Name: Bioprospekcja mikroorganizmów ekstremofilnych w celu rozwiązania problemu zanieczyszczenia środowiska (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-30T16:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 20 s
Description: Poznaj metodę izolacji mikroorganizmów odpornych na ciężkie metale z gorących źródeł geotermalnych. Protokół ten umożliwia bioprospekcję ekstremofilów dla zastosowań w bioremediacji i biosensoryce.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez ERA-NET Cofund MarTERA: "FLAshMoB: Functional Amyloid Chimera for Marine Biosensing", PRIN 2017-PANACEA CUP:E69E19000530001 oraz przez GoodbyWaste: Uzyskiwanie dobrych produktów-wykorzystanie produktów ubocznych-redukcja odpadów, MIUR 2017-JTNK78.006, Włochy. Dziękujemy dr Monice Piochi i dr Angeli Mormone (Istituto Nazionale di Geofisica e Vulcanologia, Sezione di Napoli Osservatorio Vesuviano, Włochy) za zidentyfikowanie i scharakteryzowanie stanowiska geotermalnego.

1. Pobieranie próbek mikroorganizmów z miejsc geotermalnych
<ol>
	<li>Wybierz miejsce pobierania próbek, przyjmując jako kryterium miejsca o żądanej temperaturze i pH. Zmierz parametry fizyczne za pomocą cyfrowej sondy termopary, wprowadzając ją do wybranych basenów lub błota.</li>
	<li>Zbierz 20 g próbek gleby (w tym przypadku z błota w hydrotermalnym miejscu Pisciarelli Solfatara), zbierając je wysterylizowaną łyżką. Dla każdego wybranego miejsca należy pobrać co najmniej dwie próbki.</li>
	<li>Umieścić próbki w sterylnych probówkach polipropylenowych o pojemności 50 ml i natychmiast zamknąć.</li>
	<li>Pomiar pH i temperatury za pomocą cyfrowej sondy termoparowej poprzez bezpośrednie wprowadzenie jej do miejsca pobierania próbek. Po użyciu należy dokładnie wypłukać sondę wodą dejonizowaną.</li>
</ol>
2. Izolacja mikroorganizmów odpornych na metale ciężkie
UWAGA: Wykonaj kroki 2.1-2.7 pod sterylnym kapturem biologicznym.
<ol>
	<li>Zaszczepić 2 g każdej pobranej próbki w 50 ml świeżo przygotowanej pożywki Luria-Bertani (LB), w której pH dostosowano do 4 lub 7 poprzez dodanie HCl lub NaOH.</li>
	<li>Próbki należy inkubować w tej samej temperaturze miejsca pobierania próbek i w temperaturze ±5 °C (55 °C i 60 °C w przypadku próbek Pisciarelli) w wytrząsarce orbitalnej o kontrolowanej temperaturze przez 24 godziny z szybkością wytrząsania 180 obr./min.</li>
	<li>Umieścić 200 μl wyhodowanych próbek na agarze LB (pH 4 lub pH 7) i inkubować w stanie statycznym przez 48 godzin w temperaturze 55 °C lub 60 °C.</li>
	<li>Wyizolować pojedyncze kolonie i powtórzyć cykle powlekania smugami (kroki 2.3 i 2.4) co najmniej trzy razy.</li>
	<li>Aby przygotować zamrożone komórki w temperaturze -80 °C, hodować kultury przez noc (ON) i dodać do wyhodowanych komórek 20% glicerolu (w końcowej objętości 1 ml); użyć mieszaniny acetonu i suchego lodu do szybkiego zamrożenia.</li>
	<li>Aby przygotować inokulum z glicerolu podstawowego, należy zaszczepić 50 μl w 50 ml LB (pH 4 lub pH 6) i inkubować w temperaturze 55 °C lub 60 °C w wytrząsarce orbitalnej przy 180 obr./min ON.</li>
	<li>Aby uzyskać profil wzrostu, należy rozcieńczyć kulturę wstępną (otrzymaną z kroku 2.6) do 0,1 OD600 nm w 10 ml LB (pH 4 lub pH 6), hodować komórki w temperaturze 55 °C lub 60 °C przez 16 godzin w wytrząsarce orbitalnej i mierzyć OD600 nm w odstępach 30 minut.</li>
	<li>Na podstawie danych uzyskanych w kroku 2.7 należy skonstruować krzywą wzrostu z czasem (min) na osi X i OD600 nm na osi Y.</li>
	<li>Zrealizuj tę samą krzywą wzrostu opisaną w krokach 2.7 i 2.8, ale zmieniając pH (± 1 jednostkę) pożywki hodowlanej (np. pH 3 i 5 dla próbek hodowanych w pH 4) w celu określenia optymalnego pH dla warunków laboratoryjnych.</li>
</ol>
3. Identyfikacja izolatów mikrobiologicznych
<ol>
	<li>Przygotowanie genomowego DNA
	<ol>
		<li>Zaszczepić izolat smugowy z glicerolu w 50 ml pożywki LB (pH 4 lub pH 6) i hodować w wytrząsarce orbitalnej w temperaturze 55 °C lub 60 °C przy 180 obr./min ON.</li>
		<li>Zebrać kulturę ON przez odwirowanie przez 10 minut przy 5000 x g. Odrzucić supernatant.</li>
		<li>Bezpośrednio przed użyciem przygotuj 10 ml buforu do lizy bakterii składającego się z: 20 mM Tris-HCl pH 8,0, 2 mM EDTA, 1,2% Triton X-100 i lizozymu (20 mg/ml).</li>
		<li>Zawiesić osad w 180 μl buforu do lizy bakterii. Inkubować przez 30 minut w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Postępuj zgodnie ze wskazówkami wskazanymi przez zestaw do oczyszczania genomowego DNA (tabela materiałów), aby wyodrębnić genomowe DNA.</li>
		<li>Określ ilościowo wyekstrahowane genomowe DNA i jego czystość za pomocą pomiaru UV-Vis. Dla czystości określić proporcje-OD 260/280 nm i OD 260/230 nm.</li>
		<li>Oceń integralność genomowego DNA, ładując 200 ng każdej próbki na 0,8% żelu agarozowym i porównując rozkład wielkości z markerem molekularnym o dużej masie.</li>
		<li>Zlecenie zewnętrznej usługi przygotowania, sekwencjonowania i analizy porównawczej otrzymanych fragmentów 16S rRNA (1000 pz) z tymi obecnymi w bazie danych nukleotydów amerykańskiego National Center for Biotechnology Information (NCBI)33.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby potwierdzić dane z sekwencjonowania 16S rRNA, należy również wykonać automatyczne rybotypowanie strawionego chromosomalnego DNA (usługa zewnętrzna, tabela materiałów).</li>
	<li>W przypadku gdy identyfikacja gatunku nie może być określona jedynie na podstawie danych z badania rybotypowania, należy zlecić analizę MALDI-TOF MS w celu identyfikacji kwasów tłuszczowych.</li>
	<li>Aby przeprowadzić analizę filogenetyczną zidentyfikowanego rodzaju, przeanalizuj sekwencję 16S rRNA izolatu za pomocą BLASTn34. Sekwencje o tożsamościach od 99% do 97% muszą być używane do tworzenia wyrównania wielu sekwencji za pomocą CLUSTAL Omega35. Skonstruuj drzewo łączące sąsiadów, używając domyślnej opcji ClustalW2 (Prosta Filogeneza).</li>
</ol>
4. Wrażliwość na metale ciężkie i antybiotyki
<ol>
	<li>Zaszczepić izolat z glicerolu (patrz krok 2.5) i wyhodować go w 200 ml LB w optymalnych warunkach pH i temperatury wcześniej ustalonych.</li>
	<li>Rozcieńczyć każdą prekulturę w stężeniu 0,1 OD600 nm w 5 ml pożywki LB (o odpowiednim pH) zawierającej rosnące stężenia metali ciężkich. Stężenia wahają się od 0,01-120 mM dla metali ciężkich [As(V), As(III), Cd(II), Co(III), Cr(VI), Cu(II), Hg(II), Ni(II), V(V)] lub 0,5-1 mg/ml dla antybiotyków [ampicylina, bacytracyna, chloramfenikol, cyprofloksacyna, erytromycyna, kanamycyna, streptomycyna, tetracyklina i wankomycyna].</li>
	<li>Zabiegi z metalami ciężkimi i antybiotykami należy wykonywać oddzielnie. Użyj probówki polipropylenowej o pojemności 50 ml i hoduj komórki w wytrząsarce orbitalnej o kontrolowanej temperaturze z szybkością wytrząsania 180 obr./min w temperaturze 55 °C lub 60 °C przez 16 godzin dla każdego stanu/zabiegu.</li>
	<li>Obliczyć minimalne stężenie hamujące (MIC) dla antybiotyków lub metali ciężkich, identyfikując wartości stężeń w probówkach, w których nie dochodzi do wzrostu drobnoustrojów, tj. określając wartości, które całkowicie hamują wzrost komórek po 16 godzinach.</li>
	<li>Sprawdzić, czy stężenie jest hamujące i nie jest śmiertelne dla komórek, posiewając 200 μl kultury wyhodowanej z wartością uważaną za MIC na płytkach agarowych LB (przy odpowiednim pH i temperaturze) i sprawdzając obecność kolonii po inkubacji ON. 
	UWAGA: Ponieważ kultura na płytce agarowej LB jest żywotna w temperaturze 4 °C tylko przez kilka tygodni, w celu zachowania izolatów przez dłuższy czas, przygotowano zapasy glicerolu i przechowywano je w temperaturze -80 °C. W celu oznaczenia MIC przeprowadzono co najmniej trzy niezależne repliki przy użyciu niezależnych kultur. Odchylenie standardowe obliczono między trzema eksperymentami.</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Gorące źródła zawierają niewykorzystaną różnorodność mikrobiomów o równie zróżnicowanych zdolnościach metabolicznych12. Opracowanie strategii izolacji mikroorganizmów, które mogą skutecznie przekształcać metale ciężkie w mniej toksyczne związki10 stanowi obszar badawczy cieszący się rosnącym zainteresowaniem na całym świecie. Niniejszy artykuł ma na celu opisanie uproszczonego podejścia do badań przesiewowych i izolacji drobnoustrojów odpornych na toksyczne chemikalia. Opis...

Ekstremalne środowiska na naszej planecie są doskonałym źródłem mikroorganizmów zdolnych do tolerowania trudnych warunków (np. temperatury, pH, zasolenia, ciśnienia i metali ciężkich)1,2, czyli Islandia, Włochy, USA, Nowa Zelandia, Japonia, Afryka Środkowa i Indie, najlepiej poznane i zbadane obszary wulkaniczne3,4,5,6,7,8,9. Termofile wyewoluowały w trudnych warunkach w zakresie temperatur od 45 °C do 80 °C10,11,12. Mikroorganizmy ciepłolubne, należące do królestwa archeonów lub bakterii, są rezerwuarem do badania różnorodności biologicznej, filogenezy i produkcji ekskluzywnych biomolekuł do zastosowań przemysłowych 13,14,15,16. Rzeczywiście, w ostatnich dziesięcioleciach ciągły popyt przemysłowy na rynku światowym zachęcił do wykorzystywania ekstremofilów i termozymów do ich zróżnicowanych zastosowań w kilku dziedzinach biotechnologicznych 17,18,19.
Gorące źródła, w których organizmy żyją w konsorcjach, są bogatym źródłem różnorodności biologicznej, stanowiąc tym samym atrakcyjne środowisko do badania ekologii mikrobiologicznej20,21. Co więcej, te bogate w metale wulkaniczne obszary są powszechnie kolonizowane przez mikroorganizmy, które wykształciły systemy tolerancji, aby przetrwać i przystosować się do obecności metali ciężkich22,23 i dlatego są aktywnie zaangażowane w swoje cykle biogeochemiczne. W dzisiejszych czasach metale ciężkie są uważane za priorytetowe zanieczyszczenia dla ludzi i środowiska. Mikroorganizmy odporne na metale ciężkie są w stanie rozpuszczać i wytrącać metale poprzez ich przekształcanie i przebudowę ich ekosystemów24,25. Zrozumienie molekularnych mechanizmów oporności na metale ciężkie jest gorącym tematem ze względu na pilną potrzebę opracowania nowatorskich ekologicznych podejść26,27,28. W tym kontekście, odkrycie nowych tolerancyjnych bakterii stanowi punkt wyjścia do opracowania nowych strategii bioremediacji środowiskowej 24,29. Równolegle z wysiłkami na rzecz zbadania środowisk hydrotermalnych za pomocą procedur mikrobiologicznych i poszerzenia wiedzy na temat roli genów leżących u podstaw tolerancji na metale ciężkie, przeprowadzono badania przesiewowe mikrobiologiczne w rejonie gorących źródeł w Campi Flegrei we Włoszech. To bogate w metale ciężkie środowisko wykazuje potężną aktywność hydrotermalną, fumarol i wrzące baseny, zmienne pod względem pH i temperatury w zależności od sezonowości, opadów deszczu i podziemnych ruchów geologicznych30. W tej perspektywie opisujemy łatwy do zastosowania i skuteczny sposób izolacji bakterii odpornych na metale ciężkie, na przykład Geobacillus stearothermophilus GF1631 (nazwany jako izolat 1) i Alicyclobacillus mali FL1832 (nazwany jako izolat 2) z obszaru Pisciarelli w Campi Flegrei.

<table><tbody><tr><td>Ampicillin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9393</td><td></td></tr><tr><td>Aura Mini</td><td>bio air s.c.r.l.</td><td></td><td>Kaptur biologiczny</td></tr><tr><td>Bacytracyna</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B0125</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek kadmu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>202908</td><td></td></tr><tr><td>Chloramfenikol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C0378</td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloksacyna</td><td>Sigma Aldrich</td><td>17850</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek kobaltu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C8661</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek</td> <td>miedziSigma Aldrich</td><td>224332</td><td></td></tr><tr><td>Erytromycyna</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E5389</td><td></td></tr><tr><td>Serwis zewnętrzny</td><td>DSMZ</td><td></td><td>Instytut Leibniza DSMZ-Niemiecka Kolekcja Mikroorganizmów i Kultur Komórkowych GmbH</td></tr><tr><td>Zestaw do oczyszczania genomowego DNA</td><td>Thermo Scientific</td><td>#K0721</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan kanamycyny</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60615</td><td></td></tr><tr><td>MaxQTM 4000 Wytrząsarka orbitalna stacjonarna</td><td>Thermo Scientific</td><td>SHKE4000</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek rtęci</td><td>Sigma Aldrich</td><td>215465</td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr NanoDrop 1000</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorek niklu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>654507</td><td></td></tr><tr><td>Orion Star A221 Przenośny miernik pH</td><td>Thermo Scientific</td><td>STARA2218</td><td></td></tr><tr><td>Sód (meta) arsenit</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7400</td><td></td></tr><tr><td>Arsenian sodu dwuzasadowy siedmiowodny</td><td>Sigma</td><td>Aldrich A6756</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycyna</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S6501</td><td></td></tr><tr><td>Tetracyklina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>87128</td><td></td></tr><tr><td>Trypton BioChemica</td><td>Applichem Panreac</td><td>A1553</td><td></td></tr><tr><td>Vancomycin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>PHR1732</td><td></td></tr><tr><td>Ekstrakt drożdżowy do biologii molekularnej</td><td>Applichem Panreac</td><td>&nbsp; Samolot A3732</td><td></td></tr></tbody></table>

bioprospekcja mikroorganizmów ekstremofilnych w celu rozwiązania problemu zanieczyszczenia środowiska

Bioprospecting of Extremophilic Microorganisms to Address Environmental Pollution

Źródła geotermalne są bogate w różne jony metali ze względu na interakcję między skałą a wodą, która zachodzi w głębokiej warstwie wodonośnej. Ponadto, ze względu na sezonowe wahania pH i temperatury, w tych ekstremalnych środowiskach okresowo obserwuje się wahania składu pierwiastków, wpływając na środowiskowe zbiorowiska drobnoustrojów. Mikroorganizmy ekstremofilne, które rozwijają się w wulkanicznych kominach termicznych, rozwinęły mechanizmy oporu do radzenia sobie z kilkoma jonami metali obecnymi w środowisku, biorąc w ten sposób udział w złożonych cyklach biogeochemicznych metali. Co więcej, ekstremofile i ich produkty znalazły rozległą pozycję na rynku, a dotyczy to zwłaszcza ich enzymów. W tym kontekście ich charakterystyka jest funkcjonalna dla rozwoju biosystemów i bioprocesów do monitorowania środowiska i bioremediacji. Do tej pory izolacja i hodowla mikroorganizmów ekstremofilnych w warunkach laboratoryjnych nadal stanowi wąskie gardło dla pełnego wykorzystania ich potencjału biotechnologicznego. W niniejszej pracy opisano uproszczony protokół izolacji mikroorganizmów ciepłolubnych z gorących źródeł, a także ich identyfikację genotypową i fenotypową poprzez następujące etapy: (1) Pobieranie próbek mikroorganizmów z miejsc geotermalnych ("Pisciarelli", obszar wulkaniczny Campi Flegrei w Neapolu, Włochy); (2) Izolacja mikroorganizmów odpornych na metale ciężkie; (3) Identyfikacja izolatów drobnoustrojów; (4) Charakterystyka fenotypowa izolatów. Metodologie opisane w tej pracy mogą być ogólnie stosowane również do izolacji mikroorganizmów z innych ekstremalnych środowisk.

Miejsce pobierania próbek 
Niniejszy protokół przedstawia metodę izolacji bakterii odpornych na metale ciężkie z gorącego źródła. W badaniu tym jako miejsce pobierania próbek wykorzystano obszar Pisciarelli, będący kwasowym siarczkowym środowiskiem geotermalnym (Rycyna 1). Ekosystem ten charakteryzuje się przepływem agresywnych płynów siarczkowych pochodzących z aktywności wulkanicznej. Wykazano, że społeczności mikrobowe w kwasowych siarczkowych systemac...

Izolacja odpornych na metale ciężkie mikroorganizmów ze źródeł geotermalnych jest gorącym tematem dla rozwoju biosystemów bioremediacji i monitorowania środowiska. Badanie to zapewnia metodologiczne podejście do izolowania i identyfikacji bakterii tolerujących metale ciężkie z gorących źródeł.

Bioprospekcja mikroorganizmów ekstremofilnych w celu rozwiązania problemu zanieczyszczenia środowiska

Geothermal springs are rich in various metal ions due to the interaction between rock and water that takes place in the deep aquifer. Moreover, due to ...

Protokół opisuje uproszczone podejście do badań przesiewowych i izolacji mikroorganizmów odpornych na metale ciężkie ze źródeł geotermalnych. Podejście to stanowi obszar badawczy cieszący się rosnącym zainteresowaniem na całym świecie pod kątem zastosowań w dziedzinie biodetekcji i bioremediacji. Opisaną tam metodę można łatwo zmodyfikować w celu wyizolowania drobnoustrojów z różnych źródeł środowiska, takich jak woda, żywność, gleba czy osady.Minimalne stężenie hamujące w celu identyfikacji opornych drobnoustrojów jest szybką strategią charakteryzowania nowych gatunków lub szczepów. Protokół ten jest łatwy do wykonania i wymaga jedynie umiejętności manualnych i doświadczenia w zakresie podstawowych technik mikrobiologicznych. Na początek zaszczepij dwa gramy pobranej próbki w 50 mikrolitach świeżo przygotowanej pożywki Luria-Bertani o pH czterech lub siedmiu.Inkubować tę próbkę w temperaturze miejsca pobierania próbek plus minus pięć stopni Celsjusza. Umieść 200 mikrolitrów próbki na agarze Luria-Bertani o pH czterech lub siedmiu i utrzymuj ją w stanie statycznym w temperaturze 55 lub 60 stopni Celsjusza przez 48 godzin. Po inkubacji wyizolować pojedyncze kolonie i powtórzyć ten cykl powlekania smug co najmniej trzy razy.Aby przygotować jeden mililitr zamrożonego bulionu komórkowego, dodaj 20% glicerolu do komórek hodowanych przez noc. Użyj mieszanki acetonu i suchego lodu do szybkiego zamrażania. Aby przygotować inokulum z wywaru glicerynowego, zaszczepij 50 mikrolitrów w 50 mililitrach Luria-Bertani.Aby uzyskać profil wzrostu, rozcieńczyć tę wstępną kulturę w 10 mikrolitrach Luria-Bertani. Aby dostosować gęstość optyczną do 0,1, dodaj 600 nanometrów. Hoduj te komórki przez 16 godzin w temperaturze 55 lub 60 stopni Celsjusza w wytrząsarce orbitalnej.Zmierz gęstość optyczną przy 600 nanometrach w odstępach 30-minutowych. Krzywa z tych danych z czasem na osi X i gęstością optyczną przy 600 nanometrach na osi Y. Wykreślić podobne krzywe wzrostu o zmiennym pH pożywki hodowlanej, aby określić optymalne pH dla warunków laboratoryjnych, zaszczepić izolat smugowy z glicerolu w 50 mikrolitrach pożywki Luria-Bertani i inkubować przez noc.Odwirować tę wyhodowaną przez noc kulturę przez 10 minut w temperaturze 5 000 razy G, a następnie wyrzucić supernatant i zebrać paletę kultur. Bezpośrednio przed użyciem przygotuj 10 mililitrów buforu do lizy bakterii składającego się z 20 milimolowych Tris-HCL, dwóch milimolowych EDTA, 1,2% Triton X-100 i 20 miligramów na mililitr lizosomu. Ponownie zawiesić osad w 180 mikrolitrach buforu do buforu do mikrolizy.Ekstrakcja genomowego DNA zgodnie z instrukcją w zestawie do oczyszczania i pomiar genomowego DNA i jego czystości za pomocą UV-Vis. Aby ocenić czystość, należy określić proporcje gęstości optycznej od 260 do 280 i od 260 do 230. Oceń integralność genomowego DNA, ładując 200 nanogramów każdej próbki na 0,8% żelu agarozowym i porównując rozkład wielkości z markerem molekularnym wzrostu i masy.Hoduj izolat z wywaru glicerolu w 200 mililitrach Luria-Bertani w optymalnych warunkach pH i temperatury. Rozcieńczyć każdą hodowlę wstępną w pięciu mililitrach pożywki Luria-Bertani w 50 mililitrach probówek polipropylenowych zawierających rosnące stężenia metali ciężkich i antybiotyków, aby uzyskać gęstość optyczną 0,1 przy 600 nanometrach. Hoduj komórki przez 16 godzin na wytrząsarce orbitalnej z prędkością 180 obrotów na minutę w temperaturze 55 lub 60 stopni Celsjusza.Obliczyć minimalne stężenie hamujące dla antybiotyków lub metali ciężkich, identyfikując wartości stężeń w probówkach, w których nie dochodzi do rozwoju drobnoustrojów. Sprawdzić, czy stężenie jest hamujące i nie jest śmiertelne dla komórek, posiewając 200 mikrolitrów kultury wyhodowanej w minimalnych stężeniach hamujących na płytkach agarowych Luria-Bertani i sprawdzając obecność kolonii po całonocnej inkubacji. Protokół ten został wykorzystany do przetestowania próbek bakteryjnych z obszaru Piscarelli, kwaśnego siarkowego środowiska geotermalnego Fenotypowa charakterystyka izolowanych mikroorganizmów wykazała, że izolat jeden ma wyższą tolerancję na arsenian i wanadan oraz jest odporny na kadm.Dane porównawcze sugerują, że izolat pierwszy ma silną odporność na arsen pięciowartościowy, podczas gdy izolat drugi ma oporność na arsen trójwartościowy. Testy oporności na antybiotyki wykazały, że izolat jeden jest bardzo wrażliwy na wszystkie badane antybiotyki, nawet gdy stosowano niskie stężenia. Natomiast izolat drugi jest oporny na wszystkie testowane antybiotyki z wyjątkiem chloramfenikolu i tetracykliny.Mikroorganizm prawdopodobnie nabył oporność na antybiotyki w wyniku przypadkowych mutacji lub horyzontalnego transferu genów, co stanowi selektywną przewagę w ekstremalnych warunkach środowiskowych. Badanie to pokazuje przydatność takich metod do selekcji mikroorganizmów środowiskowych, które mogą dezaktywować zanieczyszczenia i przekształcać je w nieszkodliwe produkty.

bioprospecting-extremophilic-microorganisms-to-address-environmental

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Eukarioty mikrobiologiczne są zarówno źródłem węgla pochodzenia fotosyntetycznego, jak i drapieżnymi gatunkami szczytowymi w stale pokrytych lodem jeziorach Antarktydy. Niniejszy raport opisuje podejście oparte na kulturach wzbogaconych w celu izolacji metabolicznie wszechstronnych eukariotów mikrobiologicznych z antarktycznego jeziora Bonney oraz ocenia potencjał asymilacji węgla nieorganicznego przy użyciu testu radioizotopowego na aktywność rybulozo-1,5-bisfosforanowej...

Ustanowienie mikrobialnych kultur wzbogaconych eukariotów z chemicznie uwarstwionego jeziora antarktycznego oraz ocena potencjału wiązania węgla

Źródło: Villela, H. D. M. i in. Poszukiwanie szczepów mikroorganizmów do bioremediacji oraz rozwój probiotyków do badań i ochrony metaorganizmów. J. Vis. Exp. (2019).Ten film pokazuje izolację bakterii morskich degradujących zanieczyszczenia poprzez seryjne rozcieńczanie, selekcję kolonii oraz wzrost w medium zawierającym EE2. Wykorzystując EE2 jako jedyne źródło węgla, protokół identyfikuje szczepy bakterii zdolne do metabolizowania tego zanieczyszczenia środowiska.

Przesiewowe bakterie morskie pod kątem izolacji szczepów degradujących zanieczyszczenia

Źródło: Villela, H. D. M. i in. Poszukiwanie szczepów mikroorganizmów do bioremediacji oraz rozwój probiotyków do badań i ochrony metaorganizmów. J. Vis. Exp. (2019)Ten film demonstruje selektywną izolację bakterii morskich degradujących ropę poprzez wzbogacanie próbek wody morskiej na nośnikach olejowych, co umożliwia odzyskiwanie czystych szczepów z potencjalnymi zastosowaniami w bioremediacji ropy naftowej i oczyszczaniu środowiska.

Selektywne wzbogacanie i izolacja bakterii morskich degradujących ropę z próbek wody morskiej

Techniki wzbogacania mikroorganizmów na miejscu lub hodowli in situ mogą ułatwić izolację trudnych do hodowli taksonów mikroorganizmów, zwłaszcza z ekstremalnych środowisk o niskiej biomasie lub geochemicznie. W tym miejscu opisujemy układ elektrochemiczny bez użycia zewnętrznego źródła zasilania w celu wzbogacenia szczepów drobnoustrojów, które są zdolne do zewnątrzkomórkowego transportu elektronów (EET).

Wolnostojący zestaw elektrochemiczny do wzbogacania bakterii oddychających anodą na miejscu

Ten protokół opisuje eksperymenty mikrobiologiczne pod podwyższonym ciśnieniem w celu zbadania procesów biogórniczych in situ. W podejściu eksperymentalnym wykorzystuje się kołyszący się reaktor wysokociśnieniowy wyposażony w komórkę reakcyjną złoto-tytanową zawierającą kulturę mikrobiologiczną w kwaśnym, bogatym w żelazo środowisku.

Wykorzystanie elastycznych ogniw reakcyjnych złoto-tytan do symulacji zależnej od ciśnienia aktywności mikrobiologicznej w kontekście biogórnictwa podpowierzchniowego

Zanieczyszczenie wpływa na wszystkie biomy. Szczególnie ucierpiały środowiska morskie, zwłaszcza rafy koralowe, jeden z najbardziej wrażliwych ekosystemów na Ziemi. Bioremediacja to zdolność organizmów do rozkładu zanieczyszczeń. W tym miejscu opisujemy metodologie izolowania i testowania drobnoustrojów prezentujących zdolność bioremediacji i potencjalne cechy probiotyczne dla koralowców.

Poszukiwanie szczepów drobnoustrojów do bioremediacji i rozwoju probiotyków do badań i ochrony metaorganizmów

Przedstawiamy proces izolacji, rozmnażania i charakteryzowania bakterii rozkładających węglowodory z siedlisk wodnych. W protokole opisano izolację bakterii, identyfikację metodą 16S rRNA oraz badanie ich potencjału degradacji węglowodorów. Ten artykuł pomoże naukowcom w scharakteryzowaniu różnorodności biologicznej drobnoustrojów w próbkach środowiskowych, a w szczególności w badaniach przesiewowych pod kątem drobnoustrojów o potencjale bioremediacji.

Izolacja, rozmnażanie i identyfikacja gatunków bakterii o właściwościach metabolizowania węglowodorów z siedlisk wodnych

Tematem tego artykułu jest szczegółowe opisanie najlepszych praktyk tworzenia pożywek dla wymagających mikroorganizmów beztlenowych pozyskanych ze środowiska. Metody te pomagają w zarządzaniu kulturami beztlenowymi i mogą być stosowane do wspomagania wzrostu nieuchwytnych mikroorganizmów niehodowlanych, "mikrobiologicznej ciemnej materii".

Zestaw symulowanych formatów pożywek opartych na informacjach in situ do hodowli mikroorganizmów beztlenowych nabytych w środowisku

Tutaj prezentujemy eksperymentalny protokół ewolucji do adaptacji u termofilów, wykorzystując tanie, energooszczędne termomiksery stołowe jako inkubatory. Technika ta została zademonstrowana poprzez scharakteryzowanie adaptacji do temperatury u Sulfolobus acidocaldarius, archeonu o optymalnej temperaturze wzrostu 75 °C.

Adaptacja w ekstremalnych warunkach życia: eksperymentalna ewolucja z ekstremofilem archeonem Sulfolobus acidocaldarius

Technika iChip wykorzystuje niedrogie i proste urządzenie do izolacji in-situ, które zwiększa tempo odkrywania nowych mikroorganizmów z gleby. Nowe mikroorganizmy mogą być wykorzystywane m.in. do dalszych badań nad mikrobiomem glebowym lub odkrywaniem produktów naturalnych.

Izolacja mikroorganizmów glebowych z wykorzystaniem technologii iChip

W tym miejscu opisano metody pobierania próbek ze stref eufotowych ekosystemów morskich i słodkowodnych w celu wyizolowania cyjanofagów (i ich gospodarzy) oraz procesy po pobraniu próbek, które wzbogacają pojedyncze genotypy i charakteryzują dynamikę interakcji wirus-gospodarz.

Pobieranie próbek środowiskowych mikroorganizmów fotosyntetycznych i ich wirusów: od terenu do laboratorium

Poznaj metodę izolacji mikroorganizmów odpornych na ciężkie metale z gorących źródeł geotermalnych. Protokół ten umożliwia bioprospekcję ekstremofilów dla zastosowań w bioremediacji i biosensoryce.

Bioprospekcja mikroorganizmów ekstremofilnych w celu rozwiązania problemu zanieczyszczenia środowiska

Przeglądaj więcej filmów