Name: Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Naucz się miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u myszy i szczurów. Ta nieinwazyjna metoda pozwala oceniać stan mięśni i wykrywać patologie szkieletowe w badaniach przedklinicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Charley's Fund i NIH R01NS055099.

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Beth Israel Deaconess Medical Center pod numerami protokołów (031-2019; 025-2019). Nosić odpowiednie środki ochrony osobistej do obchodzenia się ze zwierzętami i przestrzegać wytycznych IACUC dotyczących wszystkich prac ze zwierzętami.
1. Powierzchnia EIM in vivo
<ol>
	<li>Umieść zwierzę w pudełku anestezjologicznym w celu wywołania znieczulenia. 
	UWAGA: U szczurów zastosowano 1,5%-3,5% izofluranu i 2 O2 L·min-1, a u myszy 2% izofluranu i 1 O2 L·min-1.</li>
	<li>Po całkowitym znieczuleniu, na co wskazuje brak reakcji po uszczypnięciu stopy zwierzęcia, umieść mysz na ławce w pozycji leżącej i użyj stożka nosowego do utrzymania znieczulenia za pomocą 1,5% izofluranu i przepływu tlenu 1 l·min-1.</li>
	<li>Ułóż nogę zwierzęcia do analizy pod kątem 45° ze stawem biodrowym (wyprostowane kolano) i zabezpiecz stopę taśmą medyczną.</li>
	<li>Użyj maszynki do strzyżenia włosów, aby przyciąć sierść pokrywającą mięsień brzuchaty łydki.</li>
	<li>Nałóż grubą warstwę kremu do depilacji na skórę zwierzęcia i pozostaw na 1 minutę. Następnie użyj gazy nasączonej solą fizjologiczną, aby usunąć środek do depilacji. Powtórz ten proces do trzech razy, aż cała sierść pokrywająca mięsień brzuchaty łydki zostanie usunięta. 
	UWAGA: Umieść gazik nasączony solą fizjologiczną na skórze, gdy pomiary nie są uzyskiwane, aby zapobiec odwodnieniu skóry.</li>
	<li>Podłącz tablicę powierzchniową (Rysunek 1) do urządzenia EIM i pozwól elektrodom spocząć na kawałku gazy nasączonej roztworem soli fizjologicznej.</li>
	<li>Umieść układ powierzchniowy bezpośrednio na skórze nad mięśniem brzuchatym łydki, zorientowany wzdłużnie do włókien mięśniowych.</li>
	<li>Po sprawdzeniu, czy styk jest prawidłowy, co jest sygnalizowane przez wszystkie paski pojawiające się na zielono w oprogramowaniu pokazujące stabilność wartości rezystancji, reaktancji i fazy 50 kHz, uzyskaj pomiary EIM. 
	UWAGA: Krzywe powinny być sprawdzane w czasie rzeczywistym, aby zapewnić prawidłowe pozyskiwanie danych.</li>
	<li>Obróć układ powierzchni o 90° i ustaw go ponownie na skórze nad brzuchatym łydką, aby uzyskać pomiary poprzeczne (sprawdź, czy nie ma zielonych pasków wskazujących stabilność).</li>
	<li>Powtórz kroki 1.7, 1.8 i 1.9, aby uzyskać łącznie cztery pomiary na mięsień: dwa podłużne i dwa poprzeczne. 
	UWAGA: Nie używaj środka do depilacji więcej niż raz (tj. do trzech aplikacji w tym samym przypadku) co dwa tygodnie, aby zapobiec nadmiernemu podrażnieniu i urazom skóry. Ważne jest, aby pomiary wykonać w ciągu około 5-10 minut od usunięcia kremu do depilacji, ponieważ rozwój miejscowego obrzęku skóry wywołanego przez środek do depilacji może mieć wpływ na zebrane dane dotyczące impedancji. Rekonwalescencja zwierzęcia następuje natychmiast po odstawieniu znieczulenia izofluranem, a zabieg nie wymaga leczenia przeciwbólowego.</li>
</ol>
2. Matryca igłowa in vivo EIM
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzę i przygotować nogę, stosując tę samą procedurę, jak opisano w krokach 1.1-1.4. Nie jest jednak konieczne stosowanie środka do depilacji podczas wykonywania EIM in vivo przy użyciu zestawu igieł.</li>
	<li>Podłącz matrycę igłową (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A-F) do urządzenia EIM i pozwól jej spocząć w łódce ważącej zawierającej roztwór soli fizjologicznej. Sprawdź stabilność połączenia i sygnału (oznaczone zielonymi paskami).</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę i igły alkoholem. Umieść zestaw igieł w pozycji wzdłużnej w porównaniu z włóknami mięśniowymi i mocno wciśnij go w skórę, aż wszystkie igły wnikną w skórę i leżący pod nią mięsień aż do plastikowej osłony na matrycy. Pobieranie danych.</li>
	<li>Delikatnie wyjmij matrycę i ponownie włóż ją przez skórę do mięśnia pod kątem 90° w stosunku do pierwszego pomiaru, w kierunku poprzecznym. Pobieranie danych. 
	UWAGA: W przypadku korzystania z matryc igłowych pomiary należy wykonywać tylko raz w każdym kierunku, aby zmniejszyć wpływ elektrod igłowych na skórę i tkankę mięśniową. Jeśli wystąpi krwawienie, delikatnie zetrzyj krew przed wykonaniem drugiego pomiaru. Rekonwalescencja zwierzęcia następuje natychmiast po odstawieniu znieczulenia izofluranem, a zabieg nie wymaga leczenia przeciwbólowego.</li>
</ol>
3. EIM ex vivo 
<ol>
	<li>Przygotuj ogniwo dielektryczne ex vivo (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 2G, H), dodaj roztwór soli fizjologicznej do komory i podłącz ogniwo do urządzenia EIM, aby uzyskać wartości odniesienia. 
	UWAGA: Wartości fazy i reaktancji soli fizjologicznej powinny pozostać stałe na poziomie zera lub blisko zera, a wartości rezystancji soli fizjologicznej powinny pozostać stałe na poziomie około 100 ± 25 Ω w zakresie częstotliwości od 1 kHz do 1 MHz.</li>
	<li>Poddaj zwierzę eutanazji zgodnie z odpowiednimi wytycznymi IACUC.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek przetnij skórę w pobliżu ścięgna Achillesa. Za pomocą pęsety pociągnij skórę ruchem do góry, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie i powięź. Delikatnie wypreparuj mięsień dwugłowy uda pokrywający mięsień brzuchaty łydki i przekrój nerw kulszowy.</li>
	<li>Przetnij ścięgno Achillesa, aby uwolnić dystalny koniec mięśni brzuchatego łydki i płaszczkowatego i delikatnie pociągnij ścięgno do góry, używając nożyczek do usunięcia wszelkich przyczepów. Po usunięciu wszystkich przyczepów użyj nożyczek, aby przeciąć rostralny koniec mięśnia płaszczkowatego i usunąć go.</li>
	<li>Użyj nożyczek, aby wypreparować głowy mięśnia brzuchatego łydki wokół rzepki. 
	UWAGA: Po usunięciu mięśnia brzuchatego łydki ważne jest, aby pamiętać o pierwotnej orientacji włókien mięśniowych.</li>
	<li>Umieść mięsień brzuchaty łydki na arkuszu wosku dentystycznego i pokrój go za pomocą żyletki i linijki, aby uzyskać przekrój 10 mm x 10 mm od środka mięśnia brzuchatego łydki. 
	UWAGA: Rozmiar ogniwa dielektrycznego można dostosować. W przypadku szczurów użyto komórki o wymiarach 10 mm x 10 mm, a w przypadku myszy użyto komórki o wymiarach 5 mm x 5 mm.</li>
	<li>Za pomocą pęsety delikatnie umieść brzuchaty łydkę w ogniwach dielektrycznych, upewniając się, że włókna są zorientowane wzdłużnie (tj. kończyny ogonowe i rostralne powinny stykać się z elektrodami). Upewnij się, że mięsień jest w pełnym kontakcie z metalowymi elektrodami.</li>
	<li>Przymocuj górną część ogniwa dielektrycznego i włóż dwie igły monopolarne (26 G) do dwóch otworów. Podłącz przewody z urządzenia EIM do ogniwa ex vivo w następującej kolejności: (1: I+, 2: V+, 3: V-, 4: I-, gdzie I oznacza elektrody prądowe, a V oznacza elektrody napięciowe). Uzyskaj pomiar podłużny.</li>
	<li>Otwórz komórkę dielektryczną i zmień orientację mięśnia w kierunku poprzecznym, obracając go o 90°. Ponownie przymocuj górną część ogniwa dielektrycznego. Uzyskaj pomiar poprzeczny.</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
<li>Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+uses%2C+future+applications%2C+and+technical+underpinnings+of+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).</li>
<li>Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminating+neurogenic+from+myopathic+disease+via+measurement+of+muscle+anisotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy.</a> Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+electrical+anisotropy+is+an+unrecognized+feature+of+dystrophic+muscle+that+may+serve+as+a+convenient+index+of+disease+status%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).</li>
<li>Wang, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+alterations+in+the+electrical+impedance+of+muscle+after+experimental+nerve+injury+via+finite-element+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).</li>
<li>Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKatirji%2C+B+%22Neuromuscular+Disorders+in+Clinical+Practice%22">Neuromuscular Disorders in Clinical Practice</a>. , Springer New York. New York, NY. (2014).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
<li>Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+utility+of+electrical+impedance+myography+in+evaluating+age-related+skeletal+muscle+function+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits.</a> Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).</li>
<li>Kapur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+immature+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).</li>
<li>Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+a+study+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).</li>
<li>Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+the+detection+of+muscle+inflammation+induced+by+%CE%BB-carrageenan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan.</a> PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+cross-sectional+area+and+triglyceride+content+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice.</a> Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+cross-sectional+area+and+connective+tissue+deposition+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+D2-mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice.</a> Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).</li>
<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standards+for+quantification+of+EMG+and+neurography%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Standards for quantification of EMG and neurography.</a> Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).</li>
<li>Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+disease%3A+Patterns+of+MRI+appearances%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances.</a> British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).</li>
<li>Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+imaging+in+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).</li>
<li>Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance+myography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).</li>
<li>Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance-electromyography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+spinal+muscular+atrophy+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography.</a> Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).</li>
<li>Schwartz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+electrical+impedance+myography+measurements+by+using+a+multifrequency+ratio%3A+A+study+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy.</a> Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).</li>
<li>Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+and+modeled+multifrequency+electrical+impedance+myography+parameters+and+their+relationship+to+force+production+in+the+ALS+SOD1G93A+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+and+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).</li>
<li>Hu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antisense+oligonucleotide+and+adjuvant+exercise+therapy+reverse+fatigue+in+old+mice+with+myotonic+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy+-+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy.</a> Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).</li>
<li>Sanchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+muscle+injury+in+healthy+and+dystrophic+animals+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography.</a> Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).</li>
<li>Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+the+intracellular+structure+of+slow-+versus+fast-twitch+muscle+fibers+through+evaluation+of+the+dielectric+properties+of+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue.</a> Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).</li>
<li>Shefner, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+ALS+progression+with+a+dedicated+electrical+impedance+myography+system%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+%26+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).</li>
<li>Lungu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+asymmetries+in+cervical+dystonia+with+electrical+impedance%3A+a+preliminary+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment.</a> Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessing+paraspinal+muscles+of+patients+with+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrical+Bioimpedance%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain.</a> Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).</li>
<li>Leitner, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+reducing+sample+size+in+Duchenne+muscular+dystrophy+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+ALS+clinical+trials+through+frequent+at-home+self-assessment%3A+a+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).</li>
</ol>

S. B. Rutkove posiada udziały w firmie Myolex, Inc., która projektuje urządzenia impedancyjne do użytku klinicznego i badawczego, oraz system mView stosowany w tym przedsiębiorstwie i pełni funkcję konsultanta i doradcy naukowego. Jest również członkiem Rady Dyrektorów firmy. Firma ma również możliwość licencjonowania opatentowanej technologii impedancyjnej, której wynalazcą jest S. B. Rutkove. Pozostali autorzy nie mają żadnych innych istotnych powiązań ani powiązań finansowych z żadną organizacją lub podmiotem mającym interes finansowy lub konflikt finansowy z tematyką lub materiałami omawianymi w manuskrypcie, poza tymi, które zostały ujawnione.

W artykule przedstawiono podstawowe metody wykonywania EIM u gryzoni, zarówno in vivo , jak i ex vivo. Aby uzyskać wiarygodne pomiary, konieczne jest wykonanie szeregu kroków. Po pierwsze, należy właściwie zidentyfikować mięsień, który jest przedmiotem zainteresowania, ponieważ każdy mięsień będzie miał inne reakcje na choroby, leczenie i patologię. Należy pamiętać, że dane uzyskane na temat jednego mięśnia (np. mięśnia brzuchatego łydki) nie dostarczą tych samych informacji, co na temat innego mięśnia ...

Elektryczna miografia impedancyjna (EIM) stanowi potężną metodę oceny stanu mięśni, potencjalnie umożliwiając diagnozowanie zaburzeń nerwowo-mięśniowych, śledzenie progresji choroby oraz ocenę odpowiedzi na terapię1,2,3. Można ją stosować analogicznie w modelach chorób zwierzęcych oraz u ludzi, co pozwala na stosunkowo płynne przejście z badań przedklinicznych do klinicznych. Pomiary EIM są łatwo uzyskiwane przy użyciu czterech liniowo rozmieszczonych elektrod, z których dwie zewnętrzne przykładają bezbolesny, słaby prąd elektryczny w zakresie częstotliwości (zazwyczaj od 1 kHz do około 2 MHz), a dwie wewnętrzne rejestrują powstałe napięcia1. Z tych napięć można wyznaczyć charakterystykę impedancyjną tkanki, w tym rezystancję (R), będącą miarą trudności przepływu prądu przez tkankę, oraz reaktancję (X) lub „zdolność do ładowania” tkanki, będącą miarą związaną ze zdolnością tkanki do magazynowania ładunku (pojemnością). Z reaktancji i rezystancji oblicza się kąt fazowy (θ) za pomocą następującego równania: <img alt="Koncepcja trygonometrii; theta równa się arctan(X/R); równanie matematyczne dla obliczenia kąta." src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Równanie 1">, co daje pojedynczą zbiorczą miarę impedancji. Takie pomiary można uzyskać za pomocą dowolnego urządzenia do bioimpedancji wieloczęstotliwościowej. Ponieważ włókna mięśniowe są w zasadzie długimi cylindrami, tkanka mięśniowa jest również silnie anizotropowa, a prąd płynie łatwiej wzdłuż włókien niż w poprzek nich4,5. Dlatego EIM często wykonuje się w dwóch kierunkach: z układem elektrod umieszczonym wzdłuż włókien, tak aby prąd biegł równolegle do nich, oraz w poprzek mięśnia, tak aby prąd płynął prostopadle do nich. Dodatkowo, w pomiarach ex vivo, gdzie znana objętość tkanki jest mierzona w celi pomiarowej impedancji, można wyprowadzić inherentne właściwości elektryczne mięśnia (tj. przewodność i przenikalność względną)6.
Term „zaburzenia neuromięśniowe” definiuje szeroki zakres pierwotnych i wtórnych chorób, które prowadzą do strukturalnych zmian i dysfunkcji mięśni. Obejmuje to stwardnienie zanikowe boczne i różne formy dystrofii mięśniowej, a także prostsze zmiany związane ze starzeniem się (np. sarkopenię), zanik z nieużywania (np. w wyniku przedłużonego leżenia w łóżku lub mikrograwitacji), a nawet urazy7. Choć przyczyny są liczne i mogą pochodzić z neuronów ruchowych, nerwów, złączy nerwowo-mięśniowych lub samych mięśni, EIM może być wykorzystane do wykrywania wczesnych zmian w mięśniach wynikających z wielu z tych procesów oraz do monitorowania progresji choroby lub odpowiedzi na terapię. Na przykład u pacjentów z dystrofią mięśniową Duchenne'a (DMD) wykazano, że EIM pozwala wykryć postęp choroby oraz odpowiedź na kortykosteroidy8. Niedawne prace wykazały również, że EIM jest czułe na różne stany nieużywania mięśni, w tym na grawitację częściową9, jaką doświadcza się na Księżycu lub Marsie, a także na efekty starzenia się10,11. Wreszcie, dzięki zastosowaniu algorytmów predykcyjnych i uczenia maszynowego do zbioru danych uzyskanych podczas każdego pomiaru (danych wieloczęstotliwościowych i zależnych od kierunku), możliwe staje się wnioskowanie o aspektach histologicznych tkanki, w tym o wielkości włókien mięśniowych12,13, zmianach zapalnych i obrzękach14 oraz zawartości tkanki łącznej i tłuszczu15,16.
Do oceny stanu mięśni u ludzi i zwierząt stosuje się również kilka innych metod nieinwazyjnych lub małoinwazyjnych, w tym elektromiografię igłową17 oraz technologie obrazowania, takie jak rezonans magnetyczny, tomografia komputerowa i ultrasonografia18,19. Jednak EIM wykazuje wyraźne zalety w porównaniu z tymi technologiami. Na przykład elektromiografia rejestruje jedynie aktywne właściwości elektryczne błon włókien mięśniowych, a nie właściwości pasywne, i w związku z tym nie może dostarczyć rzetelnej oceny składu lub struktury mięśni. W pewnym sensie metody obrazowania są bliżej związane z EIM, ponieważ one również dostarczają informacji o strukturze i składzie tkanki. Jednak z pewnej perspektywy dostarczają one zbyt wielu danych, co wymaga szczegółowej segmentacji obrazów i analizy eksperckiej, zamiast dostarczać prosty wynik ilościowy. Co więcej, ze względu na swoją złożoność, techniki obrazowania są w dużym stopniu uzależnione od specyfiki stosowanego sprzętu i oprogramowania, co w idealnym przypadku wymaga użycia identycznych systemów w celu umożliwienia porównania zestawów danych. W przeciwieństwie do nich fakt, że EIM jest znacznie prostsza, oznacza, że jest ona mniej podatna na te problemy techniczne i nie wymaga żadnej formy przetwarzania obrazu ani analizy eksperckiej.
Poniższy protokół demonstruje sposób przeprowadzania badania EIM in vivo u szczurów i myszy, z wykorzystaniem zarówno technik nieinwazyjnych (matryca powierzchniowa), jak i małoinwazyjnych (podskórna matryca igłowa), a także badania EIM ex vivo na świeżo wyciętym mięśniu.

<table><tbody><tr><td>Drukarka 3D</td><td>Formlabs Inc.</td>Drukarka <td>3D</td> <td>Form 2 Desktop</td></tr><tr><td>Drukarka 3D</td><td>Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD</td><td>Drukarka 3D</td><td>Creality Ender 3 V2</td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna 3M Micropore</td><td>Fisher</td><td>19-027761 i 19-061655</td><td>modele 1530-0 i 1530-1</td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna 3M TRANSPORE</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 i 18-999-381</td><td>modele 1527-0 i 1527-1</td></tr><tr><td>Nagłówek złącza pionowy 10 POS rozstaw</td> <td>1 mmDigi-Key (rozwiązanie złącza Sullins)</td><td>S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)</td><td>Plastikowa przekładka 1 mm otwory do matrycy in vivo szczura pokazana na rysunku 2A</td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>Wosk dentystyczny</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>Środek do depilacji</td><td>NAIR</td><td>NA</td><td>emult do depilacji ze zmiękczającym olejkiem</td></tr><tr><td>dla niemowląt Dumont #7b Kleszcze</td><td>Fine Narzędzia naukowe</td><td>nr 11270-20</td><td>Używany do preparacji, Styl: #7b, Kształt końcówki: zakrzywiony, Końcówki: standardowe, Wymiary końcówki: 0,17 mm x 0,1 mm, Stop / materiał: Inox, Długość: 11 cm</td></tr><tr><td>Elektroniczna suwmiarka cyfrowa</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td><td>Służy do pomiaru wymiarów mięśnia brzuchatego łydki</td></tr><tr><td>Klej epoksydowy z podwójnym wkładem 4 min żywotność Devcon</td><td></td><td>seria 14265, model 2217</td><td>Klej użyty w matrycy in vivo szczura pokazanej na rysunku 2A Komórka</td></tr><tr><td>impedancji dielektrycznej ex vivo</td><td>Niestandardowe</td><td></td><td>ogniwa dielektryczne NA zostały wydrukowane w 3D w laboratorium Rutkove</td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>Narzędzia do nauki o</td> naprawie nr <td>11051-10</td><td>Używane do umieszczania i regulacji mięśni, Długość: 10 cm, Kształt końcówki: zakrzywiona, Końcówki: ząbkowane, Szerokość końcówki: 0,8 mm, Wymiary końcówki: 0,8 mm x 0,7 mm, stop / materiał</td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia włosów</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl profesjonalne zwierzę BravMini+</td></tr><tr><td>Impedancja Urządzenie dla zwierząt</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>mView system - eksperymentalne urządzenie do miografii impedancji elektrycznej do użytku w badaniach na</td></tr><tr><td>zwierzętach Matryce igieł in vivo</td><td>Niestandardowe</td><td>NA</td><td>Niestandardowe matryce przy użyciu igieł podskórnych 27 G firmy Ambu. Konstrukcja została sfinalizowana przy użyciu drukarki 3D w laboratorium Rutkove</td></tr><tr><td>Tablica powierzchniowa in vivo</td><td>Custom</td><td>NA</td><td>Tablica powierzchniowa in vivo została wydrukowana i zmontowana w laboratorium Rutkove</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary Supplies</td><td>07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)</td><td>Pivetal - butelka 250 ml</td></tr><tr><td>Gaza z włókniny</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>2 x 2 cale</td></tr><tr><td>Polistyren Ważenie Naczynia</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>Wymiary (dł. x szer. x wys.): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm</td></tr><tr><td>Żyletki</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>Służy do cięcia mięśni do odpowiednich wymiarów, Ostrza ze stali węglowej z pojedynczą krawędzią</td></tr><tr><td>Drobne nożyczki studenckie</td><td>Narzędzia do nauki o naprawie</td><td>nr 91460-11</td><td>Używany do preparowania, Końcówki: Ostre-ostre, Stop / Materiał: Studencka stal nierdzewna, Ząbkowana: Nie, Kształt końcówki: Prosta, Krawędź tnąca: 20 mm, Długość: 11,5 cm, Cecha: Igły podskórne o jakości studenckiej</td></tr><tr><td>27 G Neuroline</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>Igły używane w matrycy in vivo szczurów pokazanej na rysunku 2A</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne - Ostre</td><td>narzędzia naukowe</td><td>nr 14002-13</td><td>Służy do cięcia skóry, Końcówki: Ostre-ostre, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Ząbkowane: Nie, Kształt końcówki: Prosta, Krawędź tnąca: 42 mm, Długość: </td></tr><tr><td>Monopolarne elektrody igłowe TECA ELITE</td> 13 cm <td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td><td>o średnicy 0,46 mm (26 G). Niebieski hub</td></tr><tr><td>Teknova 0,9% roztwór soli fizjologicznej</td><td>Fisher</td><td>S5815</td><td>1000 ml sterylny</td></tr></tbody></table>

wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

Miografia impedancji elektrycznej (EIM) to wygodna technika, która może być wykorzystana w badaniach przedklinicznych i klinicznych do oceny zdrowia i choroby tkanki mięśniowej. EIM uzyskuje się poprzez przyłożenie kierunkowo skoncentrowanego prądu elektrycznego o niskim natężeniu do interesującego mięśnia w zakresie częstotliwości (tj. od 1 kHz do 10 MHz) i zarejestrowanie wynikowych napięć. Z nich uzyskuje się kilka standardowych składowych impedancji, w tym reaktancję, rezystancję i fazę. Podczas wykonywania pomiarów ex vivo na wyciętych mięśniach można również obliczyć nieodłączne pasywne właściwości elektryczne tkanki, a mianowicie przewodnictwo i przenikalność względną. EIM jest szeroko stosowany u zwierząt i ludzi do diagnozowania i śledzenia zmian mięśniowych w różnych chorobach, w odniesieniu do atrofii po prostu podczas nieużywania lub jako środek interwencji terapeutycznej. Z klinicznego punktu widzenia EIM oferuje możliwość śledzenia postępu choroby w czasie i oceny wpływu interwencji terapeutycznych, oferując w ten sposób możliwość skrócenia czasu trwania badania klinicznego i zmniejszenia wymagań dotyczących wielkości próby. Ponieważ EIM może być wykonywany nieinwazyjnie lub minimalnie inwazyjnie zarówno na żywych modelach zwierzęcych, jak i na ludziach, oferuje potencjał, aby służyć jako nowatorskie narzędzie translacyjne umożliwiające zarówno rozwój przedkliniczny, jak i kliniczny. Ten artykuł zawiera instrukcje krok po kroku, jak wykonywać pomiary EIM in vivo i ex vivo u myszy i szczurów, w tym podejścia do dostosowania technik do określonych warunków, takich jak do stosowania u szczeniąt lub otyłych zwierząt.

EIM można uzyskać w wielu warunkach, w tym przy użyciu powierzchniowych matryc in vivo (Rysunek 1), igłowych matryc in vivo (Rysunek 2A-F) oraz komórek dielektrycznych ex vivo (Rysunek 2G,H).
EIM zapewnia niemal natychmiastowy obraz stanu mięśnia na podstawie zmierzonych wartości impedancji. Pomiary są pozyskiwane szybko i skutk...

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić in vivo (przy użyciu matryc elektrod powierzchniowych i igłowych) oraz ex vivo (przy użyciu ogniwa dielektrycznego) mięsień brzuchaty łydki gryzonia. Zademonstruje technikę zarówno na myszach, jak i szczurach oraz szczegółowo omówi dostępne modyfikacje (np. otyłe zwierzęta, młode).

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

Miografia impedancji elektrycznej jest nieinwazyjną lub minimalnie inwazyjną techniką oceny stanu mięśni. Zapewnia ilościowy wskaźnik zdrowia mięśni, służąc jako narzędzie diagnostyczne lub biomarker. Technika jest więc ilościowa, szybka i nie wymaga szczegółowej analizy obrazu, dzięki czemu może służyć jako wygodny biomarker stanu choroby w badaniu terapeutycznym.Innym przydatnym aspektem miografii impedancji elektrycznej jest to, że jest ona wrażliwa na większość rodzajów patologii mięśni szkieletowych. Nieprawidłowe wartości miografii impedancji elektrycznej mogą ujawnić ukryte zmiany histologiczne. Do pomiarów powierzchni skóra musi być dobrze przygotowana.Należy zapoznać się z wyglądem artefaktów impedancji kontaktowej i w razie potrzeby dokonać ponownego pomiaru. Na początek połóż mysz na ławce w pozycji leżącej po potwierdzeniu braku odpowiedzi podczas testu szczypania palców. Umieść nogę zwierzęcia do analizy pod kątem 45 stopni z wyprostowanym kolanem i zabezpiecz stopę taśmą medyczną.Przytnij sierść pokrywającą mięsień brzuchaty łydki za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i nałóż grubą warstwę kremu do depilacji na skórę zwierzęcia na jedną minutę. Usuń środek do depilacji za pomocą gazy nasączonej solą fizjologiczną i powtórz ten proces do trzech razy, aż cała sierść pokrywająca mięsień brzuchaty łydki zostanie usunięta. Podłącz matrycę powierzchniową do urządzenia do miografii impedancji elektrycznej i pozwól elektrodom spocząć na kawałku gazy nasączonej roztworem soli fizjologicznej.Umieść układ powierzchniowy bezpośrednio na skórze, nad mięśniem brzuchatym łydki zorientowanym wzdłużnie do włókien mięśniowych. Sprawdź, czy kontakt jest prawidłowy, sprawdzając, czy wszystkie paski są wyświetlane na zielono ze stabilnością wartości rezystancji, reaktancji i fazy 50 kiloherców. Następnie uzyskaj pomiary miografii impedancji elektrycznej.Obróć układ powierzchni o 90 stopni i ponownie umieść go na skórze nad mięśniem brzuchatym łydki, aby uzyskać pomiary poprzeczne. Podłącz zestaw igieł do urządzenia do miografii impedancji elektrycznej i pozwól układowi elektrod spoczywać w łódce ważącej zawierającej roztwór soli fizjologicznej. Następnie sprawdź łączność i stabilność sygnału.Umieść układ igieł w pozycji podłużnej w porównaniu z moimi włóknami i mocno wciśnij go w skórę, aż wszystkie igły wnikną w skórę i leżący pod nią mięsień aż do plastikowej osłony na matrycy. Uzyskaj dane. Delikatnie wyjmij matrycę i ponownie włóż ją przez skórę do mięśnia pod kątem 90 stopni w stosunku do pierwszego pomiaru w kierunku poprzecznym.Następnie uzyskaj te dane. W przypadku miografii impedancji elektrycznej ex vivo przygotuj ogniwo dielektryczne ex vivo, dodaj roztwór soli do komory i podłącz ogniwo do urządzenia do miografii impedancji elektrycznej, aby uzyskać wartości odniesienia. Umieść mięsień brzuchaty łydki na arkuszu wosku dentystycznego i pokrój go za pomocą żyletki w linijce, aby uzyskać przekrój 10 milimetrów na 10 milimetrów dla szczurów.I przekrój pięć milimetrów na pięć milimetrów dla myszy od środka mięśnia brzuchatego łydki. Delikatnie umieść brzuchaty łydki w komórkach dialektycznych za pomocą pęsety, upewniając się, że włókna są zorientowane wzdłużnie, a mięsień jest całkowicie w kontakcie z metalowymi elektrodami. Przymocuj górną część komórki dialektycznej i włóż dwie monopolarne igły o rozmiarze 26 do dwóch otworów.Podłącz przewody z urządzenia do miografii impedancji elektrycznej do komórki ex vivo w kolejności podanej w manuskrypcie. Następnie uzyskaj pomiar podłużny. Otwórz komórkę dialektyczną i zmień orientację mięśnia w kierunku poprzecznym, obracając go o 90 stopni.Ponownie przymocuj górną część komórki dialektrycznej i uzyskaj wymiar poprzeczny. Miografię impedancji elektrycznej można uzyskać w wielu warunkach za pomocą powierzchniowych matryc in vivo, matryc igłowych in vivo i komórek dialektycznych ex vivo. Krzywe reprezentatywne dla powierzchni E I M przedstawiono dla fazy, reaktancji i rezystancji dla pomiarów wzdłużnych w pomiarach poprzecznych.Niektóre nieprawidłowości, które są zwykle związane z problemami z kontaktem, mogą skutkować ekstremalnymi wartościami obserwowanymi przy niskich częstotliwościach. Wyświetlany jest wykres przedstawiający reaktancję jako funkcję oporu oraz kierunki wzdłużny i poprzeczny. Dobre przygotowanie skóry ma kluczowe znaczenie dla pomiarów powierzchni.Nie może pozostać żadne futro. Powtórz usuwanie sierści, aplikację soli fizjologicznej i pomiar w przypadku zidentyfikowania artefaktu kontaktowego. Miografia impedancji elektrycznej umożliwia lepszą ocenę stanu choroby i efektów terapii w modelach gryzoni, pomagając przyspieszyć identyfikację obiecujących nowych terapii w leczeniu chorób nerwowo-mięśniowych.

performing-vivo-ex-vivo-electrical-impedance-myography

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ten film demonstruje procedurę rejestrowania złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u szczurów poprzez zastosowanie bodźców elektrycznych do nerwu łokciowego, dostosowanie elektrod do optymalnego sygnału i zwiększenie stymulacji w celu oceny funkcjonalności nerwu. Metoda ta umożliwia badanie in vivo funkcji nerwów obwodowych w zaburzeniach neurologicznych.

Pomiar in vivo złożonego potencjału czynnościowego mięśni u szczura

Pomiary właściwości przewodnictwa nerwowego in vivo są przykładem potężnego narzędzia do charakteryzowania różnych zwierzęcych modeli chorób nerwowo-mięśniowych. Tutaj przedstawiamy łatwy i niezawodny protokół, za pomocą którego można przeprowadzić analizę elektrofizjologiczną nerwów kulszowych znieczulonych myszy.

In vivo (in vivo) Pomiary elektrofizjologiczne nerwów kulszowych myszy

Pokazujemy chirurgiczne implanty i procedury rejestrujące do pomiaru wizualnych sygnałów elektrofizjologicznych z oka (elektroretinogram) i mózgu (wizualny potencjał wywołany) u przytomnych szczurów, co jest bardziej analogiczne do stanu ludzkiego, gdzie nagrania są prowadzone bez zakłóceń znieczulenia.

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

Techniki pobudliwości aksonalnej dostarczają potężnego narzędzia do badania patofizjologii i zmian biofizycznych, które poprzedzają nieodwracalne zdarzenia zwyrodnieniowe. Manuskrypt ten demonstruje zastosowanie tych technik na nerwie łokciowym znieczulonych szczurów.

In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Kliniczna ocena spastyczności oparta na odruchu Hoffmanna (H-odruch) i wykorzystująca elektryczną stymulację nerwów obwodowych jest uznaną metodą. W tym miejscu przedstawiamy protokół końcowej i bezpośredniej stymulacji nerwów w celu ilościowego określenia odruchu H w przedniej łapie myszy.

Końcowe pomiary H-refleksu u myszy

W tym badaniu demonstrujemy wyrafinowany protokół elektromiografii pojedynczego włókna (SFEMG), który umożliwia pomiar in vivo transmisji połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) w modelach gryzoni. Opisano podejście krok po kroku do techniki SFEMG, aby umożliwić ilościowe określenie zmienności transmisji NMJ i niewydolności mięśnia brzuchatego łydki szczura.

Stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni

Ten protokół opisuje wytwarzanie rąk i chirurgiczne wszczepianie elektrod elektromiograficznych (EMG) w mięśniach kończyn przednich myszy, aby rejestrować aktywność mięśni podczas eksperymentów z zachowaniem głowy.

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

Przedstawiono protokół instalacji i przygotowania elektrod domięśniowych, wraz z montowanym na zwierzętach, zminiaturyzowanym urządzeniem pomiarowym do analizy elektromiografii (EMG) w badaniach lokomocji. System ten umożliwia bezprzewodową transmisję danych EMG w czasie rzeczywistym w celu zbadania regeneracji lokomocji u szczurów po udarze.

Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym

Naucz się miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u myszy i szczurów. Ta nieinwazyjna metoda pozwala oceniać stan mięśni i wykrywać patologie szkieletowe w badaniach przedklinicznych.

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów