Name: Model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 30 s
Description: Poznaj model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego u myszy z obrazowaniem MRI. Ta metoda umożliwia weryfikację krwawienia i kwantyfikację objętości krwi dla dalszych analiz podgrup.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SL był wspierany przez Chińską Radę Stypendialną. KT był wspierany przez stypendium BIH-MD Berlińskiego Instytutu Zdrowia oraz Sonnenfeld-Stiftung. RX jest wspierany przez BIH-Charité Clinician Scientist Program, finansowany przez Charité -Universitätsmedizin Berlin i Berliński Instytut Zdrowia. Dziękujemy za wsparcie ze strony Niemieckiej Fundacji Badawczej (DFG) oraz Funduszu Publikacji Otwartego Dostępu Charité - Universitätsmedizin Berlin.

Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i przepisami określonymi przez Landesamt fuer Gesundheit und Soziales (LaGeSo) w Berlinie w Niemczech (G0063/18). W badaniu tym wykorzystano samce myszy C57Bl/6J (w wieku 8-12 tygodni) o masie 25 ± 0.286 g (średnia ± s.e.m.).
1. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Wprowadź znieczulenie poprzez dostrzępowe wstrzyknięcie ketaminy (70 mg/kg) i ksylazyny (16 mg/kg). Utrzymuj prawidłową temperaturę ciała, co sprzyja szybkiemu wprowadzeniu głębokiej narkozy. Sprawdź stopień sedacji za pomocą bodźca bólowego, np. poprzez uciśnięcie palca u nogi, i potwierdź brak reakcji.</li>
	<li>Ostrożnie zgól sierść na szyi myszy za pomocą brzytwy, oczyść obszar 70% etanolem, a następnie betadyną/chlorheksydyną i nałóż 1% lidokainę na powierzchnię skóry w celu miejscowego uśmierzenia bólu.</li>
	<li>Ułóż mysz w pozycji grzbietnej. Za pomocą taśmy przymocuj kończyny i ogon, delikatnie naciągając skórę szyi na stronę przeciwną do miejsca operacji. Jednocześnie lekko unieś szyję.</li>
	<li>Użyj maści oftalmicznej (np. 5% dekspantenolu), aby zapobiec odwodnieniu oczu podczas operacji.</li>
</ol>
2. Indukcja SAH
<img alt="Schemat zabiegu chirurgicznego u myszy; etapy pokazujące ligację tętnicy i nacięcie do celów badawczych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63150/63150fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Krok po kroku obrazy techniki chirurgicznej. (A) Przedstawienie anatomii odsłoniętej prawej tętnicy szyjnej: zidentyfikowano CCA oraz jej rozwidlenie na ICA i ECA, a także małe odgałęzienia ECA (OA i STA). (B) ECA zostaje zmobilizowana z otaczających tkanek i podwiązana za pomocą dwóch szwów przed jej przecięciem. Trzecia ligacja musi zostać założona luźno w pobliżu rozwidlenia, bez jego zamykania. (C) ICA i CCA zostają tymczasowo zamknięte (za pomocą ligacji lub klipsów), aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu podczas ostrożnego nacinania ECA. (D) Filament zostaje wprowadzony do ECA i przesunięty do CCA. Wcześniej założona ligacja musi zostać ostrożnie zaciśnięta tak, aby nie wystąpił wypływ krwi, ale możliwe było dalsze przesuwanie filamentu. (E) ICA i CCA zostają ponownie otwarte, a kikut ECA musi zostać skierowany w stronę czaszki. Poprzez przesunięcie filamentu o ~9 mm do przodu do ICA, zostanie osiągnięte rozwidlenie ACA-MCA, a następnie naczynie zostaje przebite poprzez przesunięcie filamentu o kolejne ~3 mm. (F) Filament zostaje wycofany po zapewnieniu tymczasowej religacji CCA. Wcześniej założona ligacja ECA zostaje szybko zamknięta, a CCA ponownie otwarta, aby umożliwić reperfuzję. Skróty: ACA = tętnica mózgowa przednia, CCA = wspólna tętnica szyjna, ECA = zewnętrzna tętnica szyjna, MCA = tętnica mózgowa środkowa, ICA = wewnętrzna tętnica szyjna, OA = tętnica potyliczna, PPA = tętnica skrzydłowopodniebienna, STA = górna tętnica tarczowa. Pasek skali = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63150/63150fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol>
	<li>Otwórz skórę szyi za pomocą sterylnego skalpela, od podbródka do górnej krawędzi mostka (1,5 cm), a następnie rozdziel tępo gruczoły ślinowe od otaczającej je tkanki łącznej.</li>
	<li>Oddziel grupę mięśni wzdłuż jednej strony [w tym przypadku prawej strony] tchawicy, odsłaniając pochewkę tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) pokrytą naczyniami odżywczymi i żylakami. CCA i nerw błędny znajdują się w bliskim sąsiedztwie.</li>
	<li>Wyizoluj CCA i pozostaw wolną szew jedwabny 8-0 wokół CCA, nie zawiązując go wcześniej. Należy zwrócić szczególną uwagę na ochronę nerwu błędnego, ponieważ jest on podatny na uszkodzenia (Rycina 1A).</li>
	<li>Wzdłuż dolnej tylnej jednej trzeciej rozstępu widoczne jest potrójne rozwidlenie CCA, ICA i ECA. Wypreparuj dystalny koniec ECA i podwiąż naczynie dwukrotnie tak dystalnie, jak to możliwe.</li>
	<li>Przetnij ECA w połowie dwukrotnie podwiązanego segmentu, tworząc kikut naczynia.</li>
	<li>Przygotuj jedno podwiązanie dla filamentu wokół kikuta ECA; nie zaciśnij go do momentu pomyślnego wprowadzenia filamentu.</li>
	<li>Użyj szwu lub mikroklipsa, aby tymczasowo zamknąć ICA i CCA (Rycina 1B).</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie (około połowy średnicy ECA) w ECA za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych. Wprowadź filament z prolenu 5-0 (alternatywnie 4-0) do ECA i przesuń go do CCA.</li>
	<li>Lekko zaciśnij ligaturę na ECA, jednocześnie zdejmując mikroklips z ICA i CCA (Rycina 1C).</li>
	<li>Delikatnie pociągnij filament z powrotem i przesuń kikut ECA w kierunku kranialnym, wprowadzając filament przez rozwidlenie do ICA (Rycina 1D).</li>
	<li>Skieruj końcówkę filamentu przyśrodkowo pod kątem ~30° względem linii środkowej tchawicy i ~30° względem płaszczyzny poziomej. Pchnij filament do przodu wewnątrz ICA. Po osiągnięciu rozwidlenia ACA-MCA napotkany zostanie opór (~9 mm).</li>
	<li>Przesuń filament o kolejne 3 mm, perforując prawą ACA. Bezzwłocznie wycofaj filament do kikuta ECA, umożliwiając przepływ krwi do przestrzeni podpajęczynówkowej.</li>
	<li>Utrzymaj filament w tej pozycji przez około 10 s (Rycina 1E). Wystąpienie drżeń mięśniowych, miosisy po stronie ipsilateralnej, łapania powietrza, zaburzeń rytmu serca i nietrzymania moczu może stanowić pomocniczy dowód na powodzenie operacji.</li>
	<li>Tymczasowo zamknij CCA, aby uniknąć nadmiernej utraty krwi. Natychmiast wyciągnij filament i podwiąż ECA przygotowanym wcześniej szwem. Ponownie otwórz CCA, umożliwiając reperfuzję i dalszy wylew krwi do przestrzeni podpajęczynówkowej (Rycina 1F).</li>
	<li>Po sprawdzeniu, czy nie występują wycieki krwi, zdezynfekuj skórę wokół rany, aby zapobiec pooperacyjnym infekcjom skóry, i zaszyj ranę niewchłanialnym szwem z włókna poliestrowego 4-0.</li>
	<li>Umieść mysz w boksie termicznym do czasu odzyskania przytomności. Czekaj, aż zwierzę całkowicie się obudzi i upewnij się, że odzyskało wystarczającą świadomość, aby utrzymać pozycję sternalną. Nie oddzielaj zwierząt do grupy innych myszy do czasu pełnego powrotu do zdrowia.</li>
	<li>Podaj 200-300 mg/kg masy ciała paracetamolu w celu uśmierzenia bólu pooperacyjnego.</li>
	<li>Codziennie po operacji kontroluj stan myszy.</li>
</ol>
3. Pomiar MRI
<ol>
	<li>24 h po operacji przeprowadź badanie MRI przy użyciu skanera do gryzoni (Tabela materiałów) oraz dedykowanego rezonatora do głowy myszy – w tym przypadku zastosowano kwadraturowy rezonator objętościowy nadawczo-odbiorczy 20 mm.</li>
	<li>Umieść mysz na podgrzewanym kocu z krążącą wodą, aby zapewnić stałą temperaturę ciała na poziomie ~37 °C. Wprowadź zwierzę w stan narkozy za pomocą 2,5 % izofluranu w mieszaninie O2/N2O (30%/70%) i utrzymuj go przy użyciu 1,5-2 % izofluranu przez maskę twarzową przy ciągłym monitorowaniu wentylacji.</li>
	<li>Najpierw wykonaj szybkie skanowanie referencyjne, pozyskując 3 ortogonalne pakiety przekrojów (Tri-Pilot-Multi, FLASH z czasem repetycji TR/czasem echa TE = 200 ms/3 ms, 1 średnia, kąt odchylenia FA = 30°, pole widzenia FOV = 28 mm x 28 mm, macierz MTX = 256 x 256, grubość przekroju 1 mm, całkowity czas akwizycji TA = 30 s).</li>
	<li>Następnie do obrazowania wykorzystaj sekwencję 2D turbo spin-echo ważoną T2 o wysokiej rozdzielczości (parametry obrazowania TR/TE = 5505 ms/36 ms, współczynnik RARE 8, 6 średnich, 46 przylegających przekrojów osiowych o grubości 0,35 mm, aby objąć cały mózg, FOV = 25,6 mm x 25,6 mm, MTX = 256 x 256, TA = 13 min).</li>
	<li>Jeśli wynik jest niejednoznaczny, zastosuj dodatkową sekwencję gradientowego echa ważoną T2* sterowaną oddechem, z taką samą izodystansją jak w skanowaniu T2w (2D FLASH, TR/TE = 600 ms/6,3 ms, FA = 30°, 1 średnia, 20 przekrojów osiowych o grubości 0,35 mm, FOV i MTX identyczne jak w T2w, TA = 5-10 min w zależności od częstości oddychania).</li>
	<li>Przenieś dane do formatu obrazowania DICOM i użyj oprogramowania ImageJ do oceny stopnia SAH oraz wolumetrii skrzepów krwi. Szczegóły dotyczące kwantyfikacji zostały przedstawione w formie instrukcji krok po kroku w materiale uzupełniającym (Rysunek uzupełniający 1).</li>
</ol>

<ol><li>Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Spontaneous subarachnoid haemorrhage.</a> The Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> The Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).</li>
<li>Abraham, M. K., Chang, W. -T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Emergency+Medicine+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage.</a> Emergency Medicine Clinics of North America. 34 (4), 901-916 (2016).</li>
<li>Schertz, M., Mehdaoui, H., Hamlat, A., Piotin, M., Banydeen, R., Mejdoubi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+and+mortality+of+spontaneous+subarachnoid+hemorrhage+in+martinique%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Incidence and mortality of spontaneous subarachnoid hemorrhage in martinique.</a> PLOS ONE. 11 (5), 0155945(2016).</li>
<li>Okazaki, T., Kuroda, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%3A+intensive+care+for+improving+neurological+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: intensive care for improving neurological outcome.</a> Journal of Intensive Care. 6 (1), 28(2018).</li>
<li>Kilbourn, K. J., Levy, S., Staff, I., Kureshi, I., McCullough, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+characteristics+and+outcomes+of+neurogenic+stress+cadiomyopathy+in+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Clinical characteristics and outcomes of neurogenic stress cadiomyopathy in aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 115 (7), 909-914 (2013).</li>
<li>de Oliveira Manoel, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+critical+care+management+of+spontaneous+intracranial+hemorrhage%3A+a+contemporary+review%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">The critical care management of spontaneous intracranial hemorrhage: a contemporary review.</a> Critical Care. 20 (1), 272(2016).</li>
<li>Schneider, U. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microglia+inflict+delayed+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Microglia inflict delayed brain injury after subarachnoid hemorrhage.</a> Acta Neuropathologica. 130 (2), 215-231 (2015).</li>
<li>Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage+in+the+rat%3A+angiography+and+fluorescence+microscopy+of+the+major+cerebral+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries.</a> Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).</li>
<li>Piepgras, A., Thomé, C., Schmiedek, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+anterior+circulation+rat+subarachnoid+hemorrhage+model%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model.</a> Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).</li>
<li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+gene+induction+as+an+intrinsic+regulation+against+delayed+cerebral+vasospasm+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats.</a> Journal of Clinical Investigation. 104 (1), 59-66 (1999).</li>
<li>Dudhani, R. V., Kyle, M., Dedeo, C., Riordan, M., Deshaies, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Low+mortality+rat+model+to+assess+delayed+cerebral+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A Low mortality rat model to assess delayed cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (71), e4157(2013).</li>
<li>Iuliano, B. A., Pluta, R. M., Jung, C., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+dysfunction+in+a+primate+model+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Endothelial dysfunction in a primate model of cerebral vasospasm.</a> Journal of Neurosurgery. 100 (2), 287-294 (2004).</li>
<li>Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+model+for+investigation+of+subarachnoid+hemorrhage+and+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm.</a> Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).</li>
<li>Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+grading+system+evaluating+bleeding+scale+in+filament+perforation+subarachnoid+hemorrhage+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model.</a> Journal of Neuroscience Methods. 167 (2), 327-334 (2008).</li>
<li>Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+grading+system+based+on+magnetic+resonance+imaging+in+a+mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).</li>
<li>Mutoh, T., Mutoh, T., Sasaki, K., Nakamura, K., Taki, Y., Ishikawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Value+of+three-dimensional+maximum+intensity+projection+display+to+assist+in+magnetic+resonance+imaging+%28MRI%29-based+grading+in+a+mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Science+Monitor%22%5BJournal%5D)">Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage.</a> Medical Science Monitor. 22, 2050-2055 (2016).</li>
<li>Kothari, R. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ABCs+of+measuring+intracerebral+hemorrhage+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The ABCs of measuring intracerebral hemorrhage volumes.</a> Stroke. 27 (8), 1304-1305 (1996).</li>
<li>Leclerc, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+pathophysiology+in+humans+and+rodent+models+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71(2018).</li>
<li>Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+for+studies+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Neurological+Research%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm.</a> Neurological Research. 31 (6), 568-581 (2009).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+review+of+in+vivo+animal+models+of+subarachnoid+hemorrhage%3A+Species%2C+standard+parameters%2C+and+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes.</a> Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).</li>
<li>Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+intracranial+in+vivo+animal+models+of+delayed+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm.</a> British Journal of Neurosurgery. 24 (4), 415-434 (2010).</li>
<li>Thompson, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cerebral+aneurysm+models%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgical+Focus%22%5BJournal%5D)">In vivo cerebral aneurysm models.</a> Neurosurgical Focus. 47 (1), 1-8 (2019).</li>
<li>Frontera, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prediction+of+symptomatic+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage%3A+The+modified+fisher+scale%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Prediction of symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage: The modified fisher scale.</a> Neurosurgery. 59 (1), 21-26 (2006).</li>
<li>Fisher, C. M., Kistler, J. P., Davis, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+of+cerebral+vasospasm+to+subarachnoid+hemorrhage+visualized+by+computerized+tomographic+scanning%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Relation of cerebral vasospasm to subarachnoid hemorrhage visualized by computerized tomographic scanning.</a> Neurosurgery. 6 (1), 1-9 (1980).</li>
<li>Wilson, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+quantitative+method+to+predict+symptomatic+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+based+on+computed+tomography%3A+Beyond+the+fisher+scale%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A simple and quantitative method to predict symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage based on computed tomography: Beyond the fisher scale.</a> Neurosurgery. 71 (4), 869-875 (2012).</li>
<li>Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (81), e50845(2013).</li>
</ol>

Brak konfliktu interesów

Podsumowując, zaprezentowano zestandaryzowany model SAH u myszy, wywołany endowaskularną operacją perforacji filamentem, charakteryzujący się niewielką inwazyjnością, krótkim czasem operacji oraz akceptowalnym wskaźnikiem śmiertelności. Badanie MRI przeprowadza się 24 h po operacji, aby potwierdzić prawidłowe miejsce krwawienia i wykluczyć inne istotne patologie wewnątrzczaszkowe. Ponadto sklasyfikowano różne stopnie krwawienia SAH i zmierzono objętość krwawienia, co umożliwiło dalsze analizy w podgrupach w zależności od...

Krwotok podpajęczynówkowy (SAH) jest spowodowany pęknięciem tętniaka wewnątrzczaszkowego i stanowi zagrożenie życia, związane ze znaczną zachorowalnością i śmiertelnością, stanowiąc ok. 5% udarów1,2. Pacjenci z SAH mają silne bóle głowy, dysfunkcje neurologiczne i postępujące zaburzenia świadomości3. Około 30% pacjentów z SAH umiera w ciągu pierwszych 30 dni po początkowym krwawieniu4. Klinicznie 50% pacjentów doświadcza opóźnionego uszkodzenia mózgu (DBI) po wczesnym uszkodzeniu mózgu. DBI charakteryzuje się opóźnionym niedokrwieniem mózgu i opóźnionymi deficytami neurologicznymi. Obecne badania wykazały, że synergistyczne działanie kilku różnych czynników prowadzi do utraty funkcji neurologicznych, w tym do zniszczenia bariery krew-mózg, skurczu małych tętnic, dysfunkcji mikrokrążenia i zakrzepicy5,6.
Jednym unikalnym aspektem SAH jest to, że patogeneza pochodzi z lokalizacji pozamiąższowej, ale następnie prowadzi do szkodliwych kaskad wewnątrz miąższu: patologia zaczyna się od nagromadzenia krwi w przestrzeni podpajęczynówkowej, wywołując wiele efektów śródmiąższowych, takich jak zapalenie nerwów, apoptoza komórek neuronalnych i śródbłonkowych, depolaryzacja rozprzestrzeniania się kory mózgowej i powstawanie obrzęku mózgu7, 8.
Badania kliniczne są ograniczone przez kilka czynników, co sprawia, że model zwierzęcy jest kluczowym elementem w konsekwentnym i dokładnym naśladowaniu patomechanicznych zmian choroby. Zaproponowano różne protokoły modelowe SAH, np. autologiczne wstrzyknięcie krwi do cisterna magna (ACM). Również zmodyfikowana metoda z podwójnym wstrzyknięciem krwi autologicznej do cysterny magna i cysterny skrzyżowania wzrokowego (APC) odpowiednio9,10. Podczas gdy autologiczne wstrzyknięcie krwi jest prostym sposobem symulowania patologicznego procesu skurczu naczyń krwionośnych i reakcji zapalnych po krwotoku podpajęczynówkowym, następujący po nim wzrost ciśnienia śródczaszkowego (ICP) jest stosunkowo powolny i nie są indukowane żadne godne uwagi zmiany w przepuszczalności bariery krew-mózg11,12. Inna metoda, okołotętnicze umieszczanie krwi, zwykle stosowana w dużych modelach SAH (np. małpy i psy), polega na umieszczeniu antykoagulowanej krwi autologicznej lub porównywalnych produktów krwiopochodnych wokół naczynia. Zmiany średnicy tętnicy można obserwować pod mikroskopem, służąc jako wskaźnik skurczu naczyń mózgowych po SAH13.
Barry et al. po raz pierwszy opisali model perforacji wewnątrznaczyniowej w 1979 roku, w którym tętnica podstawna jest odsłonięta po usunięciu czaszki; tętnica jest następnie nakłuwana mikroelektrodami wolframowymi, przy użyciu mikroskopijnej techniki stereotaktycznej14. W 1995 roku Bederson i Veelken zmodyfikowali model niedokrwienia mózgu Zea-Longa i ustalili perforację wewnątrznaczyniową, która od tego czasu jest stale ulepszana15,16. Metoda ta opiera się na fakcie, że myszy i ludzie mają podobną wewnątrzczaszkową sieć naczyniową, znaną jako krąg Willisa.
Do oceny pooperacyjnej i oceny SAH w modelu mysim zaproponowano różne podejścia. Sugawara i in. opracowali skalę ocen, która jest szeroko stosowana od 2008 roku17. Metoda ta ocenia nasilenie SAH na podstawie zmian morfologicznych. Jednak w przypadku tej metody morfologia tkanki mózgowej myszy musi zostać zbadana pod bezpośrednim widzeniem, a zatem mysz musi zostać poświęcona do oceny. Ponadto ustalono kilka metod określania nasilenia SAH in vivo. Podejścia obejmują zarówno prostą ocenę neurologiczną, jak i monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego (ICP), a także różne techniki obrazowania radiologicznego. Co więcej, ocena MRI została pokazana jako nowe, nieinwazyjne narzędzie do oceny nasilenia SAH, korelujące z wynikiem neurologicznym18,19.
Tutaj przedstawiono protokół dla modelu SAH spowodowanego perforacją wewnątrznaczyniową, w połączeniu z pooperacyjnym rezonansem magnetycznym. Próbując ustanowić system do obiektywizacji ilości krwawienia w warunkach in vivo, opracowaliśmy również system do oceny SAH i kwantyfikacji całkowitej objętości krwi w oparciu o 7,0 T o wysokiej rozdzielczości T2-zależny rezonans magnetyczny. Takie podejście zapewnia prawidłową indukcję SAH i wykluczenie innych patologii, takich jak udar, wodogłowie lub krwotok śródmózgowy (ICH) i powikłania.

<table><tbody><tr><td>Krem pod oczy</td><td>Bayer</td><td>815529836</td><td>Bepanthen</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do analizy obrazów</td><td>ImageJ</td><td></td><td>W zestawie z Java 1.8.0_172</td></tr><tr><td>Szew podwiązany (5-0)</td> <td>SMI</td><td></td><td>Jedwabna czerń USP</td></tr><tr><td>Źródło światła do mikroskopu</td><td>Zeiss</td><td>CL 6000 LED</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>CP-pharma</td><td>797-037</td><td>100 mg / ml</td></tr><tr><td>MRI</td><td>Bruker</td><td>Pharmascan 70/16</td><td>&nbsp; 7</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do pozyskiwania obrazów MRI</td><td>Tesli Bruker</td><td></td><td>Bruker Paravision 5.1</td></tr><tr><td>Paracetamol (40 mg / ml)</td> <td>bene Arzneimittel</td><td>4993736</td><td></td></tr><tr><td>Filament prolenowy (5-0)</td> <td>Erhicon</td><td>EH7255</td><td></td></tr><tr><td>Brzytwa</td><td>Wella</td><td>HS61</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny (drobne nożyczki)</td> <td>FST</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny (kleszcze#1)</td><td>AESCULAP</td><td>FM001R</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny (kleszcze#2)</td><td>AESCULAP</td><td>FD2855R</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny (kleszcze#3)</td><td>Hammacher</td><td>HCS 082-12</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny (uchwyt igły)</td><td>FST</td><td>91201-13</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny (Vannas Spring Scissors)</td><td>FST</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td> <td>chirurgicznyZeiss</td><td>Stemi 2000 C</td><td></td></tr><tr><td>Monitorowanie wentylacji</td><td>Stony Brook</td><td></td><td>Monitorowanie małych zwierząt i Szew do zranień układu bramkowego</td></tr><tr><td>(4-0)</td><td>Erhicon</td><td>CB84D</td><td></td></tr><tr><td>Xylavet</td><td>CP-pharma</td><td>797-062</td><td>20 mg / ml</td></tr></tbody></table>

model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (mri)

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging (MRI)

Model perforacji włókien wewnątrznaczyniowych naśladujący krwotok podpajęczynówkowy (SAH) jest powszechnie używanym modelem - jednak technika ta może powodować wysoką śmiertelność, jak również niekontrolowaną objętość SAH i inne powikłania wewnątrzczaszkowe, takie jak udar lub krwotok śródczaszkowy. W tym protokole przedstawiono standaryzowany model myszy SAH, indukowany przez wewnątrznaczyniową perforację włókna, w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI) 24 godziny po operacji, aby zapewnić prawidłowe miejsce krwawienia i wykluczyć inne istotne patologie wewnątrzczaszkowe. Krótko mówiąc, myszy C57BL / 6J są znieczulane dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy/ksylazyny (70 mg / 16 mg / kg masy ciała) i umieszczane w pozycji leżącej. Po nacięciu szyi w linii środkowej odsłania się tętnicę szyjną wspólną (CCA) i rozwidlenie tętnicy szyjnej, a niewchłanialny szew polipropylenowy 5-0 z monofilamentu wprowadza się w sposób wsteczny do tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) i wprowadza się do tętnicy szyjnej wspólnej. Następnie włókno jest wprowadzane do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i wypychane do przodu w celu perforacji przedniej tętnicy mózgowej (ACA). Po powrocie do zdrowia po operacji myszy przechodzą rezonans magnetyczny 7,0 T 24 godziny później. Objętość krwawienia można określić ilościowo i ocenić za pomocą pooperacyjnego rezonansu magnetycznego, co umożliwia solidną eksperymentalną grupę SAH z możliwością przeprowadzenia dalszych analiz podgrup w oparciu o ilość krwi.

Śmiertelność 
W niniejszym badaniu łącznie 92 samce myszy C57Bl/6J w wieku od 8 do 12 tygodni poddano operacji SAH; zaobserwowano w nich ogólny wskaźnik śmiertelności na poziomie 11,9% (n = 12). Śmiertelność wystąpiła wyłącznie w ciągu pierwszych 6–24 h po zabiegu, co sugeruje, że najbardziej prawdopodobnymi czynnikami przyczyniającymi się do zgonów była śmiertelność okołooperacyjna oraz samo krwawienie w przebiegu SAH.
Stopień krwawienia w SAH 
Łącznie ...

Tutaj prezentujemy standaryzowany model myszy SAH, indukowany przez wewnątrznaczyniową perforację filamentu, w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI) 24 godziny po operacji, aby zapewnić prawidłowe miejsce krwawienia i wykluczyć inne istotne patologie wewnątrzczaszkowe.

Model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI)

The endovascular filament perforation model to mimic subarachnoid hemorrhage (SAH) is a commonly used model - however, the technique can cause a high ...

Model perforacji wewnątrznaczyniowej w połączeniu z pooperacyjnym rezonansem magnetycznym pozwala na weryfikację krwawienia i wykluczenie innych patologii międzyczaszkowych. Jedną z zalet tego podejścia jest możliwość ilościowego określenia objętości krwawienia w celu dalszej analizy podgrup. Zacznij od zgolenia włosów na szyi myszy.Podczas zabiegu należy stosować maść okulistyczną. Zdezynfekuj skórę 70% etanolem, a następnie betadyną lub chlorheksydyną i nałóż 1% lidokainy. Ułóż mysz w pozycji leżącej na plecach, z głową i tułowiem skierowanymi do góry.Ustabilizuj mysz grzbietowo, używając taśmy na czterech końcach. Rozciągnij skórę szyi i unieś ją. Rozłóż skórę szyi od podbródka do górnej krawędzi mostka i oddziel gruczoły ślinowe od sąsiedniej tkanki łącznej.Odsłoń wspólną osłonę tętnicy szyjnej, oddzielając mięśnie wzdłuż jednej strony tchawicy. Odsłoń pole operacyjne za pomocą retraktora lub sterylnego wacika z gazy i odłącz tętnicę szyjną i pozostaw wolne 8-0 Jedwabny szew bez podwiązywania, uważając, aby nie uszkodzić nerwu błędnego. Rozciąć dystalny koniec ECA i dwukrotnie podwiązać naczynia w pozycji dystalnej.W połowie podwójnie podwiązanego segmentu filamentu odłącz ECA i utwórz kikut naczynia. Pozostaw jedwabny szew wokół ICA bez jego zamykania. Wstępnie ustaw jedno podwiązanie dla filamentu wokół kikuta ECA.Nie zamykaj go, dopóki nie zostanie pomyślnie włożony filament. Zamknij tymczasowo ICA i CCA za pomocą szwu lub mikroklipsa. Za pomocą nożyczek mikronaczyniowych wykonaj nacięcie w ECA i włóż 5-0 alternatywnie 4-O Prolene filament i wsuń go do CCA.Zamknij ligaturę na ECA, jednocześnie odłączając mikroklips na ICA i CCA. Delikatnie odciągnij filament i wyreguluj kikut ECA w kierunku czaszki, jednocześnie wsuwając włókno przez rozwidlenie do ICA. Umieść końcówkę filamentu przyśrodkowo pod kątem około 30 stopni do linii środkowej tchawicy w płaszczyźnie poziomej i wepchnij ją do środka ICA.Przy bifurkacji ACA-MCA obserwuje się opór. Przesuń filament do przodu do trzech milimetrów i perforuj prawy ACA. Szybko wycofaj włókno do kikuta ECA, umożliwiając przepływ krwi w przestrzeni podpajęczynówkowej.Umieść filament w tej pozycji na 10 sekund. Wyjmij filament. CCA można wcześniej tymczasowo zamknąć, aby uniknąć nadmiernej utraty krwi, a następnie wycofać filament.Zmocuj ECA za pomocą wstępnie ustawionych szwów i ponownie otwórz CCA, jeśli wcześniej je zamknąłeś. Obecność drżenia mięśni, miozy ipsilateralnej, trudności z oddychaniem, zaburzenia rytmu serca i nietrzymanie moczu mogą być dowodem na udaną operację. Upewnij się, że nie ma krwawiącego wycieku i zdezynfekuj skórę.Zszyj ranę. Umieść mysz w pudełku termicznym i poczekaj, aż zwierzę odzyska wystarczającą świadomość, aby mieć leżący mostek. Aby złagodzić ból, podawaj 1,2 miligrama na mililitr paracetamolu.Za pomocą skanera gryzoni na rezonatorze głowy myszy wykonaj rezonans magnetyczny po 24 godzinach od operacji, umieść mysz na podgrzewanym kocu z krążącą wodą w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Najpierw wykonaj szybkie skanowanie referencyjne, uzyskując trzy ortogonalne pakiety wycinków. Następnie użyj sekwencji echa wirowego 2D turbo spin o wysokiej rozdzielczości T2 do obrazowania.Przenieś dane do formatu obrazu DICOM i użyj oprogramowania Imagej do klasyfikacji SAH i wolumetrii skrzepów krwi. Aby zapewnić prawidłowe miejsce krwawienia i wykluczyć inne patologie wewnątrzczaszkowe, skany MRI wykonano 24 godziny po operacji. Stopień krwawienia SAH określono ilościowo na podstawie skanów MRI zależnych od T2.Spośród badanych myszy 14% zwierząt sklasyfikowano jako krwawiące stopnia zero, bez radiologicznych dowodów na SAH lub krwotok. Większość zwierząt wykazywała stopień krwawienia od jednego do trzech, a 10% wykazywało krwawienie czwartego stopnia, który był zdefiniowany jako SAH wzdłuż udaru i/lub ICH. Całkowita objętość krwawienia każdego stopnia SAH, w oparciu o grubość SAH, została określona ilościowo, co pomaga określić obszar krwawienia.Obliczona objętość krwawienia na podstawie osiowej grubości SAH wykazała istotne różnice w odpowiadających im podgrupach stopnia od pierwszego do trzeciego. Przez cały czas trwania operacji dokładna sekcja otaczającej tkanki łącznej ma kluczowe znaczenie dla prawidłowego ułożenia szwów. Upewnij się, że długość kikuta ECA jest wystarczająca, aby zapewnić wygodną przestrzeń roboczą do podwiązania, nacięcia i wprowadzenia filamentu.Nigdy nie popychaj filamentu do przodu, gdy czujesz opór przed rozwidleniem MCA-ACA, aby zapobiec przedwczesnej perforacji naczynia.

endovascular-perforation-model-for-subarachnoid-hemorrhage-combined

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Aneuryzmalny krwotok podpajęczynówkowy (SAH) to krwawienie do przestrzeni podpajęczynówkowej następujące po pęknięciu tętniaka. Choć zapadalność i śmiertelność z powodu tego zdarzenia spadły dzięki lepszym metodom leczenia, ryzyko wystąpienia skurczu naczyń po krwotoku podpajęczynówkowym pozostaje na tym samym poziomie, co kilka lat temu. Znaczenie opracowania kompleksowego i powtarzalnego modelu zwierzęcego w celu zidentyfikowania zdarzeń inicjujących mózgowy skurcz naczyń było przedmiotem...

Model szczura o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego naczyniowego skurczu mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpółczepkowym

Zacznij od pacjenta, u którego zdiagnozowano tętniaki mózgu, stan, w którym naczynia krwionośne w mózgu wybrzuszają się i wypełniają krwią. Zabezpiecz głowę pacjenta w cewce głowicy aparatu do rezonansu magnetycznego. Rozpocznij obrazowanie. System generuje silne pole magnetyczne, wyrównując protony w tkance mózgowej wzdłuż swojego kierunku. Zainicjuj przygotowaną przez namagnesowanie sekwencję szybkiego echa gradientowego lub MPRAGE poprzez zastosowanie inwersyjnego impulsu o częstotliwości...

Rezonans magnetyczny tętniaków mózgu metodą MPRAGE

Przestrzenie okołonaczyniowe (PVS) to wypełnione płynem przestrzenie wokół naczyń krwionośnych mózgu biorących udział w drenażu płynów. Aby zbadać zmiany w PVS podczas udaru małego naczynia, należy wykonać rezonans magnetyczny (MRI) obszaru zwojów podstawy mózgu pacjenta. Protokół obrazowania obejmuje sekwencje szybkiego echa spinowego i odzysku inwersji tłumionej płynem (T2-zależnych) od fluktuacji (FLAIR). Obrazowanie T2-zależne zwiększa kontrast między PVS wypełnionym płynem...

Rezonans magnetyczny przestrzeni okołonaczyniowych w mózgu człowieka podczas udaru małego naczynia

Film pokazuje indukcję krwotoku podpajęczynówkowego poprzez perforację wewnątrznaczyniową w modelu mysim. Wykonuje się nacięcie w okolicy szyi znieczulonej myszy, aby uzyskać dostęp do wspólnej tętnicy szyjnej i jej rozwidlenia. Włókno jest wprowadzane przez tętnice w celu perforacji gałęzi tętnicy wewnątrzczaszkowej, wywołując krwotok podpajęczynówkowy.

Indukcja krwotoku podpajęczynówkowego w modelu mysim poprzez perforację wewnątrznaczyniową

Opisano standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego za pomocą wewnątrzświetlnego koła perforacji Willisa. Perforacja naczynia i krwawienie podpajęczynówkowe są monitorowane za pomocą monitorowania ciśnienia śródczaszkowego. Ponadto rejestrowane i kontrolowane są różne parametry życiowe w celu utrzymania warunków fizjologicznych.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

Eksperymentalny model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) z kontrolowanym ciśnieniem śródczaszkowym u królika łączy standardowe procedury — kaniulację tętnicy podobojczykowej i przezskórne nakłucie cisterna magna, co umożliwia dokładne naśladowanie ludzkich stanów patofizjologicznych po SAH. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy kluczowe punkty chirurgiczne dla udanego eksperymentalnego tworzenia SAH.

Model przetoczkowy krwi królika do badania ostrych i późnych następstw krwotoku podpajęczynówkowego: aspekty techniczne

Celem tego artykułu jest przedstawienie metody, która pozwala na trójwymiarową rekonstrukcję drzewa naczyniowo-mózgowego u myszy po mikrotomografii komputerowej i określeniu objętości całych segmentów naczynia, które mogą być użyte do ilościowego określenia skurczu naczyń mózgowych w mysich modelach krwotoku podpajęczynówkowego.

Wolumetryczna metoda ilościowego oznaczania skurczu naczyń mózgowych w mysim modelu krwotoku podpajęczynówkowego

Opisaliśmy w tym protokole standaryzowany model myszy z krwotokiem podpajęczynówkowym (SAH) poprzez podwójne wstrzyknięcie autologicznej krwi pełnej do cisterna magna. Wysoki stopień standaryzacji procedury podwójnej iniekcji stanowi model SAH od średniego do ostrego ze względnym bezpieczeństwem w odniesieniu do śmiertelności.

Podwójne bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do Cisterna Magna jako model krwotoku podpajęczynówkowego

Celem tego manuskryptu jest przedstawienie metody opartej na ultrasonografii, która pozwala na obrazowanie in vivo przepływu krwi w tętnicach mózgowych u myszy. Pokazujemy jego zastosowanie do określania zmian prędkości przepływu krwi związanych ze skurczem naczyń krwionośnych w mysich modelach krwotoku podpajęczynówkowego (SAH).

Analiza skurczu naczyń krwionośnych mózgu w mysim modelu krwotoku podpajęczynówkowego z przezczaszkowym ultrasonografem dupleksowym o wysokiej częstotliwości

Obrazowanie rezonansem magnetycznym (MRI) stało się coraz popularniejszym narzędziem do badania fenotypu myszy z modyfikacjami genetycznymi. Niniejszy artykuł przedstawia metody niezbędne do przeprowadzenia wysokoprzepustowego fenotypowania myszy z modyfikacjami genetycznymi przy użyciu MRI dla wielu osobników jednocześnie.<br...

Neuroanatomiczny obrazowanie magnetycznemu rezonansem dla wielu myszy

Poznaj model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego u myszy z obrazowaniem MRI. Ta metoda umożliwia weryfikację krwawienia i kwantyfikację objętości krwi dla dalszych analiz podgrup.

Model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI) (Wideo) | JoVE Journal

Model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI)

Przeglądaj więcej filmów