Name: Dostarczanie leków na bazie pompy osmotycznej do badań remielinizacji in vivo nad ośrodkowym układem nerwowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 7 s
Description: Poznaj metodę dostarczania leków z pompy osmotycznej do badań remielinizacji in vivo w modelu demielinizacji u myszy. Technika ta omija barierę krew-mózg, zapewniając ciągłe podawanie terapeutyków bezpośrednio do ośrodkowego układu nerwowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca była wspierana przez granty z National Nature Science Foundation of China (NSFC 32070964, 31871045) dla J.N. i Shenzhen Basic Research Foundation (JCYJ20210324121214039) dla Y.S.

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi oraz protokołami zatwierdzonymi przez komisję ds. etyki i dobrostanu zwierząt Trzeciego Wojskowego Uniwersytetu Medycznego.
1. Ustanowienie modelu mysiego demielinizacji indukowanej lysolecytyną
<ol>
	<li>Przygotować 1% roztwór lysolecytyny (zwanej również L-α-lizofosfatydylocholiną) w sterylnym PBS.</li>
	<li>Zsterylizować nożyczki, pęsetę, zakrzywioną kleszczyki hemostatyczne oraz inne instrumenty chirurgiczne za pomocą autoklawu. Zdezynfekować pole operacyjne i rozłożyć sterylne podkłady. Wszystkie materiały i odczynniki używane do operacji należy przygotować aseptycznie. Ważne jest zachowanie sterylności pola operacyjnego przez cały czas trwania procedury.</li>
	<li>Zanestezjować mysz C57BL6 w 56. dniu po urodzeniu (P56) w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Umieścić mysz w komorze z izofluranem aparatu do znieczulania małych zwierząt. Ustawić przepływ O2 na 300-500 mL/min i stężenie izofluranu na 3%-4%. Po osiągnięciu wystarczającej głębokości znieczulenia, gdy mysz stanie się nieruchoma z wolnym i stabilnym oddechem, przenieść mysz na aparat stereotaktyczny z podkładką grzewczą.</li>
		<li>Przełączyć wyjście gazu z komory na maskę anestezjologiczną i ustawić stężenie izofluranu na 1% - 1.5%, aby utrzymać mysz w stanie znieczulenia. Po całkowitym znieczuleniu myszy, wstrzyknąć ketoprofen (3 – 5 mg/kg) dootrzewnowo w celu uśmierzenia bólu. Przed rozpoczęciem operacji uszczypnąć palce myszy i sprawdzić reakcję, aby potwierdzić skuteczność znieczulenia8.</li>
		<li>Znieczulona mysz nie potrafi regulować temperatury ciała. Należy zatem monitorować i regulować temperaturę ciała myszy podczas operacji. Aby utrzymać wilgotność gałek ocznych podczas znieczulenia, pokryć ich powierzchnię maścią do oczu z erytromycyną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Unieruchomić głowę myszy w aparacie stereotaktycznym za pomocą listwy do zębów i uchwytów do uszu (Rysunek 1A).</li>
	<li>Za pomocą brzytwy usunąć owłosienie z górnej części głowy. Zdezynfekować skórę głowy, wykonując trzy cykle przemywania betadyną i 75% etanolem. Ze względów etycznych przykryć ciało zwierzęcia z wyjątkiem miejsca operacji. Za pomocą skalpela wykonać cięcie skóry w linii pośrodkowej o długości 1 cm, od podstawy szyi do miejsca między oczami, aby odsłonić czaszkę (Rysunek 1B).</li>
	<li>Delikatnie przemyć powierzchnię czaszki sterylnym patyczkiem nasączonym 30% nadtlenkiem wodoru, aby uwidocznić szwy czaszkowe (Rysunek 1C). Dostosować wysokość listwy do zębów i uchwytów do uszu tak, aby punkt lambda i punkt bregma znajdowały się na tej samej wysokości (tj. miały te same współrzędne osi z w momencie dotknięcia punktów końcówką igły), tak aby szew strzałkowy znajdował się w poziomie.</li>
	<li>Delikatnie umieścić końcówkę igły strzykawki mikrolitrowej (10 µL, 33 G) w punkcie bregma i zresetować współrzędne x, y oraz z do 0 (Rysunek 1D). Przesunąć strzykawkę do miejsca wstrzyknięcia (x: 1.04; y: 1.0, tj. 1.04 mm bocznie od linii środkowej i 1.0 mm tylnie od punktu bregma) zgodnie ze wskazaniami cyfrowego odczytu (Rysunek 1E).</li>
	<li>Powoli wywiercić mały otwór w czaszce w miejscu wstrzyknięcia, nie przebijając opony twardej, używając igły strzykawki 1 mL (26 G, 0.45 mm) (Rysunek 1F). Powoli wprowadzić igłę strzykawki mikrolitrowej do tkanki mózgowej przez otwór, aż do osiągnięcia określonej głębokości (z = -1.62 mm dla większości myszy P56) (Rysunek 1G). 
	UWAGA: Empirycznie ustalono, że głębokość wprowadzenia -1.62 mm pozwala końcówce igły dotrzeć do środka ciała modzelowatego u większości myszy P56, co umożliwia bezpośrednie podanie lysolecytyny do ciała modzelowatego w celu indukcji demielinizacji.</li>
	<li>Wstrzyknąć 1.5 µL 1% lysolecytyny z prędkością 0.3 µL/min. Po wstrzyknięciu odczekać 5 min przed powolnym wycofaniem strzykawki mikrolitrowej, aby zapobiec wyciekowi cieczy wzdłuż toru igły.</li>
	<li>Zszyć skórę szwami chirurgicznymi 5-0 (Rysunek 1H).</li>
	<li>Umieścić mysz na podkładce grzewczej, aby uniknąć spadku temperatury ciała. Podawać podskórnie 5 mg/kg karprofenu co 24 h w celu uśmierzenia bólu. Codziennie nakładać maść z erytromycyną na cięcie, aby zapewnić prawidłowe gojenie się rany. Myszy po operacji umieścić w osobnych klatkach i karmić mokrą karmą do czasu pełnego powrotu do zdrowia. Monitorować stan myszy codziennie po zabiegu.</li>
</ol>
<img alt="Gojenie ran u szczurów, procedura eksperymentalna przedstawiająca nacięcie i proces leczenia, seria obrazów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63343/63343fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Ustanowienie mysiego modelu demielinizacji indukowanej lysolecytyną. (A) Unieruchomienie myszy w aparacie stereotaktycznym. (B) Wykonanie 1 cm nacięcia pośrodkowo strzałkowego w celu odsłonięcia czaszki. (C) Wizualizacja szwów czaszkowych. (D) Wyzerowanie współrzędnych x, y i z w punkcie Bregma. (E) Przesunięcie strzykawki do miejsca iniekcji. (F) Wywiercenie otworu w czaszce w miejscu iniekcji. (G) Powolne wprowadzenie igły do tkanki mózgowej i iniekcja lysolecytyny. (H) Zaszycie skóry. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63343/63343fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
2. Przygotowanie pompy osmotycznej
UWAGA: Kluczowe komponenty pompy przedstawiono na Rysunku 2A.
<ol>
	<li>Określ głębokość wprowadzenia kaniuli do infuzji mózgowej do mózgu. Upewnij się, że igła kaniuli do infuzji mózgowej ma długość 3 mm, a każdy dystans dopasowujący głębokość ma 0,5 mm. Aby uzyskać głębokość wstrzyknięcia 1,5 mm (blisko ciała modzelowatego), przymocuj trzy dystanse dopasowujące głębokość do igły kaniuli do infuzji mózgowej za pomocą kleju tkankowego (Rysunek 2B, C).</li>
	<li>Aby napełnić pompę osmotyczną, przymocuj igłę do strzykawki dołączoną do zestawu z pompą do strzykawki 1 mL i pobierz lek. Trzymając pompę pionowo, włóż strzykawkę do otworu na górze pompy i powoli wstrzyknij lek, uważając, aby nie dopuścić do powstania pęcherzyków powietrza9 (patrz Rysunek 2D). Gdy ciecz zacznie wypływać z otworu, powoli wyjmij strzykawkę.</li>
	<li>Usuń biały kołnierz z regulatora przepływu za pomocą nożyczek lub szczypiec, uważając, aby nie wygiąć ani nie zmiażdżyć moderatora przepływu. Następnie włóż moderator przepływu do pompy (Rysunek 2E). Aby sprawdzić, czy w pompie osmotycznej znajdują się pęcherzyki powietrza, zważ pompę osmotyczną osobno przed i po napełnieniu.</li>
	<li>Przytnij cewnik do odpowiedniej długości w zależności od wielkości zwierzęcia (cewniki 20-25 mm dla myszy P56 o wadze około 25 g). Przymocuj cewnik do kaniuli do infuzji mózgowej.</li>
	<li>Napełnij cewnik lekami za pomocą strzykawki, nie wprowadzając powietrza (Rysunek 2F).</li>
	<li>Połącz cewnik z moderatorem przepływu. Po połączeniu upewnij się, że cewnik zakrywa około 4 mm odsłoniętego moderatora przepływu (Rysunek 2G).</li>
	<li>Aby zapewnić natychmiastowe działanie pompy osmotycznej po implantacji, zanurz napełnione pompy w sterylnej 0,9% soli fizjologicznej lub PBS w temperaturze 37 °C na co najmniej 4 do 6 h (najlepiej przedłużyć ten czas do całej nocy), aby wstępnie nawilżyć półprzepuszczalną membranę na powierzchni pompy roztworami o ciśnieniu osmotycznym takim samym jak w środowisku tkankowym (Rysunek 2H).</li>
	<li>Wszystkie roztwory ładowane do pomp powinny być sterylne. Pompy ALZET są dostarczane sterylne, po poddaniu działaniu sterylizującej dawki 60Co. Jeśli jednak dojdzie do zanieczyszczenia zewnętrznego, powierzchnię pompy można oczyścić, przecierając ją alkoholem izopropylowym (70% w wodzie).</li>
</ol>
<img alt="Schemat montażu pompy osmotycznej; konfiguracja cewnika do eksperymentu z kaniulą do infuzji do mózgu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63343/63343fig02.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Przygotowanie pompy osmotycznej. (A) Kluczowe elementy pompy osmotycznej. (B,C) Mocowanie dystansów do regulacji głębokości do igły kaniuli do infuzji do mózgu. (D) Napełnianie pompy osmotycznej za pomocą strzykawki 1 mL. (E) Wprowadzenie moderatora przepływu do pompy. (F) Napełnianie cewnika za pomocą strzykawki. (G) Połączenie cewnika z moderatorem przepływu. (H) Zanurzenie napełnionych pomp w sterylnym 0.9% roztworze soli fizjologicznej lub PBS w temperaturze 37 °C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63343/63343fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
3. Implantacja pompy osmotycznej
<ol>
	<li>Odczekać 3 dni po ustanowieniu modelu demielinizacji ciała modzelowatego. Włączyć system znieczulania małych zwierząt. Zdezynfekować nożyczki, pęsetę i kleszczyki hemostatyczne, a następnie namoczyć je w 75% roztworze alkoholu. Wyłożyć obszar operacyjny sterylnymi prześcieradłami.</li>
	<li>Ponownie znieczulić myszy i unieruchomić je w aparacie stereotaktycznym. Powierzchnię gałek ocznych pokryć maścią do oczu, aby zapobiec wysychaniu.</li>
	<li>Zdezynfekować pierwotną ranę 75% alkoholem. Otworzyć wcześniej zaszyty rozcień chirurgiczny (Rycina 3A) i rozszerzyć nacięcie aż do łopatek (Rycina 3B).</li>
	<li>Oddzielić skórę od podskórnej tkanki łącznej za pomocą kleszczyków hemostatycznych lub pęsety w okolicy łopatki, aby otworzyć jamę (Rycina 3C). Umieścić pompę osmotyczną w jamie (Rycina 3D,E).</li>
	<li>Za pomocą patyczka watnego delikatnie przetrzeć i odsłonić otwór w powierzchni czaszki wykonany podczas ustanawiania modelu demielinizacji (patrz krok 1.8). Wprowadzić kaniulę do infuzji do mózgu prostopadle przez ten otwór i szybko przymocować ją do czaszki za pomocą kleju tkankowego (Rycina 3F).</li>
	<li>Usunąć nożyczkami odrywalną zakładkę znajdującą się nad kaniulą do infuzji do mózgu (Rycina 3G, H). Alternatywnie można usunąć zakładkę przed wprowadzeniem kaniuli, aby uniknąć wstrząsów podczas tego procesu.</li>
	<li>Zaszyć rozcień lub przymocować go klejem tkankowym (Rycina 3I).</li>
	<li>Po operacji umieścić mysz na podgrzewaczu, aby zapobiec spadkowi temperatury ciała. Podawać podskórnie 5 mg/kg karprofenu co 24 h w celu uśmierzenia bólu. Codziennie nakładać maść z erytromycyną na rozcień, aby zapewnić prawidłowe gojenie się rany. Umieścić zwierzę w pojedynczej klatce i karmić mokrą karmą do czasu pełnego powrotu do zdrowia. Monitorować myszy codziennie i sprawdzać, czy kaniula do infuzji do mózgu jest stabilnie przymocowana.</li>
	<li>Uśmiercić mysz 11 dni po operacji poprzez podanie domięśniowo 150-200 mg/kg pentobarbitalu sodowego, a następnie przeprowadzić perfuzję transkardialną 4% formaldehydem.</li>
	<li>Aby zweryfikować, czy roztwór był dostarczany prawidłowo, ostrożnie usunąć pompę osmotyczną i zmierzyć objętość pozostałą w zbiorniku pompy przed sekcją mózgu.
	<ol>
		<li>Aby zmierzyć objętość pozostałą, usunąć kaniulę do infuzji do mózgu, podłączyć strzykawkę 1 mL do cewnika, a następnie odessać pozostały roztwór, aby określić jego objętość. Porównać rzeczywistą objętość pozostałą z teoretyczną objętością pozostałą (objętość początkowa - średnia szybkość pompowania * czas infuzji). 
		UWAGA: Nadmierna objętość pozostała wskazuje na nieudaną infuzję, co może być spowodowane niedrożnością cewnika lub awarią pompy.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Proces implantacji chirurgicznej u gryzoni, schemat przedstawiający etapy mocowania urządzenia czaszkowego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63343/63343fig03.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Implantacja pompy osmotycznej. (A) Otwarcie cięcia chirurgicznego. (B) Rozszerzenie cięcia aż do łopatek. (C) Oddzielenie skóry od podskórnej tkanki łącznej w celu utworzenia loży. (D,E) Umieszczenie pompy osmotycznej w loży. (F) Wprowadzenie kaniuli do infuzji do mózgu w otwór w powierzchni czaszki i jej mocne zabezpieczenie na czaszce. (G,H) Usunięcie zdejmowanego elementu zabezpieczającego z kaniuli. (I) Zaszycie cięcia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63343/63343fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>

<ol><li>Theeuwes, F., Yum, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+the+design+and+operation+of+generic+osmotic+pumps+for+the+delivery+of+semisolid+or+liquid+drug+formulations%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Principles of the design and operation of generic osmotic pumps for the delivery of semisolid or liquid drug formulations.</a> Annals of Biomedical Engineering. 4 (4), 343-353 (1976).</li>
<li>Herrlich, S., Spieth, S., Messner, S., Zengerle, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osmotic+micropumps+for+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Osmotic micropumps for drug delivery.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1617-1627 (2012).</li>
<li>Wei, E., Loh, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+dependence+of+opiate-like+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Physical dependence of opiate-like peptides.</a> Science. 193 (4259), 1262-1263 (1976).</li>
<li>Pettigrew, J. D., Kasamatsu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+perfusion+of+noradrenaline+maintains+visual+cortical+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Local perfusion of noradrenaline maintains visual cortical plasticity.</a> Nature. 271 (5647), 761-763 (1978).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+oligodendrocyte+precursor+cell+impairs+astrocytic+development+in+early+life+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Science+%28Weinheim%29%22%5BJournal%5D)">Reduced oligodendrocyte precursor cell impairs astrocytic development in early life stress.</a> Advanced Science (Weinheim). 8 (16), 2101181(2021).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+stem+cells+behave+as+a+functional+niche+for+the+maturation+of+newborn+neurons+through+the+secretion+of+PTN%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural stem cells behave as a functional niche for the maturation of newborn neurons through the secretion of PTN.</a> Neuron. 101 (1), 32-44 (2019).</li>
<li>Watanabe, S., Komine, O., Endo, F., Wakasugi, K., Yamanaka, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebroventricular+administration+of+Cystatin+C+ameliorates+disease+in+SOD1-linked+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Intracerebroventricular administration of Cystatin C ameliorates disease in SOD1-linked amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Journal of Neurochemistry. 145 (1), 80-89 (2018).</li>
<li>DeVos, S. L., Miller, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+intraventricular+delivery+of+drugs+to+the+rodent+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. , e50326(2013).</li>
<li>Tang, C., Guo, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+a+mini-osmotic+pump+plus+stereotactical+injection+of+retrovirus+to+study+newborn+neuron+development+in+adult+mouse+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protocols%22%5BJournal%5D)">Implantation of a mini-osmotic pump plus stereotactical injection of retrovirus to study newborn neuron development in adult mouse hippocampus.</a> STAR Protocols. 2 (1), 100374(2021).</li>
<li>Niu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligodendroglial+ring+finger+protein+Rnf43+is+an+essential+injury-specific+regulator+of+oligodendrocyte+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Oligodendroglial ring finger protein Rnf43 is an essential injury-specific regulator of oligodendrocyte maturation.</a> Neuron. 109 (19), 3104-3118 (2021).</li>
<li>Breitschopf, H., Suchanek, G., Gould, R. M., Colman, D. R., Lassmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+hybridization+with+digoxigenin-labeled+probes%3A+sensitive+and+reliable+detection+method+applied+to+myelinating+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">In situ hybridization with digoxigenin-labeled probes: sensitive and reliable detection method applied to myelinating rat brain.</a> Acta Neuropathologica. 84 (6), 581-587 (1992).</li>
<li>Cree, B. A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clemastine+rescues+myelination+defects+and+promotes+functional+recovery+in+hypoxic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Clemastine rescues myelination defects and promotes functional recovery in hypoxic brain injury.</a> Brain. 141 (1), 85-98 (2018).</li>
<li>Eckenhoff, B., Yum, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+osmotic+pump%3A+novel+research+tool+for+optimizing+drug+regimens%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The osmotic pump: novel research tool for optimizing drug regimens.</a> Biomaterials. 2 (2), 89-97 (1981).</li>
<li>Thoenen, H., Sendtner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotrophins%3A+from+enthusiastic+expectations+through+sobering+experiences+to+rational+therapeutic+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neurotrophins: from enthusiastic expectations through sobering experiences to rational therapeutic approaches.</a> Nature Neuroscience. 5, 1046-1050 (2002).</li>
<li>Hagg, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebral+infusion+of+neurotrophic+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Intracerebral infusion of neurotrophic factors.</a> Methods in Molecular Biology. 399, 167-180 (2007).</li>
<li>Bittner, B., Thelly, T., Isel, H., Mountfield, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+co-solvents+and+the+composition+of+experimental+formulations+on+the+pump+rate+of+the+ALZET+osmotic+pump%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">The impact of co-solvents and the composition of experimental formulations on the pump rate of the ALZET osmotic pump.</a> International Journal of Pharmaceutics. 205 (1-2), 195-198 (2000).</li>
<li>Arnot, M. I., Bateson, A. N., Martin, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dimethyl+sulfoxide%2Fpropylene+glycol+is+a+suitable+solvent+for+the+delivery+of+diazepam+from+osmotic+minipumps%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Dimethyl sulfoxide/propylene glycol is a suitable solvent for the delivery of diazepam from osmotic minipumps.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 36 (1), 29-31 (1996).</li>
<li>Gullapalli, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+ALZET+osmotic+pump+compatible+solvent+compositions+to+solubilize+poorly+soluble+compounds+for+preclinical+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Development of ALZET osmotic pump compatible solvent compositions to solubilize poorly soluble compounds for preclinical studies.</a> Drug Delivery. 19 (5), 239-246 (2012).</li>
<li>White, J. D., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+osmotic+minipumps+for+intracranial+delivery+of+amino+acids+and+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Using osmotic minipumps for intracranial delivery of amino acids and peptides.</a> Methods in Neurosciences. 21, 187-200 (1994).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Protokół ten opisuje pompę osmotyczną jako nowatorską technikę dostarczania leków do badań nad regeneracją mieliny, która może dostarczać leki bezpośrednio do miejsca leczenia i umożliwiać stałe dostarczanie leku przez dłuższy czas, tworząc stabilne stężenie leku w mikrośrodowisku ośrodkowego układu nerwowego przez cały czas trwania eksperymentu. W porównaniu z innymi metodami dostarczania leków, pompa osmotyczna bardziej sprzyja utrzymaniu stężenia leku w zmianie demielinicznej13. Na przykład w p...

Pompa osmotyczna to małe wszczepialne urządzenie do uwalniania roztworu. Może być stosowany do podawania ogólnoustrojowego po wszczepieniu podskórnym lub w jamę brzuszną. Powierzchnia pompy osmotycznej jest membraną półprzepuszczalną, a jej wewnętrzna strona stanowi warstwę przepuszczalną. Pompa osmotyczna działa poprzez wykorzystanie różnicy ciśnień osmotycznych między warstwą osmotyczną a środowiskiem tkankowym, w którym pompa jest wszczepiona. Wysoka osmolalność warstwy osmotycznej sprawia, że woda zawarta w tkance wpływa do warstwy osmotycznej przez półprzepuszczalną membranę na powierzchni pompy. Warstwa osmotyczna rozszerza się i ściska elastyczny zbiornik wewnątrz pompy, wypierając w ten sposób roztwór z elastycznego zbiornika w określonym tempie przez długi czas1. Pompa ma trzy różne pojemności zbiorników, 100 μl, 200 μl i 2 ml, przy czym ich szybkość dostarczania waha się od 0,11 μl/h do 10 μl/h. W zależności od wybranego typu pompy, urządzenie może pracować od 1 dnia do 6 tygodni2. W tym protokole stosuje się pompę osmotyczną o pojemności 100 μl i szybkości przenoszenia 0,25 μl/h, która może pracować przez 14 dni.
W latach siedemdziesiątych pompa osmotyczna była używana w badaniach neurologicznych3,4. Na przykład Wei i wsp. przyjęli podejście pompy osmotycznej do wstrzykiwania peptydów opioidowych do komory w badaniu uzależnienia od narkotyków3. Po ciągłym doskonaleniu, pompa osmotyczna jest obecnie wykorzystywana w badaniach nad kontrolowanym dostarczaniem tysięcy leków, w tym peptydów, czynników wzrostu, leków uzależniających, hormonów, sterydów, przeciwciał i tak dalej. Ponadto, po dołączeniu specjalnych cewników (zestawów do infuzji mózgu), może być używany do celowanej infuzji do określonych tkanek lub narządów, w tym rdzenia kręgowego, mózgu, śledziony i wątroby5,6,7.
W badaniu remielinizacji wykazano, że wiele leków wspomaga regenerację mieliny in vitro, ale większość z nich nie osiągnęła znaczących efektów in vivo, prawdopodobnie z powodu braku odpowiedniej metody podawania. Tradycyjne metody podawania, takie jak wstrzyknięcie dootrzewnowe, wstrzyknięcie podskórne i podanie dożołądkowe, mają ograniczenia w biodostępności leków. Ponadto niektóre leki mają słabą przepuszczalność bariery krew-mózg, co utrudnia im dostęp do miąższu mózgu. Wszystkie te ograniczenia wymagają nowatorskiej, wydajnej metody dostarczania. W połączeniu z zestawami do infuzji mózgu, pompy osmotyczne mogą ominąć barierę krew-mózg i dostarczać leki bezpośrednio do ciała modzelowatego, co skutecznie poprawia biodostępność leków, szczególnie w przypadku niektórych leków polipeptydowych i białkowych o krótkim okresie półtrwania. Dlatego pompa osmotyczna jako nowa technika dostarczania leków ma ogromną wartość dla badań nad regeneracją mieliny w ośrodkowym układzie nerwowym. Zastosowanie tej techniki zostanie szczegółowo przedstawione poniżej.

<table><tbody><tr><td>Pompa powietrza anestezjologicznego</td><td>RWD</td><td>R510-29</td><td>E05818-006</td></tr><tr><td>Zestaw do infuzji mózgu 3</td><td>ALZET</td><td>0008851</td><td>1-3 mm</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Macklin</td><td>C830557-1g</td><td>5 mg/kg co 24 h</td></tr><tr><td>Maść do oczu z erytromycyną</td><td>Wzdłuż technologii</td><td>YCKJ-RJ-024780</td><td>Pokryj powierzchnię gałek ocznych podczas znieczulenia</td></tr><tr><td>Maść erytromycyny</td><td>pythonbio</td> Aparat do odprowadzania gazu <td>RG180</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD</td><td>R546W</td><td>E05518-002</td></tr><tr><td>L-&alfa;-Lizofosfatydylocholina</td><td>Sigma</td><td>L0906</td><td>Rozpuścić w 1% za pomocą sterylnej</td></tr><tr><td>strzykawki PBS Microlitr</td><td>Hamilton</td><td>65460-05</td><td>Seria strzykawek: 1700, 10 i mikro; L, 33 gauge</td></tr><tr><td>Pompa mikrosmotycznej model 1002</td><td>ALZET</td><td>0004317</td><td>0,25 & mikro; L na godzinę, 14 dni</td></tr><tr><td>PBS (pH = 7,3)</td><td>ORIGENE</td><td>ZLI-9061</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodu</td><td>Shanghai Civi Nr</td><td>CAS: 57-33-0</td><td>150-200 mg / kg wstrzyknięcie dootrzewnowe do eutanazji Maszyna</td></tr> do <tr><td>znieczulania małych zwierząt</td><td>RWD</td><td>R520IE</td><td>E05807-006 M</td></tr><tr><td>Sprzęt stereotaktyczny</td><td>RWD</td><td>E06382</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator STERI 250</td><td>Keller</td><td>31101</td><td>Szybka sterylizacja narzędzi chirurgicznych</td></tr><tr><td>Szwy chirurgiczne</td><td>Shanghai jinhuan</td><td>F504</td><td>5-0</td></tr><tr><td>Igła strzykawkowa (1 ml)</td><td>Shanghai KDL</td><td>6930197811018</td><td>26 gauge (0,45 mm x 16 mm)</td></tr><tr><td>Testowanie leku i rozpuszczalnika</td><td>Zależne od</td><td>eksperymentu Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Homeotermiczny system monitorowania ThermoStar</td><td>RWD</td><td>69026</td><td>Utrzymuj temperaturę ciała podczas znieczulenia</td></tr><tr><td>Vetbond Klej tkankowy</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>Zabezpiecz kaniulę infuzyjną mózgu, Przyklej nacięcie skóry</td></tr></tbody></table>

dostarczanie leków na bazie pompy osmotycznej do badań remielinizacji in vivo nad ośrodkowym układem nerwowym

Osmotic Pump-based Drug-delivery for In Vivo Remyelination Research on the Central Nervous System

Demielinizacja została zidentyfikowana nie tylko w stwardnieniu rozsianym (MS), ale także w innych chorobach ośrodkowego układu nerwowego, takich jak choroba Alzheimera i autyzm. Ponieważ dowody sugerują, że remielinizacja może skutecznie złagodzić objawy choroby, coraz większy nacisk kładzie się na opracowywanie leków wspomagających proces regeneracji mieliny. W związku z tym wymagana jest selektywna i wiarygodna w zależności od regionu technika dostarczania leków, aby przetestować skuteczność i swoistość tych leków in vivo. Protokół ten wprowadza implant pompy osmotycznej jako nowe podejście do dostarczania leków w mysim modelu demielinizacji indukowanej lizolecytyną. Pompa osmotyczna to małe wszczepialne urządzenie, które może ominąć barierę krew-mózg (BBB) i dostarczać leki w sposób ciągły i bezpośrednio do określonych obszarów mózgu myszy. Może również skutecznie poprawić biodostępność leków, takich jak peptydy i białka o krótkim okresie półtrwania. Dlatego metoda ta ma ogromną wartość dla dziedziny badań nad regeneracją mieliny w ośrodkowym układzie nerwowym.

Aby zweryfikować działanie pompy osmotycznej w badaniach nad regeneracją mieliny, u myszy P56 stworzono model demielinizacji indukowanej lyzolecytyną, a następnie zaimplantowano pompy osmotyczne zawierające UM206 (1 mg w 1,5 mL 0,9% soli fizjologicznej) – peptyd o krótkim okresie półtrwania i słabej przepuszczalności przez barierę krew-mózg, o którym niedawno doniesiono, że wspomaga remielinizację10. Jako kontrolę zastosowano 0,9% sól fizjologiczną. Czternaście dni po ustanowieniu modelu myszy pod...

Demielinizacja ma miejsce w wielu chorobach ośrodkowego układu nerwowego. Niezawodna technika dostarczania leków in vivo jest niezbędna do remielinizacji testów leków. Protokół ten opisuje metodę opartą na pompie osmotycznej, która umożliwia długotrwałe dostarczanie leku bezpośrednio do miąższu mózgu i poprawia biodostępność leku, z szerokim zastosowaniem w badaniach nad remielinizacją.

Dostarczanie leków na bazie pompy osmotycznej do badań remielinizacji in vivo nad ośrodkowym układem nerwowym

Demyelination has been identified in not only multiple sclerosis (MS), but also other central nervous system diseases such as Alzheimer's disease and ...

Pompa osmotyczna ma ogromną wartość dla badań nad regeneracją mieliny, szczególnie w przypadku leków o krótkim okresie półtrwania, słabej przepuszczalności bariery krew-mózg i różnych obwodowych skutkach ubocznych. Pompa osmotyczna może ominąć barierę krew-mózg i dostarczać leki bezpośrednio do ciała modzelowatego, co skutecznie poprawia biodostępność leków, szczególnie w przypadku niektórych leków o krótkim okresie półtrwania. Na początek zabezpiecz głowę znieczulonej myszy w aparacie stereotaktycznym za pomocą listwy zębatej i nauszników.Przykryj ciało zwierzęcia z wyjątkiem pola operacyjnego. Za pomocą skalpela wykonaj centymetrowe nacięcie pośrodkowe skóry od podstawy szyi do między oczami, aby odsłonić czaszkę. Za pomocą bawełnianego wacika zawierającego 30% nadtlenku wodoru delikatnie przetrzyj powierzchnię czaszki, aby uwidocznić struktury czaszki.Dostosuj wysokość listwy zębatej i listwy usznej, aby umieścić punkt lambda i punkt bregma na tej samej wysokości. Delikatnie umieść końcówkę igły strzykawkowej o pojemności 10 mikrolitrów i rozmiarze 33 w punkcie bregma i zresetuj współrzędne X, Y i Z do zera. Przesunąć strzykawkę w miejsce wstrzyknięcia.Powoli wywiercić mały otwó

osmotic-pump-based-drug-delivery-for-vivo-remyelination-research-on

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Gruntowne testy przedkliniczne leków działających w ośrodkowym układzie nerwowym często obejmują ocenę i porównanie biodystrybucji leku w zależności od konkretnych dróg podania. W niniejszym materiale zaprezentowano na myszach trzy powszechnie stosowane metody podania ogólnoustrojowego (dożylne, dosytnieniowe oraz doustne), a także metodę podania miejscowego (podanie wspomagane konwekcją).

Systemiczne i miejscowe dostarczanie leków w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego w modelach gryzoni

Źródło: Wang, X. et. al., Dostarczanie leków oparte na pompie osmotycznej w badaniach remielinizacji in vivo na ośrodkowym układzie nerwowym. J. Vis. Exp. (2021)Ten film przedstawia metodę dostarczania leków neuroterapeutycznych za pomocą pompy osmotycznej w zdemielinizowanym modelu myszy. Kontrolowane uwalnianie leku sprzyja remielinizacji poprzez aktywację komórek wytwarzających mielinę w ciele modzelowatym.

 Podawanie leków neuroterapeutycznych opartych na pompie osmotycznej w zdemielinizowanym modelu myszy

Pokazujemy tutaj in-vivo wprowadzenie pompy osmotycznej do stałego miejscowego dostarczania leków i tworzenie niedokrwienia kończyn tylnych w modelu mysim. Ponadto unaczynienie kończyn tylnych jest perfundowane za pomocą Microfilu, silikonowego środka nieprzepuszczającego promieni rentgenowskich, w celu przygotowania do obrazowania mikrotomografii komputerowej (mikro-CT).

Osmotyczne podawanie leków do niedokrwionych kończyn tylnych i perfuzja naczyń krwionośnych za pomocą mikrofilu do obrazowania mikrotomografii komputerowej

Mysi model ludzkiej endoskopowej rekonstrukcji podstawy czaszki został opracowany, który tworzy półprzepuszczalny interfejs między mózgiem a nosem za pomocą przeszczepów błony śluzowej nosa. Metoda ta pozwala naukowcom badać dostarczanie do ośrodkowego układu nerwowego leków o dużej masie cząsteczkowej, które w przeciwnym razie są wykluczane przez barierę krew-mózg, gdy są podawane ogólnoustrojowo.

Heterotopowa procedura wszczepienia błony śluzowej w celu bezpośredniego dostarczania leku do mózgu u myszy

Nowy preparat ex vivo do obrazowania rdzenia kręgowego myszy. Protokół ten pozwala na obrazowanie dwufotonowe żywych interakcji komórkowych w całym rdzeniu kręgowym.

Dwufotonowe obrazowanie dynamiki komórkowej w rdzeniu kręgowym myszy

Choroby demielinizacyjne mogą być modelowane u zwierząt poprzez ogniskowe zastosowanie lizolecytyny do OUN. Pojedyncze wstrzyknięcie lizolecytyny do rdzenia kręgowego myszy powoduje zmianę, która spontanicznie naprawia się w czasie. Celem jest zbadanie czynników zaangażowanych w de- i remielinizację oraz przetestowanie środków usprawniających naprawę.

Eksperymentalna demienizacja i remielinizacja mysiego rdzenia kręgowego przez ogniskowe wstrzyknięcie lizolecytyny

Aby zbadać reorganizację mózgu w warunkach patologicznych, użyliśmy pomp miniosmotycznych do bezpośredniego dostarczania białka do mózgu, omijając barierę krew-mózg. Następnie wstrzykuje się znaczniki dróg oddechowych w celu zbadania zmian w połączeniach mózgowych pod wpływem białka.

Implantacja pomp miniosmotycznych i dostarczanie znaczników dróg oddechowych w celu zbadania reorganizacji mózgu w stanach patofizjologicznych

Aby zbadać efekty Aβo in vivo, opracowaliśmy model oparty na powtarzających się wlewach rozpuszczalnego Aβo z hipokampa w połączeniu z ciągłym wlewem przeciwciała Aβo (6E10) w hipokampie za pomocą pomp osmotycznych, aby przeciwdziałać neurotoksycznemu działaniu Aβo.

Neurodegeneracja w zwierzęcym modelu przewlekłego wlewu oligomerów beta-amyloidu jest przeciwdziałana przez leczenie przeciwciałami podawanymi pompami osmotycznymi

Konwekcja wspomagana dostarczaniem (CED) to metoda umożliwiająca skuteczne dostarczanie leków do mózgu poprzez bezpośrednią perfuzję dużych objętości tkanek. Zabieg wymaga użycia cewników i zoptymalizowanej procedury iniekcji. Protokół ten opisuje metodologię CED przeciwciała w mózgu myszy.

Dostarczanie przeciwciał do mózgu myszy za pomocą dostarczania wzmocnionego konwekcją

Ten artykuł opisuje szczegółowy protokół zwiększania stężenia glukozy w płynie mózgowo-rdzeniowym (CSF) myszy. Takie podejście może być przydatne do badania wpływu wysokiego poziomu glukozy w płynie mózgowo-rdzeniowym na neurodegenerację, funkcje poznawcze i obwodowy metabolizm glukozy u myszy.

Implantacja minipompy osmotycznej w celu zwiększenia stężenia glukozy w płynie mózgowo-rdzeniowym myszy

Poznaj metodę dostarczania leków z pompy osmotycznej do badań remielinizacji in vivo w modelu demielinizacji u myszy. Technika ta omija barierę krew-mózg, zapewniając ciągłe podawanie terapeutyków bezpośrednio do ośrodkowego układu nerwowego.

Dostarczanie leków na bazie pompy osmotycznej do badań remielinizacji in vivo nad ośrodkowym układem nerwowym

Przeglądaj więcej filmów