Name: Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-19T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 28 s
Description: Poznaj metodę indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne wiązanie tętnicy wieńcowej. Protokół skraca czas zabiegu, zapewnia kontrolowany rozmiar zawału i poprawia przeżycie zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82070317, 81700390 do Jibin Lin, 8210021880 do Bingjie Lv i 82000428 do Boyuan Wang) oraz National Key R&D Program of China (2017YFA0208000 do Shaolin He).

Badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Nauki i Technologii Huazhong (Wuhan, Chiny).
UWAGA: Jako modele wykorzystano samce myszy C57BL/6J (8-10 tygodni). Myszy mają swobodny dostęp do pożywienia i wody oraz są hodowane w warunkach wolnych od określonych patogenów. W pomieszczeniu utrzymywana jest kontrolowana temperatura (22 °C ± 2 °C) i wilgotność (45%-65%). Myszy są poddawane 12-godzinnemu cyklowi światła/ciemności w Zakładzie Opieki nad Zwierzętami w Tongji Medical School (Wuhan, Chiny) zgodnie z wytycznymi ustanowionymi przez tę instytucję. Należy używać sterylnych narzędzi mikrosurgicalnych i materiałów chirurgicznych. Przez cały czas trwania procedury wymagane jest stosowanie rękawiczek chirurgicznych i masek. Schemat przepływu eksperymentu przedstawiono na Rysunku 1A.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Przez cały czas trwania procedury chirurgicznej należy używać prostokątnego stołu operacyjnego (OT) z uprzednio podgrzaną podkładką grzewczą (37 °C) (Rysunek 1B). Przed rozpoczęciem procedury należy zdezynfekować stół światłem ultrafioletowym oraz 70% alkoholem.</li>
	<li>Dokładnie zważ wszystkie myszy, aby obliczyć dawkę niezbędnych leków anestetycznych. Następnie znieczul myszy ketaminą (80 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie doszpikowe. Upewnij się, że osiągnięto odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając brak odruchu cofania po uciśnięciu palca u nogi oraz brak odruchu mrugania.</li>
	<li>Umieść mysz na stole operacyjnym w pozycji na plecach, kładąc gazę pod głową, aby uniknąć przegrzania oczu. Nałóż maść okulistyczną do oczu, aby zapobiec ich wysychaniu.</li>
	<li>Ogol sierść na lewej części przedsercowej klatki piersiowej za pomocą maszynki elektrycznej. Na wstępnie ogoloną klatkę piersiową nanieś krem do depilacji i masuj równomiernie sterylnym patyczkiem bawełnianym przez ok. 1 min. Nadmiar luźnej sierści usuń za pomocą gazy.</li>
	<li>Użyj jodyny (powidon-jodu), a następnie 70% alkoholu, aby oczyścić ten obszar. Przykryj klatkę piersiową gazą.</li>
	<li>Użyj nici chirurgicznej 4-0 pod górnymi siekaczami i przymocuj ją do punktu kotwiczenia (blisko krawędzi stołu operacyjnego nad nosem), aby utrzymać pysk lekko otwarty i ułatwić kaniulację.</li>
	<li>Odciągnij ogon, aby ciało było wyprostowane, a następnie przymocuj ogon do stołu operacyjnego za pomocą taśmy. Przymocuj cztery kończyny i zaciśnij je w pozostałych punktach kotwiczenia. Ważne jest, aby nie nadmiernie rozciągać kończyn przednich, gdyż może to doprowadzić do upośledzenia funkcji oddechowych.</li>
	<li>Użyj zakrzywionej pęsety i kleszczyków, aby otworzyć szczękę i unieść język. Użyj iluminatora, aby wyraźnie zwizualizować gardło i głośnię.</li>
	<li>Wprowadź ostrożnie kaniulę 22-G za pomocą stępionej i skróconej igły do tchawicy przez pysk, ok. 1 cm w dół gardła. Jedną ręką trzymaj język, przesuwając go lekko w górę tępą pęsetą, a jednocześnie drugą ręką ostrożnie wprowadź rurkę do tchawicy. Należy uważać, aby nie wprowadzić rurki do przełyku.</li>
	<li>Ostrożnie wyjmij igłę. Przed podłączeniem do respiratora sprawdź poprawność intubacji, zanurzając rurkę w wodzie w celu sprawdzenia, czy tworzą się pęcherzyki powietrza.</li>
	<li>Podłącz rurkę endotrachealną do respiratora ustawionego na 120/min, z objętością oddechową dostosowaną do 250 µL. 
	UWAGA: Ustawienia respiratora są dostosowywane do masy ciała (zazwyczaj większa masa ciała wymaga większej objętości oddechowej).</li>
	<li>Potwierdź prawidłowość intubacji, sprawdzając obustronne, symetryczne rozszerzanie klatki piersiowej. Następnie przymocuj połączenie do stołu operacyjnego taśmą, aby zapobiec wypadnięciu rurki.</li>
	<li>Umieść elektrody EKG na łapach i podłącz je do rejestratora EKG. Monitoruj elektrofizjologię serca przez cały czas trwania procedury.</li>
</ol>
2. Torakotomia
<ol>
	<li>Usuń gazę z klatki piersiowej. Ponownie zdezynfekuj obszary nacięcia 70% alkoholem, stosując trzy cykle przecierania. Następnie przykryj mysz sterylną chustą chirurgiczną z otworem nad polem operacyjnym, aby ograniczyć zanieczyszczenie miejsca zabiegu.</li>
	<li>Za pomocą sterylnego skalpela wykonaj skośne nacięcie skóry (0,8-1,0 cm) wzdłuż lewej linii środkowoobojczykowej.</li>
	<li>Przeprowadź rozdzielanie tępe tkanek podskórnych, aby odsłonić znajdujące się pod nimi żebra. Zachowaj ostrożność, aby nie uszkodzić naczyń, żeber i płuc. Krwawienie tamuj za pomocą sterylnych aplikatorów bawełnianych.</li>
	<li>Zidentyfikuj i wykonaj nacięcie o długości około 6-8 mm w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie przeprowadź rozdzielanie tępe tkanek w przestrzeni międzyżebrowej, aby otworzyć jamę klatki piersiowej. Zachowaj ostrożność, aby nie uszkodzić tętnicy piersiowej wewnętrznej.</li>
	<li>Użyj pęsety, aby rozszerzyć przestrzeń międzyżebrową. Wprowadź wstępnie wysterylizowane, wykonane samodzielnie rozieraki (Rysunek 1C) do klatki piersiowej i odciągnij je, aby rozszerzyć nacięcie do szerokości ~6 mm. Przymocuj rozieraki do stołu operacyjnego za pomocą gumek recepturek.</li>
	<li>Ostrożnie usuń otaczające tkanki, aby w pełni odsłonić serce. Delikatnie odsuń osierdzie za pomocą pęsety zakrzywionej, nie uszkadzając serca. W ten sposób uzyskano wyraźny widok na serce.</li>
</ol>
3. Ligacja LAD
UWAGA: LAD przejawia się jako cienka czerwona linia biegnąca prostopadle od okolicy wierzchołka w dół przez lewą komorę. LAD ma jaskrawoczerwony kolor, dlatego należy uważać, aby nie pomylić go z żyłą. Zazwyczaj miejsce podwiązania znajduje się ok. 1-2 mm poniżej lewego uszka. Ta pozycja podwiązania spowoduje niedokrwienie około 40%-50% lewej komory. Wyższa pozycja stworzy obszerniejszą strefę zawału. Bardziej dystalne miejsce stworzy mniejszą strefę zawału.
<ol>
	<li>Użyj mikroskopu stereotypowego i skieruj skupione, odpowiednie światło w celu wizualizacji LAD. Delikatnie naciśnij miejsce poniżej wybranego punktu ligacji, aby tymczasowo poszerzyć LAD (≤5 s na raz). W ten sposób ponownie zidentyfikuj LAD.</li>
	<li>Używając igły stożkowej (3/8, 2,5 x 5), przeprowadź pod LAD pod mikroskopem stereotypowym jedwabną nitkę do ligacji 8-0. Zachowaj ostrożność co do głębokości wprowadzenia igły: nie może być ona zbyt głęboka, aby nie przebić lewej komory, ani zbyt płytka, aby uniknąć uszkodzenia LAD.</li>
	<li>Zwiąż nitkę luźnym podwójnym węzłem. Średnica pętli powinna wynosić około 2-3 mm.</li>
	<li>Wsuń fragment rurki PE-10 o długości 2-3 mm do pętli równolegle do tętnicy.</li>
	<li>Delikatnie zaciśnij pętlę ligacyjną, aż obejmie ona tętnicę i rurkę. Następnie zabezpiecz pętlę węzłem ślizgowym. Należy uważać, aby nie uszkodzić ściany mięśnia sercowego zbyt dużym naciskiem podczas zaciskania. 
	UWAGA: W grupie operacji pozorowanej (sham) nie wykonuje się ligacji.</li>
	<li>Potwierdź zatrzymanie przepływu krwi w LAD: po ligacji przednia ściana LV powinna przybrać bledszy kolor. Ponadto znaczne uniesienie odcinka ST w ciągu kilku uderzeń serca również wskazuje na niedrożność16. Jeśli wymagana jest stała ligacja (np. w przypadku MI), usuń rurkę PE-10 i zwiąż LAD bezpośrednio węzłem. Kontynuuj pozostałą część procedury zgodnie z punktem 4.3 poniżej.</li>
	<li>Usuń retraktory z nacięcia. Następnie tymczasowo zamknij ranę za pomocą klamry typu bulldog. Czas trwania niedokrwienia zależy od projektu eksperymentalnego. Upewnij się, że mysz nadal jest podłączona do respiratora.</li>
</ol>
4. Reperfusja
<ol>
	<li>Po zakończeniu okresu niedokrwienia należy zdjąć zacisk typu bulldog i ponownie wprowadzić rozwieracze, aby otworzyć nacięcie i odsłonić serce (szczególnie miejsce podwiązania).</li>
	<li>Rozwiązać węzeł poślizgowy i usunąć rurkę PE-10. Przywrócenie przepływu krwi w tym kroku należy potwierdzić, obserwując powrót koloru do różowo-czerwonego w ciągu 20 s. Jednocześnie należy uważnie monitorować EKG: potencjalny zanik uniesienia odcinka ST również sugeruje reperfuzję.</li>
	<li>Pozostawić ligaturę 8-0 in situ do późniejszego barwienia błękitem Evansa oraz TTC. W innych przypadkach szew należy usunąć na tym etapie.</li>
	<li>Usunąć rozwieracze i zamknąć nacięcie, zszywając trzecie i czwarte żebro szwem nylonowym 4-0. Należy uważać, aby nie uszkodzić płuca. Powietrze, które mogło zostać uwięzione w jamie klatki piersiowej, należy wypchnąć, delikatnie uciskając klatkę piersiową podczas wiązania węzłów szwu.</li>
	<li>Zamknąć warstwy mięśniowe szwami ciągłymi. Zamknąć skórę szwem nylonowym 4-0; dopuszczalne są zarówno szwy ciągłe, jak i przerywane.</li>
</ol>
5. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Uważnie obserwuj mysz pod kątem oznak wybudzenia z narkozy, np. ruchów ogona lub wibryss. Po tym czasie mysz zazwyczaj powraca do normalnego rytmu oddychania z częstością około 150 bpm. Usuń rurkę intubacyjną z dróg oddechowych myszy, wyciągając ją powoli.</li>
	<li>Monitoruj mysz przez kolejne 3-5 min, aby upewnić się, że nie występują trudności z oddychaniem.</li>
	<li>Podaj 100 µL buprenorfiny (0.1 mg/mL, s.c.) po tym, jak mysz zacznie oddychać. Przez następne 24 h podawaj dodatkową dawkę co 4-6 h. W celu dodatkowego uśmierzenia bólu zapewnij ibuprofen w wodzie pitnej w postaci roztworu o stężeniu 0.2 mg/mL przez 2 dni przed i ≤7 dni po operacji.</li>
	<li>Utrzymuj myszy w cieple i zmniejsz ryzyko śmiertelności, stosując koce termoizolacyjne, ponieważ myszy są podatne na hipotermię po znieczuleniu.</li>
</ol>
6. Walidacja po procedurze
<ol>
	<li>Test troponiny T
	<ol>
		<li>Pobrać próbki krwi z splotów zaocznych i wyizolować surowice poprzez wirowanie (3,000 × g, 10 min, temperatura pokojowa).</li>
		<li>Rozcieńczyć 20 µL surowicy do 100 µL roztworem soli fizjologicznej do testu troponiny T. Pozostałą część próbek przechowywać w temperaturze -80 °C.</li>
		<li>Wykryć troponinę T (cTnT) przy użyciu komercyjnego zestawu zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Echokardiografia 
	UWAGA: Echokardiografia jest stosowana do oceny funkcji serca i nieprawidłowości kurczliwości ścian w różnych etapach przed i po operacji zgodnie z planem eksperymentalnym17,18. Pomiarom podlegają różne parametry, takie jak grubość ściany komory, objętość komory, średnica jamy komory, frakcja wyrzutowa oraz frakcja skrócenia w osi krótkiej.
	<ol>
		<li>Zanestetyzować myszy ketaminą (80 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie domięśniowe.</li>
		<li>Ogolić klatkę piersiową golarką elektryczną. Użyć kremu do usuwania owłosienia i wmasować go równomiernie. Nadmiar luźnego futra usunąć gazą.</li>
		<li>Umieścić mysz na stole operacyjnym (OT) i unieruchomić cztery kończyny za pomocą taśmy klejącej.</li>
		<li>Umieścić głowicę ultradźwiękową (30 MHz) w przednim regionie serca pod kątem ~ 30° do mostka. W tym widoku głowica jest ustawiona wzdłuż długiej osi serca. Ustawić aparat w trybie B; można wówczas wyraźnie zidentyfikować lewą komorę, lewy przedsionek, zastawkę mitralną i aortę wstępującą. Użyć rejestracji wideo w celu uzyskania danych do późniejszej analizy.</li>
		<li>Obracając przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, uzyskać obraz w osi krótkiej w przekroju przymostkowym na poziomie mięśni brodawkowatych, aby wyraźnie uwidocznić komory lewą i prawą. Następnie użyć trybu B oraz trybu M do oceny funkcji i morfometrii serca.</li>
		<li>Obliczyć końcową średnicę rozkurczową (Dd), końcową średnicę skurczową (Ds) lewej komory oraz grubość przegrody międzykomorowej, wskazując odpowiednią lokalizację na obrazach USG. 
		UWAGA: Urządzenie automatycznie obliczy końcową objętość rozkurczową lewej komory (LVEDV) oraz końcową objętość skurczową (LVESV). Urządzenie obliczy również wartości dla frakcji skrócenia (FS) i frakcji wyrzutowej (EF) przy użyciu wzorów FS = (Dd-Ds)/Dd × 100% oraz EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV × 100%. Wybrać pięć kolejnych cykli pracy serca i obliczyć ich wartości średnie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiar wielkości zawału mięśnia sercowego 
	UWAGA: Barwienie błękitem Evansa/TTC jest stosowane do pomiaru wielkości zawału, ponieważ pozwala na ocenę żywotności tkanki19. Zaleca się barwienie w ciągu 72 h od reperfuzji, ponieważ blizna ulega obkurczeniu. Krok ten wykonuje się po uśmierceniu zwierzęcia za pomocą 200 mg/kg pentobarbitalu sodowego podanego w drodze wstrzyknięcia domięśniowego.
	<ol>
		<li>Ponownie odsłonić serce, postępując zgodnie z procedurami z kroków 2.2-2.5. Następnie, po pożądanym czasie reperfuzji, ponownie podwiązać tętnicę LAD w pierwotnym miejscu, zweryfikowanym przez szew wspomniany w kroku 4.3.</li>
		<li>Zakaniulować aortę, a następnie przepłukać serce 0,3 mL 1% roztworu błękitu Evansa. Mięsień sercowy w regionie nieischemicznym zabarwi się na niebiesko. Po perfuzji szybko usunąć serce, przecinając aortę nożyczkami.</li>
		<li>Następnie przemyć serce roztworem KCl (30 mM), aby zatrzymać akcję serca. Po usunięciu otaczającej tkanki tłuszczowej przechowywać w temperaturze -20 °C przez ≥4 h.</li>
		<li>Przeciąć serce w kierunku poprzecznym na pięć plastrów o grubości 1 mm za pomocą ostrego skalpela. Zważyć plastry, a następnie inkubować je z 2% TTC przez 40 min w temperaturze 37 °C. 
		UWAGA: Po inkubacji obszary zawału są odgraniczone jako białe, podczas gdy tkanki żywotne w obszarach bez zawału pozostają czerwone.</li>
		<li>Utrwalić plastry w 4% formaldehydzie przez noc. 
		UWAGA: Działanie to zwiększy kontrast między obszarem zawału a obszarem bez zawału. Spowoduje również obkurczenie plastrów.</li>
		<li>Wykonać zdjęcia plastrów aparatem cyfrowym. Następnie, za pomocą oprogramowania graficznego, obliczyć obszar zagrożony (AAR), obszar zawału oraz strefę nieischemiczną. 
		UWAGA: Po podwójnym barwieniu błękitem Evansa/TTC obszar niebieski jest obszarem „normalnym”. Pozostałe obszary (w tym biały i czerwony) to obszary „zagrożone ischemicmią”: obszar biały to obszar zawału mięśnia sercowego (IA), a obszar czerwony to obszar ischemiczny (ale niezawalony). Uwzględniając niespójność wielkości plastrów serca, wyniki są korygowane względem wagi. 
		 
		Oznaczenia: 
		A1-A5 dla powierzchni strefy zawału / powierzchni plastra serca; 
		B1-B5 dla powierzchni strefy bez zawału / powierzchni plastra serca; 
		W1-W5 dla wagi plastra serca. 
		 
		Następnie: 
		Całkowita waga zawalonego mięśnia sercowego: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5; 
		Całkowita waga niezawalonego mięśnia sercowego: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4+ W5 × B5; 
		Całkowita waga AAR = (W1 + W2 +W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5) 
		 
		Ostatecznie: 
		Powierzchnię ischemii mięśnia sercowego oblicza się jako procent AAR w lewej komorze: 
		<img alt="Wzór na średnią ważoną, pokazane równanie; metoda obliczeniowa, analiza statystyczna, zastosowanie edukacyjne." src="/files/ftp_upload/63257/63257eq01v2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Równanie 1"> 
		Powierzchnię zawału mięśnia sercowego oblicza się jako procent IA w AAR: 
		<img alt="Równanie obliczania średniej ważonej; wzór algebraiczny; ilustracja koncepcji edukacyjnej." src="/files/ftp_upload/63257/63257eq02v2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Równanie 2"></li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction.</a> Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).</li>
<li>Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolving+therapies+for+myocardial+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury.</a> Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).</li>
<li>Bryda, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mighty+mouse%3A+The+impact+of+rodents+on+advances+in+biomedical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Missouri+Medicine%22%5BJournal%5D)">The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research.</a> Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).</li>
<li>Kim, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+closed-chest+model+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896(2012).</li>
<li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329(2014).</li>
<li>Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).</li>
<li>Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permanent+ligation+of+the+left+anterior+descending+coronary+artery+in+mice%3A+a+model+of+post-myocardial+infarction+remodelling+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206(2014).</li>
<li>Reichert, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+left+anterior+descending+%28LAD%29+coronary+artery+ligation%3A+An+improved+and+simplified+model+for+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353(2017).</li>
<li>Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+myocardial+infarction+model+using+permanent+ligation+of+left+anterior+descending+coronary+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591(2019).</li>
<li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardioprotective+effects+of+Puerarin-V+on+isoproterenol-induced+myocardial+infarction+mice+is+associated+with+regulation+of+PPAR-Y%2FNF-Kappa+B+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway.</a> Molecules. 23 (12), 3322(2018).</li>
<li>Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+A+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).</li>
<li>Wang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cryoinjury+model+to+study+myocardial+infarction+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958(2019).</li>
<li>Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+injury+in+the+mouse+induced+by+transthoracic+cauterization%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization.</a> Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).</li>
<li>Tao, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+modeling+and+multimodality+imaging+of+chronic+myocardial+infarction+in+minipigs+induced+by+novel+interventional+embolization+technique%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+Research%22%5BJournal%5D)">Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique.</a> EJNMMI Research. 6 (1), 59(2016).</li>
<li>Gao, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+efficient+model+of+coronary+artery+ligation+and+myocardial+infarction+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse.</a> Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).</li>
<li>Scofield, S. L., Singh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confirmation+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion+injury+in+mice+using+surface+pad+electrocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814(2016).</li>
<li>Gnyawali, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-frequency+high-resolution+echocardiography%3A+First+evidence+on+non-invasive+repeated+measure+of+myocardial+strain%2C+contractility%2C+and+mitral+regurgitation+in+the+ischemia-reperfused+murine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781(2010).</li>
<li>Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+echocardiography+and+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine echocardiography and ultrasound imaging.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100(2010).</li>
<li>Shibata, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adiponectin+protects+against+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+AMPK-+and+COX-2-dependent+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms.</a> Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).</li>
<li>Anderson, J. L., Morrow, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction.</a> New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).</li>
<li>Frank, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+ischemia+reperfusion+injury%3A+From+basic+science+to+clinical+bedside%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cardiothoracic+and+Vascular+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside.</a> Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).</li>
<li>Mares, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+the+innate+immune+response+to+myocardial+infarction+in+a+highly+efficient+experimental+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Romanian+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model.</a> Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).</li>
<li>Fernandez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57bl%2F6+mouse+strains%3A+Implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models.</a> Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemoglobin+S-nitrosylation+plays+an+essential+role+in+cardioprotection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection.</a> Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).</li>
<li>Sorop, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+animal+models+of+coronary+microvascular+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction.</a> Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).</li>
<li>Sicard, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+coronary+artery+ligation+in+mice%3A+A+novel+method+to+investigate+right+ventricular+dysfunction+and+biventricular+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).</li>
<li>Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variability+in+coronary+artery+anatomy+affects+consistency+of+cardiac+damage+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).</li>
<li>Kato, R., Foex, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+protection+by+anesthetic+agents+against+ischemia-reperfusion+injury%3A+An+update+for+anesthesiologists%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists.</a> Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

W ostatnich latach tworzenie modeli MI i MIRI w badaniach klinicznych i naukowych szybko się rozwinęło20,21. Jednak nadal istnieją pewne pytania, takie jak mechanizmy działania i sposoby łagodzenia MI/MIRI, które muszą zostać rozwiązane. W tym miejscu opisano zmodyfikowany protokół ustanawiania mysiego modelu MI i MIRI. Należy dokładnie rozważyć kilka kluczowych punktów.
Pierwszym kluczowym punktem jest intubacja dotchawicza. Niektóre ...

Ostry zawał mięśnia sercowego (AMI) jest powszechną chorobą sercowo-naczyniową na całym świecie i niesie ze sobą wysoką śmiertelność1. Postęp technologiczny sprawia, że wczesna i skuteczna rewaskularyzacja jest dostępna dla pacjentów z zawałem serca. Po tych zabiegach u niektórych pacjentów może wystąpić uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego (MIRI)2. Dlatego bardzo ważne jest zrozumienie mechanizmów działania i sposobów łagodzenia MI/MIRI. Myszy są szeroko stosowane jako modele ze względu na ich niski koszt, szybki czas rozmnażania i łatwość dokonywania zmian genetycznych3. Uczeni opracowali różne metody modelowania MIRI i MI w animal4,5,6,7,8,9. Strategia ta sprzyja badaniom naukowym, ale stosowane różne kryteria i metody komplikują interpretację wyników przez zespoły badawcze.
U myszy MI został wywołany przez isoproterenol10, cryoinjury11,12, lub kauteryzacja13. Mięśnie sercowe mogą być łatwo wywołane przez izoproterenol, ale proces patofizjologiczny różni się od tego w klinicznym zawale mięśnia sercowego. Wskaźnik zawału serca wywołany kriourazami ma słabą konsystencję, wywołuje nadmierne uszkodzenie mięśnia sercowego wokół lewej przedniej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) i może łatwo wywołać arytmię. Zawału mięśnia sercowego wywołanego kauteryzacją znacznie różni się od naturalnego procesu zawału mięśnia sercowego, a reakcja zapalna w obszarze pieczenia jest bardziej intensywna; Ponadto podejście chirurgiczne ma trudności techniczne. Co więcej, istnieje kilka laboratoriów14 rozwijających model MI u świnek miniaturowych przy użyciu metody blokowania balonów lub embolizacji lub zakrzepicy za pomocą techniki interwencyjnej. Wszystkie te metody mogą powodować bezpośrednie zamknięcie tętnic wieńcowych, ale konieczność stosowania aparatów do koronarografii, a przede wszystkim zbyt cienkich mysich tętnic wieńcowych sprawia, że operacje te są niepraktyczne. W przypadku MIRI różnice między różnymi modelami były dość niewielkie, np. korzystanie z respiratorów /mikromanipulacja lub nie5,6.
Tutaj prosta i niezawodna metoda, która może wywołać MI i model MIRI, zaadaptowana z wcześniej opublikowanych metod4,5,6,7,8,9,15, jest opisany. Metoda ta może symulować procesy patofizjologiczne poprzez bezpośrednią blokadę LAD poprzez ligację. Co więcej, odciążając podwiązanie, model ten może również symulować uszkodzenie reperfuzyjne. W tym protokole do wizualizacji LAD używany jest mikroskop preparacyjny. Wtedy badacz może łatwo zidentyfikować LAD. Następnie dokładne podwiązanie LAD prowadzi do powtarzalnej i przewidywalnej niedrożności krwi i niedokrwienia komór. Co więcej, zmiany w elektrokardiografii (EKG) mogą być wykorzystane do potwierdzenia niedokrwienia i reperfuzji oprócz zmian koloru LAD obserwowanych pod mikroskopem. Strategia ta prowadzi do krótszego czasu trwania zabiegu, mniejszego ryzyka powikłań chirurgicznych i mniejszej liczby potrzebnych myszy eksperymentalnych. Opisano również metody testu troponiny-T, ultrasonografii serca i barwienia chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC). Ogólnie rzecz biorąc, protokół ten jest przydatny do badań nad mechanizmem MI/MIR, a także do odkrywania leków.

<table><tbody><tr><td>0,9% roztwór chlorku sodu</td><td>Kelun Industry Group, Chiny-4</td><td></td><td></td></tr><tr><td>% roztwór utrwalający paraformaldehyd</td><td>Servicebio, Chiny</td><td>G1101-4-0</td><td></td></tr> <tr><td>jedwabny szew</td><td>Produkty medyczne Shanghai Pudong Jinhuan, Chiny</td><td>C412-8-0</td><td></td></tr> <tr><td>szew</td><td>Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products, Chiny</td><td>H801-Buprenorfina</td><td></td></tr><tr><td></td><td>IsoReag, Chiny</td><td>IR-11190-Aparat</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Canon, Japonia</td><td>EOS 80D-Krem</td><td></td></tr> <tr><td>do depilacji</td><td>Veet,</td> Francuski-Elecsys <td></td><td></td></tr><tr><td>Troponin T hs STAT</td><td>Roche, Niemcy-Elektrochemiczny</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>immunoanalizator luminescencji</td><td>Roche, Niemcy</td><td>Elecsys 2010-Evans</td><td></td></tr> <tr><td>niebieski</td><td>Sigma, Ameryka</td><td>E2129</td><td>- </td></tr><tr><td>Nożyczki do oczu</td><td>Shanghai Medical Instruments, Chiny</td><td>JC2303-Kleszcze</td><td></td></tr> <tr><td>hemostatyczne</td><td>Shanghai Medical Instruments, Chiny</td><td>J31020-Systemy</td><td></td></tr> <tr><td>obrazowania in vivo o wysokiej częstotliwości</td><td>Visualsonics, Kanada</td><td>Vevo2100-Ibuprofen</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>PerFeMiKer, Chiny</td><td>CLS-12921-Cewnik</td><td></td></tr> <tr><td>dożylny</td><td>Introcan, Niemcy</td><td>4254090B-Ketamina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Sigma-Aldrich, Ameryka</td><td>&nbsp; K2753-Alkohol</td><td></td></tr> <tr><td>medyczny</td><td>Huichang, Chiny-Uchwyty</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>mikroigłowe</td><td>Shanghai Medical Instruments, Chiny</td><td>WA2040-Nożyce</td><td></td></tr> <tr><td>mikroskopowe</td><td>Shanghai Medical Instruments, Chiny</td><td>WA1040-Kleszcze</td><td></td></tr> <tr><td>mikrochirurgiczne</td><td>Shanghai Medical Instruments, Chiny</td><td>WA3020-Elektrokardiograf</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>myszyTechman, Chiny</td><td>BL-420F-Uchwyty</td><td></td></tr> <tr><td>igieł</td><td>Shanghai Medical Instruments, Chiny</td><td>JC3202-sala</td><td></td></tr> <tr><td>operacyjna</td><td>Chico, Chiny</td><td>Rurka ZK-HJPT-PE-10</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Huamei, Chiny-Pentobarbital</td><td></td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Merck, Ameryka</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>1030001-Respirator dla gryzoni</td><td>Shanghai Alcott Biotech, Chiny</td><td>ALC-V8S-P</td><td>-</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Aomei Industry, Chiny</td><td>SZM0745-STL3-T3-Chirurgiczna</td><td></td></tr> <tr><td>termostatyczna poduszka grzewcza</td><td>Globalebio, Chiny</td><td>GE0-20W-Chlorek</td><td></td></tr> <tr><td>trifenylotetrazolu</td><td>Servicebio, Chiny</td><td>G1017-Xylazine</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Huamaike Biochemicals and Life Science Research Prouducts, Chiny</td><td>323004</td><td>-</td></tr></tbody></table>

indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Ostra choroba mięśnia sercowego jest powszechną chorobą sercowo-naczyniową o wysokiej śmiertelności. Uszkodzenie reperfuzyjne mięśnia sercowego może przeciwdziałać korzystnym skutkom rozpływu serca i wywołać wtórne uszkodzenie mięśnia sercowego. Prosty i powtarzalny model zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego jest dobrym narzędziem dla badaczy. W tym miejscu opisano konfigurowalną metodę tworzenia modelu zawału mięśnia sercowego (MI) i MIRI poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) za pomocą mikromanipulacji. Dokładne i powtarzalne pozycjonowanie ligatury LAD pomaga uzyskać spójne wyniki w przypadku uszkodzenia serca. Zmiany w segmencie ST mogą pomóc w określeniu dokładności modelu. Poziom troponiny sercowej T w surowicy (cTnT) służy do oceny uszkodzenia mięśnia sercowego, ultrasonografia serca jest wykorzystywana do oceny skurczowej funkcji mięśnia sercowego, a barwienie chlorkiem Evansa-Niebieskiego / trifenylotetrazolu służy do pomiaru wielkości zawału. Ogólnie rzecz biorąc, protokół ten skraca czas trwania zabiegu, zapewnia kontrolowany rozmiar zawału i poprawia przeżywalność myszy.

Schemat eksperymentalny przedstawiono na Rysunku 1A. Badacz może zaplanować punkty czasowe zgodnie z projektem eksperymentalnym po rozpoczęciu badania. Czas trwania ligacji LAD zależy od celu badania. W przypadku MI można pominąć etap reperfuzji. Echo serca może być wykonywane na różnych etapach badania, ponieważ jest to metoda nieinwazyjna, natomiast barwienie Evans-Blue/TTC może być przeprowadzone wyłącznie po uśmierceniu myszy. W badaniach koncentrujących się na włóknieniu i przebudowie k...

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

W badaniu tym opisano konfigurowalną metodę tworzenia modelu funkcji mięśnia sercowego w Miro poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji. Protokół ten skraca czas trwania zabiegu, zapewnia kontrolowany rozmiar zawału i poprawia przeżywalność myszy. Używaj prostokątnego OT z poduszką grzewczą wstępnie rozgrzaną do 37 stopni Celsjusza przez cały zabieg chirurgiczny.Przed zabiegiem należy zdezynfekować deskę światłem ultrafioletowym i 70% alkoholem. Zacznij od umieszczenia myszy na OT w pozycji leżącej na plecach z gazą pod głową, aby uniknąć przegrzania oczu. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec ich wysuszeniu.Użyj kremu do usuwania sierści na klatkę piersiową i masuj równomiernie sterylnym wacikiem przez minutę. Wytrzyj nadmiar futra gazą. Użyj jodu powidonu, a następnie 70% alkoholu, aby oczyścić obszar i przykryj klatkę piersiową gazą.Użyj szwu 4-O pod górnymi siekaczami i przymocuj go do punktu kotwiczenia, aby usta były lekko otwarte i ułatwiły kaniulację. Pociągnij ogon, aby utrzymać ciało prosto, i przymocuj go do OT za pomocą taśmy. Zabezpiecz cztery kończyny taśmą i dokręć je w punktach kotwiczenia.Nie rozciągaj nadmiernie przednich kończyn, aby uniknąć upośledzenia oddychania. Użyj kleszczy, aby otworzyć szczękę i podnieść język. Następnie użyj iluminatora, aby uwidocznić gardło i głośnię.Delikatnie włóż kaniulę o rozmiarze 22 z ściętą igłą przez usta do tchawicy, około jednego centymetra w dół gardła. Jedną ręką przytrzymaj język i przesuń go lekko w górę kleszczami. W tym samym czasie drugą ręką delikatnie włóż rurkę do tchawicy.Uważaj, aby nie włożyć rurki do przełyku. Ostrożnie wyjąć igłę. Przed podłączeniem do respiratora należy sprawdzić intubację, umieszczając rurkę w wodzie, aby utworzyły się pęcherzyki.Podłącz rurkę dotchawiczą do respiratora ustawionego na 120 na minutę i objętość oddechową dostosowaną do 250 mikrolitrów. Sprawdź intubację, sprawdzając obustronne symetryczne rozszerzenie klatki piersiowej. Następnie przymocuj połączenie z OT za pomocą taśmy, aby uniknąć jego odpadnięcia.Umieść elektrody EKG na łapkach i podłącz je do rejestratora EKG. Monitoruj elektrofizjologię serca przez cały czas trwania zabiegu. Usuń gazę z klatki piersiowej.Zdezynfekuj obszar nacięcia za pomocą trzech cykli peelingu z 70% alkoholem. Aby zmniejszyć zanieczyszczenie pola operacyjnego, przykryj mysz sterylną serwetą chirurgiczną z otworem nad polem operacyjnym. Po wykonaniu skośnego nacięcia skóry skalpelem należy odsłonić żebra, przeprowadzając wypreparowanie tkanek podskórnych.Uważaj, aby nie uszkodzić naczyń, żeber i płuc. Użyj sterylnych bawełnianych aplikatorów, aby zatrzymać krwawienie. Zidentyfikuj trzecią przestrzeń międzyżebrową i wykonaj nacięcie o długości około sześciu do ośmiu milimetrów.Następnie otwórz jamę klatki piersiowej, przeprowadzając rozwarstwienie tkanek w przestrzeni międzyżebrowej. Uważaj, aby nie uszkodzić tętnicy piersiowej wewnętrznej. Rozpiętość przestrzeni międzyżebrowej za pomocą kleszczy.Włóż wstępnie wysterylizowane domowe zwijacze do klatki piersiowej i pociągnij do tyłu, aby rozłożyć nacięcie na około sześć milimetrów szerokości. Przymocuj zwijacze do OT za pomocą gumek. Ostrożnie usuń otaczające tkanki, aby całkowicie odsłonić serce.Delikatnie oderwij osierdzie zakrzywionymi kleszczami, nie uszkadzając serca. Użyj mikroskopu preparacyjnego i skieruj skupione i odpowiednie światło do wizualizacji LAD. Delikatnie naciśnij miejsce poniżej wybranej pozycji podwiązania, aby tymczasowo powiększyć LAD, a następnie ponownie sprawdź LAD.Pod mikroskopem preparacyjnym użyj stożkowej igły, aby przejść 8-0 jedwabna ligatura pod LAD. Upewnij się, że igła nie jest wystarczająco głęboka, aby wejść do lewej komory i nie jest zbyt płytka, aby uniknąć uszkodzenia LAD. Zawiąż ligaturę luźnym podwójnym węzłem.Umieść rurkę PE-10 o średnicy od dwóch do trzech milimetrów w pętli równoległej do tętnicy. Delikatnie dokręć pętlę ligatury, aż znajdzie się wokół tętnicy i rurki. Następnie zabezpiecz pętlę węzłem ślizgowym.Uważaj, aby nie uszkodzić ściany mięśnia sercowego przy nadmiernym nacisku dokręcającym. Bladość zabarwienia przedniej ściany lewej komory po podwiązaniu potwierdza ustanie przepływu krwi w LAD. Jeśli wymagane jest trwałe podwiązanie, należy postępować zgodnie z opisem w manuskrypcie tekstu.Wyjmij zwijacze z nacięcia. Następnie tymczasowo zamknij ranę za pomocą zacisku buldoga. Upewnij się, że mysz jest nadal podłączona do wentylatora.Kiedy okres niedokrwienia się skończy, zdejmij zacisk buldoga i włóż retraktory, aby otworzyć nacięcie i odsłonić serce i miejsce podwiązania. Rozwiąż węzeł poślizgowy i wyjmij rurkę PE-10. Zmiana bladego zabarwienia na różowo-czerwone potwierdza przywrócenie przepływu krwi.Jednocześnie, aby wykryć reperfuzję, obserwuj EKG pod kątem potencjalnego rozpuszczenia uniesienia odcinka ST. Zostaw 8-0 ligatura in situ w przypadku wykonywania kolejnych barwień niebieskim Evansa i TTC. W przeciwnym razie usuń szew na tym etapie.Usuń retraktory i zamknij nacięcie, zszywając trzecie i czwarte żebro jedwabnym szwem 4-O. Uważaj, aby nie uszkodzić płuca. Delikatnie dociśnij klatkę piersiową, jednocześnie zawiązując węzły szwów, aby wypchnąć powietrze, które może zostać uwięzione w klatce piersiowej.Zamknij warstwy mięśniowe ciągłymi szwami jedwabnymi 4-O. Standardowe obrazy procesu eksperymentalnego uzyskano od intubacji dotchawiczej, nacięcia skóry, torakotomii, identyfikacji LAD i podwiązania, aż do reperfuzji. Reprezentatywne obrazy EKG potwierdziły niedokrwienie mięśnia sercowego i reperfuzję ze znacznym uniesieniem odcinka ST po podwiązaniu.I rozpuszczenie uniesienia odcinka ST po rozwiązaniu węzła poślizgowego. Przed torakotomią bardzo ważne jest, aby drogi oddechowe były otwarte, a najważniejsze jest, aby upewnić się, że LAD jest mocno podwiązany i uniknąć uszkodzenia. Po tej procedurze zostanie wykonana echokardiografia w celu oceny czynności serca, a także TTC w celu oceny uszkodzenia mięśnia sercowego.

induction-myocardial-infarction-myocardial-ischemia-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Uraz chirurgiczny wywołuje odpowiedź zapalną. Wiadomo, że cytokiny i ligandy endogenne modulują wielkość zawału mięśnia sercowego po niedokrwieniu i reperfuzji. Przedstawiamy zmodyfikowany model niedokrwienia i reperfuzji u myszy z zamkniętą klatką piersiową, wykorzystujący obciążniki wiszące w celu zminimalizowania efektów torakotomii.

Mysi model zamkniętoklatkowy niedokrwienia i reperfuzji mięśnia sercowego

Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej

Opisano wysoce powtarzalny model zawału mięśnia sercowego u myszy z minimalnymi inwazyjnymi manipulacjami. Model można łatwo wykonać, co skutkuje wysoką odtwarzalnością i wskaźnikiem przeżycia. W związku z tym opisany model zmniejszy liczbę wymaganych zwierząt, zgodnie z zasadą 3R (Replacement, Refinement and Reduction).

Minimalnie inwazyjny zabieg chirurgiczny indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

Podczas operacji niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji u myszy, prawidłowe umieszczenie ligatury okluzyjnej jest zazwyczaj potwierdzane przez widoczną obserwację bladości mięśnia sercowego. W tym artykule metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia i reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, została zademonstrowana u samców myszy C57Bl / 6.

Potwierdzenie niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u myszy za pomocą elektrokardiografii powierzchniowej

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Ten artykuł demonstruje model do badania przebudowy serca po kriouszkodzeniu mięśnia sercowego u myszy.

Model kriouszkodzeń do badania zawału mięśnia sercowego u myszy

Pod odpowiednim znieczuleniem, serce myszy zostało uzewnętrznione przez przestrzeń międzyżebrową, a zawał mięśnia sercowego został skutecznie wywołany przez podwiązanie lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) przy użyciu materiałów łatwo dostępnych w większości laboratoriów.

Zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.

Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Ten protokół modeluje uszkodzenie niedokrwienia siatkówki i reperfuzji w oku myszy poprzez wywołanie niedokrwienia siatkówki poprzez kaniulację przedniej komory i podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego, a następnie normalizację ciśnienia wewnątrzgałkowego w celu zainicjowania reperfuzji.

Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy

Poznaj metodę indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne wiązanie tętnicy wieńcowej. Protokół skraca czas zabiegu, zapewnia kontrolowany rozmiar zawału i poprawia przeżycie zwierząt.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Przeglądaj więcej filmów