Name: Spektroskopia neutronowego echa spinowego jako unikalna sonda do badania dynamiki błony lipidowej i interakcji błona-białko (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-27T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Poznaj spektroskopię neutronowego echa spinowego do badania dynamiki błon lipidowych i ich interakcji z białkami. Metoda umożliwia analizę fluktuacji na skali nanosekundowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

R. Ashkar dziękuje M. Nagao, L.-R. Stingaciu i P. Żołnierczukowi za wiele pożytecznych dyskusji i za częstą pomoc w eksperymentach NSE na ich odpowiednich liniach badawczych. Autorzy przyznają się do stosowania spektrometrów echa spinowego neutronów w NIST i ORNL. Spektrometr NSE w NIST jest wspierany przez Center for High Resolution Neutron Scattering, partnerstwo między National Institute of Standards and Technology i National Science Foundation na mocy umowy nr. DMR-1508249. Spektrometr NSE w Plulacyjnym Źródle Neutronów ORNL jest wspierany przez Scientific User Facilities Division, Office of Basic Energy Sciences, US Department of Energy. Oak Ridge National Laboratory jest zarządzane przez UT-Battelle, LLC na podstawie umowy nr US DOE. DE-AC05-00LUB22725.

Autorzy deklarują, że nie wykazują konfliktu interesów i nie mają nic do ujawnienia.

NSE jest potężną i unikalną techniką pomiaru mezoskopowej dynamiki błon lipidowych w różnych warunkach. Efektywne wykorzystanie NSE zależy od jakości próbki, kontrastu neutronów i zakresu dostępnej dynamiki, którą można zbadać dla danej próbki. W związku z tym do przeprowadzenia udanych eksperymentów NSE i zebrania wysokiej jakości danych wymaganych jest kilka krytycznych kroków. Kluczowym krokiem w zapewnieniu efektywnego wykorzystania czasu wiązki neutronów podczas eksperymentu NSE jest scharakteryzowanie zawiesin lipo...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/62396">Neutron Spin Echo Spectroscopy as a Unique Probe for Lipid Membrane Dynamics and Membrane-Protein Interactions</a>. The Introduction, Protocol, and Representative Results sections have been updated.
In the Introduction, the fith pargraph was updated from:
Besides direct access to the length and time scale of membrane dynamics, NSE has the inherent capabilities of neutron isotope sensitivity52. Specifically, the ability of neutrons to interact differently with the isotopes of hydrogen, the most abundant element in biological systems, results in a different neutron scattering length density,34 or NSLD (the equivalent of the optical index of refraction50), when protium is substituted by deuterium. This enables an approach known as contrast variation, which is commonly used to highlight specific membrane features or conceal others — the latter scenario is referred to as contrast matching. A frequent application of contrast variation/matching is the substitution of water (NSLD = -0.56 × 10-6 Å-2) by heavy water or D2O (NSLD = 6.4 × 10-6 Å-2) to amplify the neutron signal from protiated lipid membranes (NSLD ~ 2 × 10-6 Å-2). This approach is highly effective in studies of membrane structure because the penetration of D2O into the headgroup region of the membrane allows accurate determination of the membrane thicknesses (see Figure 2A, left panel) and of the location of different lipid subgroups when more sophisticated models are applied53,54. This paper highlights some examples on the use of contrast variation for studies of collective dynamics in biomimetic membranes and select membrane features.
to:
Besides direct access to the length and time scale of membrane dynamics, NSE has the inherent capabilities of neutron isotope sensitivity52. Specifically, the ability of neutrons to interact differently with the isotopes of hydrogen, the most abundant element in biological systems, results in a different neutron scattering length density,34 or NSLD (the equivalent of the optical index of refraction50), when protium is substituted by deuterium. This enables an approach known as contrast variation, which is commonly used to highlight specific membrane features or conceal others — the latter scenario is referred to as contrast matching. A frequent application of contrast variation/matching is the substitution of water (NSLD = -0.56 × 10-6 Å-2) by heavy water or D2O (NSLD = 6.4 × 10-6 Å-2) to amplify the neutron signal from protiated lipid membranes (NSLD ~ 0 × 10-6 Å-2). This approach is highly effective in studies of membrane structure because the penetration of D2O into the headgroup region of the membrane allows accurate determination of the membrane thicknesses (see Figure 2A, left panel) and of the location of different lipid subgroups when more sophisticated models are applied53,54. This paper highlights some examples on the use of contrast variation for studies of collective dynamics in biomimetic membranes and select membrane features.
In the Protocol, step 1.1 was updated from:
For bending fluctuation measurements, make fully protiated liposomes in D2O (D 99.9%) or D2O-buffer (e.g., phosphate buffer prepared with D2O instead of H2O). Use fully protiated DMPC (C36H72NO8P) and DSPC (C44H88NO8P) with <img alt="Static equilibrium equation, formula involving mass calculation, relevant to educational research." src="/files/ftp_upload/62396/62396eq01v2.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Equation 1"> 133.4 mg, where XDMPC and XDSPC are the mole fractions of DMPC and DSPC, here set to 0.7 and 0.3, respectively, and MwDMPC and MwDSPC are the molar weights given by 677.9 g/mol and 790.1 g/mol, respectively. Similarly, mDSPC = 66.6 mg. This deuteration scheme increases the scattering contrast between the membrane (NSLD ~ 2 × 10-6 Å-2) and the deuterated buffer (NSLD ~ 6.4 × 10-6 Å-2) and amplifies the signal from membrane undulations (see Figure 2A left panel).
to:
For bending fluctuation measurements, make fully protiated liposomes in D2O (D 99.9%) or D2O-buffer (e.g., phosphate buffer prepared with D2O instead of H2O). Use fully protiated DMPC (C36H72NO8P) and DSPC (C44H88NO8P) with <img alt="Static equilibrium equation, formula involving mass calculation, relevant to educational research." src="/files/ftp_upload/62396/62396eq01v2.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Equation 1"> 133.4 mg, where XDMPC and XDSPC are the mole fractions of DMPC and DSPC, here set to 0.7 and 0.3, respectively, and MwDMPC and MwDSPC are the molar weights given by 677.9 g/mol and 790.1 g/mol, respectively. Similarly, mDSPC = 66.6 mg. This deuteration scheme increases the scattering contrast between the membrane (NSLD ~ 0 × 10-6 Å-2) and the deuterated buffer (NSLD ~ 6.4 × 10-6 Å-2) and amplifies the signal from membrane undulations (see Figure 2A left panel).
In the Representative Results, the fist pagargaph was updted from:
NSE studies accessing bending fluctuations are typically performed over a Q-range of ~ (0.04 - 0.2) Å-1. This Q-range corresponds to intermediate length scales between the membrane thickness and the liposomal radius, where bending dynamics dominate. Measurement over an extended Q-range can give access to additional dynamic modes, including liposomal diffusion and intramembrane dynamics. For more details on the cross-over in membrane dynamics accessed by NSE, check these relevant publications25,71. It is important to emphasize that NSE signals are proportional to: <img alt="Coherent scattering equation I_coh(Q,t) - 1/3 I_inc(Q,t) for neutron scattering analysis." src="/files/ftp_upload/62396/62396eq05v2.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Equation 5">, where Icoh and Iinc are, respectively, the coherent and incoherent scattering intensity from the sample. Therefore, it is advisable to prepare NSE liposomal samples in deuterated buffers (i.e., buffers prepared with D2O instead of H2O) to minimize the incoherent scattering signal, mainly contributed by the hydrogen content of the sample. However, in some cases intermediate deuteration schemes (i.e., using mixtures of D2O and H2O) might be necessary to obtain optimal contrast conditions. Typically, NSE measurements of membrane bending fluctuations are performed on fully protiated liposomes in deuterated buffer, referred to as fully contrasted liposomes in Figure 5. This deuteration scheme results in a large NSLD difference between the membrane core (~2 × 10-6 Å-2) and its deuterated fluid environment (~6.4 × 10-6 Å-2), which significantly enhances the scattering signal from the liposomal membranes and improves the measurement statistics of bending dynamics. This contrast scheme (Figure 2A left panel) is frequently utilized in studies of bending rigidity of lipid membranes with single38,72 and multiple39,66 lipid components and in studies of membrane softening/stiffening by biological inclusions (e.g., cholesterol, drug molecules, peptides/proteins)36,37,73,74,75, and synthetic additives (e.g., nanoparticles)76,77.
to:
NSE studies accessing bending fluctuations are typically performed over a Q-range of ~ (0.04 - 0.2) Å-1. This Q-range corresponds to intermediate length scales between the membrane thickness and the liposomal radius, where bending dynamics dominate. Measurement over an extended Q-range can give access to additional dynamic modes, including liposomal diffusion and intramembrane dynamics. For more details on the cross-over in membrane dynamics accessed by NSE, check these relevant publications25,71. It is important to emphasize that NSE signals are proportional to: <img alt="Coherent scattering equation I_coh(Q,t) - 1/3 I_inc(Q,t) for neutron scattering analysis." src="/files/ftp_upload/62396/62396eq05v2.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Equation 5">, where Icoh and Iinc are, respectively, the coherent and incoherent scattering intensity from the sample. Therefore, it is advisable to prepare NSE liposomal samples in deuterated buffers (i.e., buffers prepared with D2O instead of H2O) to minimize the incoherent scattering signal, mainly contributed by the hydrogen content of the sample. However, in some cases intermediate deuteration schemes (i.e., using mixtures of D2O and H2O) might be necessary to obtain optimal contrast conditions. Typically, NSE measurements of membrane bending fluctuations are performed on fully protiated liposomes in deuterated buffer, referred to as fully contrasted liposomes in Figure 5. This deuteration scheme results in a large NSLD difference between the membrane core (~0 × 10-6 Å-2) and its deuterated fluid environment (~6.4 × 10-6 Å-2), which significantly enhances the scattering signal from the liposomal membranes and improves the measurement statistics of bending dynamics. This contrast scheme (Figure 2A left panel) is frequently utilized in studies of bending rigidity of lipid membranes with single38,72 and multiple39,66 lipid components and in studies of membrane softening/stiffening by biological inclusions (e.g., cholesterol, drug molecules, peptides/proteins)36,37,73,74,75, and synthetic additives (e.g., nanoparticles)76,77.
In the Representative Reults, Figure 2 was updated from:
<img alt="Lipid bilayer structures; neutron scattering analysis; molecular arrangement diagram; lipid vesicles." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62396/62396fig2v4.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Figure 2"> 
Figure 2: Examples of possible deuteration schemes in NSE experiments on lipid membranes. (A) Left: Fully contrasted membranes, e.g., protiated membranes in deuterated buffer, showing the NSLD profile along the normal to the membrane surface. The difference in the NSLD between the headgroup (~2 × 10-2 Å-2) and tail region (~4.5 × 10-6 Å-2) of the membrane is due to the headgroup hydration with deuterated buffer. Right: Tail-contrast matched membranes such that the hydrocarbon tail region of the membrane has the same NSLD as the buffer, as shown in the corresponding NSLD profile along the membrane normal. (B) Domain-forming membranes with two neutron contrast schemes where the domains (center) or the matrix (left) are contrast-matched to the buffer, enabling selective studies of matrix or domain dynamics, respectively. This figure has been modified from Nickels et al., JACS 201541. (C) Asymmetric membranes prepared by cyclodextrin exchange between protiated and deuterated lipid vesicles, resulting in the deuteration of one membrane leaflet while keeping the other leaflet protiated. This allows studies of the bending dynamics of the protiated leaflet and provides insights into the mechanical coupling between opposing leaflets in asymmetric membranes. This figure has been modified from Rickeard et al., Nanoscale 202040. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62396/62396fig2v4large.jpg" target="_blank">Please click here to view a larger version of this figure.</a>
to:
<img alt="Lipid bilayer diagrams with charts, nanostructure spheres, and membrane model in research context." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62396/62396fig2v5.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Figure 2"> 
Figure 2: Examples of possible deuteration schemes in NSE experiments on lipid membranes. (A) Left: Fully contrasted membranes, e.g., protiated membranes in deuterated buffer, showing the NSLD profile along the normal to the membrane surface. The difference in the NSLD between the tail region (~0 × 10-2 Å-2) and headgroup region (~4.5 × 10-6 Å-2) of the membrane is due to the headgroup hydration with deuterated buffer. Right: Tail-contrast matched membranes such that the hydrocarbon tail region of the membrane has the same NSLD as the buffer, as shown in the corresponding NSLD profile along the membrane normal. (B) Domain-forming membranes with two neutron contrast schemes where the domains (center) or the matrix (left) are contrast-matched to the buffer, enabling selective studies of matrix or domain dynamics, respectively. This figure has been modified from Nickels et al., JACS 201541. (C) Asymmetric membranes prepared by cyclodextrin exchange between protiated and deuterated lipid vesicles, resulting in the deuteration of one membrane leaflet while keeping the other leaflet protiated. This allows studies of the bending dynamics of the protiated leaflet and provides insights into the mechanical coupling between opposing leaflets in asymmetric membranes. This figure has been modified from Rickeard et al., Nanoscale 202040. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62396/62396fig2v5large.jpg" target="_blank">Please click here to view a larger version of this figure.</a>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/62396">Neutron Spin Echo Spectroscopy as a Unique Probe for Lipid Membrane Dynamics and Membrane-Protein Interactions</a>. The Introduction, Protocol, and Representative Results sections have been updated.

Erratum: Neutron Spin Echo Spectroscopy as a Unique Probe for Lipid Membrane Dynamics and Membrane-Protein Interactions

Zrozumienie błon komórkowych i ich funkcji znacznie się rozwinęło w ciągu ostatnich kilku dekad. Poprzedni pogląd na błony komórkowe jako pasywne dwuwarstwy lipidowe, które definiują granice komórek i mieszczą białka błonowe1 stopniowo przekształcił się w dynamiczny model, w którym dwuwarstwy lipidowe odgrywają ważną rolę w regulacji ważnych procesów biologicznych, w tym sygnalizacji komórkowej, wymiany molekularnej i funkcji białek — by wymienić tylko kilka2,3,4,5,6. Uświadomienie sobie, że błony komórkowe są bardzo dynamiczne, stale przechodzą przebudowę i redystrybucję molekularną, skłoniło naukowców do badań wykraczających poza struktury równowagi błon7,8,9. W związku z tym opracowano wiele podejść do badania różnych trybów dynamicznych w błonach lipidowych inspirowanych biologicznie i biologicznie. Do tej pory większość tych badań koncentrowała się przede wszystkim na dyfuzyjnych ruchach molekularnych10,11,12,13 i makroskopowe fluktuacje kształtu14,15,16, pozostawiając istotną lukę w zrozumieniu pośredniej dynamiki błony, tj. zbiorowych fluktuacji zespołów lipidowych składających się z kilku 10-100 cząsteczek lipidów. Dynamika ta występuje w skalach długości od kilkudziesięciu do kilku 100 A oraz w skalach czasowych od sub-ns do kilkuset ns (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1), określanych tutaj jako skale mezoskopowe. To właśnie na tych skalach kluczowa aktywność biologiczna zachodzi na poziomie błony17. Obejmuje to pączkowanie wirusa18, bramkowanie kanałów19 oraz interakcje błona-białko20. Ważne jest również, aby podkreślić, że krajobraz energetyczny białek błonowych21,22 pokazuje, że zmiany konformacyjne w białkach - niezbędne dla ich roli regulacyjnej - zachodzą w skalach czasowych ns23 zbiorowych fluktuacji błony, co dodatkowo podkreśla znaczenie dynamiki mezoskopowej w biologicznej funkcji błon komórkowych i ich bioinspirowanych analogów20. Ten artykuł skupia się na dwóch podstawowych mezoskopowych trybach dynamicznych w błonach lipidowych, a mianowicie fluktuacjach zginania i wahaniach grubości.</silna>
Głównym wyzwaniem w bezpośrednim badaniu tych modów fluktuacji jest trudność w jednoczesnym dostępie do ich skal przestrzennych i czasowych przy użyciu standardowych metod spektroskopii. Innym wyzwaniem jest to, że techniki bezpośredniego kontaktu mogą wpływać na te same fluktuacje, które mają mierzyć16. Sytuację pogarsza kompozycyjna i strukturalna złożoność błon biologicznych24,25, co skutkuje niejednorodnymi cechami błony, w tym tworzeniem domen lipidowych26,27,28,29,30 i asymetria membrany31,32,33— wymaganie selektywnych sond do zrozumienia dynamiki różnych cech membrany. Na szczęście wyzwania te można przezwyciężyć za pomocą nieinwazyjnych metod spektroskopii neutronów, takich jak neutron spin echo (NSE), które z natury zapewniają dostęp do wymaganych skal długości i czasu, a ponadto umożliwiają badania selektywnych cech błon bez zmiany ich środowiska fizykochemicznego34. Rzeczywiście, w ciągu ostatnich kilku lat spektroskopia NSE przekształciła się w unikalną i potężną sondę zbiorowej dynamiki błonowej35. Wyniki badań NSE nad błonami lipidowymi dostarczyły nowych informacji na temat właściwości błon lipidowych mechanical36,37 i viscoelastic38,39 właściwości błon lipidowych i rzuciły nowe światło na ich potencjalną rolę w funkcjach biologicznych40,41.
Technika spektroskopii NSE opiera się na projekcie instrumentu interferometrycznego, po raz pierwszy zaproponowanym przez Mezei42, wykorzystującym szereg spinów spinowych i magnetycznych do kontrolowania precesji spinu neutronu, gdy neutrony przechodzą przez instrument. Projekt opiera się na magnetycznym odbiciu lustrzanym elementów pola magnetycznego w odniesieniu do pozycji próbki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Oznacza to, że przy braku wymiany energii między neutronem a próbką, neutron wykonuje taką samą liczbę precesji spinu, w przeciwnych kierunkach, w pierwszej i drugiej połowie instrumentu (zwróć uwagę na π-flipper pomiędzy dwiema cewkami precesji). W rezultacie, końcowy stan spinowy neutronu pozostaje niezmieniony w stosunku do stanu początkowego - zjawisko określane jako echo spinowe (patrz przezroczysty neutron w <silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Jednakże, gdy neutron energetycznie oddziałuje z próbką, wymiana energii modyfikuje liczbę precesji spinu w drugiej połowie instrumentu, prowadząc do innego końcowego stanu spinu (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Jest to eksperymentalnie wykrywane jako utrata polaryzacji, co zostanie pokazane w dalszej części tego artykułu. Więcej szczegółów na temat techniki NSE można znaleźć w dedykowanych dokumentach technicznych42,43,44,45.</silna></silna></silna>
Tutaj prezentowany jest uproszczony opis, który w przybliżeniu przybliża skale długości i czasu dostępne z NSE. Skale długości są określane przez zakres osiągalnych transferów wektorów falowych, Q = 4π sin θ/λ, gdzie 2θ to kąt rozpraszania, a λ to długość fali neutronowej. Można zauważyć, że Q jest wyznaczane przez zakres długości fali i zakres obrotu drugiego ramienia spektrometru (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Typowy zakres Q na spektrometrach NSE wynosi ~0,02-2 Å-1 46,47, i do 0,01-4 Å-1 z ostatnimi aktualizacjami48,49, co odpowiada skalom przestrzennym ~1-600 A. Z drugiej strony, dostępna skala czasowa jest obliczana na podstawie całkowitego kąta precesji (lub fazy) uzyskanego przez neutron w cewkach precesji magnetycznej i okazuje się, że jest to50: <img alt="Równanie 12" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq12v5.jpg">. W tym wyrażeniu t jest czasem Fouriera zdefiniowanym jako <img alt="Równanie 13" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq13v2.jpg">, gdzie <img alt="Równanie 50" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq50v2.jpg"> jest stosunkiem żyromagnetycznym neutronów, <img alt="Równanie 51" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq51v6.jpg"> jest długością cewki, a <img alt="Równanie 52" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq52v6.jpg">to natężenie pola magnetycznego cewki. Warto zwrócić uwagę, że czas Fouriera jest wielkością, która jest ściśle zależna od geometrii instrumentu, natężenia pola magnetycznego i długości fali neutronów. Na przykład, używając neutronów o długości fali <img alt="Równanie 70" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq70v6.jpg"> = 8 A i ustawień przyrządu <img alt="Równanie 51" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq51v6.jpg"> = 1,2 m i <img alt="Równanie 52" src="/files/ftp_upload/62396/62396eq52v6.jpg"> = 0,4 T, czas Fouriera oblicza się jako t ~ 50 ns. Eksperymentalnie, czas Fouriera jest dostrajany poprzez zmianę prądu w cewkach precesji (tj. Natężenie pola magnetycznego) lub użycie różnych długości fal neutronów, co daje typowe skale czasowe NSE od ~ 1 ps do 100 ns. Jednak ostatnie ulepszenia spektrometrów NSE umożliwiły dostęp do dłuższych czasów Fouriera, do ~400 ns na spektrometrze J-NSE-Phoenix w Heinz Maier-Leibnitz Zentrum51 i spektrometrze SNS-NSE w Oak Ridge National Lab48, oraz do ~1,000 ns na spektrometrze IN15 NSE w Institut Laue-Langevin (ILL)49.</silna>
Oprócz bezpośredniego dostępu do długości i skali czasowej dynamiki membrany, NSE posiada nieodłączne możliwości czułości izotopów neutronów52. W szczególności zdolność neutronów do odmiennego oddziaływania z izotopami wodoru, najobficiej występującego pierwiastka w systemach biologicznych, skutkuje różną gęstością długości rozpraszania neutronów,34 lub NSLD (odpowiednik optycznego indeksu załamania50), gdy prot jest podstawiony przez deuter. Umożliwia to podejście znane jako zmienność kontrastu, które jest powszechnie stosowane w celu podkreślenia określonych cech błony lub ukrycia innych — ten ostatni scenariusz jest określany jako dopasowanie kontrastu. Częstym zastosowaniem zmienności/dopasowania kontrastu jest zastąpienie wody (NSLD = -0,56 × 10-6 A-2) ciężką wodą lub D2O (NSLD = 6,4 × 10-6 A-2) w celu wzmocnienia sygnału neutronowego z protowanych błon lipidowych (NSLD ~ 0 × 10-6 A-2). Podejście to jest bardzo skuteczne w badaniach struktury błony, ponieważ przenikanie D2O do obszaru grupy czołowej membrany pozwala na dokładne określenie grubości membrany (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 2A, lewy panel) oraz lokalizacji różnych podgrup lipidów, gdy stosowane są bardziej wyrafinowane modele53,54. W artykule przedstawiono kilka przykładów wykorzystania zmienności kontrastu do badań dynamiki zbiorowej w błonach biomimetycznych i wybranych cechach błony.</silna>
Tutaj skuteczność NSE w dostarczaniu unikalnych wglądów w dynamiczne i funkcjonalne właściwości błony jest zilustrowana namacalnymi przykładami badań NSE nad modelowymi i biologicznie istotnymi systemami błon lipidowych, z naciskiem na dynamikę mezoskalową w membranach wolnostojących, w postaci zawiesin liposomalnych. W celu zapoznania się z pomiarami NSE dynamiki membrany w płaszczyźnie, czytelnik jest odsyłany do dedykowanych publikacji na temat spektroskopii spinowo-echa neutronowego (GINSES)55,56 i innych badań wyrównanych stosów membran wielopłytkowych57,58,59,60.
Dla uproszczenia, ten artykuł przedstawia trzy różne schematy deuteracji błonowej zilustrowane na dobrze zbadanym dwuwarstwowym systemie lipidowym tworzącym domenę lub rozdzielającym fazy, mieszaniny mieszanin 1,2-dimyrystoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DMPC) i 1,2-distearoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DSPC)61,62. Te dwa lipidy charakteryzują się niedopasowaniem długości łańcucha węglowodorowego (14 atomów węgla/ogon w DMPC vs 18 atomów węgla/ogon w DSPC) oraz temperaturą przejścia żel-płyn (Tm, DMPC = 23 °C vs Tm, DSPC = 55 °C). Powoduje to boczną separację faz w membranach DMPC:DSPC w temperaturach między górną i dolną temperaturą przejścia mieszaniny63. Rozważane tutaj schematy deuteracji zostały wybrane w celu zademonstrowania różnych trybów dynamicznych dostępnych w pomiarach NSE na błonach liposomalnych, a mianowicie fluktuacji zginania, wahań grubości i selektywnych wahań zginania/grubości domen bocznych. Wszystkie składy lipidowe są zgłaszane dla dwuwarstw DMPC:DSPC przygotowanych w ułamku molowym 70:30, przy użyciu dostępnych na rynku protiowanych i perdeuterowanych wariantów DMPC i DSPC. Wszystkie etapy przygotowania próbki opierają się na 4 ml zawiesiny liposomalnej w D2O o stężeniu lipidów 50 mg/ml, przy całkowitej masie lipidowej Mtot = 200 mg na próbkę.

<table><tbody><tr><td>Chloroform (klasa biotechnologiczna)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>496189</td><td>Biotech. klasa, &ge; 99,8%, zawiera 0,5-1,0% etanolu jako stabilizator</td></tr><tr><td>Łaźnia cyrkulacyjna</td><td>Julabo</td><td>SE-12</td><td>Cyrkulator grzewczy z inteligentną pompą, programowalnymi ustawieniami temperatury i przyłączem czujnika zewnętrznego do pomiaru i kontroli</td></tr><tr><td>Tlenek deuteru</td><td>Cambridge Isotopes Laboratories</td><td>DLM-4</td><td>Woda deuterowana; Ciężka waga (D2O) (D, 99,9%)</td></tr><tr><td>Cyfrowa półmikrowaga</td><td>Mettler Toledo</td><td>MS105</td><td>Półmikrowaga o nośności 120 g, dokładności odczytu 0,01 mg, czujniku wagowym o wysokiej rozdzielczości, ergonomicznych drzwiczkach i aplikacji do sprawdzania pipet</td></tr><tr><td>Etanol (klasa biologii molekularnej)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E7023</td><td>200-proof etanol do zastosowań w biologii molekularnej</td></tr><tr><td>Pipety szklane</td><td>VWR</td><td>36360-536</td><td>Jednorazowe pipety Pasteura ze szkła sodowo-wapniowego</td></tr><tr><td>Fiolki szklane</td><td>Thermo Scientific</td><td>B7990-1</td><td>Fiolki ze szkła borokrzemianowego z nasadkami przegrody PTFE/silionu</td></tr><tr><td>Zamrażarka laboratoryjna</td><td>Fisher Scientific</td><td>IU2886D</td><td>Zamrażarka o bardzo niskiej temperaturze (od -86 do -50 C) do długotrwałego przechowywania lipidów i białek</td></tr><tr><td>Lipidy (protaited lub perdeuterowane)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>różni się w zależności od lipidów</td><td>Lipidy można kupić w Avanti w postaci proszku lub w roztworze chloroformu z wymaganymi ilościami i schematami deuteracji.</td></tr><tr><td>Oczyszczacz wody Millipore</td><td>Millipore Sigma</td><td>ZRQSVP3US</td><td>Direct-Q&reg; &nbsp; 3 System oczyszczania wody UV, który dostarcza zarówno czystą, jak i ultraczystą wodę z wbudowaną lampą UV w celu obniżenia poziomu substancji organicznych dla biologicznych &nbsp; Zastosowania</td></tr><tr><td>Zestaw mini ekstruderów</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>610020</td><td>Zestaw mini-ekstrudera zawiera mini-ekstruder, blok grzewczy, 2 strzykawki GasTight i 2 O-ringi, membrany poliwęglanowe i wsporniki filtrów</td></tr><tr><td>Szybkozłączki</td><td>Grainger</td><td>2YDA1 i 2YDA7</td><td>Złączki rurkowe z przyciskiem do zastosowań cyrkulacji wody QuickConnect, np. wytłaczanie pęcherzyków w wysokiej temperaturze</td></tr><tr><td>Pompa</td> <td>strzykawkowaSyringePump.com</td><td>New Era-1000</td><td>W pełni programowalna pompa strzykawkowa do infuzji i odstawiania; programuje do 41 faz pompowania z regulowaną szybkością pompowania, dozowanymi objętościami i cyklami wytłaczania</td></tr><tr><td>Kąpiel ultradźwiękowa</td><td>Fisher Scientific</td><td>CPX2800</td><td>Łaźnia ultradźwiękowa z regulacją temperatury z programowalną funkcją do zastosowań odgazowujących i ultradźwiękowych</td></tr><tr><td>Piec próżniowy</td><td>Thermo Scientific</td><td>3608</td><td>Piekarnik próżniowy o pojemności 0,7 stopy sześciennej z wbudowanym termostatem górnego limitu chroni przed przegrzaniem</td></tr><tr><td>Mieszalnik wirowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-215-414</td><td>Zmienna prędkość, sterowanie analogowe, które umożliwia rozruch przy niskich obrotach w celu delikatnego wstrząsania lub szybkie mieszanie w celu energicznego wirowania próbek</td></tr></tbody></table>

spektroskopia neutronowego echa spinowego jako unikalna sonda do badania dynamiki błony lipidowej i interakcji błona-białko

Neutron Spin Echo Spectroscopy as a Unique Probe for Lipid Membrane Dynamics and Membrane-Protein Interactions

Dwuwarstwy lipidowe tworzą główną matrycę błon komórkowych i są główną platformą wymiany składników odżywczych, interakcji białko-błona i pączkowania wirusów, wśród innych ważnych procesów komórkowych. Aby zapewnić wydajną aktywność biologiczną, błony komórkowe powinny być wystarczająco sztywne, aby zachować integralność komórki i jej przedziałów, a jednocześnie wystarczająco płynne, aby umożliwić składnikom błony, takim jak białka i domeny funkcjonalne, dyfuzję i interakcję. Ta delikatna równowaga właściwości elastycznych i płynnych błon oraz ich wpływ na funkcje biologiczne wymaga lepszego zrozumienia zbiorowej dynamiki błony w mezoskopowych skalach długości i czasu kluczowych procesów biologicznych, np. deformacji błony i zdarzeń wiązania białek. Jedną z technik, które mogą skutecznie badać ten zakres dynamiczny, jest spektroskopia neutronowego echa spinowego (NSE). W połączeniu z etykietowaniem deuterem, NSE może być używany do bezpośredniego dostępu do wahań gięcia i grubości, a także mezoskopowej dynamiki wybranych cech membrany. Niniejszy artykuł zawiera krótki opis techniki NSE i nakreśla procedury przeprowadzania eksperymentów NSE na błonach liposomalnych, w tym szczegóły dotyczące przygotowania próbek i schematów deuteracji, wraz z instrukcjami dotyczącymi zbierania i redukcji danych. W artykule przedstawiono również metody analizy danych wykorzystywane do wyodrębniania kluczowych parametrów membrany, takich jak moduł sztywności przy zginaniu, moduł ściśliwości obszarowej i lepkość w płaszczyźnie. Aby zilustrować biologiczne znaczenie badań NSE, omówiono wybrane przykłady zjawisk błonowych badanych przez NSE, a mianowicie wpływ dodatków na sztywność zginania błony, wpływ tworzenia domen na fluktuacje błony oraz dynamiczną sygnaturę interakcji błona-białko.

Badania NSE dotyczące fluktuacji zginania są zazwyczaj wykonywane w zakresie Q ~ (0,04 - 0,2) Å-1. Ten zakres Q odpowiada pośrednim skalom długości między grubością membrany a promieniem liposomalnym, gdzie dominuje dynamika zginania. Pomiar w rozszerzonym zakresie Q może zapewnić dostęp do dodatkowych trybów dynamicznych, w tym dyfuzji liposomalnej i dynamiki wewnątrzbłonowej. Aby uzyskać więcej informacji na temat krzyżowania się dynamiki membranowej, do której dostęp ma NSE, zapoznaj się z odpowiednimi publ...

Ten artykuł opisuje protokoły przygotowania próbek, redukcji danych i analizy danych w badaniach neutronowego echa spinowego (NSE) błon lipidowych. Rozsądne znakowanie lipidów deuterem umożliwia dostęp do różnych dynamik błon w mezoskopowych skalach długości i czasu, w których zachodzą ważne procesy biologiczne.

Spektroskopia neutronowego echa spinowego jako unikalna sonda do badania dynamiki błony lipidowej i interakcji błona-białko

Lipid bilayers form the main matrix of cell membranes and are the primary platform for nutrient exchange, protein-membrane&#160;interactions, and viral ...

Protokół ten opisuje przygotowanie próbki i redukcję danych wymaganych do udanych badań echa spinowego neutronów zbiorowych fluktuacji błon mających znaczenie dla funkcji biologicznych i praktycznych zastosowań błon lipidowych. NSE ma bezpośredni dostęp do dynamiki błony w nanosekundowych skalach czasowych kluczowych funkcji błony z unikalną zaletą czułości izotopowej do sondowania selektywnych cech błony niedostępnych przy użyciu innych technik. Badania dynamiki błon w nanoskali są niezbędne do zrozumienia właściwości błony leżących u podstaw mechanizmu molekularnego oraz interakcji błona-białko związanych z różnymi patologiami komórkowymi.Metoda ta zapewnia naukowcom nowym w NSE szczegółowe wytyczne dotyczące projektowania, przygotowywania i charakteryzowania pęcherzyków lipidowych do udanych eksperymentów oraz późniejszej analizy i interpretacji redukcji danych. Procedurę zademonstrują Teshani Kumarage i Julie Nguyen, doktorantka i studentka studiów licencjackich z laboratorium. Pracując wewnątrz okapu, przygotuj zawiesinę lipidową, rozpuszczając dokładnie zważone lipidy w jednym mililitrze rozpuszczalnika z ręcznym mieszaniem.Osuszyć roztwór lipidów, delikatnie wtłaczając gaz obojętny do fiolki, powoli obracając ją pod kątem. Aby dokładnie usunąć resztki rozpuszczalnika, umieść fiolki na noc w piecu próżniowym w temperaturze 35 stopni Celsjusza. Następnego dnia uwodnić warstwę lipidową dwoma mililitrami ciężkiej wody, aby uzyskać stężenie lipidów 50 miligramów na mililitr i wirować uwodnioną zawiesinę lipidową, aż do całkowitego rozpuszczenia filmu lipidowego.Następnie wykonaj pięć cykli zamrażania i rozmrażania, przechowując fiolkę z uwodnioną zawiesiną lipidową w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza do momentu zamrożenia. A następnie przeniesienie go do łaźni wodnej o temperaturze 35 stopni Celsjusza w celu rozmrożenia zawiesiny lipidowej. Rozmrożoną zawiesinę należy zmieszać do uzyskania jednorodnej konsystencji przed przejściem do następnego cyklu.Przed rozpoczęciem eksperymentu zmontuj konfigurację ekstrudera za pomocą membrany poliwęglanowej między dwoma wspornikami membrany i dodaj dwa filtry papierowe z każdej strony, aby zapewnić dodatkowe wsparcie. Użyj hermetycznych szklanych strzykawek, aby nawodnić membranę poliwęglanową, kilkakrotnie przepuszczając 0,3 mililitra ciężkiej wody przez zespół membrany. Po uwodnieniu membrany włóż jednomililitrową gazoszczelną strzykawkę z przygotowanym mlecznobiałym roztworem lipidów do jednego końca, a pustą strzykawkę do przeciwległego końca aparatu wytłaczarki.Po podłączeniu strzykawek umieść zespół w bloku ekstrudera. Zaprogramuj pompę, przytrzymując przycisk Rate, aby wprowadzić szybkość wytłaczania i naciśnij przycisk Średnica, aby wprowadzić średnicę strzykawki. Następnie naciskaj przycisk Wycofaj, aż lampka się włączy.Naciśnij przycisk start i poczekaj, aż próbka zacznie nalewać się do pustej strzykawki. Naciśnij przycisk Stop tuż przed całkowitym opróżnieniem strzykawki z próbką. Zapisz dozowaną objętość, a następnie przytrzymaj przycisk Rate, aż na ekranie pojawi się faza pierwsza.Trzymając kontrolkę Wycofanie wyłączoną, naciśnij przycisk głośności, aby wprowadzić nagraną wcześniej dozowaną objętość. Naciśnij ponownie przycisk Rate (Stawka) i użyj strzałki w górę w prawo, aby przejść do fazy drugiej. Naciśnij przycisk głośności, aby wprowadzić tę samą wartość dozowanej objętości, która została zapisana wcześniej.W tej fazie naciskaj przycisk Wycofaj, aż zaświeci się kontrolka Wycofaj. Powtórz cykl dla fazy trzeciej, naciskając przycisk głośności, aż na ekranie pojawi się LP:SE i ustaw go na 20. Na koniec naciśnij przycisk Rate, przejdź do fazy czwartej i naciśnij przycisk głośności, aby przejść do funkcji Stop i zakończyć konfigurację pompy.Po zaprogramowaniu pompy naciśnij Start, aby rozpocząć cykl wytłaczania. Wykonaj od 15 do 20 cykli wytłaczania przed zebraniem przezroczystej opalowej niebieskiej ekstrudowanej zawiesiny lipidowej w czystej fiolce do pomiarów. Otwórz oprogramowanie DAVE i wybierz opcję redukuj dane NSE z menu Data Reduction (Redukcja danych).Prześlij pliki danych dla różnych wartości Q za pomocą opcji Otwórz pliki echo z menu plików. Przesłane pliki pojawią się w dostępnych zestawach danych. Kliknij prawym przyciskiem myszy wybrany plik i oznacz go zgodnie z pomiarem, któremu odpowiada, takim jak próbka, komórka lub rozdzielczość.Korzystając z karty Zbiór danych, pogrupuj piksele detektora w 2 x 2, aby poprawić stosunek sygnału do szumu. Zastosuj to samo kategoryzowanie do wszystkich plików Rozdzielczość, Komórka i Próbka. Sprawdź dane we wszystkich grupach pikseli i zamaskuj te, które mają słabe sygnały, naciskając End na klawiaturze.Naciśnij Enter, aby uzyskać dostęp do wyskakującego okienka i zastosować tę samą maskę do wszystkich czterech razy. Zamaskowane piksele zmienią kolor na zielony. Upewnij się, że zebrane dane mają postać sygnału echa.Rozpocznij dopasowywanie pliku rozdzielczości z listy przesłanych plików, klikając prawym przyciskiem myszy żądany plik i wybierając z menu podręcznego Operacje dopasowania, Rozdzielczość dopasowania echa. Upewnij się, że pasowania sygnałów echa dają rozsądne parametry dopasowania. Aby sprawdzić błąd skojarzony z każdym parametrem dopasowania w całym detektorze, wybierz opcję Opcje obrazu, a następnie wybierz interesujący Cię parametr dopasowania.Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy obraz detektora, aby uzyskać dostęp do wyskakującego okienka z mapą paska błędów. Jeśli dopasowanie do określonego piksela jest niezadowalające, ponownie nałóż sygnał na ten piksel, zaznaczając go, naciskając kartę Dopasowanie, a następnie naciskając przycisk Dopasuj piksel. Wprowadź nowe parametry początkowe dla fazy i okresu w zakładce Dopasowanie.Zmniejsz przykładowy plik, wybierając odpowiedni plik z listy przekazanych i oznaczonych plików. Sprawdź wszystkie piksele i zamaskuj te słabe, jak opisano powyżej. Następnie kliknij plik prawym przyciskiem myszy i wybierz Operacje dopasowania, Fazy importu.W przypadku pliku rozdzielczości dopasuj sygnały echa zgodnie z wcześniejszym opisem z niezmienionymi wartościami okresu, a punkt fazy echa zaimportowany z rozdzielczości pasuje. Wprowadź środek belki dla wszystkich plików danych, uzyskując dostęp do karty Ogólne i wprowadzając wartości środka belki X i Y zarejestrowane w eksperymencie. Po zakończeniu pasowań oblicz znormalizowaną funkcję rozpraszania pośredniego, klikając prawym przyciskiem myszy żądany plik próbki z listy dopasowanych plików i wybierając Oblicz I z Q z menu podręcznego.Wprowadź wymagane informacje dotyczące rozdzielczości i plików komórek oraz liczby łuków Q w wyskakującym okienku, a następnie naciśnij OK, aby wyświetlić wyniki. Zauważ, że dane w kolorze cyjanu pokazują słaby sygnał z powodu efektów krawędzi detektora i powinny zostać wyeliminowane podczas kompilowania różnych zestawów danych Q. Na koniec zapisz zredukowane zestawy danych jako pliki ASCII i zapisz całą sesję jako projekt DAVE w żądanym folderze.W niniejszej pracy przeprowadzono pomiary NSE próbek liposomalnych przygotowanych przy użyciu różnych schematów deuteracji. Pomiary NSE fluktuacji zginania błony wykonuje się na liposomach w pełni kontrastowych. Ten schemat deuteracji powoduje dużą różnicę długości rozpraszania między rdzeniem membrany a środowiskiem deuterowanego płynu, znacznie wzmacniając sygnał rozpraszania z błon liposomalnych i poprawiając statystyki pomiarowe dynamiki zginania.Z drugiej strony, pomiary NSE fluktuacji grubości błony liposomów wykazują odchylenia względem Q do trzeciej zależności fluktuacji zginania. Aby wyizolować sygnał fluktuacji grubości, uzyskany sygnał jest dzielony przez Q do trzeciej, a nadmierna dynamika jest dopasowywana do funkcji Lorentza w Q. Ta metoda jest uzależniona od dobrej jakości danych, które są bardziej osiągalne w przypadku próbek o wysokich stężeniach i silnych sygnałach rozpraszania. Dynamika badana przez NSE może być synergistycznie badana za pomocą relaksometrii deuteru NMR i symulacji molekularno-dynamicznych, aby zilustrować, w jaki sposób molekularne struktury lipidowe i motywy upakowania wpływają na funkcje błony.Badania NSE nad błonami lipidowymi rzucają nowe światło na biofizykę błon, skomplikowane relacje struktury i dynamiki błony oraz ich wpływ na funkcje błony i interakcje błona-białko.

neutron-spin-echo-spectroscopy-as-unique-probe-for-lipid-membrane

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ten artykuł opisuje metody znakowania spinów kierowanych przez miejsce i odtwarzania pentamerycznych kanałów bramkowanych ligandem do badań elektronowego rezonansu paramagnetycznego. Protokół ten można dostosować do dowolnego białka błonowego. Opisana tutaj metoda rekonstytucji może być również stosowana do pomiarów patch-clamp prądów makroskopowych i jednokanałowych w zdefiniowanym układzie lipidowym.

Znakowanie spinowe skierowane w miejscu i badania spektroskopowe EPR kanałów jonowych bramkowanych ligandem pentamierycznym

Wiele białek spełnia swoją funkcję, gdy są przyczepione do powierzchni błony. Wiązanie białek zewnętrznych na błonach nanodysków można pośrednio zobrazować za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej. Pokazujemy, że charakterystyczne układanie (rouleau) nanodysków indukowane przez fosforungmian sodu o ujemnym barwieniu jest zapobiegane przez wiązanie białka zewnętrznego.

Metoda wizualizacji i analizy białek oddziałujących z błoną za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej

Ten protokół pokazuje, jak uzyskać model ab initio o niskiej rozdzielczości i szczegóły strukturalne białka błonowego rozpuszczonego przez detergent w roztworze przy użyciu rozpraszania neutronów pod małym kątem z dopasowaniem kontrastowym detergentu.

Detergent z dopasowaniem kontrastu w eksperymentach z rozpraszaniem neutronów pod małym kątem do analizy strukturalnej białek błonowych i modelowania ab initio

Tutaj prezentujemy protokół do badania molekularnego mechanizmu translokacji protonów przez błony lipidowe pojedynczych liposomów, używając cytochromu bo3 jako przykładu. Łącząc elektrochemię i mikroskopię fluorescencyjną, zmiany pH w świetle pojedynczych pęcherzyków, zawierających jeden lub wiele enzymów, mogą być wykrywane i analizowane indywidualnie.

Pomiary pojedynczych liposomów do badania enzymów błonowych pompujących protony przy użyciu elektrochemii i mikroskopii fluorescencyjnej

Obecny protokół opisuje metody badania struktury i dynamiki dwóch modelowych białek, które odgrywają ważną rolę w zdrowiu człowieka. Technika ta łączy laboratoryjną charakterystykę biofizyczną ze spektroskopią echa spinowego neutronów, aby uzyskać dostęp do dynamiki w skalach czasu i długości istotnych dla ruchów międzydomenowych białek.

Badanie dynamiki białek za pomocą spektroskopii neutronowego echa spinowego

Ten protokół przedstawia wykorzystanie środowiska próbek o zatrzymanym przepływie do szybkiego mieszania wielu płynnych roztworów in situ podczas pomiaru rozpraszania neutronów pod małym kątem oraz do badania procesów kinetycznych w skali nanometrowej i drugiej skali czasowej.

Pomiar ewolucji w czasie materiałów w nanoskali z zatrzymanym przepływem i rozpraszaniem neutronów pod małym kątem

Ten protokół opisuje oparte na iSCAT przetwarzanie obrazów i śledzenie pojedynczych cząstek, które umożliwia jednoczesne badanie masy cząsteczkowej i dyfuzyjnego zachowania makrocząsteczek oddziałujących z błonami lipidowymi. Instrukcje krok po kroku dotyczące przygotowania próbki, konwersji masy na kontrast, akwizycji filmu i obróbki końcowej są dostępne wraz ze wskazówkami, aby zapobiec potencjalnym pułapkom.

Śledzenie cząstek czułych na masę w celu scharakteryzowania dynamiki makrocząsteczek związanych z błoną

Spektroskopia wstecznego rozpraszania neutronów oferuje nieniszczący i wolny od znaczników dostęp do dynamiki ps-ns białek i wody do ich hydratacji. Przebieg pracy przedstawiono w dwóch badaniach nad białkami amyloidowymi: nad czasowo-rozdzielczą dynamiką lizozymu podczas agregacji oraz nad dynamiką wody hydratacyjnej tau po tworzeniu włókien.

Spektroskopia neutronów o wysokiej rozdzielczości do badania dynamiki pikosekund-nanosekund białek i wody hydratacyjnej

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak tworzyć próbki do śledzenia pojedynczego białka w dwuwarstwach lipidowych wspieranych w stałych. Wyjaśnia to także prosty mikroskop fluorescencyjny o czułości na pojedynczą cząsteczkę i szybkim płynności. Na koniec przedstawiamy procedurę wyodrębniania trajektorii pojedynczych białek.

Śledzenie pojedynczych białek w dwuwarstwach lipidowych za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej

Przedstawiono protokół eksperymentalny do składania, stymulacji elektrycznej i analizy kropli dwuwarstwy lipidowych zmodyfikowanych gramicydyną A. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływie jonowym i przewodnictwie pojedynczego kanału oraz odniesienie tych reakcji do zmian przypominających plasticzne zmiany w przewodnictwie jonowym w modelu błony inspirowanym synapsami elektrycznymi.

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem warstw dwubiegunowych interfejsu kropelkowego

Poznaj spektroskopię neutronowego echa spinowego do badania dynamiki błon lipidowych i ich interakcji z białkami. Metoda umożliwia analizę fluktuacji na skali nanosekundowej.

Spektroskopia neutronowego echa spinowego jako unikalna sonda do badania dynamiki błony lipidowej i interakcji błona-białko

Przeglądaj więcej filmów