Name: Generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-01T14:50:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: Poznaj metodę generowania zawału prawej komory serca u myszy poprzez podwiązanie prawej tętnicy wieńcowej. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów patofizjologicznych RVI i stanowi platformę dla przyszłych badań nad terapiami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82073851 do Sun) i Narodowej Chińskiej Fundacji Nauk Podoktoranckich (2021M690074 dla Lin).

Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z Przewodnikiem do Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych opublikowanym przez Narodowe Instytuty Zdrowia USA (Publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku) i zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Szpitala Nanfang Południowego Uniwersytetu Medycznego (Guangzhou, Chiny). Zdrowe samce myszy C57BL/6J (8-10 tygodni; masa ciała 25-30 g) uzyskano z Centrum Zwierząt Południowego Uniwersytetu Medycznego. Można również wykorzystać samice myszy, ale mieszanie obu płci nie jest zalecane ze względu na potencjalny wpływ różnic płciowych. Po przybyciu myszy były trzymane w 12-godzinnym/12-godzinnym cyklu ciemności/światła (3-4 myszy na klatkę), z jedzeniem ad libitum i wodą.
1. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Sterylizuj narzędzia chirurgiczne przez autoklawowanie przed zabiegiem. Ustaw poduszkę grzewczą na 37 °C.</li>
	<li>Znieczulić myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 50 mg/kg pentobarbitalu (patrz Tabela materiałów) w celu złagodzenia bólu chirurgicznego. Umieść myszy w osobnych pudełkach w celu indukcji znieczulenia. Upewnij się, że znieczulenie jest głębokie przy braku reakcji na wycofanie palca u nogi. 
	UWAGA: Zaleca się również stosowanie 1,5% izofluranu do znieczulenia wziewnego, ponieważ jest on lepszy w przypadku analgezji.</li>
	<li>Umieść myszy na wznak na podkładce, mocując ich siekacze szwem i unieruchamiając kończyny taśmą klejącą. Ponownie upewnij się, że głębokość znieczulenia jest w stanie sprawdzić, czy odruch jest w znieczuleniu.</li>
	<li>Usuń włosy od szyi do mieczykowatej za pomocą kremu do depilacji. Zdezynfekuj obszar operacyjny 3 razy naprzemiennym peelingiem antyseptycznym i 75% alkoholem, a następnie ułóż pole operacyjne.</li>
	<li>Wykonaj intubację, wykonując poniższe czynności.
	<ol>
		<li>Dostosuj częstotliwość oddychania zwierzęcia za pomocą mini respiratora (patrz Tabela materiałów) na 150/min, a objętość oddechową do 300 μL. 
		UWAGA: Nie ma potrzeby używania trybu dodatniego ciśnienia wydechowego.</li>
		<li>Lekko wyciągnij język pęsetą, unieś żuchwę za pomocą depresora języka, aby odsłonić głośnię, i wykonaj intubację dotchawiczą, wprowadzając kaniulę 22 G do głośni.</li>
		<li>Włączyć mini respirator i podłączyć kaniulę tchawicy do respiratora. Zjawisko falowania klatki piersiowej zrównującego się z częstotliwością respiratora wskazuje na udaną intubację. Przymocuj kaniulę taśmą, aby zapobiec ślizganiu się podczas operacji.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Stałe podwiązanie prawej tętnicy wieńcowej
<ol>
	<li>Podłącz elektrody do elektrokardiografii (EKG) (patrz tabela materiałów) do kończyn myszy i zapisz EKG. 
	UWAGA: Jeden z przewodów II, III lub AVF jest wybierany jako przewód monitorujący; Lead III jest bardziej odpowiedni.</li>
	<li>Otwórz skrzynię.
	<ol>
		<li>Wykonaj nacięcie w skórze o długości 1 cm równolegle do trzeciego prawego żebra za pomocą nożyczek okulistycznych. Ponownie określ trzeci obszar międzyżebrowy i zapewnij odpowiednią przestrzeń zgodnie z kątem mostka. 
		UWAGA: Kierunek nacięcia skóry wykonuje się od kąta mostka do prawej przedniej linii pachowej.</li>
		<li>Oddziel i przetnij mięśnie piersiowe większe i piersiowe mniejsze nożyczkami i mikrokleszczami powyżej trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie tępo oddziel mięsień międzyżebrowy za pomocą kleszczy łokciowych, aby odsłonić pole operacyjne. 
		UWAGA: Tylko niewielka część mięśni piersiowych musi zostać przecięta, a następnie zaleca się oddzielenie w celu odsłonięcia serca.</li>
		<li>Naciąć osierdzie. Podnieś prawy przedsionek sterylną bawełną i podwiąż RCA sterylną nylonową nicią 8-0 o zakresie podwiązania 3-5 mm. Po podwiązaniu RCA monitorowanie EKG (odprowadzenie III) pokazuje uniesienie odcinka ST. 
		UWAGA: Ponieważ RCA myszy jest niewidoczna, należy dokładnie potwierdzić jej anatomiczne położenie. Mięsień sercowy RV jest znacznie cieńszy niż u LV. Dlatego trudno jest uchwycić głębokość wkłutej igły. Łatwo jest wywołać bradykardię zatokową i blok przedsionkowo-komorowy, jeśli głębokość wprowadzonej igły jest zbyt duża, a zakres podwiązania jest zbyt duży.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń sterylną bawełnę i zszyj mięśnie i skórę sterylną nylonową nicią 5-0, aby zamknąć nacięcie międzyżebrowe. Ponownie zdezynfekuj skórę 75% alkoholem i pojedynczo umieść mysz po operacji. 
	UWAGA: Dobrze zszyty mięsień jest ważny dla uniknięcia aerothorax. Sterylną rurkę drenażową umieszcza się w jamie klatki piersiowej do momentu zakończenia zamykania klatki piersiowej, a następnie jamę klatki piersiowej opróżnia się za pomocą strzykawki iniekcyjnej łączącej rurkę drenażową. 
	UWAGA: Po zabiegu myszy umieszcza się na poduszce grzewczej. Leki przeciwbólowe, takie jak buprenorfina (0,1 mg/kg masy ciała, wstrzyknięcie podskórne) są niezbędne do zmniejszenia bólu zwierząt po operacji. Spodziewane powikłania to bradykardia zatokowa i blok przedsionkowo-komorowy, a śmiertelność po operacji wynosi 10-20%.</li>
</ol>
3. Echokardiograficzna ocena funkcji RV po operacji
UWAGA: Do echokardiografii użyj sondy MS400D o częstotliwości środkowej 30 MHz, podłączonej do systemu obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości (patrz Tabela materiałów). Badanie echokardiograficzne wykonuje się 4 tygodnie po zabiegu.
<ol>
	<li>Znieczulić mysz 3% izofluranem przez inhalację.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach na platformie ultradźwiękowej w celu unieruchomienia zwierzęcia i obsługi ultradźwiękowej. Przyklej pazury do elektrody, aby uzyskać zapis EKG za pomocą systemu dołączonego do urządzenia ultradźwiękowego.</li>
	<li>Monitoruj tętno za pomocą EKG i utrzymuj je w zakresie 450-550 uderzeń/min, dostosowując stężenie środka znieczulającego w zakresie od 1,5% do 3%.</li>
	<li>Usuń włosy z klatki piersiowej myszy za pomocą kremu do depilacji i nałóż żel ultradźwiękowy na skórę klatki piersiowej.</li>
	<li>Ustaw platformę w pozycji poziomej. Ustaw przetwornik równolegle do lewej nogi i uzyskaj obraz długiej osi lewej komory. Obróć sondę o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać widok krótkiej osi LV. Naciśnij przycisk Cine store, aby zapisać images. 
	UWAGA: Lewy górny róg platformy jest pochylony w najniższym punkcie. Kąt obrotu krótkiej osi LV przetwornika jest utrzymywany, gdy przetwornik jest zorientowany w kierunku prawego ramienia myszy.</li>
	<li>Przesuń przetwornik w dół pionowo, utrzymując jego pozycję nad górną częścią brzucha i poniżej przysłony myszy w trybie B. Nieznacznie dostosuj pozycję platformy, obracając jej osie x i y, aż RV, prawe atrium (RA), lewe atrium (LA) i LV będą wyraźnie widoczne na ekranie. Zapisz wierzchołkowe czterokomorowe obrazy, naciskając przycisk Sklep Cine lub Frame store. 
	UWAGA: Tryb B służy do pokazywania dwuwymiarowego (2D) widoku serca.</li>
	<li>Naciśnij tryb M; po pojawieniu się linii wskaźnika 2x zlokalizuj linię wskaźnika przy otworze zastawki trójdzielnej, aby uzyskać ruch płaszczyzny pierścieniowej zastawki trójdzielnej. Naciśnij przycisk Magazyn kinowy lub Magazyn ramek, aby zapisać dane i obrazy. 
	UWAGA: Tryb M oznacza tryb ruchu, który ujawnia ruch serca lub naczynia w formie krzywej.</li>
	<li>Naciśnij przycisk Zmierz, aby przejść do trybu pomiaru. Kliknij przycisk Pomiar powierzchni, aby przejść do strefy RV i LV. Oblicz powierzchnię RV i LV, aby uzyskać stosunek powierzchni RV do LV.
	<ol>
		<li>Kliknij przycisk Oś czasu i utwórz dwie linie bazowe, aby zdefiniować zakres ruchu trójdzielnej płaszczyzny pierścieniowej w okresie skurczowym i rozkurczowym. Kliknij przycisk Odległość i zmierz odległość między dwiema liniami podstawowymi, aby uzyskać skurczowe przemieszczenie w płaszczyźnie pierścieniowej trójki (TAPSE).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przechyl lewą stronę platformy w najniższym punkcie. Trzymaj sondę pod kątem 30° do osi poziomej wzdłuż prawej przedniej linii pachowej. Obróć osie x i y platformy, aby wyświetlić pojazd kempingowy.
	<ol>
		<li>Naciśnij przycisk trybu M i zlokalizuj linię wskaźnika w punkcie hiperechowym przegrody, aby uzyskać obraz interfejsu RV w trybie M. Naciśnij przycisk Cine store, aby zapisać zdjęcie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Otwórz obraz trybu M interfejsu RV, naciśnij przycisk Zmierz, aby przejść do trybu pomiaru. Zmierz wewnętrzną odległość RV na końcu rozkurczu (RVIDd), frakcji wyrzutowej RV (RVEF) i skrócenia frakcji RV (RVFS) za pomocą wbudowanego narzędzia pomiarowego systemu echokardiograficznego.</li>
	<li>Należy przerwać podawanie izofluranu i położyć mysz na poduszce grzewczej na 3-5 minut, aż odzyska przytomność. Następnie umieść mysz z powrotem w klatce w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.</li>
</ol>
4. Inwazyjne pomiary hemodynamiki RV
UWAGA: Hemodydynamika RV jest oceniana za pomocą cewnikowania prawego serca 4 tygodnie po RVI. Zakładany jest cewnik 1,0 F wraz z systemem monitorowania.
<ol>
	<li>Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym 50 mg/kg pentobarbitalu sodu (patrz tabela materiałów).</li>
	<li>Po potwierdzeniu ustąpienia odruchu wycofania pedału należy przytrzymać mysz w pozycji leżącej na plecach i unieruchomić ją taśmą klejącą.</li>
	<li>Ogol włosy na klatce piersiowej od kąta mostka do mieczykowatego. Zdezynfekuj obszar operacyjny 75% alkoholem.</li>
	<li>Wykonać intubację tchawicy i ustawić parametr respiratora zwierzęcia zgodnie z opisem w krokach 1.5.2-1.5.3.</li>
	<li>Wykonaj obustronne nacięcie o długości 1 cm na skórze powyżej wyrostka mieczykowatego i przeciąć przeponę i żebro nożyczkami okulistycznymi, aby odsłonić serce.</li>
	<li>Nakłuć wolną ścianę prawej komory igłą 32 G. Wyjąć igłę i docisnąć ranę bawełną, aby zatamować krwawienie.</li>
	<li>Włóż końcówkę cewnika do prawej komory przez miejsce nakłucia i powoli popchnij cewnik do przodu. Dostosuj położenie końcówki, aby uzyskać typowy przebieg ciśnienia RV pokazany na monitorze i systemie nagrywania. 
	UWAGA: Prawa żyła szyjna jest również odpowiednią drogą do pomiaru hemodynamicznego.</li>
	<li>Po 10 minutach stabilizacji zapisz dane skurczowego ciśnienia krwi RV (RVSBP), ciśnienia rozkurczowego RV (RVEDP) i RV dP/dt. Kliknij przycisk Wybierz, aby wybrać cykle pracy serca do obliczeń, a następnie kliknij przycisk Analizuj, aby obliczyć średnie wartości wybranych cykli.</li>
	<li>Wyjmij cewnik po zakończeniu nagrywania, a następnie umieść go w zwykłym roztworze soli fizjologicznej.</li>
	<li>Poddać mysz eutanazji za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia nadmiaru pentobarbitalu sodu (150 mg / kg), a następnie poświęcić go przez zwichnięcie szyjki macicy.</li>
	<li>Zbierz serce i piszczel do analizy histologicznej.</li>
</ol>
5. Oprawa naczyń wieńcowych przy użyciu środka do odlewania naczyń krwionośnych
<ol>
	<li>Heparynizować mysz przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 200 j.m./ml heparyny sodowej w stężeniu 2000 j.m./kg (patrz tabela materiałów).</li>
	<li>Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym 50 mg/kg pentobarbitalu sodu.</li>
	<li>Umieścić zwierzę na wznak na podkładce i zaintubować w celu sztucznej wentylacji, wykonując czynności 1.5.2-1.5.3.</li>
	<li>Otwórz klatkę piersiową nożyczkami chirurgicznymi zgodnie z opisem w kroku 4.5 i odsłoń serce.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie o średnicy 3 mm nożyczkami okulistycznymi na prawym przedsionku i przeprowadź fuzję serca za pomocą 5 ml soli fizjologicznej przez wierzchołek serca za pomocą wstrzykiwacza.</li>
	<li>Zablokuj krew z aorty za pomocą zacisku aortalnego i przelej 0,1 ml nitrogliceryny (1 mg / ml) przez wierzchołek serca za pomocą wstrzykiwacza w celu rozszerzenia tętnicy wieńcowej.</li>
	<li>Przygotuj odczynnik odlewany, mieszając składniki zestawu zgodnie z instrukcjami producenta (patrz tabela materiałów). 
	UWAGA: Zaleca się jednoczesne przygotowanie odczynnika odlewanego i perfuzji z solą fizjologiczną i nitrogliceryną, aby zapobiec zamknięciu naczyń krwionośnych.</li>
	<li>Przeprowadź perfuzję serca z 1 ml odczynnika odlewanego przez wierzchołek serca i odczekaj 2-3 godziny.</li>
	<li>Erodować serce 50% wodorotlenkiem sodu przez 2-3 dni i usunąć tkankę mięśniową lub tkankę łączną, spłukując zwykłą solą fizjologiczną.</li>
	<li>Rób zdjęcia pod aparatem. 
	UWAGA: Odczynnik w odlewie jest szkodliwy dla oczu, skóry i dróg oddechowych. Wodorotlenek sodu jest. Wymagane jest noszenie rękawic ochronnych, okularów ochronnych i fartucha laboratoryjnego. Odczynnik odlewany musi być przygotowany w dygestorium.</li>
</ol>

<ol><li>Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+ventricular+involvement+in+coronary+artery+disease%3A+role+of+echocardiography+for+diagnosis+and+prognosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Echocardiography%3A+Official+Publication+of+the+American+Society+of+Echocardiography%22%5BJournal%5D)">Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis.</a> Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).</li>
<li>Frangogiannis, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibroblasts+and+the+extracellular+matrix+in+right+ventricular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease.</a> Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).</li>
<li>Ondrus, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+ventricular+myocardial+infarction%3A+From+pathophysiology+to+prognosis%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+%26+Clinical+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis.</a> Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).</li>
<li>Badagliacca, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+ventricular+concentric+hypertrophy+and+clinical+worsening+in+idiopathic+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).</li>
<li>Verhaert, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+ventricular+response+to+intensive+medical+therapy+in+advanced+decompensated+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure.</a> Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).</li>
<li>Chen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+interactions+in+right+ventricular+dysfunction+induced+type+II+cardiorenal+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+%28Albany+NY%29%22%5BJournal%5D)">RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome.</a> Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).</li>
<li>Wang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+right+ventricular+failure+by+pulmonary+artery+constriction+and+evaluation+of+right+ventricular+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (147), e59431(2019).</li>
<li>Harjola, V. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contemporary+management+of+acute+right+ventricular+failure%3A+A+statement+from+the+heart+failure+association+and+the+working+group+on+pulmonary+circulation+and+right+ventricular+function+of+the+European+society+of+cardiology%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology.</a> European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).</li>
<li>Sicard, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+coronary+artery+ligation+in+mice%3A+a+novel+method+to+investigate+right+ventricular+dysfunction+and+biventricular+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).</li>
<li>Goldstein, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+and+management+of+right+heart+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology and management of right heart ischemia.</a> Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).</li>
<li>Stiermaier, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequency+and+prognostic+impact+of+right+ventricular+involvement+in+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction.</a> Heart. 0, 1-8 (2020).</li>
<li>Zehender, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+ventricular+infarction+as+an+independent+predictor+of+prognosis+after+acute+inferior+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction.</a> The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).</li>
<li>Brodie, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+late+survival+in+patients+with+cardiogenic+shock+due+to+right+ventricular+infarction+versus+left+ventricular+pump+failure+following+primary+percutaneous+coronary+intervention+for+ST-elevation+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction.</a> The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).</li>
<li>Konstam, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+management+of+right-sided+heart+failure%3A+A+scientific+statement+from+the+american+heart+association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association.</a> Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).</li>
<li>Leferovich, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+regeneration+in+adult+MRL+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Heart regeneration in adult MRL mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).</li>
<li>Dell'Italia, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamically+important+right+ventricular+infarction%3A+Follow-up+evaluation+of+right+ventricular+systolic+function+at+rest+and+during+exercise+with+radionuclide+ventriculography+and+respiratory+gas+exchange%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange.</a> Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).</li>
<li>Friedberg, M. K., Redington, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+versus+left+ventricular+failure%3A+differences%2C+similarities%2C+and+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions.</a> Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).</li>
<li>Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+porcine+model+for+acute+ischaemic+right+ventricular+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Interactive+Cardiovascular+and+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction.</a> Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).</li>
<li>Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+angiotensinogen+with+RNA-based+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Nephrology+and+Hypertension%22%5BJournal%5D)">Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics.</a> Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).</li>
<li>Hacker, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+and+cardiac+extracellular+matrix+research%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Experimental+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Animal models and cardiac extracellular matrix research.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).</li>
<li>Chien, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double+right+coronary+artery+and+its+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+in+the+Young%22%5BJournal%5D)">Double right coronary artery and its clinical implications.</a> Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).</li>
<li>Zhu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+a+long-term+chronic+heart+failure+model+by+transcriptomic+alterations+and+monitoring+of+cardiac+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+%28Albany+NY%29%22%5BJournal%5D)">Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling.</a> Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).</li>
<li>Cui, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nrf1+promotes+heart+regeneration+and+repair+by+regulating+proteostasis+and+redox+balance%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance.</a> Nature Communications. 12 (1), 5270(2021).</li>
<li>Meyer, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+right+ventricular+ejection+fraction+on+outcomes+in+chronic+systolic+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure.</a> Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).</li>
<li>Dunmore-Buyze, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+imaging+of+the+mouse+heart+and+vasculature+using+micro-CT+and+whole-body+perfusion+of+iodine+or+phosphotungstic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+%26+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid.</a> Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).</li>
<li>Fernández, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57BL%2F6+mouse+strains%3A+Implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models.</a> Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>Zhang, H., Faber, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De-novo+collateral+formation+following+acute+myocardial+infarction%3A+Dependence+on+CCR2%2B+bone+marrow+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Sicard i współpracownicy z Francji po raz pierwszy opisali mysi model RVI w 2019 roku, który opisywał proces chirurgiczny i koncentrował się na interakcji między LV i RV po RVI9. Jednak do tej pory żadne badanie nie wykazało wykorzystania tego modelu do dalszych badań. Bardziej szczegółowa procedura byłaby pomocna dla badaczy, którzy mogliby wykorzystać mysi model RVI do badań. W przeciwieństwie do raportu Sicarda i wsp.9, dostarczyliśmy krok po kroku informacje do generowa...

Prawa komora (RV), długo uważana za zwykłą rurkę połączoną z tętnicą płucną, była niesłusznie zaniedbywana przez wiele lat1. Jednak ostatnio wzrosło zainteresowanie funkcją RV, ponieważ odgrywa ona istotną rolę w zaburzeniach hemodynamicznych2,3 i może służyć jako niezależny predyktor ryzyka chorób sercowo-naczyniowych4,5,6,7. Choroby RV obejmują zawał RV (RVI), nadciśnienie tętnicze płucne i chorobę zastawkową8. W przeciwieństwie do ogromnego zainteresowania nadciśnieniem płucnym, RVI pozostaje zaniedbany7,9.
RVI, zwykle towarzyszy zawałowi mięśnia sercowego dolno-tylnego10,11, jest spowodowany niedrożnością prawej tętnicy wieńcowej (RCA). Zgodnie z badaniami klinicznymi, ciężkie RVI prawdopodobnie indukują zaburzenia hemodynamiczne i arytmie, takie jak niedociśnienie, bradykardia i blok przedsionkowo-komorowy, związane z wyższą zachorowalnością i śmiertelnością w szpitalu12,13,14. Funkcja RV może do pewnego stopnia spontanicznie się regenerować, nawet przy braku reperfuzji15,16. Istnieje kilka różnic morfologicznych i funkcjonalnych między lewą komorą (LV) a RV17. Uważa się, że RV jest bardziej odporny na niedokrwienie niż LV8, częściowo ze względu na bardziej rozległe tworzenie się krążenia pobocznego po RVI. Wyjaśnienie różnic między zawałem lewej komory (LVI) a RVI oraz zidentyfikowanie mechanizmów leżących u ich podstaw dostarczyłoby nowych celów terapeutycznych w zakresie regeneracji serca i niedokrwiennej niewydolności serca. Jednak ze względu na trudności związane z generowaniem modeli myszy RVI, podstawowe badania nad RVI są głównie ograniczone.
Duży model zwierzęcy RVI został wygenerowany przez ligowanie RCA u swine18, co jest łatwiejsze w obsłudze ze względu na widoczne RCA. W porównaniu z dużym modelem zwierzęcym, model mysi ma następujące zalety: większą dostępność w manipulacji genami, niższe koszty ekonomiczne i krótszy okres eksperymentu19,20. Chociaż mysi model RVI skupiający się na wpływie RVI na funkcję LV został zgłoszony wcześniej, szczegółowe etapy procedury, trudności i kluczowe punkty operacji oraz cechy modelu, takie jak zmiany hemodynamiczne, nie zostały w pełni przedstawione9,21.
Ten artykuł zawiera szczegółowe procedury chirurgiczne do generowania mysiego modelu RVI. Ponadto model ten został scharakteryzowany pomiarem echokardiograficznym, inwazyjną oceną hemodynamiczną i analizą histologiczną. Ponadto wykonano gips naczyń wieńcowych w celu obserwacji układu tętnic wieńcowych w RV. Technika przedstawiona w tym artykule pomogłaby początkującym w szybkim zrozumieniu generacji mysiego modelu RVI z akceptowalną śmiertelnością operacyjną i wiarygodnymi podejściami do oceny. Mysi model RVI pomógłby w badaniach nad mechanizmami niewydolności prawego serca i poszukiwaniu nowych celów terapeutycznych w przebudowie RV.

<table><tbody><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu</td><td>Sigma</td><td>T8877</td><td>Do barwienia TTC</td></tr><tr><td>Mini wentylator dla zwierząt</td><td>Havard</td><td>Typ 845</td><td>Do sztucznej wentylacji</td></tr><tr><td>System ultrasonograficzny dla zwierząt VEVO2100</td><td>Wizualny VEVO2100 soniczny</td><td></td><td>pomiar prędkości przepływu Dopplera i płytki AS</td></tr><tr><td>Batson' s #17 Anatomiczny zestaw korozyjny</td><td>Polyscience Inc</td><td>7349</td><td>Do odlewania naczyń krwionośnych</td></tr><tr><td>buprenorfina</td><td>Isoreag</td><td>1134630-70-8</td><td>Do zmniejszenia bólu myszy po operacji</td></tr><tr><td>Myszy C57BL / 6J + D29A1A2: D27</td><td>Centrum Zwierząt Południowego Uniwersytetu Medycznego</td> <td>-</td> <td>Do generowania modelu myszy RVI</td></tr><tr><td>Aparat</td><td>Sangnond</td><td></td><td>Do robienia zdjęć</td></tr><tr><td>Zimne światło oświetlacz</td><td>Olympus</td><td>ILD-2</td><td>Światło do pracy</td></tr><tr><td>elektrokardiograf</td><td>ADI Przyrząd</td><td>ADAS1000</td><td>Do nagrywania elektrokardiogramu</td></tr><tr><td>krem do depilacji</td><td>Reckitt Benchiser</td><td>RQ/B 33 Typ 2</td><td>Usuń sierść myszy</td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza - termostatyczny system chirurgiczny (ALC-HTP-S1)</td><td>SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO</td><td>ALC-HTP-S1</td><td>Ogrzewanie</td></tr><tr><td>Hematoksylina-eozyna barwnik</td><td>Leagene</td><td>DH0003</td><td>Barwienie hematoksyliną-eozyną</td></tr><tr><td>Sól sodowa heparyny</td><td>Macklin</td><td>H837056</td><td>Do heparyzacji</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>RWD nauki przyrodnicze</td><td>R510-22</td><td>Znieczulenie wziewne</td></tr><tr><td>Szpatułka</td><td></td><td></td> wykonana w laboratorium <td>Działa jako laryngoskop</td></tr><tr><td>Kaniula</td><td></td><td></td> tchawicy wykonana w laboratorium <td>Do intubacji</td></tr><tr><td>Matrx VIP 3000 Waporyzator izofuranowy</td><td>Midmark Corporation</td><td>VIP 3000</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Medyczny nylonowy szew (5-0)</td><td>Ningbo Medical Needle Co.</td><td>5-0</td><td>Do zamykania klatki piersiowej</td></tr><tr><td>Mikrochirurgiczna pęseta łokciowa</td><td>RWD life science</td><td>F11021-11</td><td>Do chirurgii</td></tr><tr><td>Nożyczki mikrochirurgiczne</td><td>NAPOX</td><td>MB-54-1</td><td>Do arteriotomii</td></tr><tr><td>Millar Catheter</td><td>AD Instruments, Szanghaj</td><td>1.0F</td><td>Pomiar gradientu ciśnienia</td></tr><tr><td>Sonda ultradźwiękowa MS400D</td><td>Visual Sonic</td><td>MS400D</td><td>Pomiar przepływu dopplerowskiego kleszczyki do igieł do pomiaru prędkości i płytki AS</td></tr><tr><td></td><td>Visual Sonic</td><td>F31006-12</td><td>Do operacji</td></tr><tr><td>nitrogliceryny</td><td>BEIJING YIMIN MEDICINE Co</td><td></td><td>Do rozszerzania tętnic wieńcowych</td></tr><tr><td>Nożyczki okulistyczne</td><td>RWD life science</td><td>S11022-14</td><td>Do operacji</td></tr><tr><td>Pentobarbital sól sodowa</td><td>Merck</td><td>25MG</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>PowerLab Multi-Directional Fizjologiczny system rejestracji</td><td>AD Instruments, Szanghaj</td><td>4/35</td><td>Zapis ciśnienia</td></tr><tr><td>Precyzyjna waga elektroniczna</td><td>Denver Instrument</td><td>TB-114</td><td>Waga</td></tr><tr><td>Szew jedwabny (8-0)</td> <td>Ningbo Medical Needle Co.</td><td>6-0</td><td>Podwiązanie tętnic wieńcowych Sprzęt</td></tr><tr><td>do mikrochirurgii małych zwierząt</td><td>Napox</td><td>MA-65</td><td>Narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>kleszcze tkankowe</td><td>Visual Sonic</td><td>F-12007-10</td><td>Do chirurgii</td></tr><tr><td>nożyczek tkankowych</td><td>Visual Sonic</td><td>S13052-12</td><td>Otwarta klatka piersiowa do pomiaru hemodynamicznego</td></tr><tr><td>Żel transmisyjny</td><td>Guang Gong pai</td><td>250ML</td><td>preparat do Pomiar echokardiograficzny</td></tr><tr><td>Zaciski naczyniowe</td><td>Visual Sonic</td><td>R31005-06</td><td>Do blokowania krwi z aorty</td></tr></tbody></table>

generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy

Generation and Characterization of Right Ventricular Myocardial Infarction Induced by Permanent Ligation of the Right Coronary Artery in Mice

Zawał prawej komory (RVI) jest częstym zjawiskiem w praktyce klinicznej. Ciężkie RVI może prowadzić do śmiertelnej dysfunkcji hemodynamicznej i arytmii. W przeciwieństwie do szeroko stosowanego mysiego modelu zawału mięśnia sercowego (MI) generowanego przez podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej, mysi model RVI jest rzadko stosowany ze względu na trudności związane z generowaniem modelu. Badania nad mechanizmami i leczeniem przebudowy i dysfunkcji RV wywołanych przez RVI wymagają modeli zwierzęcych do naśladowania patofizjologii RVI u pacjentów. Badanie to przedstawia wykonalną procedurę generowania modelu RVI u myszy C57BL/6J. Ponadto model ten scharakteryzowano na podstawie: oceny wielkości zawału po 24 godzinach od zawału mięśnia sercowego, oceny przebudowy i funkcji serca za pomocą echokardiografii, oceny hemodynamiki RV oraz histologii strefy zawału po 4 tygodniach od RVI. Ponadto wykonano gips naczyń wieńcowych w celu obserwacji układu tętnic wieńcowych w RV. Ten mysi model RVI ułatwiłby badania nad mechanizmami niewydolności prawego serca i poszukiwałby nowych celów terapeutycznych w przebudowie RV.

W niniejszym badaniu myszy zostały losowo przydzielone do grupy RVI (n = 11) lub grupy operacji pozorowanej (n = 11). Odlew tętnic wieńcowych w 2 prawidłowych sercach myszy przedstawiono na Rysunku 1A. W odpowiedzi na podwiązanie RCA w odprowadzeniu III EKG zaobserwowano uniesienie odcinka ST (Rysunek 1B). Ponadto barwienie chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazoliem (TTC) wykazało, że obszar zawału stanowi 45% wolnej ściany RV w 24 h po operacji (...

Istnieje kilka różnic między prawą i lewą komorą. Patofizjologia zawału prawej komory (RVI) nie została jednak wyjaśniona. W niniejszym protokole przedstawiono powtarzalną metodę generowania mysiego modelu RVI, która może dostarczyć środków do wyjaśnienia mechanizmu RVI.

Generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy

Right ventricular infarction (RVI) is a common presentation in clinical practice. Severe RVI can lead to fatal hemodynamic dysfunction and arrhythmia. In ...

Prawa komora jest bardziej odporna na niedokrwienie niż lewa. Wprowadziliśmy technikę generowania modelu infekcji prawej komory, który może wyjaśnić mechanizm patofizjologiczny podczas rozwoju zawału prawej komory. Zlokalizowaliśmy prawą tętnicę wieńcową za pomocą kalkulacji naczyń krwionośnych i określiliśmy obszar podwiązania, który ma kluczowe znaczenie dla pomyślnego wygenerowania mysiego modelu zawału prawej komory.Procedurę zademonstruje Linhai Ruo, doktor z mojego laboratorium. Umieść mysz na wznak na podkładce i upewnij się, że głębokość znieczulenia jest spowodowana brakiem reakcji wycofania palca u nogi. Przymocuj siekacze za pomocą szwu i unieruchom kończyny taśmą klejącą.Usuń włosy od szyi do mieczykowatej za pomocą kremu do depilacji. Lekko wyciągnij język pęsetą, unieś żuchwę za pomocą depresora języka, aby odsłonić głośnię. I wykonaj intubację dotchawiczą, wprowadzając kaniulę o rozmiarze 22 do głośni.Podłącz prawidłowo elektrody elektrokardiograficzne do kończyn myszy i zapisz EKG. Aby otworzyć klatkę piersiową, wykonaj nożyczki okulistyczne nacięcie w skórze o długości jednego centymetra, równolegle do trzeciego prawego żebra. Ponownie określ trzecią przestrzeń międzyżebrową i zapewnij odpowiednią przestrzeń zgodnie z kątem mostka.Oddziel i przetnij mięśnie piersiowe większe i piersiowe mniejsze nożyczkami i mikrokleszczami powyżej trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie tępo oddziel mięsień międzyżebrowy za pomocą kleszczy łokciowych, aby odsłonić pole operacyjne, a następnie naciąć osierdzie. Podnieś prawy przedsionek sterylną bawełną i podwiąż prawą tętnicę wieńcową sterylnym 8-0 nić nylonowa o zakresie podwiązania od trzech do pięciu milimetrów.Po podwiązaniu prawej tętnicy wieńcowej zwróć uwagę na monitorowanie odprowadzenia 3 EKG, pokazujące uniesienie odcinka ST. Usuń bawełnę i zszyj mięśnie i skórę sterylną nylonową nicią 5-0. Następnie umieść mysz na poduszce grzewczej, aby przyspieszyć regenerację.Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach na platformie ultradźwiękowej w celu unieruchomienia zwierzęcia i obsługi ultradźwiękowej. Przyklej pazury do elektrody, aby uzyskać zapis EKG, za pomocą systemu dołączonego do urządzenia ultradźwiękowego. Usuń włosy z klatki piersiowej myszy za pomocą kremu do depilacji i nałóż żel ultradźwiękowy na skórę klatki piersiowej.Ustaw platformę w pozycji poziomej. Ustaw przetwornik równolegle do lewej nogi i uzyskaj obraz osi długiej lewej komory. Obróć sondę o 90 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać widok z krótkiego dostępu do lewej komory.Naciśnij przycisk cine store, aby zapisać obrazy. Przechyl lewy górny róg platformy w najniższym punkcie. Przesuń przetwornik w dół pionowo, utrzymując jego pozycję nad górną częścią brzucha i poniżej przysłony myszy w trybie B.Nieznacznie wyreguluj pozycję platformy, obracając jej osie X i Y, aż na ekranie pojawią się prawa komora, prawy przedsionek, lewy przedsionek i lewa komora. I zapisz obraz, naciskając przycisk cine store lub frame. Naciśnij przycisk M-Mode.Po pojawieniu się dwóch linii wskaźnika X zlokalizuj linię wskaźnika przy ujściu zastawki trójdzielnej, aby uzyskać ruch rocznej płaszczyzny zastawki trójdzielnej. Ponownie naciśnij M-Mode. Naciśnij przycisk sklepu z filmami lub magazynu ramek, aby zapisać dane i obrazy.Przechyl lewą stronę platformy w najniższym punkcie. Umieść sondę pod kątem 30 stopni do osi poziomej wzdłuż prawej przedniej linii pachowej. Obróć oś X i Y platformy, aby wyświetlić prawą komorę.Naciśnij przycisk M-Mode i zlokalizuj linię wskaźnika w punkcie hiperechoiczności przegrody, aby uzyskać obraz M-Mode interfejsu prawej komory. Ponownie naciśnij przycisk M-Mode. Naciśnij przycisk cine store, aby zapisać zdjęcie.Wykonaj intubację tchawicy i ustaw parametr respiratora dla zwierząt. Wykonaj jednocentymetrowe obustronne nacięcie na skórze powyżej wyrostka mieczykowatego i przetnij przeponę i żebro nożyczkami okulistycznymi, aby odsłonić serce. Nakłuć wolną ścianę prawej komory igłą o rozmiarze 32.Wyjąć igłę i przycisnąć ranę bawełną, aby zatamować krwawienie. Włóż końcówkę cewnika do prawej komory przez miejsce nakłucia i powoli popchnij cewnik do przodu. Dostosuj położenie końcówki, aby uzyskać typową formę fali ciśnienia RV, pokazaną na monitorze i systemie nagrywania.Po 10 minutach stabilizacji zapisz dane dotyczące skurczowego ciśnienia krwi RV, RV i ciśnienia rozkurczowego oraz tempa wzrostu maksymalnego ciśnienia w prawej komorze RV. Kliknij przycisk wyboru, aby wybrać cykle pracy serca do obliczeń. A następnie kliknij analizowany przycisk, aby obliczyć średnie wartości wybranych cykli.Ułóż zwierzę na wznak na poduszce i zaintubuj w celu sztucznej wentylacji. Otwórz klatkę piersiową nożyczkami chirurgicznymi i odsłoń serce. Wykonaj trzymilimetrowe nacięcie nożyczkami okulistycznymi na prawym przedsionku i przeprowadź fuzję serca za pomocą 5 ml normalnej soli fizjologicznej przez wierzchołek serca za pomocą wstrzykiwacza.Zablokuj krew z aorty za pomocą zacisku aortalnego. I przetopić 0,1 ml 1 mg / ml nitrogliceryny przez wierzchołek serca za pomocą wstrzykiwacza, aby rozszerzyć tętnicę wieńcową. Przeprowadź perfuzję serca za pomocą odczynnika odlewanego o pojemności 1 ml przez wierzchołek serca i odczekaj dwie do trzech godzin.Erodować serce 50% wodorotlenkiem sodu przez dwa do trzech dni. I usuń tkankę mięśniową lub tkankę łączną, spłukując ją zwykłą solą fizjologiczną. Po podwiązaniu RCA zaobserwowano uniesienie odcinka ST w odprowadzeniu 3 EKG.Barwienie chlorkiem 2, 3, 5-trifenylotetrazolu wykazało, że obszar zawału stanowi 45% ściany wolnej od RV, 24 godziny po operacji. Echokardiografia wykazała, że wewnętrzny wymiar RV pod koniec rozkurczu zwiększył się w RV1. I to więcej niż dwa razy w grupie Sham.Skrócenie frakcji RV, frakcja wyrzutowa RV i skurczowy ruch trójdzielnej płaszczyzny pierścieniowej były istotnie mniejsze w RVI. Stosunek RV do LV powierzchni zwiększony o około 50% Pomiar hemodynamiczny RV wykazał, że w grupie RVI skurczowe ciśnienie krwi prawej komory, maksymalne i minimalne tempo wzrostu ciśnienia RV, kurczliwość RV, były znacznie mniejsze. Ciśnienie w prawej komorze i rozkurczowe oraz wykładnicza stała czasowa wskaźnika relaksacji RV były istotnie bardziej istotne niż w grupie Sham.W okolicy zawału widoczny był tętniak RV. Stosunek masy serca do masy ciała i stosunek masy serca do długości kości piszczelowej w grupie RVI był nieco większy. Barwienie Massona wykazało znaczne zwłóknienie w ścianie wolnej od RV.I rzadko zwłóknienie występowało w przegrodzie z grupy RVI. Natomiast kilka kardiomiocytów, które przeżyły, znajdowało się w okolicy zawału. Bardzo ważne jest, aby odsłonić obszar podwiązania i uchwycić głębokość i zakres wprowadzonej igły, aby zwiększyć sukces i wskaźniki przeżycia.

generation-characterization-right-ventricular-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym materiale wideo zaprezentowano sposób wykorzystania szybkiego i wiarygodnego modelu do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych niedokrwienia mięśnia sercowego.

Ligacja LAD: mysi model zawału mięśnia sercowego

Procedura chirurgiczna stosowana w celu wywołania eksperymentalnego zawału mięśnia sercowego u myszy rozpoczyna się od lewej torakotomii między trzecim a czwartym żebrem, aby umożliwić wizualizację przedniej powierzchni serca i lewego płuca. Następnie podwiązuje się lewą tętnicę wieńcową, zamyka klatkę piersiową i pozostawia mysz do samoistnego powrotu do sprawności.

Zmodyfikowana technika ligacji tętnicy wieńcowej u myszy

W tym filmie opisujemy zabieg chirurgiczny polegający na wygenerowaniu mysiego modelu zawału mięśnia sercowego poprzez trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej.

Generowanie mysiego modelu zawału mięśnia sercowego: zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej w modelu mysim

Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej

Niewydolność serca jest główną przyczyną hospitalizacji i główną przyczyną śmiertelności. Model trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy stosuje się do badania przebudowy komór i dysfunkcji serca po zawale mięśnia sercowego. Przedstawiono technikę inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u myszy.

Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca

Zapewniamy niezawodną metodę podwiązania lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) w modelu mysim. Metoda ta jest stosunkowo mniej inwazyjna niż inne metody, obejmujące intubację dotchawiczą, lewostronną torakotomię i toracentezę. Metoda ta może być stosowana jako model zarówno dla ostrego, jak i przewlekłego zawału mięśnia sercowego (MI).

Podwiązanie tętnicy wieńcowej lewej lewej przedniej zstępującej (LAD): ulepszony i uproszczony model zawału mięśnia sercowego

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Pod odpowiednim znieczuleniem, serce myszy zostało uzewnętrznione przez przestrzeń międzyżebrową, a zawał mięśnia sercowego został skutecznie wywołany przez podwiązanie lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) przy użyciu materiałów łatwo dostępnych w większości laboratoriów.

Zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.

Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego

Poznaj metodę generowania zawału prawej komory serca u myszy poprzez podwiązanie prawej tętnicy wieńcowej. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów patofizjologicznych RVI i stanowi platformę dla przyszłych badań nad terapiami.

Generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy

Przeglądaj więcej filmów