Name: Dwukolorowe, stymulowane rozpraszaniem Ramana w czasie rzeczywistym mózgu myszy w celu diagnozowania tkanek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-01T14:40:00.000+00:00
Duration: 10 min 57 s
Description: Poznaj dwukolorową mikroskopię SRS do diagnostyki tkanek mózgu myszy w czasie rzeczywistym. Ta bezetykietowa metoda umożliwia szybką analizę histologiczną bez konieczności barwienia próbek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez NIH R35 GM133435 do D.F.

<ol><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematoxylin+and+eosin+staining+of+tissue+and+cell+sections%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2008, (2008).</li>
<li>Cui, M., Zhang, D. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artificial+intelligence+and+computational+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Investigation%22%5BJournal%5D)">Artificial intelligence and computational pathology.</a> Laboratory Investigation. 101 (4), 412-422 (2021).</li>
<li>Freudiger, C. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+biomedical+imaging+with+high+sensitivity+by+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy.</a> Science. 322 (5909), 1857-1861 (2008).</li>
<li>Orringer, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+intraoperative+histology+of+unprocessed+surgical+specimens+via+fibre-laser-based+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Rapid intraoperative histology of unprocessed surgical specimens via fibre-laser-based stimulated Raman scattering microscopy.</a> Nature Biomedical Engineering. 1, 0027(2017).</li>
<li>Ji, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((label-free+detection+of+brain+tumors+with+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">label-free detection of brain tumors with stimulated Raman scattering microscopy.</a> Science Translational Medicine. 5 (201), (2013).</li>
<li>Hollon, T. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Near+real-time+intraoperative+brain+tumor+diagnosis+using+stimulated+Raman+histology+and+deep+neural+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Near real-time intraoperative brain tumor diagnosis using stimulated Raman histology and deep neural networks.</a> Nature Medicine. 26 (1), 52-58 (2020).</li>
<li>Shin, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+assessment+of+skull+base+tumors+using+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Intraoperative assessment of skull base tumors using stimulated Raman scattering microscopy.</a> Scientific Reports. 9 (1), 20392(2019).</li>
<li>Lu, F. -K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+neurosurgical+pathology+with+stimulated+Raman+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Label-free neurosurgical pathology with stimulated Raman imaging.</a> Cancer Research. 76 (12), 3451-3462 (2016).</li>
<li>Shin, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+chemical+imaging+of+breast+calcifications+in+association+with+neoplastic+processes%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">Quantitative chemical imaging of breast calcifications in association with neoplastic processes.</a> Theranostics. 10 (13), 5865-5878 (2020).</li>
<li>Fu, D., Holtom, G., Freudiger, C., Zhang, X., Xie, X. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperspectral+imaging+with+stimulated+Raman+scattering+by+chirped+femtosecond+lasers%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">Hyperspectral imaging with stimulated Raman scattering by chirped femtosecond lasers.</a> The Journal of Physical Chemistry B. 117 (16), 4634-4640 (2013).</li>
<li>Figueroa, B., Hu, R., Rayner, S. G., Zheng, Y., Fu, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+microscale+temperature+imaging+by+stimulated+Raman+scattering%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">Real-time microscale temperature imaging by stimulated Raman scattering.</a> The Journal of Physical Chemistry Letters. 11 (17), 7083-7089 (2020).</li>
<li>Saar, B. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-rate+molecular+imaging+in+vivo+with+stimulated+Raman+scattering%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Video-rate molecular imaging in vivo with stimulated Raman scattering.</a> Science. 330 (6009), 1368-1370 (2010).</li>
<li>Hill, A. H., Hill, A. H., Manifold, B., Manifold, B., Fu, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+imaging+depth+limit+of+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Tissue imaging depth limit of stimulated Raman scattering microscopy.</a> Biomedical Optics Express. 11 (2), 762-774 (2020).</li>
<li>Fu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+intracellular+distribution+of+tyrosine+kinase+inhibitors+in+living+cells+with+quantitative+hyperspectral+stimulated+Raman+scattering%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Imaging the intracellular distribution of tyrosine kinase inhibitors in living cells with quantitative hyperspectral stimulated Raman scattering.</a> Nature Chemistry. 6 (7), 614-622 (2014).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+tracing+of+deuterium+for+imaging+glucose+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Spectral tracing of deuterium for imaging glucose metabolism.</a> Nature Biomedical Engineering. 3 (5), 402-413 (2019).</li>
<li>Tsai, P. S., et al. Principles, design, and construction of a two-photon laser-scanning microscope for in vitro and in vivo brain imaging. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTsai%2C+PS+%22In+Vivo+Optical+Imaging+of+Brain%22">In Vivo Optical Imaging of Brain</a>. Frostig, R. D., et al. , CRC Press. 113-171 (2002).</li>
<li>Francis, A., Berry, K., Chen, Y., Figueroa, B., Fu, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+pathology+by+spectrally+sliced+femtosecond+stimulated+Raman+scattering+%28SRS%29+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Label-free pathology by spectrally sliced femtosecond stimulated Raman scattering (SRS) microscopy.</a> PLoS One. 12 (5), 0178750(2017).</li>
<li>Figueroa, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Broadband+hyperspectral+stimulated+Raman+scattering+microscopy+with+a+parabolic+fiber+amplifier+source%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Broadband hyperspectral stimulated Raman scattering microscopy with a parabolic fiber amplifier source.</a> Biomedical Optics Express. 9 (12), 6116-6131 (2018).</li>
<li>Kong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multicolor+stimulated+Raman+scattering+microscopy+with+a+rapidly+tunable+optical+parametric+oscillator%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Multicolor stimulated Raman scattering microscopy with a rapidly tunable optical parametric oscillator.</a> Optics Letters. 38, 145-147 (2013).</li>
<li>He, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual-phase+stimulated+Raman+scattering+microscopy+for+real-time+two-color+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Optica%22%5BJournal%5D)">Dual-phase stimulated Raman scattering microscopy for real-time two-color imaging.</a> Optica. 4 (1), 44-47 (2017).</li>
<li>Pence, I. J., Kuzma, B. A., Brinkmann, M., Hellwig, T., Evans, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-window+sparse+spectral+sampling+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Multi-window sparse spectral sampling stimulated Raman scattering microscopy.</a> Biomedical Optics Express. 12 (10), 6095-6114 (2021).</li>
<li>Wei, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volumetric+chemical+imaging+by+clearing-enhanced+stimulated+Raman+scattering+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Volumetric chemical imaging by clearing-enhanced stimulated Raman scattering microscopy.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (14), 6608-6617 (2019).</li>
<li>Wright, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+optics+for+enhanced+signal+in+CARS+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Adaptive optics for enhanced signal in CARS microscopy.</a> Optics Express. 15 (26), 18209-18219 (2007).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie występują konflikty interesów.

Dwukolorowy schemat obrazowania SRS przedstawiony w tym protokole opiera się na prawidłowej implementacji jednokolorowego obrazowania SRS. W jednokolorowym obrazowaniu SRS krytycznymi etapami są wyrównanie przestrzenne, wyrównanie czasowe, głębokość modulacji i przesunięcie fazowe. Przestrzenne połączenie dwóch wiązek odbywa się za pomocą zwierciadła dichroicznego. Kilka lusterek kierowniczych służy do precyzyjnej regulacji podczas wysyłania wiązek światła do lusterka dichroicznego. Po połączeniu wiązki z lustrem dichroi...

Tradycyjna diagnostyka tkanek opiera się na protokołach barwienia, po których następuje badanie pod mikroskopem optycznym. Jedną z powszechnych metod barwienia stosowanych przez patologów jest barwienie H&E: hematoksylina barwi jądra komórkowe na fioletowo-niebieski kolor, a eozyna barwi macierz zewnątrzkomórkową i cytoplazmę na różowo. To proste barwienie pozostaje złotym standardem w patologii dla wielu zadań związanych z diagnostyką tkanek, w szczególności w diagnostyce raka. Jednak histopatologia H&E, a w szczególności technika zamrożonego cięcia stosowana w warunkach śródoperacyjnych, nadal ma ograniczenia. Procedura barwienia jest pracochłonnym procesem obejmującym osadzanie tkanek, cięcie, utrwalanie i barwienie1. Typowy czas realizacji to 20 minut lub dłużej. Wykonywanie H&E podczas sekcjonowania przez zamrożenie może czasami stać się trudniejsze, gdy przetwarzanych jest wiele sekcji jednocześnie ze względu na konieczność oceny cech komórkowych lub wzorców wzrostu w 3D w celu oceny marginesu. Ponadto śródoperacyjne techniki histologiczne wymagają wykwalifikowanych techników i klinicystów. Ograniczenie liczby certyfikowanych patologów w wielu szpitalach jest w wielu przypadkach ograniczeniem dla konsultacji śródoperacyjnych. Ograniczenia te mogą zostać złagodzone dzięki szybkiemu rozwojowi zainteresowania patologią cyfrową i diagnostyką opartą na sztucznej inteligencji2. Jednak wyniki barwienia H&E są zmienne, w zależności od doświadczenia technika, co stanowi dodatkowe wyzwanie dla diagnostyki komputerowej2.
Te wyzwania mogą być potencjalnie rozwiązane za pomocą technik obrazowania optycznego bez etykiet. Jedną z takich technik jest mikroskopia SRS. SRS wykorzystuje zsynchronizowane lasery impulsowe - pompę i Stokesa - do wzbudzania drgań molekularnych z wysoką wydajnością3. Ostatnie doniesienia wykazały, że obrazowanie białek i lipidów metodą SRS może generować obrazy równoważne H&E (znane również jako stymulowana histologia Ramana lub SRH) z nienaruszoną świeżą tkanką, co omija potrzebę przetwarzania jakichkolwiek tkanek, znacznie skraca czas potrzebny na diagnozę i zostało dostosowane śródoperacyjnie4. Co więcej, obrazowanie SRS może dostarczać obrazy 3D, które dostarczają dodatkowych informacji do diagnozy, gdy obrazy 2D są niewystarczające5. SRH jest bezstronny i generuje obrazy cyfrowe, które są łatwo dostępne do diagnozy komputerowej. Szybko pojawia się jako możliwe rozwiązanie dla śródoperacyjnej diagnostyki raka i analizy marginesu guza, zwłaszcza w raku mózgu6,7,8. Ostatnio zasugerowano również, że obrazowanie SRS zmian chemicznych w tkance dostarcza użytecznych informacji diagnostycznych, które mogą dodatkowo pomóc klinicystom w stratyfikacji różnych typów lub etapów raka9.
Pomimo ogromnego potencjału w zastosowaniach do diagnostyki tkanek, obrazowanie SRS jest głównie ograniczone do laboratoriów akademickich specjalizujących się w optyce, ze względu na złożoność związaną z platformą obrazowania, która obejmuje ultraszybkie lasery, laserowy mikroskop skaningowy i zaawansowaną elektronikę detekcyjną. Protokół ten zapewnia szczegółowy przepływ pracy w celu zademonstrowania wykorzystania powszechnego źródła lasera femtosekundowego do dwukolorowego obrazowania SRS w czasie rzeczywistym i generowania obrazów pseudo-H&E z tkanki mózgowej myszy. Protokół będzie obejmował następujące procedury:
Optymalizacja wyrównania i ćwierkania 
Większość schematów obrazowania SRS wykorzystuje lasery pikosekundowe lub femtosekundowe jako źródło wzbudzenia. W przypadku laserów femtosekundowych szerokość pasma lasera jest znacznie większa niż szerokość linii Ramana. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, stosuje się podejście skupiające spektralne, aby ustawić lasery femtosekundowe do pikosekundowej skali czasowej w celu uzyskania wąskiej rozdzielczości spektralnej10. Optymalna rozdzielczość spektralna jest osiągana tylko wtedy, gdy czasowe ćwierkanie (znane również jako dyspersja opóźnienia grupowego lub po prostu dyspersja) jest odpowiednio dopasowane do pompy i laserów Stokesa. Procedura wyrównywania i kroki potrzebne do optymalizacji dyspersji wiązek laserowych przy użyciu wysoce dyspersyjnych prętów szklanych są pokazane tutaj.
Kalibracja częstotliwości 
Zaletą ogniskowania spektralnego SRS jest to, że wzbudzenie Ramana można szybko dostroić, zmieniając opóźnienie czasowe między pompą a laserami Stokesa. Takie dostrajanie zapewnia szybkie obrazowanie i niezawodną akwizycję spektralną w porównaniu z dostrajaniem długości fal laserowych. Jednak liniowa zależność między częstotliwością wzbudzenia a opóźnieniem czasowym wymaga kalibracji zewnętrznej. Rozpuszczalniki organiczne ze znanymi pikami Ramana są używane do kalibracji częstotliwości Ramana dla ogniskowania widmowego SRS.
Obrazowanie dwukolorowe w czasie rzeczywistym<br />
Ważne jest, aby zwiększyć szybkość obrazowania w zastosowaniach do diagnostyki tkanek, aby skrócić czas potrzebny na analizę dużych próbek tkanek. Jednoczesne dwukolorowe obrazowanie SRS lipidów i białek eliminuje potrzebę dostrajania lasera lub opóźnienia czasowego, co zwiększa prędkość obrazowania ponad dwukrotnie. Osiągnięto to dzięki zastosowaniu nowatorskiej techniki modulacji ortogonalnej i dwukanałowej demodulacji ze wzmacniaczem typu lock-in11. W artykule opisano protokół modulacji ortogonalnej i dwukanałowej akwizycji obrazu.
Epi-mode SRS imaging 
Większość dotychczas pokazanych obrazowań SRS jest wykonywana w trybie transmisyjnym. Obrazowanie w trybie Epi wykrywa wstecznie rozproszone fotony z tissue12. W przypadku zastosowań patologicznych próbki chirurgiczne mogą być dość duże. W przypadku obrazowania w trybie transmisyjnym często konieczne jest cięcie tkanek, co w niepożądany sposób wymaga dodatkowego czasu. W przeciwieństwie do tego, obrazowanie w trybie epi może działać z nienaruszonymi próbkami chirurgicznymi. Ponieważ ten sam obiektyw jest używany do zbierania światła rozproszonego wstecznie, nie ma również potrzeby ustawiania kondensora o dużej aperturze numerycznej wymaganego do obrazowania transmisyjnego. Tryb Epi jest również jedyną opcją, gdy cięcie tkanek jest trudne, na przykład w przypadku kości. Wcześniej wykazaliśmy, że w przypadku tkanki mózgowej obrazowanie w trybie epi zapewnia lepszą jakość obrazowania dla grubości tkanki > 2 mm13. Protokół ten wykorzystuje polaryzacyjny rozdzielacz wiązki (PBS) do zbierania rozproszonych fotonów zdepolaryzowanych przez tkankę. Możliwe jest zebranie większej ilości fotonów za pomocą detektora pierścieniowego kosztem złożoności dostosowanego zestawu detektora12. Podejście PBS jest prostsze do wdrożenia (podobnie jak fluorescencyjne), przy czym standardowa fotodioda jest już używana do wykrywania trybu transmisji.
Generowanie obrazów pseudo-H&E 
Po zebraniu dwukolorowych obrazów SRS można je ponownie pokolorować, aby symulować barwienie H&E. W artykule przedstawiono procedurę przekształcania obrazów SRS lipidów i białek w obrazy pseudo-H&E SRS do zastosowań patologicznych. Protokół eksperymentalny szczegółowo opisuje kluczowe kroki potrzebne do wygenerowania wysokiej jakości obrazów SRS. Przedstawiona tutaj procedura ma zastosowanie nie tylko w diagnostyce tkanek, ale może być również dostosowana do wielu innych zastosowań obrazowania hiperspektralnego SRS, takich jak obrazowanie leków i obrazowanie metaboliczne14,15.
Ogólne wymagania systemowe 
System laserowy dla tego protokołu musi być w stanie wyprowadzić 2 zsynchronizowane femtosekundowe wiązki laserowe. Idealnie nadaje się do wyposażenia w optyczny oscylator parametryczny (OPO) do dostrajania jednej z wiązek laserowych o szerokiej długości fali. Konfiguracja w tym protokole wykorzystuje komercyjny system laserowy Insight DS+, który wysyła dwa lasery (jeden o stałej wiązce o długości fali 1 040 nm i jedną przestrajalną wiązkę opartą na OPO, w zakresie od 680 do 1 300 nm) z częstotliwością powtarzania 80 MHz. Laserowe mikroskopy skaningowe, zarówno od głównych producentów mikroskopów, jak i zbudowane w domu, mogą być używane do obrazowania SRS. Zastosowany mikroskop to pionowy laserowy mikroskop skaningowy zbudowany na komercyjnej ramie mikroskopu pionowego. Do skanowania wiązki laserowej służy para luster galvo o średnicy 5 mm. Użytkownicy, którzy zdecydują się na domowy laserowy mikroskop skaningowy, powinni zapoznać się z wcześniej opublikowanym protokołem budowy laserowego mikroskopu skaningowego16.

<table><tbody><tr><td>Soczewka achromatyczna 100 mm</td><td>THORLABS</td><td>AC254-100-B</td><td>szerokopasmowa, 650 - 1,050 nm, ogniskowa obiektywu achromatycznego</td></tr>, <tr><td>filtr pasmowo-przepustowy</td> 100 mm 20 MHz <td>Miniukłady</td><td>BBP-21.4 +</td> <td>Lumped LC Band Pass Filter, 19,2 - 23,6 MHz, 50 &Omega;</td></tr><tr><td>Soczewka achromatyczna 200 mm</td><td>THORLABS</td><td>AC254-200-B</td><td>Szerokopasmowa, 650 - 1,050 nm, ogniskowa soczewki achromatycznej, 200 mm</td></tr><tr><td>Achromatyczna półfalowa</td><td>Union Optic</td><td>WPA2210-650-1100-M25.4</td><td>Szerokopasmowa półfalowa</td></tr><tr><td>Achromatyczna ćwierćfalowa</td><td>płyta optyczna</td><td>Union Optic WPA4210-650-1100-M25.4</td><td>Szerokopasmowa ćwierćfalowa</td></tr> płytka <tr><td>Beam Sampler</td><td>THORLABS</td><td>BSN11</td><td>10:90 Płytowy rozdzielacz wiązki</td></tr><tr><td>Lustro dichroiczne</td><td>THORLABS</td><td>DMSP1000</td><td>Można stosować inne dichroiki o środkowej długości fali około 1,000 nm.</td></tr><tr><td>DMSO (dimetylosulfotlenek)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>472301</td><td>Rozpuszczalnik do kalibracji przesunięcia Ramana. Można stosować inne rozpuszczalniki o znanych pikach Ramana.</td></tr><tr><td>Elektrooptyczny modulator amplitudy</td><td>THORLABS</td><td>EO-AM-NR-C1</td><td>Do modulacji ortogonalnej i obrazowania dwukanałowego potrzebne są dwa EOM. Zalecana jest wersja rezonansowa, aby można było zastosować niższe napięcie sterujące.</td></tr><tr><td>Fałszywy H& E Staining Script</td><td>Matlab</td><td></td><td>https://github.com/TheFuGroup/HE_Staining</td></tr><tr><td>Fanout Buffer</td><td>PRL-414B</td><td>Pulse Research Lab</td><td>1:4 TTL/CMOS Fanout Buffer and Line Driver, do generowania częstotliwości sterującej EOM i odniesienia do blokady</td></tr><tr><td>Szybka fotodioda</td><td>THORLABS</td><td>DET10A2</td><td>Si Detector, 1 ns Increase</td></tr><tr><td>Time Frequency Divider</td><td>PRL-220A</td><td>Laboratorium</td> <td>Badań ImpulsówDzielnik częstotliwości TTL (f/2, f/4, f/8, f/16), do generowania 20MHz z wyjścia laserowego.</td></tr><tr><td>Pręty szklane o wysokiej dyspersji</td><td>Union Optic</td><td>CYLROD01</td><td>Soczewka prętowa H-ZF52A o wysokiej dyspersji 120 mm, soczewka prętowa SF11 100 mm</td></tr><tr><td>Insight DS+</td><td>Newport</td><td></td><td>System laserowy zdolny do wysyłania dwóch zsynchronizowanych laserów impulsowych (jeden o stałej wiązce o długości fali 1,040 nm i jedna przestrajalna wiązka w zakresie 680-1,300 nm) z częstotliwością powtarzania 80 MHz.</td></tr><tr><td>Wzmacniacz typu lock-in</td><td>Liquid Instruments</td><td>Moku Lab</td><td>Wzmacniacz typu lock-in do ekstrakcji sygnału SRS z fotodiody. Można również użyć instrumentu Zurich HF2LI lub podobnego instrumentu.</td></tr><tr><td>Lustra</td><td>THORLABS</td><td>BB05-E03-10</td><td>Szerokopasmowe zwierciadło dielektryczne, 750 - 1 100 nm. Można również użyć srebrnych luster.</td></tr><tr><td>Zmotoryzowany stopień opóźniający</td><td>Zaber</td><td>X-DMQ12P-DE52</td><td>Stopień opóźniający do precyzyjnej kontroli czasowego nakładania się pompy i laserów Stokesa. Każdy inny zmotoryzowany etap powinien działać.</td></tr><tr><td>Kondensator zanurzeniowy olejowy</td><td>Nikon</td><td>CSC1003</td><td>1.4 NA. Można stosować inne skraplacze z NA>1.2.</td></tr><tr><td>Oscyloskop</td><td>Tektronix</td><td>TDS7054</td><td>Każdy inny oscyloskop o paśmie 400 MHz lub wyższym powinien działać.</td></tr><tr><td>Przesuwnik fazowy</td><td>SigaTek</td><td>SF50A2</td><td>Do przesuwania fazy częstotliwości modulacji</td></tr><tr><td>Fotodioda</td><td>Hamamatsu Corp</td><td>S3994-01</td><td>Krzemowa dioda PIN o dużej powierzchni (10 x 10 cm2). Można stosować inne diody o dużej powierzchni i niskiej pojemności.</td></tr><tr><td>Rozdzielacz wiązki polaryzacyjnej</td><td>Union Optic</td><td>PBS9025-620-1000</td><td>Szerokopasmowy rozdzielacz wiązki polaryzacyjnej</td></tr><tr><td>Baza danych</td><td></td><td></td> indeksu refaktywnego <td>refractiveindex.info</td></tr><tr><td>Odbłyśnik</td><td>Edmund Optics</td><td>34-408</td><td>BBAR Pryzmat kątowy. Można zastosować inne pryzmaty lub retroreflektor.</td></tr><tr><td>Miniukłady</td> <td>wzmacniacza mocy RF</td><td>ZHL-1-2W+</td><td>Blok wzmocnienia, 5 - 500 MHz, 50 &Omega;</td></tr><tr><td>Lustra skanujące</td><td>Cambridge Technologies</td><td>6215H</td><td>Użyliśmy zestawu luster 5 mm z powłoką srebrną</td></tr><tr><td>ScanImage</td><td>Vidrio</td><td>ScanImage Basic</td><td>Oprogramowanie sterujące laserowym mikroskopem skaningowym</td></tr><tr><td>Filtr krótkoprzepustowy</td><td>THORLABS</td><td>FESH1000</td><td>25,0 mm Premium Shortpass Filter, Cut-Off Długość fali: 1,000 nm. Do skutecznego tłumienia Stokesa mogą być konieczne dwa filtry.</td></tr><tr><td>Mikroskop pionowy</td><td>Nikon</td><td>Eclipse FN1</td><td>Można użyć dowolnej innej ramy mikroskopu. Jeśli dostępny jest laserowy mikroskop skaningowy, można go używać bezpośrednio. W przeciwnym razie do mikroskopu trzeba było dodać skaner galvo i soczewkę skanującą.</td></tr><tr><td>Obiektyw do zanurzenia w wodzie</td><td>Olympus</td><td>XLPLN25XWMP2</td><td>Wielofotonowy obiektyw 25X ma NA 1,05. Można zastosować inne podobne cele.</td></tr></tbody></table>

dwukolorowe, stymulowane rozpraszaniem ramana w czasie rzeczywistym mózgu myszy w celu diagnozowania tkanek

Real-Time, Two-Color Stimulated Raman Scattering Imaging of Mouse Brain for Tissue Diagnosis

Mikroskopia stymulowanego rozpraszania Ramana (SRS) stała się potężną techniką obrazowania optycznego do diagnozowania tkanek. W ostatnich latach wykazano, że dwukolorowy SRS jest w stanie zapewnić obrazy równoważne hematoksylinie i eozynie (H&E), które umożliwiają szybką i wiarygodną diagnozę raka mózgu. Takie możliwości umożliwiły ekscytujące zastosowania w śródoperacyjnej diagnostyce nowotworów. Dwukolorowe obrazowanie tkanki metodą SRS można wykonać za pomocą pikosekundowego lub femtosekundowego źródła laserowego. Lasery femtosekundowe mają tę zaletę, że umożliwiają elastyczne tryby obrazowania, w tym szybkie obrazowanie hiperspektralne i dwukolorowe obrazowanie SRS w czasie rzeczywistym. Podejście skupiające się spektralnie z ćwierkaniem impulsów laserowych jest zwykle stosowane w przypadku laserów femtosekundowych w celu osiągnięcia wysokiej rozdzielczości spektralnej. 
Akwizycja dwukolorowego SRS może być realizowana z modulacją ortogonalną i wykrywaniem blokady. Złożoność ćwierkania, modulacji i charakterystyki pulsu jest wąskim gardłem dla powszechnego przyjęcia tej metody. Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół demonstrujący implementację i optymalizację spektralnego ogniskowania SRS oraz dwukolorowego obrazowania tkanki mózgowej myszy w czasie rzeczywistym w trybie epi. Protokół ten może być używany w szerokim zakresie zastosowań obrazowania SRS, które wykorzystują dużą szybkość i możliwości obrazowania spektroskopowego SRS.

Optymalizacja rozdzielczości spektralnej: 
Dyspersja w materiale zależy od ośrodka dyspersyjnego (długości i rodzaju materiału) oraz długości fali. Zmiana długości pręta dyspersyjnego wpływa na rozdzielczość spektralną oraz wielkość sygnału. Jest to zależność kompromisowa, którą można różnie wyważyć w zależności od zastosowania. Pręty rozciągają impuls wiązki z postaci szerokiej w częstotliwości i wąskiej w czasie do postaci wąskiej w częstotliwości i szerokiej w czasie. Rysunek 7...

Mikroskopia stymulowanego rozpraszania Ramana (SRS) jest potężną, nieniszczącą i bezznacznikową techniką obrazowania. Jednym z pojawiających się zastosowań jest stymulowana histologia Ramana, w której dwukolorowe obrazowanie SRS w przejściach Ramana białek i lipidów jest wykorzystywane do generowania obrazów pseudo-hematoksyliny i eozyny. W tym miejscu demonstrujemy protokół dwukolorowego obrazowania SRS w czasie rzeczywistym w diagnostyce tkanek.

Dwukolorowe, stymulowane rozpraszaniem Ramana w czasie rzeczywistym mózgu myszy w celu diagnozowania tkanek

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy has emerged as a powerful optical imaging technique for tissue diagnosis. In recent years, two-color SRS has ...

Protokół ten zademonstruje implementację i optymalizację mikroskopii spektralnej SRS oraz sposób, w jaki można ją wykorzystać do zastosowań histologicznych stymulowanych ramanowskim w czasie rzeczywistym. Główną zaletą tej techniki jest szybkość, z jaką próbki mogą być przetwarzane po odpowiednim ustawieniu oprzyrządowania, ponieważ SRS nie wymaga przetwarzania i barwienia tkanek. Protokół ten ma zastosowanie do innych aplikacji SRS, nie tylko do histologii.Takie zastosowania obejmują małe cząsteczki, leki, komórki i tkanki. Zacznij od zainstalowania pary soczewek achromatycznych dla wiązki pompy, aby dwukrotnie zwiększyć rozmiar wiązki laserowej jako punkt wyjścia. Umieść soczewkę o średnicy 100 i 200 milimetrów w odległości około 300 milimetrów od siebie.Następnie wyrównaj wiązkę pompy przez środek obu soczewek. Następnie umieść lustro za drugą soczewką, aby wysłać wiązkę w kierunku ściany oddalonej o więcej niż jeden metr. Śledź wiązkę od lustra do ściany za pomocą karty IR i sprawdź, czy wiązka zmienia swój rozmiar.Skolimuj wiązkę, jeśli belka zmienia swój rozmiar w funkcji odległości. Połącz dwie wiązki laserowe, instalując lusterko dichroiczne z kilkoma lusterkami kierowniczymi do regulacji. Zoptymalizuj przestrzenne nakładanie się pompy i Stokesa, monitorując wiązki za zwierciadłem dichroicznym w dwóch różnych miejscach oddalonych od siebie o około jeden metr.Iteracyjnie wyreguluj lusterko kierownicze, a następnie lusterko dichroiczne, aby wyrównać belkę Stokesa z belką pompy. Upewnij się, że połączone wiązki są wysyłane do środka lusterek skanujących laserowego mikroskopu skaningowego, regulując parę lusterek sterujących, gdy lusterka skanujące znajdują się w pozycji zaparkowanej. Po kondensatorze użyj kolejnej pary soczewek o ogniskowych odpowiednio 100 milimetrów i 30 milimetrów, aby przekazać transmitowaną wiązkę na fotodiodę, upewniając się, że obie wiązki są zawarte w fotodiodzie.Następnie zainstaluj dwa filtry dolnoprzepustowe, aby zablokować modulowaną wiązkę Stokesa. Umieść próbnik wiązki na ścieżce wiązki Stokesa, aby pobrać 10% wiązki i wysłać ją do szybkiej fotodiody w celu wykrycia ciągu impulsów o częstotliwości 80 megaherców. Weź jedno z wyjść bufora fanout i przefiltruj je filtrem pasmowo-przepustowym, aby uzyskać falę sinusoidalną o częstotliwości 20 megaherców.Następnie użyj tłumika RF, aby dostosować napięcie szczytowe do szczytowego napięcia wyjściowego do około 500 miliwoltów. Wyślij wynikowe wyjście do przesuwnika fazowego, który umożliwia precyzyjną regulację fazy RF za pomocą źródła napięcia. Wyślij to wyjście do wzmacniacza mocy RF i podłącz wyjście amplifier do EOM.Po odblokowaniu wiązki Stokesa zoptymalizuj głębokość modulacji pierwszego EOM, umieszczając fotodiodę w ścieżce wiązki. Dostosuj napięcie EOM i płytkę ćwierćfalową, aż głębokość modulacji będzie wydawać się zadowalająca. Umieść fotodiodę za lustrem dichroicznym, aby wykryć wiązkę laserową.Najpierw zablokuj wiązkę Stokesa, a następnie powiększ jeden z pików impulsów pompy na oscyloskopie. Umieść pionowy kursor, aby zaznaczyć czasowe położenie tego piku za pomocą oscyloskopu. Teraz zablokuj belkę pompy i odblokuj wiązkę Stokesa.Przetłumacz stopień opóźnienia, aby tymczasowo dopasować pozycje szczytowe na oscyloskopie do pozycji zaznaczonej w poprzednim kroku. Obliczając odległość opóźnienia wymaganą do dopasowania dwóch wiązek, a następnie wydłużając tor wiązki szybszej wiązki lub skracając tor wiązki wolniejszej wiązki. Następnie przygotuj próbkę szkiełka mikroskopowego z DMSO i taśmą dwustronną jako przekładką, aby utrzymać próbkę między szkiełkiem podstawowym a szkiełkiem nakrywkowym.Umieścić próbkę na mikroskopie stroną z szkiełkiem nakrywkowym skierowaną w stronę obiektywu mikroskopu i obserwować próbkę z dwuteownika w świetle jasnego pola. Znajdź punkt skupienia próbki zarówno na górnej, jak i dolnej warstwie pęcherzyków powietrza na styku taśmy szklanej, a następnie przesuń fokus tak, aby znajdował się między dwiema warstwami taśmy. Następnie ustaw moc wyjściową przestrajalnej wiązki na 798 nanometrów.W oparciu o przepustowość optyczną kondensatora dostosuj moc optyczną tak, aby wynosiła około 40 miliwatów dla pompy i wiązek Stokesa w ognisku obiektywu. Następnie otwórz zeskanowany obraz w MATLAB i kliknij przycisk oznaczony ostrością, aby rozpocząć skanowanie. Wyreguluj lusterko kierownicze przed skanerem galvo, aby wyśrodkować sygnał DC na wyświetlaczu pierwszego kanału.Przesuń zmotoryzowany stopień opóźniający i uważnie obserwuj wyjście blokady pokazane na wyświetlaczu kanału drugiego. Na koniec dostosuj opóźnienie czasowe, aby zmaksymalizować intensywność sygnału AC. Wyreguluj zwierciadło dichroiczne, aby wyśrodkować sygnał SRS na kanale AC.Następnie wyreguluj fazę wzmacniacza lock-in, aby zmaksymalizować sygnał. Po zamontowaniu szkiełka z próbką na mikroskopie i dostosowaniu mocy obu wiązek do około 40 miliwatów każda przy ognisku próbki, jak pokazano wcześniej. Otwórz zeskanowany obraz z programu MATLAB.Następnie znajdź maksymalny sygnał SRS, skanując stopień opóźniający odpowiadający 2,913 odwrotnemu centymetrowemu pikowi Ramana DMSO. Uzyskaj obraz SRS odpowiadający pikowi Ramana o długości 2 913 913 centymetrów odwrotnych do 2 DMSO. Otwórz obraz w ImageJ i wybierz mały obszar na środku ramki.Funkcja miary służy do obliczania średniej i odchylenia standardowego wartości w wybranym obszarze. Aby uzyskać kalibrację dostępu do częstotliwości, zapisz skan hiperspektralny z zakresem stopnia opóźnienia obejmującym 2, 913 i 2, 994 odwrotne centymetrowe piki Ramana DMSO. Następnie zapisz pozycje stolika odpowiadające zestawowi danych hiperspektralnych.Wykonaj regresję liniową dla pozycji stołu montażowego i przesunięć Ramana o 2, 913 i 2, 994 centymetry odwrotne. Korzystając z równania regresji liniowej, przekształć pozycje opóźnienia na odpowiadające im częstotliwości Ramana. W celu kalibracji rozdzielczości spektralnej należy oszacować pozycję stolika na podstawie poprzedniej pozycji ze zwiększoną długością ścieżki optycznej spowodowaną wstawieniem prętów.Wyrównaj przestrzenne zachodzenie belek na siebie ze względu na niewielkie odchylenie belki podczas dodawania prętów szklanych. Zainstaluj rozdzielacz wiązki polaryzacyjnej, płytkę ćwierćfalową i drugi EOM w ścieżce wiązki nasączającej po pierwszym EOM. Odłącz wejście sygnału od drugiego EOM, a następnie podłącz wejście sygnału do pierwszego EOM i włącz go.Moduluj wiązkę Stokesa z częstotliwością 20 megaherców, wysyłając wiązkę przez pierwszy EOM. Dostosuj nachylenie i położenie pierwszego EOM, aby upewnić się, że wiązka jest wyśrodkowana przez kryształ EOM. Przygotować próbkę szkiełka tkankowego za pomocą taśmy dwustronnej, szkiełka mikroskopowego i szkła nakrywkowego.Umieść próbkę na mikroskopie stroną z szkiełkiem nakrywkowym skierowaną w stronę obiektywu mikroskopu. W przypadku obrazowania SRS w trybie epi zainstaluj płytkę półfalową, zanim wiązka wejdzie do mikroskopu, aby zmienić polaryzację wiązki docierającej do mikroskopu. Umieść rozdzielacz wiązki polaryzacyjnej nad obiektywem, aby umożliwić zdepolaryzowaną wiązkę odbitą wstecznie do detektora.Następnie użyj 75-milimetrowej soczewki achromatycznej i 30-milimetrowej soczewki asferycznej, aby przekazać rozproszone wstecznie fotony z tylnej apertury obiektywu do fotodetektora. Zamontuj detektor, aby zebrać światło rozproszone wstecznie skierowane przez rozdzielacz wiązki polaryzacyjnej. Następnie zainstaluj filtr, aby zablokować modulowaną wiązkę przed wejściem do detektora.Różnice w długościach prętów wpływają na rozdzielczość spektralną. Gdy nie są używane szklane pręty ćwierkające, dwa piki Ramana z DMSO nie są w ogóle rozwiązywane. Wzrost liczby szklanych ćwierkających prętów zaczyna rozwiązywać dwa szczyty w zadowalającym punkcie.Dopasowane ćwierkanie rozwiązuje oba szczyty i może być używane do kalibracji pozycji stopnia do częstotliwości. Dwa ciągi impulsów z opóźnieniem czasowym o polaryzacji ortogonalnej użyte do obrazowania widm DMSO pokazują opóźnienie czasowe między wzbudzeniami SRS z akceptowalną głębokością modulacji i separacją czasową. W przeciwieństwie do tego, słabe dwukolorowe przesunięcie fazowe SRS powoduje powstawanie odwróconych lub ujemnych pików.Pokazano tutaj dwukolorowe obrazowanie SRS w czasie rzeczywistym na 2, 850 i 2, 930 odwrotnych centymetrach tkanki mózgowej myszy ex vivo. Surowe obrazy lipidów i białek zostały oznaczone kolorami, aby uzyskać pojedynczy obraz przedstawiający wkład lipidów i białek. Przeprowadzono również fałszywe barwienie hematoksyliny i eozyny, aby naśladować barwienie hematoksyliną i eozyną do patologicznych zastosowań.Przestrzenne nakładanie się czasowe i optymalizacja rozdzielczości przestrzennej to najważniejsze kroki w podejściu SRS do ogniskowania przestrzennego. Ta metoda jest ogólnie stosowana do innych eksperymentów mikroskopowych z sondą pompy, takich jak mikroskopia absorpcyjna w stanach nieustalonych. Metoda pozwala również na obrazowanie cząsteczek niefluorescencyjnych w komórkach i tkankach.Przedstawiona tutaj metoda przyspiesza czas pozyskiwania obrazów do przyszłej translacji stymulowanej histologii Ramana w klinice.

real-time-two-color-stimulated-raman-scattering-imaging-mouse-brain

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Metody obrazowania biologicznego stosowane do oceny biodystrybucji komórkowej nanocząsteczek znajdują zastosowanie w monitorowaniu terapeutycznym i diagnostycznym związków sformułowanych w nanostruktury. Metody opisane w niniejszym opracowaniu są czułe i swoiste w ocenie za pomocą korejestracji histologicznej. Przedstawione metodologie zapewniają ścieżkę translacyjną od zastosowań na modelach gryzoni do zastosowań u ludzi.

Rejestrowane obrazowanie biomedyczne nanomateriałów w monitorowaniu diagnostyki i terapii

Źródło: Espinoza, R., et al. Dwukolorowe, stymulowane w czasie rzeczywistym obrazowanie rozpraszania Ramana mózgu myszy w celu diagnozowania tkanek. J. Vis. exp. (2022).  Film przedstawia dwukolorowe, stymulowane rozpraszanie Ramana (SRS) wycinków tkanki mózgowej myszy. Dwie zsynchronizowane wiązki laserowe są kierowane na przekrój tkanki w celu wzbudzenia drgań molekularnych, co powoduje względną zmianę intensywności wiązek. Lipidy i białka w tkance są wykrywane za pomocą różnych par...

Dwukolorowe, stymulowane obrazowanie rozpraszania Ramana tkanki mózgowej myszy

Source: Nishimura, C.  Kwantyfikacja architektury naczyń mózgowych za pomocą mikroskopii dwufotonowej w mysim modelu zapalenia nerwów wywołanego wirusem HIV. J. Vis. Exp. (2016). Ten film pokazuje wizualizację in vivo naczyń włosowatych kory mózgowej myszy przy użyciu mikroskopii dwufotonowej. Przedstawiono w nim etapy wstrzykiwania barwnika fluorescencyjnego znieczulonej myszy z cienkim oknem korowym czaszki, przygotowywania zestawu do obrazowania i uzyskiwania szczegółowych obrazów struktur...

 Mikroskopia dwufotonowa do obrazowania in vivo mikrokrążenia mózgu myszy 

Źródło: McCullagh, E. A., et al. Koherentna spektroskopia Ramana Antystokesa (CARS) do obrazowania mielinizacji w wycinkach mózgu. J. Vis. Exp. (2022)Film demonstruje obrazowanie fluorescencyjne i koherentną spektroskopię Ramana antystokesa (CARS) w celu wizualizacji architektury neuronalnej w tkance mózgowej gryzoni. Barwienie Nissl znakuje ciała komórkowe poprzez wiązanie się z rybosomalnym RNA, podczas gdy obrazowanie CARS celuje w mielinę bogatą w lipidy za pomocą sygnałów indukowanych...

Koherentna spektroskopia Ramana antystokesa do wizualizacji mielinizowanych neuronów w tkance mózgowej myszy

Ostra uraz mózgu to poważny uraz, który do tej pory nie doczekał się odpowiedniego leczenia. Mikroskopia wielofotonowa pozwala na badanie podłużne procesu rozwoju ostrego urazu mózgu i sondowanie strategii terapeutycznych u gryzoni. W protokole przedstawiono dwa modele ostrego urazu mózgu badane za pomocą dwufotonowego obrazowania mózgu in vivo.

Ostry uraz mózgu u myszy, po którym następuje podłużne obrazowanie dwufotonowe

Ten film pokazuje procedurę kraniotomii, która umożliwia przewlekłe obrazowanie neuronów w korze zaśledziony myszy za pomocą mikroskopii dwufotonowej in vivo w linii transgenicznej Thy1-GFP. Podejście to łączy się z wstrzyknięciem do grzbietowego hipokampa wirusa związanego z ekspresją mCherry. Techniki te pozwalają na długoterminowe monitorowanie plastyczności strukturalnej zależnej od doświadczenia w RSC.

Jednoczesne dwufotonowe obrazowanie in vivo wejść synaptycznych i celów postsynaptycznych w korze zaśledzinowej myszy

Mikroskopia stymulowanego rozpraszania Ramana (SRS) umożliwia bezznacznikowe obrazowanie biomolekuł na podstawie ich wewnętrznej wibracji określonych wiązań chemicznych. W tym protokole opisano instrumentalną konfigurację zintegrowanego mikroskopu SRS i dwufotonowego mikroskopu fluorescencyjnego w celu wizualizacji struktur komórkowych w rdzeniu kręgowym żywych myszy.

In vivo (in vivo) Obrazowanie tkanek biologicznych za pomocą połączonej mikroskopii fluorescencji dwufotonowej i wymuszonego rozpraszania Ramana

Elektroniczne obrazowanie rozpraszania Ramana stymulowanego przed rezonansem (epr-SRS) tęczowych barwników Ramana to nowa platforma do wysoce multipleksowanego obrazowania białek opartych na epitopach. W tym miejscu przedstawiamy praktyczny przewodnik obejmujący przygotowanie przeciwciał, barwienie próbki tkanki, montaż mikroskopu SRS i obrazowanie tkanek epr-SRS.

Wysoce zmultipleksowane obrazowanie tkanek za pomocą barwników Ramana

Wizualizacja mielinizacji jest ważnym celem dla wielu badaczy zajmujących się układem nerwowym. CARS to technika kompatybilna z immunofluorescencją, która może natywnie obrazować lipidy w tkankach, takich jak mózg, oświetlając wyspecjalizowane struktury, takie jak mielina.

Zastosowanie koherentnej antystokesowskiej spektroskopii Ramana (CARS) do obrazowania mielinizacji w wycinkach mózgu

Protokół ten zawiera szczegółowy opis krok po kroku podejścia dla przewlekłego modelu myszy z przewlekłym oknem czaszki oraz mikronaczyniowym zatorem naczyniowym, zoptymalizowanego do mikroskopii in vivo dwufotonowej z użyciem fluorescencyjnych mikrosfer polistyrenowych.

Model mikronaczyniowej embolii myszy do mikroskopii in vivo dwufotonowej z wykorzystaniem fluorescencyjnych mikrosfer polistyrenowych

Poznaj dwukolorową mikroskopię SRS do diagnostyki tkanek mózgu myszy w czasie rzeczywistym. Ta bezetykietowa metoda umożliwia szybką analizę histologiczną bez konieczności barwienia próbek.

Dwukolorowe, stymulowane rozpraszaniem Ramana w czasie rzeczywistym mózgu myszy w celu diagnozowania tkanek

Przeglądaj więcej filmów