Name: Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 30 s
Description: Poznaj metodę MC-RPNI do wzmacniania sygnałów nerwów obwodowych w neuroprotezach. Ten biologiczny interfejs wzmacnia sygnały ponad stukrotnie, umożliwiając niezawodną detekcję intencji ruchowej dla kontroli egzoszkieletów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Janie Moon za jej fachowe zarządzanie laboratorium i pomoc techniczną oraz Charlesowi Hwangowi za jego ekspertyzę w zakresie obrazowania. Eksperymenty opisane w tym artykule zostały częściowo sfinansowane z grantów Fundacji Chirurgii Plastycznej dla SS (3135146.4), a także dla Narodowego Instytutu Zdrowia Dziecka i Rozwoju Człowieka pod numerem nagrody 1F32HD100286-01 dla SS oraz Narodowego Instytutu Zapalenia Stawów i Chorób Układu Mięśniowo-Szkieletowego i Skóry Narodowych Instytutów Zdrowia pod numerem nagrody P30 AR069620.

Wszystkie procedury i eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki i Wykorzystywania Zwierząt Uniwersytetu Michigan (IACUC). Samce i samice szczurów Fischer F344 i Lewis (~200-300 g) w wieku 3-6 miesięcy są najczęściej wykorzystywane w eksperymentach, ale teoretycznie można wykorzystać dowolny szczep. W przypadku wykorzystywania szczurów dawców zamiast autologicznych przeszczepów mięśni, szczury dawcy muszą być izogeniczne do szczepu doświadczalnego. Szczury mają swobodny dostęp do pożywienia i wody zarówno przed, jak i po operacji. Po ocenie końcowego punktu końcowego eutanazja jest wykonywana w głębokim znieczuleniu z dosercowym wstrzyknięciem chlorku potasu, a następnie wtórną metodą obustronnej odmy opłucnowej.
1. Eksperymentalne przygotowanie szczura
<ol>
	<li>Znieczulić szczura doświadczalnego, używając roztworu 5% izofluranu w tlenie w tempie 0,8-1,0 l/min w komorze indukcyjnej. Po uzyskaniu odpowiedniego znieczulenia i potwierdzeniu braku odruchu rogówkowego, umieść szczura na stożku nosowym rebreathera z izofluranem obniżonym do 1,75%-2,25% w celu utrzymania znieczulenia.</li>
	<li>Wstrzyknąć roztwór 0,02-0,03 ml karprofenu (50 mg/ml) w 0,2 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej za pomocą igły 27 G w płaszczyźnie podskórnej między łopatkami w celu znieczulenia około- i pooperacyjnego.</li>
	<li>Nałóż sterylną maść do oczu na oba oczy, aby zapobiec owrzodzeniom rogówki podczas znieczulenia.</li>
	<li>Za pomocą elektrycznej maszynki do golenia ogol boczną część obustronnych kończyn dolnych, rozciągającą się od stawu biodrowego, przez udo i do grzbietowej powierzchni łapy.</li>
	<li>Wysterylizuj miejsce operowane, najpierw przecierając je wacikiem nasączonym alkoholem, a następnie nakładając roztwór jodu powidonu, kończąc na końcowym oczyszczeniu nowym wacikiem nasączonym alkoholem w celu usunięcia pozostałego roztworu jodu powidonu. Powtórz ten naprzemienny proces oczyszczania trzy razy, aby zachować sterylność. 
	UWAGA: Może to być dermatologicznie drażniące; Upewnij się, że większość roztworu została usunięta.</li>
</ol>
2. Przygotowanie przeszczepu mięśniowego
<ol>
	<li>Umieść szczura na poduszce grzewczej pod mikroskopem chirurgicznym z wybraną wewnątrzustną sondą temperatury ciała do monitorowania temperatury ciała. Utrzymuj izofluran na poziomie 1,75%-2,25% i tlen na poziomie 0,8-1,0 l/min.</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż przedniej części pożądanej tylnej kończyny dawcy, rozciągając się od tuż nad kostką do tuż poniżej kolana za pomocą skalpela #15.</li>
	<li>Przeprowadź sekcję przez leżącą pod spodem tkankę podskórną za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki, aby odsłonić leżące pod spodem mięśnie i dystalne ścięgna tuż proksymalnie stawu skokowego. Piszczel przednia (TA) jest największym i najbardziej wysuniętym do przodu mięśniem; mięsień prostownik palca długiego (EDL) znajduje się głęboko i z tyłu tego mięśnia. Odizoluj mięsień EDL i jego dystalne ścięgno od otaczających mięśni.</li>
	<li>Upewnij się, że izoluje się prawidłowe ścięgno, wkładając oba zęby kleszczy lub nożyczek tęczówki pod dystalne ścięgno tuż proksymalnie do stawu skokowego. Wywieraj nacisk w górę na ścięgno, otwierając kleszcze lub nożyczki do tęczówki. Ruch ten powinien spowodować jednoczesne wyprostowanie wszystkich palców u nóg jednocześnie. Jeśli dojdzie do izolowanego zgięcia grzbietowego kostki, wywinięcia kostki lub zgięcia grzbietowego pojedynczego palca, oznacza to, że wyizolowano niewłaściwe ścięgno.</li>
	<li>Wykonaj dystalną tenotomię mięśnia EDL na poziomie kostki za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki i wypreparuj mięsień z otaczających tkanek działających proksymalnie w kierunku jego ścięgna.</li>
	<li>Po uwidocznieniu ścięgna bliższego należy wykonać proksymalną tenotomię za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki, aby uwolnić przeszczep</li>.
	<li>Przytnij oba ścięgniste końce przeszczepu mięśniowego i przytnij na żądaną długość ostrymi nożyczkami do tęczówki. 
	UWAGA: Przeszczepy o wymiarach 8-13 mm zostały wykorzystane z powodzeniem; Jednak najczęściej stosowana długość to 10 mm.</li>
	<li>Po jednej stronie przeszczepu mięśniowego wykonaj podłużne nacięcie na całej przyciętej długości, aby ułatwić umieszczenie nerwu w przeszczepie mięśniowym i zapewnić kontakt nerwu z endomysium.</li>
	<li>Przygotowany przeszczep mięśniowy należy umieścić w gazie nasączonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu tkanek.</li>
	<li>Zamknij skórę nad miejscem dawczym za pomocą szwu chromowego 4-0 w sposób biegowy.</li>
</ol>
3. Wspólna izolacja i przygotowanie nerwu strzałkowego
<ol>
	<li>Zaznacz nacięcie chirurgiczne, które będzie rozciągać się od linii ~5 mm od wcięcia kulszowego, rozciągając się do nieco poniżej stawu kolanowego. Upewnij się, że to oznaczenie jest dolne i odchylone od kości udowej, którą można dotknąć poniżej.</li>
	<li>Naciąć skórę i tkanki podskórne wzdłuż zaznaczonej linii nacięcia ostrzem #15. Ostrożnie naciąć powięź mięśnia dwugłowego uda, uważając, aby nie rozciągać się na całą głębokość mięśnia, ponieważ nerw kulszowy leży tuż poniżej.</li>
	<li>Używając małych nożyczek o końcówkach lub hemostatu, ostrożnie przeprowadź sekcję mięśnia dwugłowego uda. 
	UWAGA: Nerw kulszowy przemieszcza się w tej przestrzeni pod bicepsem, zorientowany mniej więcej w tym samym kierunku, co nacięcie zaznaczone na skórze. Istnieją trzy godne uwagi gałęzie nerwu kulszowego: łydkowa (najbardziej tylna i najmniejsza z nerwów), piszczelowa (zazwyczaj najbardziej przednia, ale ten nerw zawsze nurkuje głęboko do stawu kolanowego) i wspólna strzałkowa (zwykle zlokalizowana między piszczelową a krzyżową, zawsze przemieszcza się powyżej stawu kolanowego).</li>
	<li>Zidentyfikuj wspólny nerw strzałkowy (CP) i ostrożnie odizoluj go od otaczających nerwów za pomocą mikrokleszczy i mikronożyczek. Usuń otaczającą tkankę łączną ze środkowych 2 cm nerwu. Należy uważać, aby w tym procesie nie zmiażdżyć nerwu CP kleszczami, ponieważ zmiażdżenie może zmienić wyniki punktu końcowego.</li>
	<li>Nad najbardziej centralną częścią uwolnionego nerwu CP wykonaj okno epineuralne, usuwając 25% epineurium wzdłuż długości nerwu, która odpowiada pożądanej długości przeszczepu mięśniowego.</li>
	<li>Aby to zrobić, przytrzymaj proksymalne epineurium za pomocą mikrokleszczyków, naciąć epineurium bezpośrednio pod nim nożyczkami do mikropreparowania i usuń ~ 25% epineurium przemieszczającego się dystalnie wzdłuż nerwu. Uważaj, aby usunąć ten segment w jednym kawałku, ponieważ wielokrotne próby mogą spowodować nieregularne usuwanie odcinka naseniznowego, zwiększając ryzyko uszkodzenia nerwów. 
	UWAGA: Tkanka nerwowa leżąca pod epineurium będzie miała teksturę przypominającą maź; Zauważenie tej jakości nerwu zapewnia, że prawidłowa płaszczyzna tkanki została usunięta.</li>
</ol>
4. Produkcja konstrukcji MC-RPNI
<ol>
	<li>Usuń przeszczep mięśniowy z gazy nasączonej solą fizjologiczną i umieść go pod centralną częścią nerwu CP, w której powstało okno epineuryczne. Obróć nerw o 180 ° tak, aby odcinek okna opłuczynowego stykał się z nienaruszonym mięśniem i nie leżał u podstaw ewentualnej linii szwu.</li>
	<li>Korzystanie z 8-0 szew nylonowy, zszyj epineurium nerwu CP zarówno proksymalnie, jak i dystalnie do przeszczepu mięśniowego w rowku utworzonym w kroku 2.8 za pomocą prostych szwów przerywanych w celu przymocowania epineurium do endomysium. 
	UWAGA: Umieść te szwy, upewniając się, że mięsień ma normalną długość spoczynkową. Zbyt duże rozciąganie lub ściskanie mięśnia może później wpłynąć na regenerację i zdolności sygnalizacyjne.</li>
	<li>Owiń obwodowo krawędzie przeszczepu mięśniowego otaczającego teraz zabezpieczony nerw i zszyj na miejscu, używając prostego przerwanego 8-0 ściegi nylonowe (~4-6 w zależności od długości).</li>
	<li>Po osiągnięciu hemostazy zamknij powięź mięśnia dwugłowego uda nad konstruktem za pomocą szwu chromowego 5-0 w stylu biegowym.</li>
	<li>Zamknij wierzchnią skórę w sposób biegowy za pomocą szwu chromowego 4-0.</li>
	<li>Oczyść obszar operacyjny wacikiem nasączonym alkoholem i nałóż maść z antybiotykiem.</li>
	<li>Przerwać wziewne znieczulenie i umieścić szczura w czystej klatce odizolowanej od współwięźniów i pozostawić do odzyskania wraz z jedzeniem i wodą ad lib.</li>
	<li>Gdy szczur odpowiednio dojdzie do siebie, umieść go z powrotem z kolegami z klatki w czystej klatce. 
	UWAGA: Konstrukty te wymagają dojrzewania trwającego co najmniej trzy miesiące, aby wytworzyć odpowiednie wzmocnienie sygnału nerwowego.</li>
</ol>

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

MC-RPNI to nowatorski konstrukt, który pozwala na amplifikację nienaruszonych, odprowadzających potencjałów czynnościowych obwodowego nerwu ruchowego w celu dokładnego sterowania egzoszkieletem. W szczególności MC-RPNI przynosi szczególne korzyści osobom z osłabieniem kończyn spowodowanym poważną chorobą mięśni i/lub brakiem mięśni, w przypadku których nie można zarejestrować sygnałów EMG. Zmniejszenie i tak już upośledzonej funkcji mięśni byłoby katastrofalne w tej populacji; jednak MC-RPNI ma zdolność do zapewnienia te...

W samych Stanach Zjednoczonych około 130 milionów ludzi cierpi na zaburzenia nerwowo-mięśniowo-szkieletowe, co skutkuje ponad 800 miliardami dolarów rocznego wpływu ekonomicznego1,2. Ta grupa zaburzeń jest zazwyczaj wtórna do patologii w obrębie układu nerwowego, w złączu nerwowo-mięśniowym lub w samym mięśniu3. Pomimo różnorodności patologicznych pochodzeń, większość z nich ma pewien stopień słabości kończyn1,3. Niestety, ta słabość jest często trwała, biorąc pod uwagę ograniczenia w regeneracji tkanki nerwowej i mięśniowej, zwłaszcza w przypadku ciężkiego urazu4,5,6.
Algorytmy leczenia osłabienia kończyn klasycznie skupiały się na środkach rehabilitacyjnych i wspomagających, często polegając na wykorzystaniu możliwości pozostałych nienaruszonych kończyn (laski, wózki inwalidzkie itp.)7. Ta strategia jest jednak niewystarczająca dla tych, których słabość nie ogranicza się do jednej kończyny. Dzięki najnowszym innowacjom w technologiach robotycznych opracowano zaawansowane egzoszkielety, które przywracają funkcjonalność kończyn osobom żyjącym z osłabieniem kończyn8,9,10,11,12,13. Te robotyczne egzoszkielety są często zasilanymi, ubieralnymi urządzeniami, które mogą pomagać w inicjowaniu i kończeniu ruchu lub utrzymywaniu pozycji kończyn, zapewniając różną siłę, którą można indywidualnie dostosować do użytkownika8,9,10,11,12,13. Urządzenia te są klasyfikowane jako pasywne lub aktywne w zależności od tego, w jaki sposób zapewniają użytkownikowi pomoc motoryczną: urządzenia aktywne zawierają siłowniki elektryczne, które zwiększają moc użytkownika, podczas gdy urządzenia pasywne przechowują energię z ruchów użytkownika, aby w razie potrzeby oddać ją z powrotem do użytkownika14. Ponieważ aktywne urządzenia mają zdolność zwiększania możliwości energetycznych użytkownika, urządzenia te są znacznie częściej wykorzystywane w przypadku słabości kończyn[14].
Aby określić intencje motoryczne w tej populacji, nowoczesne egzoszkielety często polegają na algorytmach rozpoznawania wzorców generowanych z elektromiografii (EMG) dystalnych mięśni kończyn8,15,16,17 lub elektroencefalografii powierzchniowej (sEEG) mózgu18,19,20. Pomimo obietnicy tych metod wykrywania, obie opcje mają znaczące ograniczenia, które uniemożliwiają powszechne wykorzystanie tych urządzeń. Ponieważ sEEG wykrywa sygnały na poziomie mikrowoltów przezczaszkowo18,19,20, krytyka często skupia się na niemożności odróżnienia tych sygnałów od szumu tła21. Gdy szum tła jest podobny do pożądanego sygnału nagrywania, powoduje to niski stosunek sygnału do szumu (SNR), co skutkuje niedokładnym wykrywaniem i klasyfikacją silnika22,23. Dokładne wykrywanie sygnału dodatkowo opiera się na stabilnym kontakcie ze skórą głowy o niskiej impedancji21, na który znaczący wpływ może mieć obecność szorstkich/grubych włosów, aktywność użytkownika, a nawet pocenie się22,24. Natomiast sygnały EMG mają o kilka wielkości większe amplitudę, co ułatwia większą dokładność wykrywania sygnału motorycznego15,18,25. Ma to jednak swoją cenę, ponieważ pobliskie mięśnie mogą zanieczyścić sygnał, zmniejszając stopnie swobody, które mogą być kontrolowane przez urządzenie16,17,25 i niezdolność do wykrycia głębokich ruchów mięśni25,26,27,28. Co najważniejsze, EMG nie może być stosowane jako metoda kontrolna, gdy występuje znaczne uszkodzenie mięśni i całkowity brak tissue29.
Aby przyspieszyć rozwój robotycznych egzoszkieletów, wymagane jest konsekwentne i dokładne wykrywanie intencji motorycznych zamierzonego użytkownika. Interfejsy, które wykorzystują obwodowy układ nerwowy, pojawiły się jako obiecująca technika interfejsu, biorąc pod uwagę ich stosunkowo prosty dostęp i funkcjonalną selektywność. Obecne metody łączenia nerwów obwodowych mogą być inwazyjne lub nieinwazyjne i zazwyczaj należą do jednej z trzech kategorii: elektrody pozanerwowe30,31,32,33, elektrody wewnątrzpęczkowe34,35,36 i elektrody penetrujące37,38,39,40. Ponieważ sygnały nerwów obwodowych są na ogół na poziomie mikrowoltów, może być trudno odróżnić te sygnały od szumu tła o podobnej amplitudzie41,42, co zmniejsza ogólne możliwości wykrywania motorycznego interfejsu. Te niskie proporcje sygnału do szumu (SNR) często pogarszają się z czasem, wtórnie do pogorszenia impedancji elektrody43 powstałe w wyniku degradacji urządzenia39,43, lub lokalnej reakcji ciała obcego powodującej bliznę wokół urządzenia i/lub miejscowej degeneracji aksonów37,44. Chociaż niedociągnięcia te można na ogół usunąć poprzez reoperację i wszczepienie nowego interfejsu nerwów obwodowych, nie jest to realne rozwiązanie długoterminowe, ponieważ reakcje związane z ciałem obcym nadal by występowały.
Aby uniknąć tych lokalnych reakcji tkankowych wynikających z interakcji nerwów obwodowych z interfejsami abiotycznymi, konieczne jest połączenie zawierające komponent biologiczny. Aby zaradzić temu brakowi, opracowano Regeneracyjny Interfejs Nerwów Obwodowych (RPNI) w celu integracji przeciętych nerwów obwodowych w pozostałych kończynach osób po amputacjach za pomocą urządzeń protetycznych45,46,47,48. Wytwarzanie RPNI polega na chirurgicznym wszczepieniu przeciętego nerwu obwodowego do segmentu autologicznego wolnego przeszczepu mięśniowego, przy czym z czasem następuje rewaskularyzacja, regeneracja i reinerwienie. Poprzez generowanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni na poziomie miliwoltów (CMAP), RPNI jest w stanie wzmocnić sygnał poziomu mikrowoltów w zawartym w nim nerwie o kilka wielkości, ułatwiając dokładne wykrycie intencji motorycznej45,48,49. W ciągu ostatniej dekady nastąpił znaczny rozwój RPNI, z godnym uwagi sukcesem we wzmacnianiu i przekazywaniu odprowadzających sygnałów nerwów ruchowych zarówno w próbach animal50,51, jak i human47, ułatwiając sterowanie urządzeniami protezowymi o wysokiej dokładności z wieloma stopniami swobody.
Osoby z osłabionymi kończynami, ale nienaruszonymi nerwami obwodowymi, podobnie skorzystałyby z wysokiej dokładności wykrywania intencji motorycznych za pomocą interfejsów nerwów obwodowych w celu kontrolowania urządzeń egzoszkieletu. Ponieważ RPNI został opracowany do integracji z przeciętymi nerwami obwodowymi, np. u osób po amputacjach, konieczne były modyfikacje chirurgiczne. Opierając się na doświadczeniach z RPNI, opracowano Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Składa się z podobnego segmentu wolnego przeszczepu mięśniowego jak w RPNI, zamiast tego jest przymocowany obwodowo do nienaruszonego nerwu obwodowego (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1). Z biegiem czasu regeneruje się i zostaje unerwiony poprzez boczne kiełkowanie aksonów, wzmacniając i tłumacząc te odprowadzające sygnały nerwu ruchowego na sygnały EMG, które są o kilka rzędów wielkości większe52. Ponieważ MC-RPNI jest pochodzenia biologicznego, pozwala uniknąć nieuniknionej reakcji ciała obcego, która występuje w przypadku obecnie używanych interfejsów nerwów obwodowych52. Co więcej, MC-RPNI nadaje zdolność do jednoczesnego kontrolowania wielu stopni swobody, ponieważ można je umieścić na dystalnie wypreparowanych nerwach poszczególnym mięśniom bez znaczącego przesłuchu, jak to zostało wcześniej zademonstrowane w RPNIs49. Wreszcie, MC-RPNI może działać niezależnie od dystalnej funkcji mięśnia, ponieważ jest umieszczony na nerwie proksymalnym. Biorąc pod uwagę jego zalety w porównaniu z obecnymi interfejsami nerwów obwodowych, MC-RPNI jest bardzo obiecujący, jeśli chodzi o zapewnienie bezpiecznej, dokładnej i niezawodnej metody kontroli egzoszkieletu.

<table><tbody><tr><td>#15 Skalpel</td><td>Aspen Surgical, Inc</td><td>Ref 371115</td><td>Ostrza chirurgiczne ze stali węglowej z żeberkiem (#15)</td></tr><tr><td>Ogniwo obciążnikowe cienkowarstwowe 2-N (S100)</td><td>Urządzenia do pomiaru odkształceń, Inc</td><td>SMD100-0002</td><td>Mierzy siłę generowaną przez przyczepiony mięsień</td></tr><tr><td>4-0 Szew chromowy</td><td>Ethicon</td><td>SKU# 1654G</td><td>P-3 Igła do odwróconego cięcia</td></tr><tr><td>5-0 Szew chromowy</td><td>Ethicon SKU</td><td># 687G</td><td>P-3 Igła do odwróconego cięcia</td></tr><tr><td>8-0 Szew monofilamentowy</td><td>AROSurgical</td><td>T06A08N14-13</td><td>poliamidowy szew monofilamentowy na gwintowanej igle stożkowej</td></tr><tr><td>Szczury eksperymentalne</td><td>Envigo</td><td>F344-NH-sd</td> Szczury to cienkie kleszcze <td>Fischer F344 szczepu -</td></tr><tr><td>lustrzane wykończenie</td><td>Fine Science Tools</td><td>11413-11</td><td>Kleszczyki z cienką końcówką i lustrzanym wykończeniem, idealne do pracy z delikatnymi strukturami, takimi jak nerwy</td></tr><tr><td>Fluriso (Isofluorane)</td><td>VetOne</td><td>13985-528-40</td> Przyrząd do pomiaru siły <td>znieczulenia wziewnego</td></tr><tr><td></td><td>Red Rock</td><td>n/a</td><td>Specjalnie zaprojektowany przyrząd do pomiaru siły, który pozwala na unieruchomienie kończyny tylnej, aby umożliwić dokładny zapis siły mięśniowej</td></tr><tr><td>Oprogramowanie MATLAB</td><td>Mathworks, Inc</td><td>PR-MATLAB-MU-MW-707-NNU</td><td>Oblicza siłę czynną dla każdego zarejestrowanego śladu siły na podstawie siły biernej i całkowitej pomiary</td></tr><tr><td>System Nicolet Viasys EMG EP</td><td>Nicolet</td><td>MFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMG</td><td>Przenośny system rejestracji sygnałów EMG i nerwowych zdolny do jednoczesnego 2-kanałowego nagrywania z nerwów i/lub mięśni</td></tr><tr><td>Tlenowe</td><td>gazy kriogeniczne</td><td>UN1072</td><td>Standardowe kanistry tlenowe klasy medycznej</td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>APP Pharmaceuticals</td><td>63323-965-20</td><td>Forma do wstrzykiwań, 2 mEq / ml</td></tr><tr><td>Povidone Jod USP</td><td>MediChoice</td><td>65517-0009-1</td><td>10% roztwór do stosowania miejscowego, można użyć jednej butelki do wielu przygotowań chirurgicznych</td></tr><tr><td>Puralube Vet maść okulistyczna</td><td>Dechra</td><td>17033-211-38</td><td>Maść chroniąca rogówkę do stosowania podczas zabiegu</td></tr><tr><td>Rimadyl (Caprofen)</td> <td>Zoetis, Inc.</td><td>NADA# 141-199</td><td>Forma do wstrzykiwań, 50 mg / ml</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Leica</td><td>Model M60</td><td>Użytkownik może dostosować powiększenie do swoich preferencji</td></tr><tr><td>Instrumenty chirurgiczne</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>Różni</td><td>użytkownicy mogą wybierać instrumenty zgodnie z osobistymi preferencjami lub z tego, co jest obecnie dostępne w ich laboratorium</td></tr><tr><td>Maść z potrójnym antybiotykiem</td><td>MediChoice</td><td>39892-0830-2</td><td>Maść dostarczana jest w sterylnych, jednorazowych opakowaniach</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas - krawędź tnąca 2 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-04</td><td>Zakrzywione nożyczki do mikropreparacji używane do wykonywania okna nausznego</td></tr><tr><td>VaporStick 3</td><td>Surgivet</td><td>V7015</td><td>Wieża anestezjologiczna z miejscem na butlę z izofluoranem i tlenem</td></tr><tr><td>Webcol Alcohol Prep</td><td>Coviden</td><td>Ref 6818</td><td>Chusteczki nasączone alkoholem; Użyj nowej chusteczki do każdego przygotowania</td></tr></tbody></table>

regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

The Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface for the Amplification of Intact Peripheral Nerve Signals

Robotyczne egzoszkielety zyskały ostatnio uznanie w dziedzinie medycyny rehabilitacyjnej jako obiecująca metoda przywracania funkcjonalności dla osób z osłabieniem kończyn. Jednak ich zastosowanie pozostaje w dużej mierze ograniczone do instytucji badawczych, często działających jako środek wspomagający statyczne kończyny, ponieważ metody wykrywania motorycznego pozostają zawodne. Interfejsy nerwów obwodowych pojawiły się jako potencjalne rozwiązanie tego niedociągnięcia; Jednak ze względu na ich z natury małe amplitudy, sygnały te mogą być trudne do odróżnienia od szumu tła, co obniża ich ogólną dokładność wykrywania silnika. Ponieważ obecne interfejsy opierają się na materiałach abiotycznych, nieodłączny rozkład materiału może z czasem nastąpić wraz z reakcją tkanki ciała obcego, co dodatkowo wpływa na ich dokładność. Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) został zaprojektowany w celu przezwyciężenia tych zauważonych powikłań. Składający się z odcinka wolnego przeszczepu mięśniowego przymocowanego obwodowo do nienaruszonego nerwu obwodowego, konstrukt regeneruje się i z czasem zostaje ponownie unerwiony przez zawarty w nim nerw. U szczurów konstrukt ten wykazał zdolność do wzmacniania motorycznych eferentnych potencjałów czynnościowych nerwu obwodowego do 100 razy w stosunku do normalnej wartości poprzez generowanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP). To wzmocnienie sygnału ułatwia bardzo dokładne wykrywanie intencji motorycznych, potencjalnie umożliwiając niezawodne wykorzystanie urządzeń egzoszkieletowych.

Chirurgiczne wykonanie MC-RPNI uznaje się za niepowodzenie okołoperacyjne, jeśli szczury nie przeżyją wybudzenia z narkozy lub rozwiną infekcję w ciągu tygodnia od operacji. Wcześniejsze badania wykazały, że 3-miesięczny okres dojrzewania pozwoli na uzyskanie wiarygodnej amplifikacji sygnału z tych konstruktów42,45,48,49. W tym czasie lub później można przeprowadzić chirurgiczne odsłonięcie i o...

Ten manuskrypt dostarcza innowacyjnej metody rozwoju biologicznego interfejsu nerwów obwodowych, zwanego Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Ten konstrukt chirurgiczny może wzmacniać sygnały odprowadzające motoryczne nerwu obwodowego, aby ułatwić dokładne wykrywanie intencji motorycznej i potencjalną kontrolę urządzeń egzoszkieletowych.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

Robotic exoskeletons have gained recent acclaim within the field of rehabilitative medicine as a promising modality for functional restoration for those ...

Fizjologiczne sygnały nerwowe są na poziomie mikrowoltów, który jest zdecydowanie zbyt mały, aby można je było wiarygodnie rejestrować za pomocą obecnie dostępnych elektrod. MC-RPNI może komunikować się z nienaruszonymi nerwami obwodowymi, wzmacniając małe sygnały ponad sto razy, aby ułatwić niezawodne i dokładne wykrywanie intencji motorycznych. Podstawową zaletą tej techniki jest jej biologiczny charakter.Może łączyć się z nienaruszonymi nerwami obwodowymi przez długi czas, nie powodując szkodliwego wpływu na sam nerw lub dystalnie unerwione cele mięśniowe. Zasilane egzoszkielety zdolne do przywrócenia funkcji osobom z osłabieniem kończyn rzadko są w pełni wykorzystywane ze względu na niezdolność do niezawodnego i dokładnego wykrywania intencji motorycznych. Ze względu na swoje biologiczne możliwości wzmacniania sygnału nerwowego, mankiet mięśniowy RPNI jest odpowiedzią na te niedociągnięcia.Wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż przedniej części pożądanej tylnej kończyny dawcy, rozciągające się od tuż nad kostką do tuż poniżej kolana za pomocą skalpela numer 15. Wypreparuj leżącą pod spodem tkankę podskórną ostrymi nożyczkami do tęczówki, aby odsłonić leżące pod spodem mięśnie i dystalne ścięgna tuż proksymalnie stawu skokowego. Odizoluj mięsień EDL i jego dystalne ścięgno od otaczających mięśni.Upewnij się, że izoluje się prawidłowe ścięgno, wkładając oba zęby kleszczy lub nożyczek tęczówki pod dystalne ścięgno tuż proksymalnie do stawu skokowego. Otwórz kleszcze lub nożyczki, aby wywrzeć nacisk na ścięgno w górę. Wykonaj dystalną tenotomię mięśnia EDL na poziomie kostki za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki i wypreparuj mięsień wolny od otaczających tkanek działających proksymalnie w kierunku jego ścięgnistego początku.Po uwidocznieniu ścięgna bliższego należy wykonać proksymalną tenotomię ostrymi nożyczkami do tęczówki, aby uwolnić przeszczep, przyciąć oba ścięgnaste końce przeszczepu mięśniowego i przyciąć na żądaną długość ostrymi nożyczkami do tęczówki. Wykonaj podłużne nacięcie na całej przyciętej długości po jednej stronie przeszczepu mięśniowego, aby ułatwić umieszczenie nerwu w przeszczepie mięśniowym i zapewnić kontakt nerwu z endomysium. Przygotowany przeszczep mięśniowy należy umieścić w gazie nasączonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu tkanek.Zaznacz nacięcie chirurgiczne, rozciągające się od linii około 5 milimetrów od wcięcia kulszowego do dolnego stawu kolanowego. Naciąć skórę i tkanki podskórne wzdłuż zaznaczonej linii nacięcia ostrzem numer 15. Ostrożnie naciąć przez leżącą poniżej powięź mięśnia dwugłowego uda, uważając, aby nie rozciągać się na całą głębokość mięśnia, ponieważ nerw kulszowy leży tuż poniżej.Następnie dokładnie przeprowadź sekcję mięśnia dwugłowego kości udowej małymi nożyczkami o końcówce lub hemostatem. Zidentyfikuj wspólny nerw kroczowy lub CP i ostrożnie odizoluj go od otaczających nerwów za pomocą mikrokleszczy i mikronożyczek. Usuń otaczającą tkankę łączną ze środkowych 2 centymetrów nerwu, uważając, aby nie zmiażdżyć nerwu.Przytrzymaj proksymalne epineurium za pomocą mikrokleszczy nad najbardziej środkową częścią uwolnionego nerwu CP i natychmiast naciąć epineurium nożyczkami do mikrodysekcji. Następnie przemieszczaj się dystalnie wzdłuż nerwu, aby utworzyć okno epineuryczne pasujące do długości przeszczepu mięśniowego i usunąć około 25% epineurium. Zadbaj o to, aby usunąć ten segment w jednym kawałku.Usuń przeszczep mięśniowy z gazy nasączonej solą fizjologiczną i umieść go pod centralną częścią nerwu CP, w której powstało okno epineuryczne. Obróć nerw o 180 stopni, tak aby odcinek okna opłucnikowego dotykał nienaruszonego mięśnia i nie leżał u podstaw ewentualnej linii szwu. Zszyj epineurium nerwu CP za pomocą 8-O Szew nylonowy proksymalnie i dystalnie do przeszczepu mięśniowego w rowku z prostymi szwami przerywanymi w celu przymocowania epineurium do endomysium.Owiń obwodowo krawędzie w przeszczepie mięśniowym otaczającym teraz zabezpieczony nerw i zszyj na miejscu z przerwanym 8-O ściegi nylonowe. Po osiągnięciu hemostazy zamknij powięź mięśnia dwugłowego uda nad konstruktem za pomocą szwu chromowego 5-O w stylu biegowym. Zamknij leżącą nad nią skórę za pomocą szwu chromowego 4-O w sposób biegowy.Barwienie H&E przekroju poprzecznego MC-RPNI pokazuje mięsień i nerw. Przekrój poprzeczny ipsilateralnego, dystalnie unerwionego mięśnia EDL u szczura z MC-RPNI wykazał żywotną tkankę nerwową i mięśniową bez znaczącego zwłóknienia lub bliznowacenia w porównaniu z przekrojem poprzecznym u szczura kontrolnego bez MC-RPNI. Immunohistochemia przekroju podłużnego próbki MC-RPNI wykazuje jądra zabarwione na niebiesko z DAPI i tkankę nerwową zabarwioną na zielono.Zbliżenie na inny udany MC-RPNI pokazuje wiele unerwionych połączeń nerwowo-mięśniowych zabarwionych alfa-bungarotoksyną na czerwono dla receptorów acetylocholiny. Testy elektrofizjologiczne przeprowadzone na konstruktach MC-RPNI wykazały, że generowane złożone potencjały czynnościowe mięśni lub przebiegi CMAP są podobne w wyglądzie do mięśni natywnych, co dodatkowo potwierdza, że zostały one ponownie unerwione przez zawarty w nich nerw. CMAP generowane przez fizjologiczny mięsień EDL po stymulacji nerwu proksymalnego CP zwykle wahają się od 20 do 30 miliwoltów.EDL CMAP u szczurów z wszczepionymi MC-RPNI nie różnią się znacząco, średnio 24,27 miliwoltów plus minus 1,34 miliwolta. Bardzo ważne jest, aby przećwiczyć tworzenie okna epineurycznego przed użyciem go w badaniu. Epineurium jest bardzo cienką, delikatną powłoką nerwu, a uszkodzenie leżących poniżej włókien nerwowych może zmienić wyniki w bardzo nieprzewidywalny sposób.Konstrukty te są uważane za dojrzałe u szczurów po 3 miesiącach, a ich możliwości dostosowywania są nieograniczone. Po osiągnięciu dojrzałości MC-RPNI może być wykorzystywany m.in. w ocenach fizjologicznych, analizach elektrofizjologicznych i testach siły mięśniowej. Neurorrhaphy end-to-side jest stosunkowo nowszą koncepcją w chirurgii, w której przecięty nerw jest połączony z nienaruszonym nerwem obwodowym, wywołując poboczne kiełkowanie z nienaruszonego nerwu do przeszczepionego segmentu.Odkryliśmy, że zjawisko to występuje również w mięśniach przeszczepionych bezpośrednio do nienaruszonego nerwu, a możliwości dalszych badań są fascynujące.

the-muscle-cuff-regenerative-peripheral-nerve-interface-for

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Uraz rdzenia kręgowego zaburza komunikację z mózgiem. Aby przywrócić utraconą łączność, wykorzystujemy przeszczep nerwu obwodowego, który stanowi podłoże dla regenerujących się włókien, w połączeniu z czynnikami neurotroficznymi i enzymami modyfikującymi macierz, które usuwają cząsteczki hamujące w celu promowania wzrostu na duże odległości.

Połączenie przeszczepu nerwu obwodowego i modulacji macierzy w celu naprawy uszkodzonego rdzenia kręgowego szczura

Źródło: Svientek, S. R., et al. Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura.  J. Vis. Exp. (2020).Film ten demonstruje chirurgiczną konstrukcję kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) w szczurzym modelu uszkodzenia nerwów obwodowych. Zabieg polega na przymocowaniu przeciętego nerwu strzałkowego do przeszczepu mięśniowego i nałożeniu na niego przeszczepu skóry w celu pobudzenia regeneracji nerwów. Z biegiem czasu...

Budowa kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych w szczurzym modelu uszkodzenia nerwu

Ten film pokazuje wykonanie płaskiej elektrody do owijania nerwów. Prezentuje integrację metalu ekranującego i precyzyjnych warstw polimeru w celu uzyskania efektywnej powierzchni nagrywania. Proces ten polega na łączeniu, utwardzaniu, przycinaniu i cięciu warstw polimerowych w celu uzyskania optymalnego kontaktu nerwowego i dokładnego rejestrowania sygnału.

Wytwarzanie elektrod nerwowych z płaskim interfejsem do rejestrowania aktywności neuronalnej

Ten artykuł zawiera szczegółowy opis procesu produkcji płaskiej elektrody nerwowej o wysokiej gęstości kontaktu (FINE). Elektroda ta jest zoptymalizowana pod kątem selektywnego rejestrowania i stymulowania aktywności neuronalnej w nerwach obwodowych.

Wytwarzanie elektrod nerwowych o płaskim interfejsie o dużej gęstości kontaktowej do zastosowań związanych z rejestracją i stymulacją

Prezentowany tutaj jest protokół produkcji wszczepialnego systemu do chronologicznego zapisu in vivo wywołanych i spontanicznych potencjałów elektromiograficznych. System jest stosowany do badania unerwienia mięśni krtani po uszkodzeniu nerwów.

Wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo

Poniższy manuskrypt opisuje nowatorską metodę rozwoju biologicznego, zamkniętego systemu neuronowego sprzężenia zwrotnego, zwanego kompozytowym regeneracyjnym interfejsem nerwów obwodowych (C-RPNI). Konstrukt ten ma zdolność integracji z nerwami obwodowymi w celu wzmocnienia odprowadzających sygnałów motorycznych, jednocześnie zapewniając aferentne sensoryczne sprzężenie zwrotne.

Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura

Istniejące podejścia do konstruowania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych nerwów obwodowych do użytku u małych gryzoni często wymagają specjalistycznego sprzętu i/lub wysoko wykwalifikowanego personelu. W tym protokole demonstrujemy proste, tanie podejście do wytwarzania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych i wykazujemy ich skuteczność w stymulacji nerwu błędnego (VNS) u szczurów.

Przygotowanie elektrod stymulujących nerwy obwodowe do przewlekłej implantacji u szczurów

To jest protokół chirurgicznego wszczepienia i obsługi bezprzewodowo zasilanego interfejsu dla nerwów obwodowych. Pokazujemy użyteczność tego podejścia na przykładach stymulatorów nerwów umieszczonych na nerwie kulszowym lub przeponowym szczura.

Implantacja i sterowanie bezprzewodowymi, bezbateryjnymi systemami do łączenia nerwów obwodowych

Ten protokół opisuje przygotowanie całej tkanki nerwowej rwy kulszowej szczura do elektrofizjologicznej stymulacji ex vivo i zapis w regulowanej środowiskowo, dwukomorowej, perfundowanej kąpieli solankowej.

Przygotowanie nerwu kulszowego szczura do neurofizjologii ex vivo

Tutaj opisujemy procedurę chirurgiczną przeprowadzania operacji Regenerative Peripheral Nerve Interface (RPNI) w leczeniu bólu neuropatycznego po amputacji w kontekście międzynarodowego, randomizowanego badania kontrolowanego (RCT) (ClinicalTrials.gov, NCT05009394). RCT porównuje RPNI z dwiema innymi technikami chirurgicznymi, a mianowicie celowanym unerwieniem mięśni (TMR) i wycięciem nerwiaka połączonego z transpozycją domięśniową.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych: protokół chirurgiczny dla randomizowanego kontrolowanego badania w bólu po amputacji

Poznaj metodę MC-RPNI do wzmacniania sygnałów nerwów obwodowych w neuroprotezach. Ten biologiczny interfejs wzmacnia sygnały ponad stukrotnie, umożliwiając niezawodną detekcję intencji ruchowej dla kontroli egzoszkieletów.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

Przeglądaj więcej filmów