Chipy te umożliwiają jednoczesne przeprowadzanie wielu reakcji w skali 1-20 μl, co otwiera możliwość zbadania 10 różnych warunków reakcji dziennie, z których każda ma wiele powtórzeń. W artykule przedstawiono przydatność tego nowego, wysokoprzepustowego podejścia do przeprowadzania szybkich i tanich optymalizacji radiochemicznych. Zastosowanie wieloreakcyjnych chipów kropelkowych pozwala na wygodną eksplorację wpływu stężeń odczynników i rozpuszczalnika reakcyjnego, a zastosowanie wielu chipów może umożliwić badanie temperatury i czasu reakcji, a wszystko to przy zużyciu bardzo małych ilości prekursora.

<table><tbody><tr><td>2,3-dimetylo-2-butanol (alkohol teksylowy)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>594-60-5</td><td>98%</td></tr><tr><td>Aceton</td><td>KMG Chemicals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mrówczan amonu klasy LP do pomieszczeń czystych (NH4HCO2)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>540-69-2</td><td>97%</td></tr><tr><td>Bezwodny acetonitryl (MeCN)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>75-05-8</td><td>99,80%</td></tr><tr><td>Grzałka ceramiczna</td><td>Watlow</td><td>Utramic CER-1-01-0093</td><td>25 mm x 25 mm</td></tr><tr><td>Komora obrazowania Cerenkov</td><td>Budowa na zamówienie Do</td><td></td><td>odczytu płytki TLC można użyć innych instrumentów, w tym: system obrazowania optycznego in vivo małych zwierząt, skaner radiowy 2D TLC, skaner radiowy 1D TLC</td></tr><tr><td>DI woda</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7732-18-5</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowe pipety transferowe, 3 ml</td><td>Falcon</td><td>13-680-50</td><td></td></tr><tr><td>Kalibrator dawki</td><td>Capintec, Inc.</td><td>CRC-25 PET</td><td></td></tr><tr><td>Fallypride</td><td>ABX Zaawansowane związki biochemiczne</td><td>1560.0010.000</td><td>Wzorzec referencyjny Fallypride, >95%</td></tr><tr><td>[18F] fluorek w [18O]H2O</td><td>UCLA Ahmanson Biomedical Cyclotron Facility</td><td></td><td>Ze względu na krótki okres półtrwania należy go uzyskać z lokalnego laboratorium radiochemicznego lub komercyjnej radiofarmacji</td></tr><tr><td>Szklane pokrywy (76,2 mm x 50,8 mm x 1 mm grubości)</td><td>C& Naukowa powlekarka</td> wirowa <td>6101</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Headway Headway Research, Inc.</td><td>PWM50-PS-R790 System sipinner</td><td>PWM50-skrzynka sterownicza, silnik PS, misa R790</td></tr><tr><td>Piec wysokotemperaturowy</td><td>Carbolite</td><td>HTCR 6 28</td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>Thermo Scientific</td><td>Super-Nuova HP133425</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol (IPA)</td><td>KMG Chemicals</td><td></td><td>Cleanroom klasy LP</td></tr><tr><td>Nakładka do masek</td><td>Karl Suss</td><td>MA/BA6</td><td></td></tr><tr><td>Metanol (MeOH)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-56-1</td><td>&ge; 99.9%</td></tr><tr><td>Probówka do mikrowirówek</td><td>Eppendorf</td><td>0030 123.301</td><td>500 &micro; L, bezbarwna, polipropylenowa</td></tr><tr><td>mikropipeta (0,5-10 &mikro; L)</td><td>Labnet</td><td>BioPette P3940-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipeta (100-1000 &mikro; L)</td><td>Labnet</td><td>BioPette P3940-1000</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipeta (10-100 &mikro; L)</td><td>Labnet</td><td>BioPette P3940-100</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do mikropipet (0,1-10 i mikro; L)</td> <td>USA Scientific Inc Końcówki</td><td>11113810</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do mikropipet (2-200 i mikro; L)</td><td>BrandTech</td><td>13-889-143</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do mikropipet (50-1000 &micro; L)</td><td>BrandTech</td><td>13-889-145</td><td></td></tr><tr><td>Rozwiązanie dla programistów</td><td>Photoresist MicroChem</td><td>MEGAPOSIT MF-26A</td><td></td></tr><tr><td>Dodatni fotorezystor</td><td>MicroChem</td><td>MEGAPOSIT 220-7.0</td><td></td></tr><tr><td>Wytrawiacz jonów reaktywnych (RIE)</td><td>Oxford Instruments</td><td>Plasma Lab 80 Plus</td><td></td></tr><tr><td>Obcinarka do wafli krzemowych</td><td>Euro Tool</td><td>CSCB-431.00</td><td></td></tr><tr><td>Wafel silikonowy; 4" średnica</td><td>Silicon Valley Microelectronics Inc.&nbsp;</td><td>0017227-048</td><td>Typ P, domieszkowany borem, grubość 525 &plusmn; 25 &mikro; </td></tr><tr><td>m Teflon AF 2400</td><td>Chemours&nbsp;</td><td>D14896765</td><td>1% ciał stałych</td></tr><tr><td>Wodorowęglan tetrabutyloamonu (TBAHCO3)</td><td>ABX Zaawansowane związki biochemiczne</td><td>808</td><td>Roztwór wodny stabilizowany etanolem, 0,075 M</td></tr><tr><td>Pasta przewodząca OMEGA</td><td></td><td>OT-201-2</td><td></td></tr><tr><td>Płytki TLC</td><td>Merck KGaA</td><td>1.05554.0001</td><td>Żel krzemionkowy 60 F254, 50 mm x 60 mm, tył</td></tr> <tr><td>aluminiowyTosyl-fallypride</td><td>ABX Zaawansowane związki biochemiczne</td><td>1550.004.000</td><td>Prekursor Fallypride, >90%</td></tr><tr><td>trimetyloamina (TEA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>75-50-3</td><td>&ge; 99%</td></tr><tr><td>Pęseta</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-07387-08</td><td>Stal nierdzewna, cienka końcówka</td></tr></tbody></table>

optymalizacja reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych

Optimization of Radiochemical Reactions using Droplet Arrays

Obecne automatyczne radiosyntezatory są przeznaczone do produkcji dużych klinicznych partii radiofarmaceutyków. Nie nadają się one do optymalizacji reakcji lub opracowywania nowych radiofarmaceutyków, ponieważ każdy punkt danych wiąże się ze znacznym zużyciem odczynników, a zanieczyszczenie aparatury wymaga czasu na rozpad promieniotwórczy przed następnym użyciem. Aby rozwiązać te problemy, opracowano platformę do równoległego przeprowadzania układów miniaturowych reakcji opartych na kropelkach, z których każda jest zamknięta w pułapce napięcia powierzchniowego na wzorzystym "chipie" krzemowym pokrytym politetrafluoroetylenem. Chipy te umożliwiają szybkie i wygodne badanie parametrów reakcji, w tym stężeń odczynników, rozpuszczalnika reakcyjnego, temperatury i czasu reakcji. Platforma ta pozwala na przeprowadzenie setek reakcji w ciągu kilku dni przy minimalnym zużyciu odczynników, zamiast trwać miesiącami przy użyciu konwencjonalnego radiosyntezatora.

W celu zilustrowania tej metody przeprowadzono reprezentatywny eksperyment. Wykonując 16 reakcji, przeprowadzono badania optymalizacyjne radiofarmaceutyku [18F]fallypride, zmieniając stężenie prekursora (77, 39, 19, 9,6, 4,8, 2,4, 1,2 i 0,6 mM) w mieszaninie alkohol ksylilowy:MeCN (1:1, v/v) jako rozpuszczalniku reakcyjnym. Reakcje przeprowadzono w temperaturze 110 °C przez 7 min. Wydajność zbierania oraz skład próbki (tj. proporcje produktu [18F]fallypride, nieprzer...

Ta metoda opisuje użycie nowatorskiej metodologii wysokoprzepustowej, opartej na reakcjach chemicznych kropelk, do szybkiej i ekonomicznej optymalizacji radiofarmaceutyków przy użyciu nanomolowych ilości odczynników.

Optymalizacja reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych

Current automated radiosynthesizers are designed to produce large clinical batches of radiopharmaceuticals. They are not well suited for reaction ...

Obecne zautomatyzowane syntezatory radiowe są przeznaczone do produkcji dużych partii powszechnie stosowanych radiofarmaceutyków, takich jak FDG. Ze względu na ograniczoną liczbę możliwych do przeprowadzenia syntez w ciągu dnia i stosunkowo wysokie zużycie odczynników, systemy te nie nadają się jednak do wykonywania badań optymalizujących syntezę. Dzięki tej technice przepustowość jest znacznie zwiększona dzięki równoległemu przeprowadzaniu do 16 jednoczesnych reakcji, a zużycie odczynników zmniejsza się stukrotnie.Ponadto, ze względu na to, że reakcje przebiegają równolegle, do ukończenia badania potrzebne są odpowiednie partie radioizotopu. Zwiększona przepustowość umożliwia szersze badanie warunków reakcji z większą liczbą powtórzeń w porównaniu z użyciem konwencjonalnych instrumentów. Chociaż protokół ten pokazuje optymalizację stężenia prekursorów w syntezie błędnego dowodu, technika ta może być wykorzystana do optymalizacji innych warunków i innych radiofarmaceutyków.Zacznij od wytworzenia partii wieloreakcyjnych chipów mikrokropelkowych z czterocalowych wafli krzemowych przy użyciu standardowych technik fotolitografii. W protokole tym wykazano wysokoprzepustową optymalizację stężenia prekursorów za pomocą syntezy radiofarmaceutyku Fallypride. Na jednym chipie można przeprowadzić 16 jednoczesnych reakcji.Warunki, które mają być porównane, są odwzorowywane na miejscach reakcji. Przygotować roztwór podstawowy rozpuszczalnika reakcyjnego składającego się z alkoholu teksylowego i acetonitrylu w mieszaninie objętościowej jeden do jednego. Upewnij się, że objętość jest wystarczająca do utworzenia planowanej serii rozcieńczeń.Przygotować 30 mikrolitrów roztworu podstawowego prekursora w rozpuszczalniku reakcyjnym o maksymalnym stężeniu, jakie ma być zbadane. Z roztworu podstawowego prekursora i rozpuszczalnika reakcyjnego wykonać dwukrotne seryjne rozcieńczenia w zestawie probówek do mikrowirówek, aby przygotować różne stężenia roztworu prekursora. Przygotuj kolejny zestaw probówek do mikrowirówek, aby zebrać każdy surowy produkt reakcji za pomocą trwałego markera, aby oznaczyć każdą probówkę unikalnym numerem.Upewnij się, że całkowita liczba probówek do mikrowirówek odpowiada liczbie warunków pomnożonej przez liczbę powtórzeń. Przygotuj 10 mililitrów roztworu zbiorczego składającego się z dziewięciu do jednego metanolu do wody dejonizowanej. Porcjować 50 mikrolitrów każdego z nich do dodatkowego zestawu 16 probówek do mikrowirówek oznaczonych jako roztwór zbiorczy.Przygotować roztwór podstawowy fluoru, mieszając około siedmiu milikiurów źródła fluoru z 56 mikrolitrami 75-milimolowego wodorowęglanu tetrabutyloamoniowego i rozcieńczając wodą demineralizowaną do 140 mikrolitrów. Za pomocą mikropipety załaduj ośmiomikrolitrową kroplę roztworu podstawowego fluorku na pierwsze miejsce reakcji chipa wieloreakcyjnego. Zmierz aktywność chipa, umieszczając go w kalibratorze dawki i zapisz czas, w którym przeprowadzany jest pomiar.Wyjmij chip z kalibratora dawki i załaduj ośmiolitrową kroplę roztworu podstawowego fluoru na drugie miejsce reakcji. Zmierz aktywność na chipie i zapisz czas, w którym przeprowadzany jest pomiar. Powtórz ten proces dla wszystkich innych miejsc reakcji.Obliczyć aktywność załadowaną dla każdego miejsca reakcji, dokonując pomiaru aktywności po załadowaniu izotopu promieniotwórczego i odejmując poprzedni pomiar przed załadowaniem tego miejsca. Aby wyrównać chip wieloreakcyjny na grzejniku, nałóż cienką warstwę pasty termicznej na grzałkę ceramiczną. Ostrożnie umieść chip na grzałce za pomocą pęsety, wyrównując referencyjny róg chipa z referencyjnym rogiem grzałki.Chip powinien nieznacznie wystawać z grzejnika. Podgrzej chip przez jedną minutę, ustawiając grzałkę na 105 stopni Celsjusza w programie sterującym, aby odparować kropelki, pozostawiając wysuszoną pozostałość fluoru i wodorowęglanu tetrabutyloamonu. Następnie schłodził chip ustawiając grzałkę na 30 stopni Celsjusza i włączając wentylator chłodzący za pomocą programu sterującego.Za pomocą mikropipety dodać sześć mikrolitrów roztworu prekursora fallypride na wierzch wysuszonej pozostałości w pierwszym miejscu reakcji. Powtórz to dla wszystkich innych miejsc reakcji na chipie. Skorzystaj z planu optymalizacji, aby określić, jakie stężenie serii rozcieńczeń jest stosowane dla każdego miejsca reakcji.Podgrzej chip do 110 stopni Celsjusza przez siedem minut za pomocą programu sterującego do przeprowadzenia reakcji radiofluorowania, a następnie schłodź chip, ustawiając grzałkę na 30 stopni Celsjusza i włączając wentylator chłodzący za pomocą programu sterującego. Zebrać surowy produkt w pierwszym miejscu reakcji, dodając 10 mikrolitrów roztworu zbiorczego z wyznaczonej probówki do mikrowirówki. Po odczekaniu pięciu sekund odessać rozcieńczony produkt surowy i przenieść go do odpowiedniej probówki do mikrowirówki.Powtórz ten proces w sumie cztery razy, używając tej samej końcówki pipety, a następnie zamknij probówkę mikrowirówki. Powtórz te kroki, aby zebrać surowy produkt ze wszystkich innych miejsc reakcji na chipie. Aby określić skuteczność zbierania dla pierwszej reakcji na chipie, należy umieścić probówkę mikrowirówki z zebranym produktem surowym z pierwszego punktu reakcji w kalibratorze dawki w celu zmierzenia aktywności.Zapisz pomiar i czas pomiaru. Powtórz ten proces dla każdego z zebranych produktów surowych. Obliczyć skuteczność zbierania, dzieląc aktywność zebranego produktu naftowego przez aktywność początkową zmierzoną dla tego samego miejsca reakcji.Powtórz to dla wszystkich innych miejsc reakcji na chipie. Następnie przeanalizuj skład każdego zebranego produktu surowego. Za pomocą ołówka narysuj linię w odległości 15 milimetrów od dolnej krawędzi płytki TLC i kolejną linię w odległości 50 milimetrów od tej samej krawędzi.Pierwsza linia to linia początkowa, a druga to linia frontu rozpuszczalnika. Narysuj osiem małych liter X wzdłuż linii początkowej w odstępach pięciu milimetrów, aby określić pozycję wykrywania próbki dla każdego z ośmiu pasów. Za pomocą mikropipety przenieś 0,5 mikrolitra pierwszego surowego produktu na płytkę TLC w X dla pierwszego toru.Powtórz to dla dodatkowych produktów surowych, a następnie poczekaj, aż plamy wyschną. Rozwinąć każdą płytkę TLC, używając fazy ruchomej składającej się z 60% acetonitrylu w 25-milimolowym mrówczanie amonu z 1% TEA, aż czoło rozpuszczalnika dotrze do pierwszej linii rozpuszczalnika. W tym czasie należy wyjąć płytkę TLC z komory i poczekać, aż rozpuszczalnik na płytce TLC wyschnie, a następnie umieścić płytkę TLC w systemie obrazowania Cerenkov i przykryć ją szklanym szkiełkiem mikroskopowym.Uzyskaj obraz radioaktywności każdej płytki TLC, ustawiając system obrazowania Cerenkov na pięciominutową ekspozycję, a następnie wybierz utworzony plik obrazu na płytę TLC i wykonaj standardowe korekcje obrazu. Użyj analizy obszaru zainteresowania dla pierwszego pasa pierwszej płytki TLC. Narysuj obszary wokół każdego pasma widocznego na pasie ruchu, a następnie oblicz ułamek zintegrowanej intensywności każdego regionu w porównaniu z całkowitą zintegrowaną intensywnością wszystkich regionów.Określ wydajność fluorowania jako frakcję aktywności w paśmie Fallypride. Powtórz tę analizę dla wszystkich innych pasów ruchu na wszystkich płytach TLC. Następnie należy obliczyć surową wydajność radiochemiczną dla każdej reakcji i wybrać optymalne stężenie prekursora, badając surową wydajność radiochemiczną w funkcji stężenia prekursora.Badania optymalizacyjne radiofarmaceutyku Fallypride przeprowadzono poprzez zmianę stężenia prekursora w alkoholu teksylowym acetonitrylu. Reakcje prowadzono w temperaturze 110 stopni Celsjusza na siedem minut. Skuteczność pobierania i skład próbki są pokazane tutaj.Skuteczność fluorowania wzrastała wraz ze wzrostem stężenia prekursora, a stężenie nieprzereagowanego fluoru zmniejszało się. Stwierdzono niewielką ilość radioaktywnego produktu ubocznego przy niskich stężeniach prekursorów, który nie powstawał przy wyższych stężeniach prekursorów. Skuteczność zbierania była prawie ilościowa w większości warunków, choć nieznacznie spadła przy niskich stężeniach prekursorów.Najwyższą surową wydajność radiochemiczną osiągnięto przy stężeniu prekursora 39 milimolów. W tym stanie skuteczność fluorowania wynosiła 96%, surowy RCY wynosił 87% i nie zaobserwowano tworzenia się radioaktywnych produktów ubocznych. Bardzo ważne jest, aby mieć plan mapy, jaki warunek reakcji odpowiada której kropli reakcji na chipie oraz mieć odpowiednio oznakowane probówki z odczynnikami i probówki do pobierania produktów, które można dwukrotnie sprawdzić podczas eksperymentu.Procedura może być stosowana do optymalizacji innych warunków reakcji, takich jak ilość zasady, rodzaj rozpuszczalnika lub objętość reakcji. Może być również stosowany do optymalizacji syntezy innych radiofarmaceutyków.

optimization-of-radiochemical-reactions-using-droplet-arrays

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Reakcja Ugiego okazała się wygodnym sposobem na szybkie tworzenie zróżnicowanych bibliotek związków. Polega ona na reakcji aminy, aldehydu, kwasu karboksylowego i izonitrilego, zazwyczaj w metanolu w temperaturze pokojowej. W tym filmie wykorzystujemy 48-miejscowy blok Mettler-Toledo MiniBlock wyposażony w rurki filtracyjne oraz zautomatyzowany dozownik cieczy Mettler-Toledo MiniMapper do dostarczania odczynników i rozpuszczalnika. Parametrami poddanymi analizie były stężenie, skład...

Optymalizacja reakcji Ugiego z wykorzystaniem syntezy równoległej i automatycznej obsługi cieczy

Mikrofluidyczne platformy kropelkowe są obiecującymi narzędziami do eksperymentów wysokoprzepustowych, ponieważ umożliwiają one niskokosztowe generowanie piko-litrowych, samoczynnie odseparowanych komór z częstotliwością rzędu kHz. Dzięki integracji z szybkimi, czułymi i wysokorozdzielczymi metodami spektroskopii fluorescencyjnej, duże ilości informacji generowanych w tych systemach mogą być efektywnie wydobywane, przetwarzane i wykorzystywane.

Metody detekcji fluorescencyjnej dla mikroprzepływowych platform kroplkowych

Opisano protokół produkcji i obsługi urządzeń do odwadniania pól (Field-DW), a także wstępne badania wpływu pól elektrycznych na zawartość kropel.

Wykorzystanie zmniejszonej interakcji kropelka-powierzchnia w celu optymalizacji transportu bioanalitów w cyfrowej mikrofluidyce

Prezentujemy dyskretny system wprowadzania próbek kropel do spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICPMS). Opiera się na tanim i jednorazowym chipie mikroprzepływowym, który generuje wysoce monodyspersyjne kropelki w zakresie wielkości 40−60 μm przy częstotliwościach od 90 do 7 000 Hz.

Układ mikroprzepływowy do próbki ICPMS Wprowadzenie

Systemy reakcji typu lab-in-a-drop pozwalają na wszechstronne przeprowadzanie złożonych reakcji w skali mikroprzepływowej. Opracowano zautomatyzowaną platformę uruchamiającą składającą się z matrycy cewek elektromagnetycznych o wymiarach 3 x 3, która z powodzeniem została wykorzystana do połączenia dwóch mikroreaktorów o pojemności 10 μl, a tym samym zainicjowania reakcji enzymatycznej w powstałych płynnych kulkach.

Kropelki wodne stosowane jako mikroreaktory enzymatyczne i ich elektromagnetyczne uruchamianie

Tutaj prezentujemy adresowalne mikromacierze kropelkowe (ADM), metodę opartą na tablicy kropelkowej, która jest w stanie określić bezwzględną obfitość białek w pojedynczych komórkach. Wykazujemy zdolność ADM do charakteryzowania niejednorodności ekspresji białka supresorowego p53 w ludzkiej linii komórek nowotworowych.

Zliczanie białek w pojedynczych komórkach za pomocą adresowalnych mikromacierzy kropelkowych

Ogólnym celem protokołu jest przygotowanie ponad miliona uporządkowanych, jednolitych, stabilnych i biokompatybilnych kropel femtolitru na płaskim podłożu o powierzchni 1cm2, który może być użyty do syntezy białek bez komórek.

Femtolitrowa matryca kropelkowa do masowo równoległej syntezy białek z pojedynczych cząsteczek DNA

Prezentujemy system mikroprzepływowy do wysokoprzepustowych badań nad złożonymi maszynami życia, który składa się z 1500 jednostek hodowlanych, szeregu ulepszonych pomp perystaltycznych i modułu mieszania na miejscu. Chip mikroprzepływowy pozwala na analizę wysoce złożonych i dynamicznych warunków mikrośrodowiskowych in vivo.

Generowanie dynamicznych warunków środowiskowych za pomocą wysokowydajnego urządzenia mikroprzepływowego

Testy kropelek wody w oleju są przydatne do chemii analitycznej, ewolucji enzymów i analizy pojedynczych komórek, ale zazwyczaj wymagają mikrofluidyki do formowania kropel. W tym miejscu opisujemy emulgację z szablonami cząstek, bezprzepływowe podejście do wykonywania testów kropelkowych.

Emulgacja szablonowa cząstek umożliwia oznaczanie kropel bez mikroprzepływowości

Prezentacja dwuwarstwowego urządzenia opartego na polidimetylosiloksanie (PDMS) do produkcji bibliotek kombinatorycznych w emulsjach (korkach) typu woda w oleju jest przedstawiona. Niezbędny sprzęt i oprogramowanie wymagane do automatyzacji produkcji zatyczek jest szczegółowo opisane w protokole, a także pokazano produkcję ilościowej biblioteki zatyczek fluorescencyjnych.

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe do kombinatorycznej produkcji korków

Ten protokół przedstawia szczegółową procedurę przygotowania czterech radioznaczników węgla-11 za pomocą "metody pętlowej" [11C]metylacji. Opisujemy procedurę syntezy [11C]ER-176, z danymi dla trzech dodatkowych radioznaczników: [11C]MRB, [11C]mHED i [11C]PiB. Metoda pętlowa zapewnia wydajną syntezę ze zwiększoną wydajnością radiochemiczną w porównaniu z tradycyjną metylacją naczynia reakcyjnego [11C].

Zwiększenie wydajności i wydajności znakowania radioligandów węgla-11 w badaniach klinicznych z wykorzystaniem metody pętli

Poznaj metodę optymalizacji reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych do syntezy radiofarmaceutyków. Platforma umożliwia prowadzenie 16 równoległych reakcji, znacznie zwiększając przepustowość i redukując zużycie odczynników.

Optymalizacja reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych

Przeglądaj więcej filmów