Name: Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Poznaj modelowanie udaru u myszy metodą przejściowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu za pomocą filamentu. Protokół obejmuje monitorowanie przepływu krwi laserowym dopplerem oraz ocenę objętości zawału.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy wszystkim naszym partnerom z Konsorcjów ImmunoStroke (FOR 2879, Od komórek odpornościowych do odzyskiwania po udarze) za sugestie i dyskusje. Praca została sfinansowana przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Niemiecka Fundacja Badawcza) w ramach niemieckiej strategii doskonałości w ramach Monachijskiego Klastra Neurologii Systemowej (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) oraz w ramach grantów LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 i LL-112/1-1.

Eksperymenty opisane w tym filmie zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych, a protokoły zostały zatwierdzone przez niemieckie komitety rządowe (Regierung von Oberbayern, Monachium, Niemcy). Wykorzystano dziesięciotygodniowe samce myszy C57Bl/6J i trzymano je w kontrolowanej temperaturze (22 ± 2 °C), z 12-godzinnym okresem cyklu jasno-ciemnego i dostępem do granulowanego pokarmu i wody ad libitum.
1. Przygotowanie materiału i instrumentów
<ol>
	<li>Podłącz koc grzewczy, aby utrzymać temperaturę obszaru operacyjnego i temperaturę ciała myszy podczas znieczulenia w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Używaj nożyczek i kleszczyków w autoklawie, przygotuj 70% roztwór etanolu i przygotuj do użycia maść do oczu z dekspantenolu, kilka kawałków bawełny i pleciony szew poliestrowy powlekany 5-0. Przygotuj strzykawkę o pojemności 1 ml z 0,9% roztworem soli fizjologicznej (bez igły), aby utrzymać nawodnienie miejsca nacięcia zwierzęcia. Przygotuj gaz znieczulający (100%O2 + izofluran).</li>
	<li>Przygotuj uchwyt na laserową sondę dopplerowską, odcinając końcówkę końcówki pipety o pojemności 10 μl (o długości 3-5 mm). 
	UWAGA: Wszystkie narzędzia są sterylizowane za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami. Powierzchnie są również dezynfekowane przed i po zabiegu za pomocą mikrobiologicznego środka dezynfekującego w sprayu. Przed zabiegiem obszary otaczające głowę i klatkę piersiową myszy są dezynfekowane sprayem do dezynfekcji ran.</li>
</ol>
2. Przygotowanie laserowego Dopplera
<ol>
	<li>Wstrzyknąć środek przeciwbólowy myszy na 30 minut przed zabiegiem (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny, dootrzewnowo).</li>
	<li>Znieczulić mysz, umieszczając ją w komorze indukcyjnej z natężeniem przepływu izofluranu 4%, aż do ustania spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym z nosem w masce anestezjologicznej. Utrzymuj stężenie izofluranu na poziomie 4% przez kolejną minutę, a następnie zmniejsz je i utrzymuj na poziomie 2%.</li>
	<li>Ustaw powiązaną poduszkę grzewczą sterowaną sprzężeniem zwrotnym, aby utrzymać temperaturę ciała myszy na poziomie 37 °C i delikatnie włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę podczas zabiegów chirurgicznych.</li>
	<li>Nałóż maść do oczu z dekspantenolem na oba oczy.</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę i włosy wokół lewego oka i ucha 70% etanolem.</li>
	<li>Przetnij skórę głowy między lewym uchem a okiem (1 cm długości), aby odsłonić kość czaszki.</li>
	<li>Przetnij i wycofaj mięsień skroniowy, aby uwidocznić MCA pod czaszką.</li>
	<li>Przymocuj klejem zewnętrzną część końcówki przytrzymującej laserową sondę dopplerowską/włókno na górze lewego MCA za pomocą kleju. Następnie przyklej skórę, aby zamknąć ranę wokół uchwytu końcówki. Nałóż 2-3 krople kleju utwardzającego, aby przyspieszyć proces. Upewnij się, że laserowe włókno dopplerowskie nie jest przyklejone i można je łatwo wyjąć z uchwytu końcówki w dowolnym momencie.</li>
</ol>
3. Przejściowy model MCAo (okluzja)
<ol>
	<li>Obróć mysz do pozycji leżącej. Włóż pysk do stożka anestezjologicznego i przymocuj łapy taśmą.</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę i włosy otaczające klatkę piersiową i wykonaj 2-centymetrowe nacięcie w linii środkowej szyi.</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby rozsunąć skórę i gruczoły podżuchwowe. Użyj retraktorów, aby przytrzymać mięsień mostkowo-sutkowy, odsłonić pole operacyjne i znaleźć lewą tętnicę szyjną wspólną (CCA). Wypreparować CCA z tkanki łącznej i otaczających nerwów (bez uszkadzania nerwu błędnego) i wykonać przejściowe podwiązanie przed rozwidleniem.</li>
	<li>Rozciąć tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) i zawiązać stały węzeł w najbardziej dystalnej widocznej części. Umieść kolejny szew pod ECA, w pobliżu rozwidlenia i przygotuj luźny węzeł do późniejszego zastosowania.</li>
	<li>Wypreparuj tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) i umieść na niej klips mikronaczyniowy, 5 mm nad rozwidleniem. Upewnij się, że nie uszkodzisz nerwu błędnego.</li>
	<li>Wyciąć mały otwór w ECA między ciasnymi i luźnymi podwiązaniami; należy uważać, aby nie przeciąć całego ECA.</li>
	<li>Wprowadź filament i przesuń go w kierunku CCA. Dokręć luźne podwiązanie w ECA wokół światła, aby na krótko zabezpieczyć włókno w tej pozycji i uniknąć krwawienia podczas wyjmowania klipsa mikronaczyniowego.</li>
	<li>Zdejmij klips mikronaczyniowy i włóż filament przez ICA, aż do osiągnięcia początku MCA poprzez wykrycie gwałtownego zmniejszenia (>80%) przepływu krwi w mózgu, mierzonego za pomocą laserowego Dopplera. Zamocuj filament w tej pozycji, dalej zaciskając węzeł wokół ECA. 
	UWAGA: Gdy filament porusza się w odpowiednim kierunku, przesuwa się płynnie i nie należy zaobserwować żadnego oporu.</li>
	<li>Rejestruj wartości laserowego Dopplera przed i po włożeniu filamentu.</li>
	<li>Usuń retraktor i przenieś mięsień mostkowo-sutkowy i gruczoły podżuchwowe przed zszyciem rany. Wyjąć laserową sondę dopplerowską i umieścić zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 °C na 1 godzinę (do momentu usunięcia filamentu).</li>
</ol>
4. Przejściowy model MCAo (reperfuzja)
<ol>
	<li>Znieczulić mysz, umieszczając ją w komorze indukcyjnej z natężeniem przepływu izofluranu 4%, aż do ustania spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.</li>
	<li>Nałóż maść do oczu z dekspantenolem na oba oczy.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym z pyskiem w masce anestezjologicznej. Utrzymuj stężenie izofluranu na poziomie 4% przez kolejną minutę, a następnie zmniejsz je i utrzymuj na poziomie 2%. Przymocuj łapy zwierzęcia taśmą.</li>
	<li>Włóż laserową sondę dopplerowską do uchwytu sondy.</li>
	<li>Usuń szew rany, użyj kleszczy, aby rozsunąć skórę i gruczoły podżuchwowe. Użyj retraktorów, aby delikatnie naciągnąć mięsień mostkowo-sutkowy i odsłonić pole operacyjne.</li>
	<li>Poluzuj szew ECA, który napina włókno, i delikatnie pociągnij włókno. Unikaj uszkodzenia powłoki silikonowo-gumowej filamentu podczas usuwania.</li>
	<li>Mocno zawiąż szew ECA.</li>
	<li>Potwierdź wzrost przepływu krwi w mózgu w laserowym urządzeniu Dopplera (>80% wartości początkowej przed reperfuzją).</li>
	<li>Rejestruj laserowe wartości Dopplera przed i po usunięciu filamentu.</li>
	<li>Otwórz przejściowe podwiązanie przed rozwidleniem z CCA.</li>
	<li>Usuń retraktor i przenieś mięsień mostkowo-sutkowy i gruczoły podżuchwowe przed zszyciem rany. Umieścić zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 °C na 1 godzinę w celu wyzdrowienia ze znieczulenia.</li>
	<li>Po wyzdrowieniu umieść myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.</li>
	<li>Opiekuj się zwierzętami, dodając mokre granulki karmy i hydrożel na małych szalkach Petriego na podłodze klatki do 3 dnia po operacji.</li>
	<li>Analgezję należy wstrzykiwać co 12 godzin przez 3 dni po zabiegu (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny).</li>
</ol>
5. Działanie pozorowane
<ol>
	<li>Wykonaj wszystkie procedury opisane powyżej, w tym podwiązanie tętnic i wprowadzenie filamentu (kroki 1-3.7).</li>
	<li>Wyjmij filament natychmiast po jego włożeniu. Następnie umieść zwierzę w komorze rekonwalescencji na 1 godzinę.</li>
	<li>Umieść zwierzę ponownie w obszarze operacyjnym i usuń przejściowe podwiązanie CCA, aby zapewnić całkowite przywrócenie przepływu krwi w mózgu.</li>
	<li>Zszyć ranę i umieścić zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 °C na 1 godzinę, aby doszło do siebie po znieczuleniu. Po wyzdrowieniu umieść myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.</li>
	<li>Opiekuj się zwierzętami, dodając mokre granulki karmy i hydrożel na małych szalkach Petriego na podłodze klatki do 3 dnia po zabiegu.</li>
	<li>Analgezję należy wstrzykiwać co 12 godzin przez 3 dni po zabiegu (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny).</li>
</ol>
6. Neuroscore
<ol>
	<li>Wykonuj Neuroscore zawsze o tej samej porze dnia i używaj ubrań chirurgicznych, aby utrzymać "neutralny zapach" między poszczególnymi chirurgami.</li>
	<li>Pozwól myszom odpocząć przez 30 minut w pomieszczeniu z "otwartą" klatką przed testem.</li>
	<li>Obserwuj każdą pozycję w Tabeli 1 i Tabeli 2 przez 30 sekund.</li>
</ol>
7. Perfuzja wewnątrzsercowa
<ol>
	<li>Przygotować strzykawkę o pojemności 20 ml zawierającą heparynę z solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (2 U/ml) i umieścić ją 1 m nad stołem, aby ułatwić perfuzję grawitacyjną. (OPCJONALNIE: Przeprowadzić perfuzję wewnątrzsercową z 4% paraformaldehydem (PFA) za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml zawierającej 4% PFA w PBS, pH 7,4).</li>
	<li>Wstrzyknąć docierzowo 100 μl ketaminy i ksylazyny (odpowiednio 120 i 16 mg/kg masy ciała). Odczekaj 5 minut i potwierdź ustanie spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.</li>
	<li>Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj powierzchnię brzucha 70% etanolem.</li>
	<li>Wykonaj 3-centymetrowe nacięcie w jamie brzusznej; przetnij przeponę, żebra i mostek, aby całkowicie uwidocznić serce.</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku i wprowadź kaniulę perfuzyjną do lewej komory.</li>
	<li>Wykonać perfuzję z 20 ml PBS-heparyny.</li>
	<li>Po perfuzji odetnij głowę zwierzęciu i usuń mózg.</li>
	<li>Zamrozić mózg na sproszkowanym suchym lodzie i przechowywać w temperaturze -80 °C do dalszego użycia.</li>
</ol>
8. Wolumetria zawału
<ol>
	<li>Do kriosekcji użyj kriostatu, aby pociąć mózgi na sekcje o grubości 20 μm co 400 μm. Umieść sekcje na szkiełkach i przechowuj je w temperaturze -80 °C do czasu użycia.</li>
	<li>Barwienie fioletem krezylowym (CV)
	<ol>
		<li>Przygotować roztwór barwiący, mieszając i ogrzewając (60 °C) 0,5 g octanu CV w 500 mlH2O, aż do rozpuszczenia kryształów. Po ostygnięciu roztworu przechowuj go w ciemnej butelce. Podgrzej do 60 °C i przefiltruj przed każdym użyciem.</li>
		<li>Pozostaw szkiełka do wyschnięcia w temperaturze pokojowej na 30 minut. Zanurz je w 95% etanolu na 15 minut, w 70% etanolu na 1 minutę, a następnie w 50% etanolu na 1 minutę.</li>
		<li>Zanurz szkiełka w wodzie destylowanej na 2 minuty, odśwież wodę destylowaną i umieść szkiełka w wodzie na 1 minutę. Następnie zanurz szkiełka w podgrzanym roztworze barwiącym na 10 minut w temperaturze 60 °C. Umyj szkiełka dwukrotnie w wodzie destylowanej na 1 minutę.</li>
		<li>Zanurz szkiełka w 95% etanolu na 2 minuty. Umieść je w 100% etanolu na 5 minut; odśwież 100% etanol i ponownie umieść szkiełka w etanolu na 2 minuty. Następnie przykryj szkiełka medium montażowym.</li>
		<li>Analiza (<silna klasa="xfig">Rysunek 4C)
		<ol>
			<li>Zeskanuj szkiełka i przeanalizuj objętość pośredniego zawału za pomocą metody Swansona12, aby skorygować obrzęk, używając następującego równania: 
			(Obszar niedokrwienny) = (obszar niedokrwienny)-((półkula ipsilateralna)-(półkula przeciwległa))</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Stroke.</a> Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).</li>
<li>O'Collins, V. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((1%2C026+experimental+treatments+in+acute+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">1,026 experimental treatments in acute stroke.</a> Annals of Neurology. 59 (3), 467-477 (2006).</li>
<li>Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infarct+volume+quantification+in+mouse+focal+cerebral+ischemia%3A+a+comparison+of+triphenyltetrazolium+chloride+and+cresyl+violet+staining+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques.</a> Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).</li>
<li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+rat+model+of+thrombotic+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">A new rat model of thrombotic focal cerebral ischemia.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 17 (2), 123-135 (1997).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+focal+stroke%3A+size%2C+mechanism%2C+and+purpose%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroRx%22%5BJournal%5D)">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).</li>
<li>Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice+-+middle+cerebral+artery+occlusion+with+the+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).</li>
<li>Dirnagl, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+concerted+appeal+for+international+cooperation+in+preclinical+stroke+research%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research.</a> Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).</li>
<li>McNutt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Journals+unite+for+reproducibility%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Journals unite for reproducibility.</a> Science. 346 (6210), 679(2014).</li>
<li>Llovera, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Results+of+a+preclinical+randomized+controlled+multicenter+trial+%28pRCT%29%3A+Anti-CD49d+treatment+for+acute+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia.</a> Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).</li>
<li>Llovera, G., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+next+step+in+translational+research%3A+lessons+learned+from+the+first+preclinical+randomized+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial.</a> Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).</li>
<li>Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Racial+differences+in+the+early+detection+of+breast+cancer+in+metropolitan+Detroit%2C+1978+to+1987%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987.</a> Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).</li>
<li>Lourbopoulos, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inadequate+food+and+water+intake+determine+mortality+following+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2084-2097 (2017).</li>
<li>Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monofilament+intraluminal+middle+cerebral+artery+occlusion+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurological+Research%22%5BJournal%5D)">Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse.</a> Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).</li>
<li>Jackman, K., Kunz, A., Iadecola, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+focal+cerebral+ischemia+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Modeling focal cerebral ischemia in vivo.</a> Methods in Molecular Biology. 793, 195-209 (2011).</li>
<li>Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhalational+anesthetics+as+neuroprotectants+or+chemical+preconditioning+agents+in+ischemic+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).</li>
<li>Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+intraluminal+MCAO%3A+cerebral+infarct+evaluation+by+cresyl+violet+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (69), e4038(2012).</li>
<li>Rha, J. H., Saver, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+recanalization+on+ischemic+stroke+outcome%3A+a+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The impact of recanalization on ischemic stroke outcome: a meta-analysis.</a> Stroke. 38 (3), 967-973 (2007).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+filament+occlusion+of+the+middle+cerebral+artery+in+rats%3A+does+the+reperfusion+method+matter+24+hours+after+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transient filament occlusion of the middle cerebral artery in rats: does the reperfusion method matter 24 hours after perfusion.</a> BMC Neuroscience. 13, 154(2012).</li>
<li>Sommer, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+stroke%3A+experimental+models+and+reality%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Ischemic stroke: experimental models and reality.</a> Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).</li>
<li>Jones, B. J., Roberts, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rotarod+suitable+for+quantitative+measurements+of+motor+incoordination+in+naive+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn-Schmiedebergs+Archiv+f%C3%BCr+Experimentelle+Pathologie+und+Pharmakologie%22%5BJournal%5D)">A rotarod suitable for quantitative measurements of motor incoordination in naive mice.</a> Naunyn-Schmiedebergs Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 259 (2), 211(1968).</li>
<li>Bouet, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+adhesive+removal+test%3A+a+sensitive+method+to+assess+sensorimotor+deficits+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">The adhesive removal test: a sensitive method to assess sensorimotor deficits in mice.</a> Nature Protocols. 4 (10), 1560-1564 (2009).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+test+for+detecting+long-term+sensorimotor+dysfunction+in+the+mouse+after+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A test for detecting long-term sensorimotor dysfunction in the mouse after focal cerebral ischemia.</a> Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 207-214 (2002).</li>
<li>Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS+plasticity+and+assessment+of+forelimb+sensorimotor+outcome+in+unilateral+rat+models+of+stroke%2C+cortical+ablation%2C+parkinsonism+and+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">CNS plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury.</a> Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).</li>
<li>Roth, S., Yang, J., Cramer, J., Malik, R., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+cytokine-induced+sickness+behavior+after+ischemic+stroke+by+an+optimized+behavioral+assessment+battery%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Detection of cytokine-induced sickness behavior after ischemic stroke by an optimized behavioral assessment battery.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 91, 668-672 (2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych sprzecznych interesów, które mogliby ujawnić.

Niniejszy protokół opisuje eksperymentalny model udaru mózgu oparty na konsensusie niemieckiego wieloośrodkowego konsorcjum badawczego ("ImmunoStroke") w celu ustanowienia standaryzowanego przejściowego modelu MCAo. Przejściowy model MCAo ustanowiony przez wprowadzenie włókna pokrytego silikonem przez ECA do początku MCA jest jednym z najczęściej stosowanych modeli udaru w celu uzyskania reperfuzji tętniczej po określonym okresie okluzji. W związku z tym procedurę tę można uznać za model udaru istotny z punktu widzenia t...

Udar mózgu jest jedną z najczęstszych przyczyn śmierci i niepełnosprawności na całym świecie. Chociaż istnieją głównie dwie różne formy udaru, niedokrwienny i krwotoczny, 80–85% wszystkich przypadków udaru to udar niedokrwienny1. Obecnie dla pacjentów z udarem niedokrwiennym dostępne są tylko dwie metody leczenia: leczenie farmakologiczne rekombinowanym tkankowym aktywatorem plazminogenu (rtPA) lub trombektomia mechaniczna. Jednak ze względu na wąskie okno czasowe terapii i wiele kryteriów wykluczenia, tylko wybrana liczba pacjentów może skorzystać z tych konkretnych opcji leczenia. W ciągu ostatnich dwóch dekad badania przedkliniczne i translacyjne nad udarem mózgu koncentrowały się na badaniu podejść neuroprotekcyjnych. Jednak wszystkie związki, które do tej pory przeszły badania kliniczne, nie wykazały żadnej poprawy u pacjenta2. 
Ponieważ modele in vitro nie są w stanie dokładnie odtworzyć wszystkich interakcji mózgowych i patofizjologicznych mechanizmów udaru, modele zwierzęce są kluczowe dla przedklinicznych badań nad udarem. Jednak naśladowanie wszystkich aspektów udaru niedokrwiennego u ludzi w jednym modelu zwierzęcym nie jest wykonalne, ponieważ udar niedokrwienny jest bardzo złożoną i niejednorodną chorobą. Z tego powodu z biegiem czasu u różnych gatunków opracowano różne modele udaru niedokrwiennego. Fotozakrzepica tętniczek mózgowych lub trwałe dystalne zamknięcie tętnicy środkowej mózgu (MCA) są powszechnie stosowanymi modelami, które wywołują małe i lokalnie zdefiniowane zmiany w korze nowej3,4. Oprócz tego najczęściej stosowanym modelem udaru jest prawdopodobnie tak zwany "model filamentu", w którym uzyskuje się przejściową okluzję MCA. Model ten polega na przejściowym wprowadzeniu włókna szwu do początku MCA, co prowadzi do nagłego zmniejszenia przepływu krwi w mózgu, a następnie dużego zawału podkorowych i korowych obszarów mózgu5. Chociaż większość modeli udarowych naśladuje okluzje MCA 6, "model filamentu" umożliwia precyzyjne wyznaczenie czasu niedokrwienia. Reperfuzja przez usunięcie włókien naśladuje ludzki scenariusz kliniczny przywracania przepływu krwi w mózgu po spontanicznej lub terapeutycznej (rtPA lub trombektomia mechaniczna) lizie skrzepu. Do tej pory opisano różne modyfikacje tego "modelu filamentu". W najpowszechniejszym podejściu, po raz pierwszy opisanym przez Longa i wsp. w 19895, filament pokryty silikonem jest wprowadzany przez tętnicę szyjną wspólną (CCA) do początku klasy MCA<sup="xref">7. Chociaż jest to szeroko stosowane podejście, model ten nie pozwala na całkowite przywrócenie przepływu krwi podczas reperfuzji, ponieważ CCA jest trwale podwiązane po usunięciu włókna.
W ciągu ostatniej dekady, coraz więcej grup badawczych było zainteresowanych modelowaniem udaru mózgu u myszy za pomocą tego "modelu filamentu". Jednak znaczna zmienność tego modelu i brak standaryzacji procedur to tylko niektóre z powodów dużej zmienności i słabej odtwarzalności dotychczas zgłoszonych wyników eksperymentalnych i odkryć naukowych2, 8. Potencjalną przyczyną obecnego "kryzysu replikacji", odnoszącego się do niskiej odtwarzalności wśród laboratoriów badawczych, jest nieporównywalna liczba zawałów udarowych między grupami badawczymi stosującymi tę samą metodologię eksperymentalną9. W rzeczywistości, po przeprowadzeniu pierwszego przedklinicznego, randomizowanego, kontrolowanego wieloośrodkowego badania klinicznego10, byliśmy w stanie potwierdzić, że brak wystarczającej standaryzacji tego eksperymentalnego modelu udaru mózgu i późniejszych parametrów końcowych był główną przyczyną niepowodzenia odtwarzalności w badaniach przedklinicznych między niezależnymi laboratoriami11. Te drastyczne różnice w wynikających rozmiarach zawałów, pomimo stosowania tego samego modelu udaru, stanowią uzasadnione zagrożenie nie tylko dla badań potwierdzających, ale także dla współpracy naukowej ze względu na brak solidnych i odtwarzalnych modeli.
W świetle tych wyzwań, naszym celem było opracowanie i szczegółowe opisanie procedury dla standardowego przejściowego modelu MCAo, który jest używany do wspólnych wysiłków badawczych w ramach konsorcjum badawczego "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/). Konsorcjum to ma na celu zrozumienie interakcji mózg-układ odpornościowy leżących u podstaw mechanistycznych zasad powrotu do zdrowia po udarze. Ponadto przedstawiono histologiczne i pokrewne metody funkcjonalne analizy wyników udaru. Wszystkie metody oparte są na ustalonych standardowych procedurach operacyjnych stosowanych we wszystkich laboratoriach badawczych konsorcjum ImmunoStroke.

<table><tbody><tr><td>45& rampa</td><td>H& S Kunststofftechnik</td><td></td><td>wysokość: 18 cm</td></tr><tr><td>5/0 zagrożenie</td><td>Pearsalls</td><td>10C103000</td><td></td></tr><tr><td>5 mL Strzykawka</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kwas octowy</td><td>Sigma Life Science</td><td>695092</td><td></td></tr><tr><td>System anestezjologiczny do izofluranu</td><td>Dräger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen pomada</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57Bl/6J myszy</td><td>Charles </td> Ścisk do <td>000664</td><td></td>rzecznej</tr><tr><td></td><td>FST</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Klips</td><td>FST</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt klipsa</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Cotons</td><td>NOBA Verbondmitel Danz 974116</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiolet kresylowy</td><td>Sigma Life Science</td><td>C5042-10G</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Thermo Scientific CryoStarNX70</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>521005</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>522078</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 99%</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>ETO-5000-99-1</td><td></td></tr><tr><td>Filamenty</td><td>Doccol</td><td>602112PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Fine 45 kleszczyki kątowe</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze precyzyjne</td><td>FST</td><td>11252-23</td><td></td></tr><tr><td>Drobne nożyczki</td><td>FST</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Klej</td><td>Orechseln</td><td>BSI-112</td><td></td></tr><tr><td>Utwardzacz Klej</td><td>Drechseln & Mehr</td><td>BSI-151</td><td></td></tr><tr><td>Koc grzewczy</td><td>FHC DC Regulator</td><td></td><td></td>temperatury</tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbot</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Isopentane</td><td>Fluka</td><td>59070</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Inresa Arzneimittel GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laserowy Doppler</td><td>Perimed</td><td>PF 5010 LDPM, Periflux System 5000</td><td></td></tr><tr><td>Laserowa sonda dopplerowska</td><td>Perimed</td><td>91-00123</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami pH: 7,4</td><td>Apotheke Innestadt Uni München</td><td>P32799</td><td></td></tr><tr><td>Komora rekuperacji</td><td>Mediheat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roti-Histokit medium montażowe</td><td>Roth</td><td>6638.1</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór soli</td><td>Braun</td><td>131321</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Feather</td><td>02.001.30.011</td><td></td></tr><tr><td>Filamenty powlekane silikonem</td><td>Doccol</td><td>602112PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicropscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Plus Slides</td><td>Thermo Scientific</td><td>J1800AMNZ</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Nożyczki sprężynowe</td><td>FST</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Xylacine</td><td>Albrecht</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną

Modeling Stroke in Mice: Transient Middle Cerebral Artery Occlusion via the External Carotid Artery

Udar mózgu jest trzecią najczęstszą przyczyną śmiertelności i główną przyczyną nabytej niepełnosprawności dorosłych w krajach rozwiniętych. Do tej pory opcje terapeutyczne były ograniczone do niewielkiego odsetka pacjentów z udarem mózgu w ciągu pierwszych godzin po udarze. Nowatorskie strategie terapeutyczne są szeroko badane, zwłaszcza w celu wydłużenia okna terapeutycznego. Obecne badania obejmują badanie ważnych szlaków patofizjologicznych po udarze, takich jak stan zapalny po udarze, angiogeneza, plastyczność neuronów i regeneracja. W ciągu ostatniej dekady wzrosły obawy dotyczące słabej odtwarzalności wyników eksperymentalnych i ustaleń naukowych wśród niezależnych grup badawczych. Aby przezwyciężyć tak zwany "kryzys replikacji", pilnie potrzebne są szczegółowe, ustandaryzowane modele dla wszystkich procedur. W ramach prac konsorcjum badawczego "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/) zaproponowano standaryzowany mysi model przejściowej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo). Model ten pozwala na całkowite przywrócenie przepływu krwi po usunięciu włókna, symulując terapeutyczną lub spontaniczną lizę skrzepów, która występuje w dużej części udarów u ludzi. Procedura chirurgiczna tego modelu skoku "filamentu" i narzędzia do jego analizy funkcjonalnej są pokazane na załączonym filmie.

Model opisany w niniejszej pracy jest modyfikacją powszechnie stosowanego modelu udaru z użyciem „filamentu”, który polega na wprowadzeniu pokrytego silikonem filamentu przez tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) w celu przejściowego zablokowania ujścia tętnicy środkowej mózgu (MCA) (Rysunek 1). Po usunięciu filamentu trwale ustaje jedynie przepływ krwi w ECA, co umożliwia całkowitą rekanalizację tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) i tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA). Pozwala to na odpowiednią reperfuz...

Różne modele niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) są używane w eksperymentalnych badaniach nad udarem. W tym miejscu opisano eksperymentalny model udaru przejściowego MCAo przez tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA), który ma na celu naśladowanie udaru u człowieka, w którym skrzeplina naczyniowo-mózgowa jest usuwana w wyniku spontanicznej lizy skrzepu lub terapii.

Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną

Stroke is the third most common cause of mortality and the leading cause of acquired adult disability in developed countries. To date, therapeutic options ...

W opisanym tutaj modelu filamentu, całkowite przywrócenie przepływu krwi i jego rejestracja są wymogami zapewniającymi produktywny napływ wśród myszy, zwłaszcza w badaniach translacyjnych nad udarem. Model ten ma dwie główne zalety w porównaniu z innymi wcześniej opisanymi modelami skoków. Nie jest wymagana kraniotomia i uzyskuje się całkowitą reperfuzję naczynia krwionośnego.Model filamentu to złożona interwencja chirurgiczna polegająca na manipulacji procesami różnych tętnic. Wizualizacja i wyjaśnienie tego wszystkiego to małe, ale ważne kroki, które mogą przyspieszyć okres nauki neurochirurgów. Podłącz koc grzewczy, aby utrzymać temperaturę obszaru operacyjnego i temperaturę ciała myszy podczas znieczulenia na poziomie 37 stopni Celsjusza.Przygotuj nożyczki i kleszcze do autoklawu, 70% roztwór etanolu i maść do oczu z dekspantenolu i trzymaj kilka kawałków bawełny i plecionego szwu poliestrowego powlekanego Five O w gotowości do użycia. Przygotuj 0,9% roztwór soli fizjologicznej w jednomililitrowej strzykawce bez igły, aby utrzymać nawilżenie miejsca nacięcia. Przygotuj uchwyt na laserową sondę dopplerowską, przecinając końcówkę końcówki do pipety o pojemności 10 mikrolitrów.Gdy mysz zostanie całkowicie znieczulona, umieść ją w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym. Delikatnie włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę podczas zabiegów chirurgicznych. Po zdezynfekowaniu pola operacyjnego przeciąć tę skórę głowy między lewym uchem a okiem, aby odsłonić kość czaszki.Następnie przetnij i wycofaj mięsień skroniowy, aby uwidocznić wiele tętnic mózgowych lub MCA pod czaszką. Przymocuj zewnętrzną część końcówki przytrzymującej laserową sondę dopplerowską lub włókno na lewym MCA za pomocą kleju i zamknij skórę tak, aby skóra również została przyklejona. Nałóż dwie do trzech kropli kleju utwardzającego, aby przyspieszyć proces.Upewnij się, że laserowe włókno dopplerowskie nie jest przyklejone i można je łatwo wyjąć z uchwytu końcówki w dowolnym momencie. Obróć mysz do pozycji leżącej, a następnie włóż pysk do stożka anestezjologicznego i przymocuj łapy taśmą. Zdezynfekuj skórę i włosy otaczające klatkę piersiową i wykonaj dwucentymetrowe nacięcie w linii środkowej szyi.Użyj kleszczy, aby rozsunąć skórę, gruczoł podżuchwowy i mięsień mostkowo-sutkowy. Użyj retraktorów, aby odsłonić pole operacyjne i znaleźć lewą tętnicę szyjną wspólną lub CCA. Wypreparować CCA z tkanki łącznej i otaczających nerwów bez uszkadzania nerwu błędnego i wykonać przejściowe podwiązanie przed rozwidleniem.Wypreparuj tętnicę szyjną zewnętrzną lub ECA i zawiąż stały węzeł w najbardziej dystalnej widocznej części. Umieść kolejny szew pod ECA i blisko rozwidlenia, a następnie przygotuj luźny węzeł do późniejszego użycia. Wyciąć tętnicę szyjną wewnętrzną lub ICA i umieścić na niej klips mikronaczyniowy około pięciu milimetrów nad rozwidleniem.Upewnij się, że nie uszkodzisz nerwu błędnego. Następnie wyciąć mały otwór w ECA między ciasnymi i luźnymi podwiązaniami, uważając, aby nie przeciąć całego ECA. Wprowadź filament i przesuń go w kierunku CCA.Dokręć luźne podwiązanie w ECA wokół światła, aby chwilowo zabezpieczyć filament w tej pozycji. Zdejmowanie klipsa mikronaczyniowego i zapobieganie krwawieniu. Po wyjęciu klipsa mikronaczyniowego włóż filament przez ICA, aż do osiągnięcia początku MCA.Zamocuj filament w tej pozycji, dalej zaciskając węzeł wokół ECA. Rejestruj wartości laserowego Dopplera przed i po włożeniu filamentu. Usuń retraktor i przenieś mięsień mostkowo-sutkowy w gruczole podżuchwowym przed zszyciem rany.Wyjmij laserową sondę dopplerowską i umieść zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 stopni Celsjusza na godzinę. Umieść mysz w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym z pyskiem w masce anestezjologicznej, a następnie przymocuj łapy zwierzęcia taśmą. Włóż laserową sondę dopplerowską do uchwytu sondy.Usuń szew rany i użyj kleszczy, aby rozsunąć skórę, gruczoł podżuchwowy i mięsień mostkowo-sutkowy. Użyj retraktorów, aby odsłonić pole operacyjne. Poluzuj szew ECA, który napina filament i delikatnie pociągnij włókno.Unikaj uszkodzenia powłoki z gumy silikonowej filamentu podczas wyjmowania. Zapisz wartości laserowego Dopplera przed i po usunięciu filamentu. Mocno zawiąż szew ECA i potwierdź wzrost przepływu krwi w mózgu w laserowym urządzeniu Doppler.Otwórz przejściowe podwiązanie przed rozwidleniem z CCA, aby przywrócić pełny przepływ krwi. Usuń retraktor i przenieś mięsień mostkowo-sutkowy w gruczole podżuchwowym przed zszyciem rany. Następnie umieść zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 stopni Celsjusza na godzinę, aby doszło do siebie po znieczuleniu.Po wyzdrowieniu należy umieścić myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze i opiekować się zwierzętami, dodając mokre granulki karmy i hydrożel na małych szalkach Petriego na podłodze klatki i wstrzykując środek przeciwbólowy co 12 godzin do trzeciego dnia po operacji. Gdy przepływ krwi w CCA zostanie przywrócony po usunięciu włókna, następuje całkowita reperfuzja mózgu, co jest podobne do sytuacji obserwowanej po udanej trombektomii mechanicznej u ludzi. Zwierzęta po udarze mózgu wykazały znaczącą zmianę w złożonej i ogniskowej punktacji neurologicznej, ale nie w ogólnej punktacji neurologicznej w porównaniu ze zwierzętami pozorowanymi.Uzyskaną objętość zawału wykonano również za pomocą barwienia fioletowym krezolem koronalnych seryjnych odcinków mózgu 24 godziny po indukcji udaru. Obszar zmiany obejmuje korę somatosensoryczną i ruchową, a także struktury podkorowe, takie jak prążkowie. Średnia objętość zawału wynosiła od 61 do 62 milimetrów kwadratowych, co stanowiło 48% dotkniętej chorobą półkuli mózgu.Ważne jest, aby przeprowadzić odpowiednią sekcję CCA, ECA i RCA bez powodowania uszkodzenia sąsiedniej tkanki, zwłaszcza nerwu błędnego, aby uzyskać dobrą wizualizację wszystkich struktur i móc wprowadzić włókno i zatkać początek MCA.

modeling-stroke-mice-transient-middle-cerebral-artery-occlusion-via

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) jest najczęściej stosowanym modelem wśród eksperymentalnych modeli udaru niedokrwiennego. W niniejszym materiale szczegółowo zaprezentujemy cały model z wykorzystaniem laserowej flowmetrii dopplerowskiej oraz przedstawimy reprezentatywne wyniki.

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

W niniejszej pracy przedstawiono model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu u myszy. Zakres zawału mózgu oceniano za pomocą skali neurologicznej oraz barwienia fioletem krezylowym, który stanowi alternatywę dla barwienia TTC, oferując znaczącą zaletę w postaci możliwości równoległego badania wielu interesujących markerów.

Model mysi wewnątrzluminalnego MCAO: ocena zawału mózgu za pomocą barwienia fioletem krezylu

Ten film opisuje procedurę rozwoju przejściowego udaru mózgu w modelu mysim przy użyciu pokrytej silikonem okluzji tętnicy środkowej mózgu opartej na włóknach. Opracowany model naśladuje ludzki udar, pomagając w ten sposób w badaniu nowych strategii terapeutycznych w leczeniu udaru.

Model udaru przejściowego oparty na wprowadzeniu włókien: zabieg chirurgiczny mający na celu wykonanie niedrożności tętnicy środkowej mózgu w mózgu myszy

Różne mysie modele zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) są szeroko stosowane w eksperymentalnych badaniach mózgu. W tym miejscu demonstrujemy model przezczaszkowego stałego dystalnego MCAO, który powoduje konsekwentny zawał kory mózgowej o wielkości odpowiadającej uszkodzeniom spowodowanym przez większość udarów niedokrwiennych u ludzi.

Modelowanie udaru u myszy: trwała koagulacja dalszej tętnicy środkowej mózgu

Wewnątrzświateł okluzja włókien środkowej tętnicy mózgowej jest najczęściej używanym modelem in vivo eksperymentalnego udaru mózgu u gryzoni. Wykonuje się tutaj alternatywne podejście chirurgiczne umożliwiające naprawę tętnicy szyjnej wspólnej, które umożliwia reperfuzję tętnicy szyjnej wspólnej i pełną reperfuzję do obszaru tętnicy środkowej mózgu.

Niedrożność tętnicy środkowej mózgu umożliwiająca reperfuzję poprzez wspólną naprawę tętnicy szyjnej u myszy

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Poznaj modelowanie udaru u myszy metodą przejściowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu za pomocą filamentu. Protokół obejmuje monitorowanie przepływu krwi laserowym dopplerem oraz ocenę objętości zawału.

Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną

Przeglądaj więcej filmów