Name: Aparat do niwelowania snu: wysoce skuteczna metoda pozbawiania snu Drosophila (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-12-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 6 s
Description: Poznaj metodę pozbawiania snu Drosophila melanogaster za pomocą aparatu SNAP. To narzędzie umożliwia precyzyjną analizę homeostazy snu i mechanizmów jego regulacji w neurobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty NIH 5R01NS051305-14 i 5R01NS076980-08 dla PJS.

1. Przygotowanie eksperymentalne
<ol>
	<li>Zbieraj muchy, gdy zamykają się w fiolkach, oddzielając samce i samice much. 
	UWAGA: Eksperymenty ze snem są powszechnie przeprowadzane na samicach much. Ważne jest, aby zbierać dziewicze samice. Kryte samice składają jaja, z których wylęgają się larwy, co komplikuje analizę danych.</li>
	<li>Muchy domowe jednej płci w grupach po <20, 
	UWAGA: Muchy trzymane w społecznie wzbogaconym środowisku (grupy >50 osób) modulują popęd do snu6,13 potencjalnie myląc pomiary snu z odbicia. Co więcej, po wzbogaceniu społecznym sen będzie się zmniejszał w ciągu kilku dni6. W związku z tym sen wyjściowy nie jest stabilny, co komplikuje analizę snu z odbicia. Trzymanie much w grupach po <20 pozwala uniknąć tego potencjalnego zamieszania.</li>
	<li>Muchy należy przechowywać w fiolkach przez 3-5 dni w środowisku o kontrolowanym natężeniu światła i wilgotności. 
	UWAGA: Wiek i dojrzałość much silnie wpływają na sen. Sen jest wysoki u jednodniowych much i stabilizuje się w wieku 3-5 dni4. Muchy są zazwyczaj utrzymywane w harmonogramie 12 godzin światła: 12 godzin ciemności przy wilgotności 50%.</li>
</ol>
2. Przygotowanie lamp do nagrywania snu
UWAGA: Sen jest monitorowany za pomocą monitorów aktywności lokomotorycznej. Monitor może pomieścić 32 muchy umieszczone pojedynczo w rurkach o średnicy 5 mm. Zazwyczaj genotypy analizowane są w grupach po 16 lub 32 muchy.
<ol>
	<li>Przygotuj odpowiednią liczbę tubek z pokarmem dla much na jednym końcu. 
	UWAGA: Wiadomo, że dieta i metabolizm wpływają na sen33,34, dlatego szczególnie ważne jest, aby umieszczać muchy na tym samym pokarmie, na którym były hodowane.</li>
	<li>Uszczelnij koniec rurek woskiem. 
	UWAGA: Brak snu i odbicie to pięciodniowy eksperyment, a żywność może wyschnąć, jeśli nie jest odpowiednio zamknięta. W prawidłowo zamkniętych tubkach żywność może być przechowywana przez 10 dni lub dłużej. Dlatego tak ważne jest, aby upewnić się, że końce rurek są dobrze uszczelnione. Muchy mogą jednak również przykleić się do mokrej karmy. W ten sposób pomaga zrobić probówki na 1-2 dni przed rozpoczęciem eksperymentu.</li>
	<li>Pojedynczo umieść budzące, zachowujące się muchy w szklanych rurkach o długości 65 mm do nagrywania snu za pomocą aspiratora i zatkaj końce rurek piankowym korkiem. 
	UWAGA: Muchy nigdy nie są ponownie wystawiane na znieczulenie CO2 podczas umieszczania much w rurkach w celu nagrywania snu. Aspirator jest wykonany z gumowej rurki z jednym końcem pokrytym gazą i włożoną do końcówki pipety o pojemności 1 ml.</li>
</ol>
3. Nagrywanie snu
<ol>
	<li>Załaduj muchy do rurek do monitorów aktywności, aby monitorować sen. 
	UWAGA: Monitory SNAP rocks w przód iw tył od -60° do +60° co ~10 s. Monitory są utrzymywane pod kątem -60° przez ~5,9 s; Potrzeba ~2,9 s, aby taca z monitorami przesunęła się z -60° do +60° i ~1 s, aby cofnąć się z +60° do -60°. Długość cyklu można zmieniać w zależności od potrzeb, dostosowując napięcie dostarczane do silnika.
	<ol>
		<li>Zadbaj o to, aby rurki były umieszczone w monitorach aktywności we właściwej orientacji. W prawidłowej orientacji koniec rurki z jedzeniem znajduje się w górnej części SNAP, aby zapewnić, że muchy nie zostaną wepchnięte do jedzenia. Dodatkowo końcówka z jedzeniem znajduje się z boku monitora z gniazdem do nagrywania snu. Pozwala to na prawidłową orientację monitorów aktywności w SNAP w celu skutecznego pozbawienia snu przy jednoczesnym monitorowaniu aktywności.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść monitory aktywności w komorze rejestracyjnej, aby monitorować sen.</li>
	<li>Monitoruj sen przez co najmniej dwa pełne dni, aby oszacować sen wyjściowy. 
	UWAGA: Dzień, w którym muchy są ładowane do monitorów aktywności, jest zwykle wykluczany jako dzień adaptacji, aby umożliwić muchom przystosowanie się do przebywania w rurkach. Sen wyjściowy jest rejestrowany przez co najmniej dwa pełne dni (48 godzin), począwszy od poranka następującego po dniu, w którym muchy są załadowane.</li>
	<li>Zapisuj liczniki aktywności ruchowej much w 1-minutowych pojemnikach od czasu świateł w danym dniu do świateł w dniu poprzednim za pomocą oprogramowania do rejestrowania aktywności (np. od 8 rano do 8 rano).</li>
	<li>Oszacuj sen na podstawie danych o aktywności lokomotorycznej za pomocą niestandardowych makr, używając 5 minut bezczynności jako progu dla napadu snu35. 
	UWAGA: Na podstawie zliczeń aktywności lokomotorycznej oblicza się szereg wskaźników snu. Obejmują one sen w min/h przez 24 godziny, całkowity czas snu w ciągu 24 godzin, średnią i maksymalną długość snu w ciągu dnia i nocy36.</li>
</ol>
4. Niedobór snu i regeneracja
<ol>
	<li>Ponieważ muchy mogą być pozbawione snu przez różnie długi czas (np. 12 godzin, 24 godziny i 36 godzin), a sen regeneracyjny może być również oceniany w różnych odstępach czasu (np. 6 godzin, 12 godzin, 24 godziny i 48 godzin), czas trwania rekonwalescencji należy określić według potrzeby eksperymentalnej. Regenerację snu można zwizualizować za pomocą wykresu przyrostu/utraty snu lub badając procent odzyskanego snu w określonym przedziale czasu (np. 6 godzin).</li>
	<li>Jeśli sen jest stabilny w ciągu dwóch dni wyjściowych, trzeciego dnia umieść monitory aktywności w SNAP w celu pozbawienia snu w nocy. 
	UWAGA: Muchy będą wykazywać silne odbicie snu w różnych okresach snu8,32,37,38, ale sen musi być stabilny, aby wiarygodnie ocenić sen z odbicia. Sen jest stabilny, gdy różnica w spaniu między dniami wyjściowymi wynosi ± 100 minut.</li>
	<li>Upewnij się, że monitory aktywności są zabezpieczone stykami uchwytu monitora, podłączonymi przewodami monitora i monitorami prawidłowo ustawionymi, z końcem z jedzeniem z tyłu i plastikowymi barierkami z przodu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). 
	UWAGA: SNAP jest zaprojektowany tak, aby krzywka obracała się raz na 10 s (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Plastikowa wkładka resetuje probówki, popychając rurki do tyłu, gdy urządzenie jest w pozycji "górnej". Resetowanie rurek jest ważne, aby upewnić się, że wszystkie rurki mają pełny zakres ruchu na początku każdego cyklu.</li>
	<li>Odłącz monitory aktywności i wyjmij monitory z SNAP natychmiast po zapaleniu się świateł po nocnym braku snu. 
	UWAGA: Bardzo ważne jest, aby deprywacja snu została zakończona, a muchy zostały umieszczone w trybie rekonwalescencji natychmiast po zapaleniu się świateł po 12 godzinach nocnego pozbawienia snu. Nawet 20-30 minutowe opóźnienie w umieszczeniu much w stanie rekonwalescencji może zakłócić zakres snu z odbicia.</li>
	<li>Umieść muchy w komorze rejestracyjnej, w której będą niepokojone przez dwa dni (48 godzin), aby monitorować sen regeneracyjny. 
	UWAGA: Jeśli komora rejestrująca jest używana do innych eksperymentów, należy zachować szczególną ostrożność, aby uniknąć stymulacji powracających do zdrowia much.</li>
	<li>Oblicz ilość utraconego snu. Dla każdej pojedynczej muchy należy obliczyć różnicę godzinową między snem uzyskanym podczas niedoboru snu a odpowiadającą mu godziną w linii podstawowej; Zsumuj różnice godzinowe, aby obliczyć całkowitą ilość utraconego snu.</li>
	<li>Oblicz ilość odzyskanego snu. Dla każdej pojedynczej muchy obliczyć różnicę godzinową między snem uzyskanym podczas rekonwalescencji a odpowiadającą jej godziną podczas linii bazowej; Zsumuj różnice godzinowe, aby obliczyć całkowity uzyskany sen. 
	UWAGA: To, czy mucha jest rzeczywiście pozbawiona snu, jest empiryczne. W związku z tym eksperymentator powinien zbadać procent utraconego snu. Jeśli mucha nie straciła wystarczającej ilości snu, można ją wykluczyć z analizy. Chociaż może to być wymagane w przypadku innych podejść do deprywacji snu, rzadko, jeśli w ogóle, jest wymagane w przypadku SNAP. Częściej sen może nie być stabilny u danej muchy przed rozpoczęciem deprywacji snu. Jeśli sen nie jest stabilny, nie można obliczyć homeostazy. Akceptujemy maksymalną różnicę ± 100 minut snu obliczoną przed rozpoczęciem deprywacji snu jako kandydatów do włączenia. Czasami sen pojedynczej muchy jest nierównomiernie rozłożony w ciągu 24 godzin na dobę (np. niektóre osoby mogą uzyskać 60-70% swojego limitu snu w ciągu dnia, a tym samym stracić tylko niewielką część swojego 24-godzinnego limitu snu, gdy są pozbawione przez 12 godzin w nocy). Muchy te można oceniać oddzielnie.</li>
	<li>Oblicz średni odsetek odzyskanego snu (w stosunku do wartości wyjściowej) w ciągu 12 godzin, 24 godzin i 48 godzin okresu rekonwalescencji dla każdego genotypu.</li>
	<li>Na podstawie danych dotyczących snu oblicz średnią i maksymalną długość snu w ciągu dnia na linii bazowej oraz dni regeneracji dla każdego genotypu. 
	UWAGA: Sen z odbicia u much charakteryzuje się zwiększoną ilością snu i zwiększoną głębokością snu w dniach rekonwalescencji. Konsolidacja snu jest używana jako miara głębokości snu. Progi pobudzenia mogą być również używane jako miara głębokości snu.</li>
</ol>

<ol><li>Nath, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Jellyfish+Cassiopea+Exhibits+a+Sleep-like+State%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">The Jellyfish Cassiopea Exhibits a Sleep-like State.</a> Current Biology. 27 (19), 2984-2990 (2017).</li>
<li>Vorster, A. P., Krishnan, H. C., Cirelli, C., Lyons, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+sleep+in+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">Characterization of sleep in Aplysia californica.</a> Sleep. 37 (9), 1453-1463 (2014).</li>
<li>Zhdanova, I. V., Wang, S. Y., Leclair, O. U., Danilova, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melatonin+promotes+sleep-like+state+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Melatonin promotes sleep-like state in zebrafish.</a> Brain Research. 903 (1-2), 263-268 (2001).</li>
<li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).</li>
<li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).</li>
<li>Ganguly-Fitzgerald, I., Donlea, J., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Waking+experience+affects+sleep+need+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Waking experience affects sleep need in Drosophila.</a> Science. 313 (5794), 1775-1781 (2006).</li>
<li>Seugnet, L., Suzuki, Y., Vine, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((D1+receptor+activation+in+the+mushroom+bodies+rescues+sleep-loss-induced+learning+impairments+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">D1 receptor activation in the mushroom bodies rescues sleep-loss-induced learning impairments in Drosophila.</a> Current Biology. 18 (15), 1110-1117 (2008).</li>
<li>Donlea, J. M., Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+sleep+by+remote+control+facilitates+memory+consolidation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Inducing sleep by remote control facilitates memory consolidation in Drosophila.</a> Science. 332 (6037), 1571-1576 (2011).</li>
<li>Seidner, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Neurons+with+a+Privileged+Role+in+Sleep+Homeostasis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Identification of Neurons with a Privileged Role in Sleep Homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Current Biology. 25 (22), 2928-2938 (2015).</li>
<li>Li, X., Yu, F., Guo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+deprivation+specifically+impairs+short-term+olfactory+memory+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">Sleep deprivation specifically impairs short-term olfactory memory in Drosophila.</a> Sleep. 32 (11), 1417-1424 (2009).</li>
<li>Melnattur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+conserved+role+for+sleep+in+supporting+Spatial+Learning+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">A conserved role for sleep in supporting Spatial Learning in Drosophila.</a> Sleep. , 197(2020).</li>
<li>Seugnet, L., Suzuki, Y., Donlea, J. M., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+deprivation+during+early-adult+development+results+in+long-lasting+learning+deficits+in+adult+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">Sleep deprivation during early-adult development results in long-lasting learning deficits in adult Drosophila.</a> Sleep. 34 (2), 137-146 (2011).</li>
<li>Donlea, J. M., Ramanan, N., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use-dependent+plasticity+in+clock+neurons+regulates+sleep+need+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Use-dependent plasticity in clock neurons regulates sleep need in Drosophila.</a> Science. 324 (5923), 105-108 (2009).</li>
<li>Bushey, D., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+and+synaptic+homeostasis%3A+structural+evidence+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Sleep and synaptic homeostasis: structural evidence in Drosophila.</a> Science. 332 (6037), 1576-1581 (2011).</li>
<li>Huang, S., Piao, C., Beuschel, C. B., Götz, T., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+Active+Zone+Plasticity+Encodes+Sleep+Need+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Presynaptic Active Zone Plasticity Encodes Sleep Need in Drosophila.</a> Current Biology. 30 (6), 1077-1091 (2020).</li>
<li>Kirszenblat, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+regulates+visual+selective+attention+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Sleep regulates visual selective attention in Drosophila.</a> Journal of Experimental Biology. 221, Pt 24 (2018).</li>
<li>Singh, P., Donlea, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+Regulation+of+Sleep+and+Synapse+Pruning+after+Neural+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Bidirectional Regulation of Sleep and Synapse Pruning after Neural Injury.</a> Current Biology. 30 (6), 1063-1076 (2020).</li>
<li>Stanhope, B. A., Jaggard, J. B., Gratton, M., Brown, E. B., Keene, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+Regulates+Glial+Plasticity+and+Expression+of+the+Engulfment+Receptor+Draper+Following+Neural+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Sleep Regulates Glial Plasticity and Expression of the Engulfment Receptor Draper Following Neural Injury.</a> Current Biology. 30 (6), 1092-1101 (2020).</li>
<li>Kayser, M. S., Yue, Z., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+period+of+sleep+for+development+of+courtship+circuitry+and+behavior+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A critical period of sleep for development of courtship circuitry and behavior in Drosophila.</a> Science. 344 (6181), 269-274 (2014).</li>
<li>Kayser, M. S., Mainwaring, B., Yue, Z., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+deprivation+suppresses+aggression+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Sleep deprivation suppresses aggression in Drosophila.</a> Elife. 4, 07643(2015).</li>
<li>Szuperak, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sleep+state+in+Drosophila+larvae+required+for+neural+stem+cell+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">A sleep state in Drosophila larvae required for neural stem cell proliferation.</a> Elife. 7, (2018).</li>
<li>Vaccaro, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+Loss+Can+Cause+Death+through+Accumulation+of+Reactive+Oxygen+Species+in+the+Gut%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Sleep Loss Can Cause Death through Accumulation of Reactive Oxygen Species in the Gut.</a> Cell. 181 (6), 1307-1328 (2020).</li>
<li>Kempf, A., Song, S. M., Talbot, C. B., Miesenböck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potassium+channel+%CE%B2-subunit+couples+mitochondrial+electron+transport+to+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A potassium channel β-subunit couples mitochondrial electron transport to sleep.</a> Nature. 568 (7751), 230-234 (2019).</li>
<li>Donlea, J. M., Pimentel, D., Miesenböck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+machinery+of+sleep+homeostasis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neuronal machinery of sleep homeostasis in Drosophila.</a> Neuron. 81 (4), 860-872 (2014).</li>
<li>Liu, S., Liu, Q., Tabuchi, M., Wu, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+Drive+Is+Encoded+by+Neural+Plastic+Changes+in+a+Dedicated+Circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Sleep Drive Is Encoded by Neural Plastic Changes in a Dedicated Circuit.</a> Cell. 165 (6), 1347-1360 (2016).</li>
<li>Pimentel, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Operation+of+a+homeostatic+sleep+switch%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Operation of a homeostatic sleep switch.</a> Nature. 536 (7616), 333-337 (2016).</li>
<li>Sitaraman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propagation+of+Homeostatic+Sleep+Signals+by+Segregated+Synaptic+Microcircuits+of+the+Drosophila+Mushroom+Body%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Propagation of Homeostatic Sleep Signals by Segregated Synaptic Microcircuits of the Drosophila Mushroom Body.</a> Current Biology. 25 (22), 2915-2927 (2015).</li>
<li>Foltenyi, K., Greenspan, R. J., Newport, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+EGFR+and+ERK+by+rhomboid+signaling+regulates+the+consolidation+and+maintenance+of+sleep+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Activation of EGFR and ERK by rhomboid signaling regulates the consolidation and maintenance of sleep in Drosophila.</a> Nature Neuroscience. 10 (9), 1160-1167 (2007).</li>
<li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch+signaling+modulates+sleep+homeostasis+and+learning+after+sleep+deprivation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Notch signaling modulates sleep homeostasis and learning after sleep deprivation in Drosophila.</a> Current Biology. 21 (10), 835-840 (2011).</li>
<li>Seugnet, L., Galvin, J. E., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+short-term+memory+defects+following+sleep+deprivation+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">Persistent short-term memory defects following sleep deprivation in a Drosophila model of Parkinson disease.</a> Sleep. 32 (8), 984-992 (2009).</li>
<li>Tabuchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+interacts+with+a%CE%B2+to+modulate+intrinsic+neuronal+excitability%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Sleep interacts with aβ to modulate intrinsic neuronal excitability.</a> Current Biology. 25 (6), 702-712 (2015).</li>
<li>Melnattur, K., Zhang, B., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disrupting+flight+increases+sleep+and+identifies+a+novel+sleep-promoting+pathway+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Advances%22%5BJournal%5D)">Disrupting flight increases sleep and identifies a novel sleep-promoting pathway in Drosophila.</a> Science Advances. 6 (19), 2166(2020).</li>
<li>Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Seugnet, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+perilipin+homologue%2C+lipid+storage+droplet+2%2C+regulates+sleep+homeostasis+and+prevents+learning+impairments+following+sleep+loss%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">The perilipin homologue, lipid storage droplet 2, regulates sleep homeostasis and prevents learning impairments following sleep loss.</a> PLOS Biology. 8 (8), (2010).</li>
<li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clock+and+cycle+limit+starvation-induced+sleep+loss+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Clock and cycle limit starvation-induced sleep loss in Drosophila.</a> Current Biology. 20 (13), 1209-1215 (2010).</li>
<li>Shaw, P. J., Tononi, G., Greenspan, R. J., Robinson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+response+genes+protect+against+lethal+effects+of+sleep+deprivation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Stress response genes protect against lethal effects of sleep deprivation in Drosophila.</a> Nature. 417 (6886), 287-291 (2002).</li>
<li>Andretic, R., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essentials+of+sleep+recordings+in+Drosophila%3A+moving+beyond+sleep+time%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Essentials of sleep recordings in Drosophila: moving beyond sleep time.</a> Methods Enzymol. 393, 759-772 (2005).</li>
<li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+sleep+regulatory+genes+using+a+Drosophila+model+of+insomnia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Identifying sleep regulatory genes using a Drosophila model of insomnia.</a> Journal of Neuroscience. 29 (22), 7148-7157 (2009).</li>
<li>Bushey, D., Huber, R., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Hyperkinetic+mutants+have+reduced+sleep+and+impaired+memory%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Drosophila Hyperkinetic mutants have reduced sleep and impaired memory.</a> Journal of Neuroscience. 27 (20), 5384-5393 (2007).</li>
<li>Geissmann, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethoscopes%3A+An+open+platform+for+high-throughput+ethomics%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">Ethoscopes: An open platform for high-throughput ethomics.</a> PLOS Biology. 15 (10), 2003026(2017).</li>
<li>Faville, R., Kottler, B., Goodhill, G. J., Shaw, P. J., van Swinderen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+deeply+does+your+mutant+sleep%3F+Probing+arousal+to+better+understand+sleep+defects+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">How deeply does your mutant sleep? Probing arousal to better understand sleep defects in Drosophila.</a> Scientific Reports. 5, 8454(2015).</li>
<li>Huber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+homeostasis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">Sleep homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Sleep. 27 (4), 628-639 (2004).</li>
<li>Klose, M., Shaw, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-drive+reprograms+clock+neuronal+identity+through+CREB-binding+protein+induced+PDFR+expression%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Sleep-drive reprograms clock neuronal identity through CREB-binding protein induced PDFR expression.</a> bioRxiv. , (2019).</li>
<li>Dissel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+restores+behavioral+plasticity+to+Drosophila+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Sleep restores behavioral plasticity to Drosophila mutants.</a> Current Biology. 25 (10), 1270-1281 (2015).</li>
<li>Gerstner, J. R., Vanderheyden, W. M., Shaw, P. J., Landry, C. F., Yin, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fatty-acid+binding+proteins+modulate+sleep+and+enhance+long-term+memory+consolidation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Fatty-acid binding proteins modulate sleep and enhance long-term memory consolidation in Drosophila.</a> PLoS One. 6 (1), 15890(2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Sen u Drosophila został niezależnie scharakteryzowany w 2000 roku, w dwóch grupach 4,5. W tych pionierskich badaniach muchy były pozbawione snu przez delikatne obchodzenie się (tj. deprywację rąk) i wykazano, że wykazują silną odpowiedź homeostatyczną na brak snu w nocy. Co ważne, w każdym eksperymencie z deprywacją snu ważne jest, aby kontrolować potencjalne zakłócające skutki metody stosowanej do utrzymania zwierzęcia w stanie czuwania. Badania nad dep...

Sen jest prawie uniwersalny u zwierząt, jednak jego funkcja pozostaje niejasna. Homeostaza snu, kompensacyjny wzrost snu po braku snu, jest definiującą właściwością snu, która została wykorzystana do scharakteryzowania stanów snu u wielu zwierząt1,2,3,4,5.
Sen w locie ma wiele podobieństw do ludzkiego snu, w tym silną homeostatyczną odpowiedź na utratę snu4,5. Liczne badania nad snem u muchy wykorzystywały deprywację snu zarówno do wnioskowania o funkcji snu poprzez badanie niekorzystnych konsekwencji, które wynikają z przedłużonego czuwania, jak i do zrozumienia regulacji snu poprzez określenie mechanizmów neurobiologicznych kontrolujących homeostatyczną regulację snu. Wykazano zatem, że muchy pozbawione snu wykazują upośledzenie uczenia się i pamięci6,7,8,9,10,11,12, plastyczność strukturalna13,14,15, wizualny UWAGA16, powrót do zdrowia po urazie neuronów17,18, kojarzenie i zachowania agresywne19,20, proliferacja komórek21, oraz reakcje na stres oksydacyjny22,23 żeby wymienić tylko kilka. Co więcej, badania nad neurobiologicznymi mechanizmami kontrolującymi sen z odbicia dostarczyły krytycznych informacji na temat maszynerii neuronalnej, która tworzy homeostat8,9,23,24,25,26,27,28,29. Wreszcie, oprócz ujawnienia fundamentalnych spostrzeżeń na temat funkcji snu u zdrowych zwierząt, badania nad deprywacją snu dostarczyły również informacji na temat funkcji snu w stanach chorobowych30,31.
Chociaż deprywacja snu jest niezaprzeczalnie potężnym narzędziem, w każdym eksperymencie dotyczącym deprywacji snu ważne jest odróżnienie fenotypów, które wynikają z przedłużonego czuwania, od tych wywołanych przez bodziec używany do utrzymania zwierzęcia w stanie czuwania. Deprywacja snu poprzez deprywację rąk lub delikatne obchodzenie się z nią jest ogólnie uważana za wyznaczającą standard minimalnie zakłócającej deprywacji snu. Tutaj opisujemy protokół dla much pozbawiających snu za pomocą aparatu do niwelowania snu (SNAP). SNAP to urządzenie, które co 10 sekund dostarcza muchom bodźca mechanicznego, utrzymując muchy w stanie czuwania poprzez indukowanie negatywnej geotaksji (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). SNAP skutecznie pozbawia muchy >98% snu w nocy, nawet u much z wysokim popędem snu8,32. SNAP został skalibrowany na muchy wrażliwe na huk, mieszanie much w SNAP nie szkodzi muchom; Deprywacja snu za pomocą SNAP wywołuje odbicie porównywalne z tym, które uzyskuje się w przypadku deprywacji ręcznej7. SNAP jest zatem solidną metodą na pozbawienie much snu przy jednoczesnej kontroli skutków bodźca pobudzającego.

<table><tbody><tr><td>Rurki do aktywności ruchowej</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fisher Tissue Prep Wax</td><td>Thermo Fisher</td><td>13404-122</td><td>Wosk używany do uszczelniania rurek</td></tr><tr><td>Rurki szklane Aparat</td><td>Wale</td><td>244050</td><td>Tniemy szkło Pyrex o średnicy 5mm&nbsp; rurki na rurki o długości 65mm&nbsp; , aby nagrywać sen. Wstępnie przycięte rury&nbsp; można również kupić.</td></tr><tr><td>Nutri Fly Bloomington Formulation pokarm dla much</td><td>Genesee Scientific</td><td>66-113</td><td>Labs może używać własnego przepisu na pokarm dla much. Ważne jest, aby sen był rejestrowany na tym samym pokarmie, w którym hodowano muchy.</td></tr><tr><td>Obrotowe narzędzie do cięcia szkła</td><td>Dremel Multi Pro</td><td>395</td><td>Służy do cięcia rur szklanych o długości 65 mm&nbsp;</td></tr><tr><td>Monitoring System Sleep</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DAM i oprogramowanie DAMFileScan</td><td>Trikinetic</td><td></td><td>Oprogramowanie służące do pozyskiwania danych z monitorów DAM i zapisywania pozyskanych danych w odpowiednim formacie</td></tr><tr><td>Komputer do akwizycji danych</td><td>Lenovo</td><td>Idea Centre AIO3</td><td>Równoważny komputer dowolnego producenta może zastąpić</td></tr><tr><td>monitory</td> <td>aktywności DrosophilaTrikinetics</td><td>DAM2</td><td>Monitory te służą do rejestrowania aktywności lokomotorycznej much</td></tr><tr><td>Monitor środowiska</td><td>Trikinetics</td><td>DEnM</td><td>Nie jest to niezbędny, ale łatwy sposób na monitorowanie warunków środowiskowych w komorze, w której rejestrowany jest sen</td></tr><tr><td>Kontroler światła</td><td>Trikinetics</td><td>LC4</td><td>Wygodny sposób kontrolowania czasu, kiedy SNAP jest włączany i wyłączany</td></tr><tr><td>Moduł interfejsu zasilania dla DAM</td><td>Trikinetics</td><td>PSIU-9</td><td>Wymagane do rejestrowania danych przez komputery do rejestracji danych Trikinetics dane dotyczące aktywności lokomotorycznej</td></tr><tr><td>Złącze RJ11</td><td>7001-64PC</td><td>Multicomp</td><td>DAM monitory akceptują gniazda RJ11</td></tr><tr><td>Rozgałęźniki</td><td>Trikinetics</td><td>SPLT5</td><td>Służy do podłączenia do 5 monitorów DAM</td></tr><tr><td>Przewód telefonicznego</td><td>Radioshack</td><td>278-367</td><td>telefoniczne do pozyskiwania danych z monitorów</td></tr> <tr><td>DAMSleep Deprivation</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Power supply</td><td>Gw INSTEK</td><td>GPS-30300</td><td>Zasilacz do aparatu</td></tr><tr><td>do usypiania</td> SNAP <td>Warsztat</td><td></td><td></td> mechaniczny Washington University School of Medicine</tr></tbody></table>

aparat do niwelowania snu: wysoce skuteczna metoda pozbawiania snu drosophila

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Homeostaza snu, wzrost snu obserwowany po utracie snu, jest jednym z kryteriów definiujących sen w całym królestwie zwierząt. W konsekwencji deprywacja snu i ograniczenie snu są potężnymi narzędziami, które są powszechnie używane do zapewnienia wglądu w funkcje snu. Niemniej jednak eksperymenty z deprywacją snu są z natury problematyczne, ponieważ sam bodziec deprywacyjny może być przyczyną obserwowanych zmian w fizjologii i zachowaniu. W związku z tym skuteczne techniki pozbawiania snu powinny utrzymywać zwierzęta w stanie czuwania, a w idealnym przypadku skutkować solidnym odbiciem snu bez wywoływania dużej liczby niezamierzonych konsekwencji. Tutaj opisujemy technikę deprywacji snu dla Drosophila melanogaster. Aparat Neutralizujący Sen, SNAP (Sleep Nullifying Apparatus) podaje bodziec co 10 sekund, aby wywołać negatywną geotaksję. Chociaż bodziec jest przewidywalny, SNAP skutecznie zapobiega >95% snu w nocy, nawet u much z wysokim popędem snu. Co ważne, późniejsza odpowiedź homeostatyczna jest bardzo podobna do tej osiąganej przy użyciu deprywacji rąk. Czas i odstępy między bodźcami można modyfikować, aby zminimalizować utratę snu, a tym samym zbadać niespecyficzny wpływ bodźca na fizjologię i zachowanie. SNAP może być również używany do ograniczania snu i oceny progów pobudzenia. SNAP to potężna technika zakłócania snu, którą można wykorzystać do lepszego zrozumienia funkcji snu.

Jako szczep typu dzikiego wykorzystano Canton S (Cs). Muchy utrzymywano w cyklu 12 h światła : 12 h ciemności, a następnie poddano 12-godzinnej deprywacji snu w ciągu nocy. Analiza profili snu much Cs w dniu bazowym (bs), dniu deprywacji snu (sd) oraz w dwóch dniach regeneracji (rec1 i rec2) (Rycina 2A) sugeruje, że muchy zostały skutecznie pozbawione snu w urządzeniu SNAP i odrobiły zaległości w śnie w ciągu dnia, co jest zgodne z doniesieniami w literaturze...

Deprywacja snu to potężne narzędzie do badania funkcji i regulacji snu. Opisujemy protokół pozbawiania snu Drosophila za pomocą aparatu do neutralizacji snu oraz określania zakresu snu z odbicia wywołanego deprywacją.

Aparat do niwelowania snu: wysoce skuteczna metoda pozbawiania snu Drosophila

Sleep homeostasis, the increase in sleep observed following sleep loss, is one of the defining criteria used to identify sleep throughout the animal ...

Homeostaza snu, czyli wydłużenie snu po utracie snu, jest cechą definiującą sen. Deprywacja snu i ograniczenie snu są zatem potężnymi narzędziami do badania regulacji i funkcji snu. Protokół ten skutecznie pozbawia snu i ogranicza sen much, jednocześnie minimalizując potencjalne zakłócenia.SNAP pozbawia muszki ponad 95% snu nawet u much z wysokim popędem snu. Co ważne, pobudzenie much za pomocą SNAP nie szkodzi muchom i wywołuje odbicie porównywalne do tego uzyskanego przy deprywacji rąk, co jest standardem dla minimalnie zakłócającej deprywacji snu. Wizualizacja, w jaki sposób SNAP utrzymuje muchy w stanie czuwania, pomoże badaczom wykorzystać i zoptymalizować ten protokół.Zacznij od zebrania much do fiolek, oddzielając samce i samice. Trzymaj muchy w grupach mniejszych niż 20 sztuk i trzymaj je przez trzy do pięciu dni w jasnym i wilgotnym środowisku. Przygotuj odpowiednią liczbę probówek z pokarmem na muchy na jednym końcu i uszczelnij koniec woskiem.Pojedynczo umieść obudzone muchy w rurkach za pomocą aspiratora i zatkaj rurki piankowym korkiem. Załaduj rurki do monitorów aktywności, aby monitorować sen, upewniając się, że rurki są umieszczone we właściwej orientacji. Koniec tubki z jedzeniem powinien znajdować się w górnej części SNAP, aby zapewnić, że muchy nie zostaną wepchnięte do jedzenia.Umieść monitory aktywności w komorze rejestracyjnej i monitoruj sen przez co najmniej dwa pełne dni, aby oszacować sen bazowy. Zapisuj liczniki aktywności lokomotorycznej much w jednominutowych pojemnikach od czasu zapalenia się świateł w danym dniu do świateł w dniu poprzednim za pomocą oprogramowania do rejestrowania aktywności. Oszacuj sen na podstawie danych dotyczących aktywności lokomotorycznej za pomocą niestandardowych makr, używając pięciu minut bezczynności jako progu napadu snu.Jeśli sen jest stabilny w ciągu dwóch dni wyjściowych, umieść monitory aktywności w SNAP na wypadek nocnego braku snu trzeciego dnia. Upewnij się, że monitory aktywności są zabezpieczone za pomocą kołków uchwytu monitora. Przewody monitora są podłączone, a monitory są prawidłowo ustawione.Gdy światła zapalą się po nocnym braku snu, odłącz monitory aktywności i natychmiast wyjmij je z SNAP. Umieść muchy w komorze rejestracyjnej, w której będą niepokojone przez dwa dni, aby monitorować sen regeneracyjny. Dla każdej muchy oblicz różnicę godzinową między snem uzyskanym podczas braku snu a odpowiadającą mu godziną podczas linii bazowej, a następnie zsumuj różnice godzinowe, aby obliczyć całkowitą ilość utraconego snu.Następnie oblicz różnicę godzinową między snem uzyskanym podczas regeneracji a odpowiadającą mu godziną podczas linii bazowej, a następnie zsumuj różnice godzinowe, aby obliczyć całkowity uzyskany sen. Oblicz średni procent snu odzyskanego w ciągu 12, 24 i 48 godzin okresu rekonwalescencji dla każdego genotypu. Na koniec oblicz średnią i maksymalną długość snu w ciągu dnia w dniach wyjściowych i regeneracyjnych dla każdego genotypu.Muchy były pozbawione snu w SNAP i odzyskiwały sen w ciągu dnia. Skuteczność SNAP w utrzymywaniu much w stanie czuwania wykazano na podstawie wysokiej aktywności wykazywanej przez muchy podczas braku snu. Aby ilościowo oszacować skuteczność deprywacji snu i regeneracji, dla każdej muszki obliczono sen utracony podczas deprywacji, a następnie odzyskany w dniach rekonwalescencji.Co ważne, nie zaobserwowano znaczącej zmiany w wyjściowym śnie między dniem deprywacji a dniem wyjściowym, co wskazuje, że sen u tych much jest stabilny. SNAP skutecznie pozbawił muchy ponad 98% ich nocnego snu. Muchy odzyskały około 20% snu w ciągu pierwszych 12 godzin i nie odzyskały dodatkowego snu w nocy.Zaczęli odzyskiwać sen następnego dnia i odzyskali 36% snu w ciągu 48 godzin. Homeostaza snu charakteryzuje się zarówno wydłużonym czasem trwania snu, jak i zwiększoną głębokością snu w okresie rekonwalescencji. Konsolidacja snu w ciągu dnia jest powszechnie używana jako odczyt głębokości snu.Konsolidację snu można ocenić jako średni czas trwania snu w ciągu całego dnia. Jednak gdy ciśnienie snu jest rozpraszane podczas regeneracji, średni czas trwania snu ulega skróceniu. Zmiany w maksymalnym czasie trwania snu mogą zapewnić bardziej czułą metrykę.Procedurę tę można łatwo zmodyfikować, aby zminimalizować utratę snu, a tym samym kontrolować niespecyficzne efekty bodźca. SNAP można skonfigurować tak, aby ograniczał sen, naśladując w ten sposób przewlekłą utratę snu u ludzi. Może być również używany do pomiaru progów pobudzenia.Deprywacja snu za pomocą SNAP przyniosła ważne informacje na temat funkcji snu dzięki badaniom badającym negatywne konsekwencje utraty snu. Identyfikując manipulacje, które zakłócają ekspresję snu z odbicia, deprywacja snu za pomocą SNAP pomogła również wyjaśnić mechanizmy homeostatyczne, które regulują sen.

the-sleep-nullifying-apparatus-highly-efficient-method-sleep

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisujemy procedury rejestracji dobowych rytmów aktywności lokomocyjnej Drosophila oraz późniejszej analizy danych. Rytmy aktywności lokomocyjnej są wiarygodnym behawioralnym wskaźnikiem zegarów okołodobowych zwierząt i są wykorzystywane jako standardowy odczyt funkcji zegara podczas badania mutantów okołodobowych lub analizowania wpływu środowiska na regulację systemu okołodobowego.

Oznaczanie aktywności lokomotorycznej w celu badania rytmów okołodobowych i parametrów snu u Drosophila

Aby zrozumieć związek między odpowiedzią immunologiczną a zachowaniem, opisujemy metodę pomiaru aktywności lokomotorycznej Drosophila podczas infekcji bakteryjnej, a także zdolność much do wywołania odpowiedzi immunologicznej poprzez monitorowanie przeżywalności, obciążenia bakteryjnego oraz aktywności w czasie rzeczywistym kluczowego regulatora odporności wrodzonej, NFκB.

Ilościowy pomiar odpowiedzi immunologicznej i snu u Drosophila

Niedawno zidentyfikowaliśmy nową metodę rytmu preferencji temperatury (TPR) u Drosophila, w której preferowana temperatura u muszek wzrasta w ciągu dnia i spada w nocy. TPR jest regulowany niezależnie od innego okołodobowego wyjścia, aktywności lokomotorycznej. Tutaj opisujemy budowę i analizę TPR u Drosophila.

Projektowanie i analiza zachowania preferencji temperaturowych i ich rytmu okołodobowego u Drosophila

Opisujemy wysokoprzepustową metodę pomiaru snu za pomocą monitorowania w domowej klatce opartej na aktywności. Ta metoda ma przewagę nad tradycyjnymi metodami opartymi na EEG. Jest dobrze zwalidowany do określania całkowitego czasu trwania snu i może być potężnym narzędziem do monitorowania snu w modelach chorób ludzkich u gryzoni.

Nieinwazyjne, wysokoprzepustowe określanie czasu trwania snu u gryzoni

Obecny protokół przedstawia metodę konfiguracji opłacalnego urządzenia opartego na platformie rocker, używanego do wywoływania deprywacji snu u myszy. Okazało się, że urządzenie to skutecznie powoduje zakłócenia we wzorcach snu potwierdzonych przez elektroencefalogram (EEG), a także wywołuje zmiany metaboliczne i molekularne związane z brakiem snu.

Ustanowienie urządzenia do deprywacji snu u myszy

Prezentowany jest protokół wysokoprzepustowych badań przesiewowych leków w celu poprawy snu poprzez monitorowanie zachowania podczas snu muszek owocowych w starszym modelu Drosophila.

Wysokoprzepustowe badania przesiewowe leków małocząsteczkowych w kierunku zaburzeń snu związanych z wiekiem przy użyciu Drosophila melanogaster

Procedury operacyjnego samopodawania leków oraz uwarunkowanej preferencji miejsca (CPP) są szeroko stosowane w badaniach do modelowania różnych komponentów wzmocnienia narkotykowego, konsumpcji i uzależnienia u ludzi. W niniejszym raporcie połączyliśmy tradycyjne metody CPP i samopodawania jako nowatorskie podejście do badania wzmocnienia i uzależnienia od leków u szczurów.

Nowoczesne urządzenie i metoda wzmacniania działania leku

W niniejszym opracowaniu opisujemy metodę efektywnej kriokonserwacji i rozmrażania bloków tkanki kory mózgu w celu uzyskania silnie wzbogaconych kultur neuronalnych. Ten prosty protokół zapewnia elastyczność przy późniejszym generowaniu kultur neuronów, astrocytów oraz komórek prekursorowych neuronów.

Kriokonserwacja bloków tkanki kory mózgowej w celu generowania silnie wzbogaconych kultur neuronalnych

Profilowanie ekspresji RNA w oddzielnych regionach mózgu myszy wymaga precyzyjnej i powtarzalnej strategii pobierania tkanek. W niniejszym opracowaniu opisano protokół wykorzystujący zarówno sekcjonowanie mózgu w płaszczyźnie czołowej, jak i mikrodysekcję wspomaganą wycinakiem do tkanek. Wydajność i jakość całkowitego RNA uzyskanego z otrzymanych próbek potwierdzają użyteczność przedstawionej metody.

Metoda mikroskopii bez użycia laserowej mikrodysekcji do mikrodysekcji dyskretnych obszarów mózgu myszy w celu izolacji całkowitego RNA oraz późniejszego sekwencjonowania następnej generacji i profilowania ekspresji genów

W niniejszym raporcie przedstawiamy w pełni zautomatyzowany i wysoce wszechstronny system umożliwiający jednoczesne badanie wielu zachowań poznawczych oraz rejestrację aktywności neuronów u gryzoni.

W pełni zautomatyzowany i wysoce wszechstronny system do badania wielorakich funkcji poznawczych i rejestracji aktywności neuronalnej u gryzoni

Poznaj metodę pozbawiania snu Drosophila melanogaster za pomocą aparatu SNAP. To narzędzie umożliwia precyzyjną analizę homeostazy snu i mechanizmów jego regulacji w neurobiologii.

Aparat do niwelowania snu: wysoce skuteczna metoda pozbawiania snu Drosophila

Przeglądaj więcej filmów