Name: Duży model zwierzęcy ostrego uszkodzenia nerek przez tymczasowe obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 2 s
Description: Poznaj model ostrego uszkodzenia nerek u świń z zastosowaniem przezskórnej okluzji tętnic nerkowych balonem. Ta metoda umożliwia badanie patofizjologii nerek i testowanie terapii w warunkach przypominających scenariusze kliniczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Dr. Arthurowi Nedderowi za jego pomoc i wskazówki. Praca ta była wspierana przez Richard A. and Susan F. Smith President's Innovation Award, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, The Michael B. Rukin Charitable Foundation, The Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund oraz The Boston Investment Council.

Wszystkie badania in vivo zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Boston Children's Hospital (Protokół 18-06-3715). Wszystkie zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Rysunek 1 pokazuje oś czasu, w tym znieczulenie, przygotowanie chirurgiczne i punkty czasowe dla podstawowych pomiarów wyników tego badania.
1. Indukcja, znieczulenie i intubacja
<ol>
	<li>Aby zapobiec niepotrzebnemu stresowi i dyskomfortowi, należy uspokoić świnię poprzez domięśniowe wstrzyknięcie mieszaniny tiletaminy/zolazepamu 4-6 mg/kg i ksylazyny 1,1-2,2 mg/kg, a także izofluranu 3% za pomocą maski na twarz.</li>
	<li>Kankaniuj żyłę uszną, aby uzyskać dostęp żylny za pomocą kaniuli dożylnej 20 G po zdezynfekowaniu obszaru 95% etanolem. Rozpocząć infuzję podtrzymującą (0,9% NaCl w dawce 5 ml/kg/h).</li>
	<li>Zaintubować świnię rurką dotchawiczą (rozmiar 7 dla świń o wadze 40-50 kg) po potwierdzeniu adekwatności znieczulenia. Wykonać wentylację balonową z częstotliwością 12 oddechów/min i przetransportować świnię na salę operacyjną.</li>
	<li>Ułóż zwierzę na stole operacyjnym w pozycji leżącej. Natychmiast uruchomić mechaniczną wentylację nadciśnieniową o FiO2 0,50, objętości oddechowej 10 ml/kg i częstotliwości 12 oddechów/min przy ciągłej kapnografii.</li>
	<li>Umieść pulsoksymetr na uchu lub dolnej wardze, aby zapewnić ciągłe monitorowanie.</li>
	<li>Utrzymuj normotermię (37 °C) za pomocą podkładki podgrzewanej powietrzem.</li>
	<li>Aby utrzymać znieczulenie ogólne, należy utrzymywać podawanie izofluranu na poziomie 0,5-4% przez rurkę dotchawiczą. Przez cały czas trwania zabiegu należy stale monitorować EKG, ciśnienie tętnicze krwi, temperaturę i kapnografię, aby zmierzyć głębokość znieczulenia.</li>
	<li>Założyć cewnik Foleya, aby sprawdzić stan płynów zwierzęcia i monitorować wydalanie moczu poprzez zbieranie moczu w worku drenażowym. 
	UWAGA: Samice świń są preferowane w stosunku do samców ze względu na anatomiczne cechy ich cewki moczowej, które umożliwiają łatwiejsze cewnikowanie.</li>
</ol>
2. Przygotowanie chirurgiczne i dostęp naczyniowy
<ol>
	<li>Ułóż zwierzę w sterylny sposób.</li>
	<li>Zdezynfekuj prawą boczną część szyi, nakładając betadynę, a następnie 95% etanol 3 razy.</li>
	<li>Wykonaj cięcie w celu cewnikowania prawej tętnicy szyjnej i prawej żyły szyjnej. Cofnij mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy na bok i rozkrój go do prawej tętnicy szyjnej i prawej żyły szyjnej.</li>
	<li>Włóż osłonkę do angiografii 5F zarówno do tętnicy, jak i żyły. Zabezpiecz go jedwabnym szwem 2-0.</li>
	<li>Wprowadzić osłonkę do angiografii 5F techniką Seldingera do lewej tętnicy udowej.
	<ol>
		<li>Aby wykonać technikę Seldingera, należy nakłuć tętnicę udową za pomocą wydrążonej igły. Przełóż prowadnik z miękką końcówką przez światło i wsuń go do tętnicy udowej.</li>
		<li>Trzymaj prowadnik bezpiecznie ręką podczas wyjmowania igły. Przełóż osłonkę angiografii przez prowadnik do tętnicy udowej i wyjmij prowadnik. W razie potrzeby skorzystaj z poradnictwa ultrasonograficznego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek
<ol>
	<li>Podawać dożylnie 200 j.m./kg heparyny sodowej w celu uzyskania ogólnoustrojowego antyzakrzepu (docelowy czas krzepnięcia aktywowanego (ACT) > 300 s).</li>
	<li>Wykonaj angiografię, wstrzykując jodowany środek kontrastowy pod fluoroskopią, aby zidentyfikować tętnice nerkowe. 
	UWAGA: Aby zmniejszyć ryzyko nefrotoksyczności wywołanej kontrastem, należy rozcieńczyć jodowany środek kontrastowy w roztworze 1:1 z solą fizjologiczną. Sporządzić tabelę dawkowania dla wszystkich zwierząt, aby zapewnić równoważne dawkowanie.</li>
	<li>Zidentyfikuj tętnice nerkowe, ręcznie przesuń prowadnik w cewniku prowadzącym.</li>
	<li>Umieść cewnik prowadzący 5F JL4 w lewej tętnicy nerkowej przez prawą tętnicę szyjną (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Umieść drugi cewnik prowadzący 5F JL4 w prawej tętnicy nerkowej przez lewą tętnicę udową (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Użyj prowadników, aby skierować cewnik rozszerzający 5F do przezskórnej angioplastyki prześwietlanej (PTA) w każdej tętnicy nerkowej. 
	UWAGA: Zaleca się umieszczenie balonu w bliższej tętnicy nerkowej tak, aby żadne gałęzie lub pobocza tętnicy nerkowej nie pozostały widoczne po napompowaniu balonu.</li>
	<li>Umieść każdy cewnik balonowy na miejscu i podłącz przewód ciśnieniowy do każdego cewnika.</li>
	<li>Sprawdź obecność fal tętna tętniczego w monitorze ciśnienia, aby zapewnić prawidłowe ustawienie cewnika.</li>
	<li>Napompuj każdy balon i celuj w ciśnienie około 2,5 atm wewnątrz balonu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Aby potwierdzić ustanie przepływu krwi do nerek, obserwuj spłaszczenie kształtu fali tętna na końcu cewnika balonowego.</li>
	<li>Wstrzyknąć jodowy środek kontrastowy (rozcieńczenie 1:1) i sprawdzić, czy nie ma zmętnienia naczyń nerkowych. 
	UWAGA: Możliwe jest również wypełnienie balonu jodowym środkiem kontrastowym w celu wizualizacji napompowanego balonu. Jednak ta metoda nie jest tak czuła, jak spłaszczanie fali tętna w celu potwierdzenia niedrożności tętnic nerkowych.</li>
	<li>Po 60 minutach niedrożności ostrożnie opróżnij cewniki balonowe i usuń je z tętnic nerkowych.</li>
	<li>Wykonaj angiografię (przy użyciu rozcieńczonego środka kontrastowego w stosunku 1:1) w celu potwierdzenia drożności tętnicy nerkowej i ustalenia reperfuzji nerkowej (<silna klasa = "xfig" >Ryc. 1C).</li>
	<li>Usunąć osłonkę angiografii 5F z lewej tętnicy udowej.</li>
	<li>Mocno uciskać miejsce cewnikowania przez 30 minut.</li>
	<li>Odwróć działanie heparyny przez podanie protaminy (3 mg/kg) do momentu normalizacji ACT.</li>
	<li>Aby pobrać próbkę moczu w okresie pooperacyjnym, przymocuj rurkę do cewnika Foleya za pomocą jedwabnego szwu 2-0 za pomocą przerwanego szwu na skórze.</li>
	<li>Pozostaw osłonki angiografii w prawej tętnicy szyjnej i prawej żyle szyjnej na miejscu i zabezpiecz je jedwabnym szwem 2-0 za pomocą przerwanego szwu, aby umożliwić pobieranie krwi przez cały czas trwania badania.</li>
	<li>Zamknij nacięcie szyi jedwabnym szwem 2-0 za pomocą ciągłego ściegu w 2 warstwach.</li>
	<li>Bupiwakainę (3 mg/kg mc.) należy podawać w miejsce nacięcia, aby zminimalizować ból.</li>
	<li>Kontynuuj nawadnianie zwierzęcia 0,9% NaCl w dawce 5 ml/kg/h przez łącznie 2 godziny po zakończeniu niedokrwienia.</li>
	<li>Umieść plaster z fentanylem (25-50 μg/h) na grzbiecie zwierzęcia, aby zminimalizować ból pooperacyjny.</li>
	<li>Należy podać domięśniowe wstrzyknięcie buprenorfiny (0,005-0,1 mg/kg) w celu zminimalizowania bólu pooperacyjnego.</li>
	<li>Monitoruj zwierzę i utrzymuj je w wentylacji mechanicznej do momentu przebudzenia.</li>
</ol>
4. Odzyskiwanie zwierząt
<ol>
	<li>Po przebudzeniu umieść zwierzę w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.</li>
	<li>Kontynuuj obracanie zwierzęcia z jednej boku na drugą, aż odzyska pełną świadomość i zdolność do poruszania się.</li>
	<li>Zapewnij wodę i jedzenie ad libitum.</li>
</ol>
5. Ocena funkcjonalna
<ol>
	<li>Pobrać próbki krwi i moczu zgodnie z pożądanym protokołem. 
	UWAGA: W tym badaniu wyznaczono następujące punkty czasowe: wartość wyjściowa (1 h po rozpoczęciu protokołu nawodnienia i przed niedrożnością tętnic nerkowych), koniec niedokrwienia i reperfuzja (2 h, 6 h, 24 h).</li>
	<li>Pobrać próbki krwi tętniczej i żylnej. Przechowuj je w próżniowach pokrytych heparyną litową lub EDTA do późniejszej analizy. 
	UWAGA: Krew należy pobrać bezpośrednio z cewników w tętnicy szyjnej i żyle szyjnej.</li>
	<li>Pobrać próbki moczu z cewnika Foleya i przechowywać je w probówkach o pojemności 15 ml do analizy. 
	UWAGA: Zbierz mocz z worka drenażowego podłączonego do cewnika Foleya.</li>
	<li>Aby określić ilość wydalanego moczu, opróżnij worek drenażowy i zbieraj mocz przez 1 h. 
	UWAGA: W przypadku 6-godzinnego punktu czasowego, w którym worek drenażowy nie jest podłączony do cewnika Foleya, zamknij rurkę podłączoną do cewnika Foleya na 30 minut, a następnie zbierz mocz za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml w celu określenia wydalania moczu.</li>
</ol>
6. Eutanazja
<ol>
	<li>Po zakończeniu okresu reperfuzji należy wykonać znieczulenie i monitorować zgodnie z powyższym opisem.</li>
	<li>Kontynuuj nawodnienie za pomocą 0,9% NaCl w dawce 5 ml/kg/h.</li>
	<li>Użyj cewnika tętniczego i żylnego do pobierania krwi oraz cewnika Foleya, aby określić wydalanie moczu. Zbierz końcowe próbki krwi i moczu i oblicz wydalanie moczu.</li>
	<li>Wykonaj 15-centymetrowe nacięcie laparotomii w linii środkowej za pomocą ostrza w rozmiarze 10 od mieczyka mieczykowatego do środkowej części miednicy.</li>
	<li>Użyj prostego bocznego retraktora, aby cofnąć skórę brzucha.</li>
	<li>Wypreparuj boczne przyczepy otrzewnej ściany brzucha, aby odsłonić prawą i lewą zaotrzewnową.</li>
	<li>Zidentyfikuj i tępo wypreparuj zarówno tętnice nerkowe, jak i żyły.</li>
	<li>Podwiązać zarówno tętnice nerkowe, jak i żyły za pomocą jedwabnego szwu 2-0 i wykonać obustronną nefrektomię w celu pobrania całych próbek tkanek do analizy histologicznej i metabolicznej.</li>
	<li>Poddać zwierzę eutanazji preferowaną metodą eutanazji (np. wykrwawienie, pentobarbital)</li>
</ol>

<ol><li>Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioenergetics+consequences+of+mitochondrial+transplantation+in+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes.</a> Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501(2020).</li>
<li>Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+large+pig+for+renal+ischemia-reperfusion+and+transplantation+studies%3A+The+Preclinical+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: The Preclinical Model.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 14(2011).</li>
<li>Amdisen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+Danegaptide+effects+on+kidney+function+after+ischemia%2Freperfusion+injury+in+a+new+porcine+two+week+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Testing Danegaptide effects on kidney function after ischemia/reperfusion injury in a new porcine two week model.</a> PLoS ONE. 11 (10), 1-13 (2016).</li>
<li>Bhargava, P., Schnellmann, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+energetics+in+the+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial energetics in the kidney.</a> Nature Reviews Nephrology. 13 (10), 629-646 (2017).</li>
<li>Bonventre, J. V., Weinberg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+the+pathophysiology+of+ischemic+acute+renal+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure.</a> Journal of the American Society of Nephrology. 14 (8), 2199-2210 (2003).</li>
<li>Case, J., Khan, S., Khalid, R., Khan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+Acute+Kidney+Injury+in+the+Intensive+Care+Unit%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+Research+and+Practice%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of Acute Kidney Injury in the Intensive Care Unit.</a> Critical Care Research and Practice. 2013, 9(2013).</li>
<li>Jabbari, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+transplantation+ameliorates+ischemia%2Freperfusion-induced+kidney+injury+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29+-+Molecular+Basis+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial transplantation ameliorates ischemia/reperfusion-induced kidney injury in rat.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 1866 (8), 165809(2020).</li>
<li>Malagrino, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheter-based+induction+of+renal+ischemia%2Freperfusion+in+swine%3A+Description+of+an+experimental+model%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Catheter-based induction of renal ischemia/reperfusion in swine: Description of an experimental model.</a> Physiological Reports. 2 (9), 1-13 (2014).</li>
<li>Freeman, R. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nephropathy+requiring+dialysis+after+percutaneous+coronary+intervention+and+the+critical+role+of+an+adjusted+contrast+dose%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Nephropathy requiring dialysis after percutaneous coronary intervention and the critical role of an adjusted contrast dose.</a> American Journal of Cardiology. 90 (10), 1068-1073 (2002).</li>
<li>Gasthuys, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+maturation+of+the+glomerular+filtration+rate+in+conventional+growing+piglets+as+potential+juvenile+animal+model+for+preclinical+pharmaceutical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Postnatal maturation of the glomerular filtration rate in conventional growing piglets as potential juvenile animal model for preclinical pharmaceutical research.</a> Frontiers in Pharmacology. 8 (431), 1-7 (2017).</li>
<li>Doulamis, I. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+transplantation+by+intra-arterial+injection+for+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial transplantation by intra-arterial injection for acute kidney injury.</a> American Journal of Physiology - Renal Physiology. 319 (3), 403-413 (2020).</li>
<li>Rewa, O., Bagshaw, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+kidney+injury-epidemiology%2C+outcomes+and+economics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Acute kidney injury-epidemiology, outcomes and economics.</a> Nature Reviews Nephrology. 10 (4), 193-207 (2014).</li>
<li>Grossini, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Levosimendan+Protection+against+Kidney+Ischemia%2FReperfusion+Injuries+in+Anesthetized+Pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).</li>
<li>Laskey, W. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volume-to-creatinine+clearance+ratio.+A+pharmacokinetically+based+risk+factor+for+prediction+of+early+creatinine+increase+after+percutaneous+coronary+intervention%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention.</a> Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

AKI jest powszechnym zaburzeniem klinicznym dotykającym do 50% hospitalizowanych dorosłych pacjentów na całym świecie 6,12. Do dalszego badania patofizjologii choroby i potencjalnych celów terapeutycznych potrzebny jest klinicznie istotny model zwierzęcy. Chociaż istnieje kilka mysich modeli replikujących AKI, nie naśladują one w pełni odpowiednich scenariuszy klinicznych i anatomii ludzkiej nerki. W niniejszym badaniu zaproponowano klinicznie istotny model trzod...

Ostre uszkodzenie nerek (AKI) jest często diagnozowanym stanem wśród pacjentów chirurgicznych, związanym ze znaczną zachorowalnością i śmiertelnością1,2. Z dostępnych danych wynika, że AKI może dotknąć nawet połowy wszystkich hospitalizowanych pacjentów na świecie i prowadzi do 50% śmiertelności u pacjentów na oddziale intensywnej terapii1,3. Pomimo wysokiego rozpowszechnienia tej choroby, obecna terapia AKI ogranicza się do strategii zapobiegawczych, takich jak zarządzanie płynami i dializa. W związku z tym istnieje ciągłe zainteresowanie badaniem alternatywnych terapii dla AKI4,5,6.
AKI jest zazwyczaj klasyfikowany na przednerkowy, wewnętrzny i ponerkowy na podstawie jego etiologii4,5,6. Większość pacjentów chirurgicznych z AKI jest związana z przyczynami przednerkowymi spowodowanymi hipowolemią, powodującą uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne (IRI) nerek2. Klinicznie zmniejsza się wydalanie moczu, a poziom kreatyniny wzrasta z powodu upośledzenia czynności nerek. Nerka jest narządem o wysokim tempie przemiany materii i podatnym na niedokrwienie. Wysoce powtarzalny, duży model zwierzęcy nerkowego IRI jest niezbędny, aby uzyskać lepszy wgląd w patofizjologię AKI i jej potencjalne podejścia terapeutyczne5.
Aby naśladować kliniczny scenariusz hipoperfuzji nerek w okresie okołooperacyjnym, model obustronnej niedrożności tętnicy nerkowej jest uważany za odpowiedni. Poprzednio opisane modele pociągające za sobą jednostronne zamknięcie tętnicy nerkowej z resekcją lub bez resekcji przeciwległej nerki nie zapewniają wystarczającej przydatności klinicznej7,8. Chociaż modele te są wystarczające do wywołania AKI, nie przypominają rzeczywistych scenariuszy klinicznych ani pod względem rodzaju, ani czasu trwania urazu.
Celem tego artykułu jest przedstawienie świńskiego modelu przezskórnego obustronnego tymczasowego zamknięcia tętnic nerkowych za pomocą okluzji balonowo-cewnikowej pod angiografią. Obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej naśladuje kliniczny scenariusz hipoperfuzji nerkowej, po której następuje usunięcie balonu w celu reperfuzji9,10. Opisano etapy techniczne, w tym cewnikowanie, prowadzenie cewnika, angiografię i monitorowanie hemodynamiczne. Metoda ta nie tylko pozwala na wysoce kontrolowane i powtarzalne zamknięcie tętnic nerkowych, ale dostęp przezskórny minimalizuje wpływ reakcji zapalnej poprzez ograniczenie ilości zniewagi dla organizmu w porównaniu z podejściem otwartym.

<table><tbody><tr><td>0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań, USP, 100 ml plastikowy pojemnik Viaflex</td><td>Baxter</td><td>2B1302</td><td>Do nawadniania zwierząt</td></tr><tr><td>Środek kontrastowy 100,0 ml pożywki iniekcyjnej BTL ioversal 74%</td><td>CARDINAL HEALTH</td><td>133311</td><td>Do wizualizacji układu naczyniowego</td></tr><tr><td>Bard Bardia Zamknięty system Worek do drenażu moczu</td><td>BARD Inc 802001</td><td></td><td>Do zbierania moczu</td></tr><tr><td>BD Vacutainer K2 EDTA</td><td>BD</td><td>367841</td><td>Do przechowywania próbek krwi</td></tr><tr><td>BD Vacutainer Heparyna litowa</td><td>BD</td><td>366667</td><td>Do przechowywania próbek krwi</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Henry Schein</td><td>6906950</td><td>Do dezynfekcji skóry</td></tr><tr><td>Retraktor Bookwalker</td><td>Codman</td><td></td><td>Do retrakcji skóry</td></tr><tr><td>Bupiwakaina 0,25%</td> <td>Hospira</td><td></td><td>Podawać w miejscu nacięcia w celu znieczulenia</td></tr><tr><td>Buprenorfina SR</td><td>Zoo Pharm</td><td></td><td>Butelka 10 mg / ml, Dawka: 0,2 mg / kg SC</td></tr><tr><td>Cath angio 5,0 Fr x100,0 cm 0,038 w JR4</td><td>MERIT MEDICAL SYSTEM INC</td><td>7523-21</td><td>Do identyfikacji tętnic nerkowych</td></tr><tr><td>Rurka dotchawicza z mankietem</td><td>Emdamed</td><td></td><td>Aby ustalić bezpieczne drogi oddechowe na czas operacji</td></tr><tr><td>EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Monitor saturacji tlenem</td><td>GE Healthcare Madison WI</td><td></td><td>Do monitorowania nasycenia tlenem</td></tr><tr><td>inflator Encore 26</td><td>BOSTON SCIENTIFIC</td><td>710113</td><td>Do napełniania cewników balonowych</td></tr><tr><td>Etanol 95% (alkohol etylowy)</td><td>Henry Schein</td><td></td><td>Do dezynfekcji skóry</td></tr><tr><td>Plaster fentanylowy</td><td>Mylan</td><td></td><td>Dawka: 25-50mcg / h, TD</td></tr><tr><td>Gold pokryty silikonem Foley</td><td>TELEFLEX MEDICAL INC</td><td></td> 180730160 <td>Do moczu kolekcja</td></tr><tr><td>Heparyna sodowa</td><td>LEO Pharma A/S</td><td></td><td>Dawka: 200 j.m./kg</td></tr><tr><td>Aparat ultrasonograficzny IV i33</td><td>Phillips</td><td></td><td>W razie potrzeby skorzystaj ze wskazówek ultrasonograficznych do cewnikowania kości udowej</td></tr><tr><td>Diagnostyczny przewód doprowadzający Inqwire - 0,035" (0,89 mm) - 260 cm (102") - końcówka j 1,5 mm</td><td>MERIT MEDICAL SYSTEM INC</td><td>6609-33</td><td>Do prowadzenia cewników balonowych do tętnic nerkowych</td></tr><tr><td>Cewnik dożylny, rozmiar 20 Santa</td><td>Cruz Biotechnology</td><td>Inc SC-360097</td><td>Do podawania płynów</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary Supply, Inc.</td><td>21283620</td><td>Dawka: 3%, INH</td></tr><tr><td>Metzenbaum zakrzywiony 14,5 cm - 5(3/4)"</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU-1311-14M</td><td>Do preparowania i cięcia tkanek</td></tr><tr><td>Zestaw jednorazowego przetwornika dla noworodków z urządzeniem do spłukiwania 30 ml / h i podwójnymi 4-kierunkowymi zaworami odcinającymi do ciągłego monitorowania</td><td>Argon Medical</td><td>041588505A</td><td>Do pomiaru ciśnienia</td></tr><tr><td>Cewnik dylatacyjny Powerflex pro PTA 6 x 20 mm - długość trzonka (135cm)</td><td>CARDINAL HEALTH</td><td>4400602X</td><td>Do niedrożności tętnic nerkowych</td></tr><tr><td>Przewody do monitorowania ciśnienia mll/mll - 12" przezroczyste, mll/mll</td><td>Smiths Medical</td><td>B1571/MX571</td><td>Do pomiaru ciśnienia</td></tr><tr><td>Pakiet zabiegowy</td><td>Molnlycke Health Care</td><td>97027809</td><td>Obłożenie chirurgiczne, gaziki, strzykawki, zlewka itp</td></tr>. <tr><td>Protamina</td><td>Henry</td><td>Schein 1044148</td><td>Do odwrócenia</td></tr> <tr><td>heparynyOstrze skalpela - rozmiar #10</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>32295-010</td><td>Do nacięć skóry</td></tr><tr><td>Odcinanie iv 4-kierunkowy lrg otwór rotg męski ll adptr strl</td><td>Peoplesoft</td><td>1550</td><td>Do łączenia rurek</td></tr><tr><td>Prosty zwijacz boczny</td><td>Codman</td><td></td><td>Do retrakcji skóry</td></tr><tr><td>Szew perma hnd 18in 2-0 warkocz jedwabny blk</td><td>CARDINAL HEALTH 1</td><td>A185H</td><td>Do szycia miejsca nacięcia i zabezpieczania cewniki</td></tr><tr><td>Strzykawka do wstrzykiwań kontrastowych 10 ml stała męska czerwień luer MERIT</td><td>MEDICAL SYSTEM INC</td><td>MSS111-R</td><td>Do podawania środka kontrastowego</td></tr><tr><td>Strzykawka medyczna 60ml ll plst strl ltx bezpłatna dystrybucja</td><td>CARDINAL HEALTH 1</td><td>BF309653</td><td>Do zbierania moczu i płukania angiocath</td></tr><tr><td>Tilzolan (tiletamine/zolazepam)</td><td>Patterson Veterinary Supply, Inc.</td><td>07-893-1467</td><td>Dawka: 4-6 mg / kg, IM</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Putney, INC</td><td></td><td>Dawka: 1,1-2,2 mg / kg, IM</td></tr></tbody></table>

duży model zwierzęcy ostrego uszkodzenia nerek przez tymczasowe obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej

A Large Animal Model for Acute Kidney Injury by Temporary Bilateral Renal Artery Occlusion

Ostre uszkodzenie nerek (AKI) wiąże się z wyższym ryzykiem zachorowalności i śmiertelności po operacji. Uraz niedokrwienno-reperfuzyjny (IRI) jest najczęstszą przyczyną AKI. Aby naśladować ten scenariusz kliniczny, w badaniu przedstawiono wysoce powtarzalny duży model zwierzęcy nerkowego IRI u świń przy użyciu tymczasowej przezskórnej obustronnej niedrożności tętnic nerkowych za pomocą cewnika balonowego. Tętnice nerkowe są zamykane na 60 minut poprzez wprowadzenie cewników balonowych przez tętnicę udową i szyjną i przesunięcie ich do bliższej części tętnic. Jodowany kontrast jest wstrzykiwany do aorty w celu oceny zmętnienia naczyń nerkowych i potwierdzenia powodzenia niedrożności tętnicy. Potwierdza to dodatkowo spłaszczenie kształtu fali tętna na końcu cewników balonowych. Balony są opróżniane i usuwane po 60 minutach obustronnej niedrożności tętnicy nerkowej, a zwierzęta mogą dojść do siebie przez 24 godziny. Pod koniec badania stężenie kreatyniny w osoczu i azotu mocznikowego we krwi znacznie wzrasta, podczas gdy eGFR i wydalanie moczu znacznie się zmniejszają. Potrzeba stosowania kontrastu jodowego jest minimalna i nie wpływa na czynność nerek. Obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej lepiej naśladuje scenariusz kliniczny okołooperacyjnej hipoperfuzji nerek, a podejście przezskórne minimalizuje wpływ odpowiedzi zapalnej i ryzyko infekcji obserwowane przy podejściu otwartym, takim jak laparotomia. Możliwość stworzenia i odtworzenia tego klinicznie istotnego modelu trzody chlewnej ułatwia kliniczne przełożenie na ludzi.

Analiza funkcjonalna 
Reprezentatywne wyniki niniejszego badania pochodzą od 6 zwierząt, a przedstawione dane stanowią średnią ± błąd standardowy średniej. Funkcję nerek ocenia się poprzez oznaczenie diurezy, szacowanego współczynnika filtracji kłębuszkowej (eGFR), poziomu kreatyniny w osoczu oraz poziomu azotu moczowego we krwi (BUN). Biomarkery funkcji nerek są oceniane przy użyciu przenośnego analizatora biochemicznego. eGFR oblicza się według następującego wzoru: eGFR =1.879 × BW1.092/P...

To badanie przedstawia wysoce powtarzalny duży model zwierzęcy uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek u świń przy użyciu tymczasowego przezskórnego obustronnego niedrożności tętnic nerkowych za pomocą cewnika balonowego na 60 minut i reperfuzji przez 24 godziny.

Duży model zwierzęcy ostrego uszkodzenia nerek przez tymczasowe obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most ...

W badaniu tym opisano powtarzalny duży model zwierzęcy uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek, który można wykorzystać do badania patofizjologii ostrego uszkodzenia nerek i zbadania potencjalnych metod terapeutycznych. Metoda ta jest wysoce powtarzalna i minimalizuje wpływ reakcji zapalnej poprzez ograniczenie ilości zniewag dla organizmu w porównaniu z podejściem otwartym. Ten model przedkliniczny naśladuje scenariusze kliniczne, takie jak przeszczep nerki, hipoperfuzja nerek po wstrząsie kardiogennym, zabiegi przezcewnikowe powodujące niedokrwienie nerek oraz zabiegi sercowo-naczyniowe z wydłużonym czasem zatrzymania krążenia.Na początek zdezynfekuj prawą boczną część szyi, nakładając trzykrotnie betadynę, a następnie 95% etanol. Ułóż zwierzę w sterylny sposób. Wykonaj cięcie w celu cewnikowania prawej tętnicy szyjnej i prawej żyły szyjnej.Cofnij mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy bocznie i rozetnij go w dół do prawej tętnicy szyjnej i prawej żyły szyjnej. Włóż osłonkę do angiografii 5F zarówno do tętnicy, jak i żyły. Zabezpiecz go jedwabnym szwem 2-0.Włóż osłonkę do angiografii 5F techniką Seldingera do lewej tętnicy udowej, nakłuwając tętnicę wydrążoną igłą. Przełóż miękką końcówkę przewodu prowadzącego przez światło i wsuń go do tętnicy udowej. Przytrzymaj drut doprowadzający ręką podczas wyjmowania igły.Przełóż osłonkę angiografii przez drut prowadnik do tętnicy udowej i w razie potrzeby wycofaj drut prowadnikowy, korzystając z kontroli ultrasonograficznej. Podawać dożylnie 200 j.m. heparyny sodowej na kilogram w celu uzyskania ogólnoustrojowej antykoagulacji. Aby wykonać angiografię, wstrzyknij jodowany środek kontrastowy pod fluoroskopią w celu identyfikacji tętnic nerkowych.Zidentyfikuj tętnice nerkowe i ręcznie przesuń drut prowadnikowy w cewniku prowadzącym. Umieść cewnik prowadzący 5F JL4 w lewej tętnicy nerkowej przez prawą tętnicę szyjną. Umieść drugi cewnik prowadzący 5F JL4 w prawej tętnicy nerkowej przez lewą tętnicę udową.Użyj przewodów prowadnych, aby skierować przezskórną angioplastykę prześwietlną 5F lub cewnik rozszerzający PTA w każdej tętnicy nerkowej. Umieść każdy cewnik balonowy na miejscu i podłącz przewód ciśnieniowy do każdego cewnika. Sprawdź obecność form fali tętna tętniczego w monitorze ciśnienia, aby zapewnić prawidłowe ustawienie cewnika.Napompuj każdy balon i dąż do ciśnienia atmosferycznego około 2,5 ciśnienia atmosferycznego wewnątrz balonu. Aby potwierdzić ustanie przepływu krwi do nerek, obserwuj spłaszczenie kształtu fali tętna na końcu cewnika balonowego. Wstrzyknąć jodowy środek kontrastowy w rozcieńczeniu 1:1 z solą fizjologiczną i sprawdzić, czy nie ma zmętnienia naczyń nerkowych.Po 60 minutach niedrożności ostrożnie opróżnij cewniki balonowe i usuń je z tętnic nerkowych. Wykonać angiografię przy użyciu pożywki kontrastowej rozcieńczonej w stosunku 1:1 w celu potwierdzenia drożności tętnicy nerkowej i ustalenia reperfuzji nerkowej. Usunąć osłonkę angiografii 5F z lewej tętnicy udowej.Stosować od ucisku w miejscu cewnikowania przez 30 minut. Odwróć działanie heparyny poprzez podawanie trzech miligramów na kilogram protaminy aż do normalizacji aktywnego czasu krzepnięcia. Aby pobrać próbkę moczu w okresie pooperacyjnym, przymocuj rurkę do cewnika Foleya za pomocą jedwabnego szwu 2-0 za pomocą przerwanego szwu na skórze.W celu pobrania próbki krwi należy pozostawić osłonki angiografii w prawej tętnicy szyjnej i prawej żyle szyjnej na miejscu i zabezpieczyć je jedwabnym szwem 2-0. Podawać trzy miligramy na kilogram bupiwakainy w miejscu nacięcia, aby zminimalizować ból. Kontynuuj nawadnianie zwierzęcia 0,9 chlorkiem sodu przez łącznie dwie godziny po zakończeniu niedokrwienia.Zamknij nacięcie szyi jedwabnym szwem 2-0 za pomocą przerywanego ściegu w dwóch warstwach. Umieść plaster z fentanylem w dawce od 25 do 50 mikrogramów na godzinę na grzbiecie zwierzęcia, aby zminimalizować ból pooperacyjny, i monitoruj zwierzę pod wentylacją mechaniczną, aż się obudzi. Zbierz końcowe próbki krwi i moczu i oblicz wydalanie moczu.Wykonaj nacięcie laparotomii w linii środkowej za pomocą ostrza w rozmiarze 10 od mieczyka mieczykowatego do środkowej miednicy. Użyj prostego bocznego retraktora, aby cofnąć skórę brzucha. Wypreparuj boczne przyczepy otrzewnej ściany brzucha, aby odsłonić prawą i lewą zaotrzewnową.Zidentyfikuj i tępo wypreparuj zarówno tętnice nerkowe, jak i żyły. Podwiązać zarówno tętnice nerkowe, jak i żyły za pomocą jedwabnego szwu 2-0 i wykonać obustronną nefrektomię w celu pobrania próbek całych tkanek do analizy histologicznej i metabolicznej. Czynność nerek oceniano poprzez określenie wydalania moczu, eGFR, kreatyny w osoczu i BUN.Po 60 minutach obustronnej niedrożności tętnicy nerkowej wydalanie moczu uległo znacznemu zmniejszeniu i utrzymywało się w tym stanie po sześciu i 24 godzinach od reperfuzji. Podobnie zaobserwowano znaczny spadek eGFR, który spadł w stosunku do wartości wyjściowej w porównaniu z końcem niedokrwienia po dwóch, sześciu godzinach i 24 godzinach reperfuzji. Stężenie kreatyniny w osoczu było znacznie zwiększone po dwóch, sześciu i 24 godzinach reperfuzji w porównaniu z wartością wyjściową.BUN był zwiększony w porównaniu z wartością wyjściową po sześciu i 24 godzinach reperfuzji. Widoczne obszary martwicze i krwotoczne były nierównomiernie rozmieszczone w obu nerkach pod koniec 60 minut obustronnego niedokrwienia nerek i 24 godzin reperfuzji. Barwienie trichromowe Massona ujawniło zlewającą się martwicę koagulacyjną, która znajdowała się w kanalikach proksymalnych kory nerkowej.Ocenie poddano również sekcje osadzone w tworzywach sztucznych. Wszystkie trichromowe szkiełka Massona oceniano pod kątem martwicy komórek, utraty granicy szczoteczki, tworzenia się odlewu i rozszerzenia kanalików. Ostra martwica kanalików nerkowych lub punktacja ATN wykazała znaczne uszkodzenie kory nerkowej i rdzenia.Wykonując ten protokół, sprawdź położenie miejsc balonów w pobliżu RC i całkowicie zablokuj przepływ do nerki. Upewnij się, że nie załamuje się w tej wodzie. Po tej procedurze można wprowadzić wewnątrznaczyniowe sondy przepływu cewnika do tętnic nerkowych w celu oceny przepływu krwi w nerkach lub wykonać biopsję nerki w celu oceny uszkodzenia tkanki nerkowej.

a-large-animal-model-for-acute-kidney-injury-temporary-bilateral

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Precyzyjny mysi model ostrego uszkodzenia nerek (AKI) wywołanego niedokrwieniem jest ważnym narzędziem do badania ostrego uszkodzenia nerek i potencjalnego poszukiwania środków terapeutycznych do leczenia uszkodzeń nerek. System obciążników wiszących zapewnia narzędzie do natychmiastowej i niezawodnej okluzji oraz reperfuzji tętnicy nerkowej bez powodowania zastoju nerkowego.

Zastosowanie systemu obciążeń wiszących do izolowanej okluzji tętnicy nerkowej

Opisujemy modele umiarkowanego i ciężkiego uszkodzenia nerek wywołanego niedokrwieniem i reperfuzją, w których myszy przechodzą jednostronne zaciskanie szypułki nerki, po którym następuje równoczesna lub opóźniona nefrektomia przeciwległa. Modele te konsekwentnie powodują dysfunkcję nerek i zwłóknienie pourazowe, ale ciężkość urazu i przeżycie zależą od pochodzenia myszy, wieku i sprzętu chirurgicznego.

Model niedokrwienno-reperfuzyjny ostrego uszkodzenia nerek i zwłóknienia pourazowego u myszy

Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.

Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji

Zmodyfikowany model myszy Goldblatt z 2 nerkami i klipsem (2K1C) został opracowany przy użyciu rurki poliuretanowej do zainicjowania zwężenia tętnicy nerkowej, wywołując wzrost ekspresji reniny i uszkodzenie nerek. W tym miejscu opisujemy szczegółową procedurę przygotowania i umieszczenia mankietu na tętnicy nerkowej w celu wygenerowania powtarzalnego i spójnego modelu myszy 2K1C.

Zmodyfikowany mysi model regulacji reniny w zwężeniu tętnicy nerkowej z jedną nerką i jednym klipsem

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością u hospitalizowanych pacjentów. W tym miejscu przedstawiamy prosty i skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek i zapewniamy sekwencyjny przegląd reprezentatywnych zmian patologicznych obserwowanych w nerkach.

Skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek

To badanie ustaliło protokół skupiający się na technicznym udoskonaleniu mysiego modelu obustronnego niedokrwienia nerek i reperfuzji do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek.

Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

Ten manuskrypt wprowadza ustandaryzowany protokół dla nefrektomii 5/6 poprzez ostrą bipolektomię poprzez laparotomię w linii środkowej na modelu szczurzym, mający na celu wywołanie stanu niewydolności nerek poprzez redukcję miąższu nerki z dużą precyzją metodyczną i niskim ryzykiem błędu technicznego.

5/6 Nefrektomia przy użyciu ostrej bipolektomii przez laparotomię w linii środkowej u szczurów

Przedstawiamy protokół opisujący model chirurgiczny pozyskiwania nerek w przedklinicznym modelu świń do późniejszej perfuzji lub przeszczepu maszynowego.

Pozyskanie nerek w przedklinicznym modelu dużych zwierząt

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Większość badań z udziałem aparatu Langendorffa wykorzystuje małe modele zwierzęce ze względu na zwiększoną złożoność systemów dla większych ssaków. Opisujemy system Langendorffa dla dużych modeli zwierzęcych, który pozwala na zastosowanie go u różnych gatunków, w tym ludzi, i stosunkowo łatwe pozyskiwanie danych.

Izolowany działający system serca dla dużych modeli zwierzęcych

Poznaj model ostrego uszkodzenia nerek u świń z zastosowaniem przezskórnej okluzji tętnic nerkowych balonem. Ta metoda umożliwia badanie patofizjologii nerek i testowanie terapii w warunkach przypominających scenariusze kliniczne.

Duży model zwierzęcy ostrego uszkodzenia nerek przez tymczasowe obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej

Przeglądaj więcej filmów