Name: Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-04-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Poznaj echokardiograficzną ocenę struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy. Ta metoda umożliwia wczesne wykrywanie chorób sercowo-naczyniowych i projektowanie terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Chadowi M. Warrenowi, MS (University of Illinois at Chicago), za edycję tego rękopisu. Prace te były wspierane przez NIH/NHLBI K01HL155241 i AHA CDA849387 granty dla PCR.

Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Illinois w Chicago. Do eksperymentów wykorzystano 7-dniowe myszy FVB/N. Protokół jest podzielony na przygotowanie na myszach, akwizycję obrazu echokardiograficznego i opiekę nad zwierzętami po obrazowaniu.
1. Przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Pozyskaj 7-dniowe myszy z klatki hodowlanej. 
	UWAGA: W tak młodym wieku trudno jest określić płeć zwierzęcia za pomocą badania fizykalnego.</li>
	<li>Umieść żel EKG (patrz Tabela materiałów) na rozgrzanych elektrodach platformy. Umieść paski folii aluminiowej (~1,5 cala x 0,25 cala) na podkładkach elektrod, aby rozszerzyć zakres elektrod i zabezpiecz taśmą (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A). Następnie umieść żel EKG na paskach z folii aluminiowej. 
	UWAGA: Upewnij się, że żel znajdujący się pod paskami folii aluminiowej nie wysycha podczas zabiegu. Jeśli tak się stanie, dodaj więcej żelu, aby utrzymać przewodność.</li>
	<li>Wytnij palec z rękawicy nitrylowej i dopasuj go tak, aby zakrywał zarówno stożek nosowy izofluranu/tlenu z jednej strony, jak i nos myszy z drugiej strony (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Umieść młode myszy w komorze indukcyjnej izofluranu i rozpocznij podawanie izofluranu w stężeniu 2,5% napędzanym 100% tlenem (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1C).</li>
	<li>Umieść znieczulone szczenię w pozycji leżącej na platformie obrazowania z łapami na podkładkach z folii aluminiowej i zabezpiecz taśmą. Upewnij się, że obwód elektryczny jest kompletny i że EKG rejestruje przebieg.</li>
	<li>Zmniejsz dostarczanie izofluranu do 1,5% w zależności od 100% tlenu. Zabezpiecz wycięty palec z rękawicy wokół nosa szczeniaka taśmą. Potwierdź głębokość znieczulenia, szczypiąc łapy szczeniaka.</li>
	<li>Umieść grubą warstwę podgrzanego żelu ultradźwiękowego na górnej części ciała szczeniaka. Użyj dwóch rolek gazy, aby utrzymać żel ultradźwiękowy na miejscu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D).</li>
	<li>Użyj lampy grzewczej, aby utrzymać normalną temperaturę ciała szczeniaka (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E). 
	UWAGA: Sonda doodbytnicza nie była używana do monitorowania temperatury ciała w obecnym badaniu ze względu na mały rozmiar szczeniaka.</li>
</ol>
2. Akwizycja i analiza obrazów echokardiograficznych
<ol>
	<li>Wykonać echokardiografię przezklatkową przy użyciu przyrządu do echokardiografii wyposażonego w przetwornik liniowy o częstotliwości 40 MHz dla trybu B i 32 MHz dla Dopplera (liczba klatek na sekundę 233) (patrz tabela materiałów), zgodnie z protokołami echokardiografii dorosłych myszy7,8,9.</li>
	<li>Unikaj wywierania nadmiernego nacisku na klatkę piersiową szczeniaka podczas umieszczania przetwornika echa podczas akwizycji obrazu echokardiograficznego. 
	UWAGA: Ze względu na mały rozmiar szczeniaka, waga samego przetwornika może spowodować zaburzenia czynności serca lub śmierć.</li>
	<li>Uchwyć widok PLAX drogi odpływu lewej komory i lewego przedsionka.
	<ol>
		<li>Umieść przetwornik w uchwycie, ze znakiem wskazującym skierowanym w stronę prawego ramienia szczeniaka.</li>
		<li>Opuść przetwornik, aż zetknie się z żelem i uwidocznij drogę odpływu lewej komory w trybie B (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A).</li>
		<li>Użyj trybu M na płatkach aorty, aby zmierzyć maksymalną średnicę lewego przedsionka (LA) w skurczu końcowym (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2B, Tabela 1). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uchwyć widok PSAX lewej komory, aby zmierzyć wymiary komory, grubość ścianki, przepływ aortalny i przepływ płucny.
	<ol>
		<li>Obróć przetwornik o ~90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara od PLAX, aby uzyskać PSAX view.</li>
		<li>Umieść sondę na poziomie mięśni brodawkowatych i użyj trybu M, aby zmierzyć średnicę wewnętrzną lewej komory (LVID), grubość przegrody międzykomorowej (IVS) i PW podczas skurczu i rozkurczu (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A, Tabela 1). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.</li>
		<li>Oblicz RWT, wskaźnik hipertrofii, używając wymiarów komory rozkurczowej w następujący sposób3,10: 
		(PW + IVS przy końcu rozkurczu) / (LVID przy końcu rozkurczu)</li>
		<li>Przesuń przetwornik w kierunku podstawy serca i użyj kolorowego Dopplera, aby uwidocznić tętnicę płucną. Naciśnij PW Doppler, aby określić ilościowo szczytową prędkość przepływu w płucach, profile przepływu w płucach, czas wyrzutu płuc (PET) i czas przyspieszenia płuc (PAT)11,12 (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.</li>
		<li>Przesuń przetwornik dalej w kierunku podstawy i użyj kolorowego Dopplera, aby zobrazować przepływ aorty (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3C). Użyj PW Doppler, aby zobrazować przepływ krwi i zmierzyć czas wyrzutu aorty (AET). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.</li>
		<li>Oblicz Vcf (circ/s)13,14, wskaźnik wydajności mięśnia sercowego, używając LVID końca rozkurczu (LVIDd), LVID końca skurczu (LVIDs) i AET w następujący sposób (Tabela 1): 
		(LVIDd - LVIDs) / (LVIDd x AET)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uchwyć wierzchołkowy widok z czterech komór.
	<ol>
		<li>Ustaw platformę w pozycji Trendelenburga, przechyl ją w lewo i wyreguluj sondę, aby uwidocznić cztery komory (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4A).</li>
		<li>Użyj kolorowego Dopplera, aby zobrazować przepływ krwi i PW Dopplera na końcu płatków zastawki mitralnej w środku ujścia zastawki mitralnej, aby zarejestrować przepływ mitralny. Naciśnij Cine Store, aby zapisać dane.</li>
		<li>W tym widoku oblicz następujące parametry2,3,10 (Rysunek 4B i Tabela 1):
		<ol>
			<li>Obliczać stosunek E/A, który jest maksymalną prędkością przepływu krwi we wczesnej fazie rozkurczu (E) w stosunku do maksymalnej prędkości przepływu krwi w późnej fazie rozkurczu (A).</li>
			<li>Określ czas opóźnienia fali E (DT), który jest czasem od szczytu E do końca wczesnego rozkurczu.</li>
			<li>Obliczać czas relaksacji izowolumicznej lewej komory (IVRT), czyli czas od zamknięcia zastawki aortalnej do otwarcia zastawki mitralnej.</li>
			<li>Obliczać czas skurczu izowolumicznego lewej komory (IVCT), czyli czas od zamknięcia zastawki mitralnej do otwarcia zastawki aortalnej.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Użyj Dopplera tkankowego po stronie przegrody pierścienia zastawki mitralnej w widoku czterokomorowym, aby zmierzyć szczytową prędkość relaksacji mięśnia sercowego we wczesnym wypełnieniu rozkurczowym (e') i późnym wypełnieniu rozkurczowym (a'), a także szczytową skurczową prędkość skurczu mięśnia sercowego (s') (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4C i Tabela 1). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uchwyć zmodyfikowany widok PLAX, aby zbadać lewą przednią zstępującą tętnicę wieńcową.
	<ol>
		<li>Użyj zmodyfikowanego widoku PLAX 15, przesuwając przetwornik na boki i przechylając wiązkę w kierunku przedniej (Rysunek 5A).</li>
		<li>Przesuń sondę i użyj kolorowego Dopplera, aby uwidocznić początek lewej głównej tętnicy wieńcowej (LCA), która generuje się z aorty. Zidentyfikuj tętnicę LAD, która generuje się z LCA i biegnie między przednią ścianą lewej komory a drogą odpływu prawej komory16,17. W tej pozycji zastosuj Dopplera PW do pomiaru przepływu LAD (<silna klasa="xfig">Rysunek 5B). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.</li>
		<li>Oblicz następujące parametry przepływu w tętnicy wieńcowej LAD (<silna klasa="xfig">Rysunek 5C i tabela 2): szczytowa prędkość przepływu wieńcowego (CFV), średnia CFV i całka prędkości-czas (VTI). 
		UWAGA: Wszystkie te parametry są mierzone przy podstawowym stężeniu izofluranu wynoszącym 1,5% (wartość wyjściowa).</li>
		<li>Zwiększ stężenie izofluranu do 2,5% i odczekaj 5 minut, aby osiągnąć maksymalny przepływ (<silna klasa="xfig">Rysunek 5C). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane. Obliczać CFR jako stosunek rozkurczowego szczytu CFV przy maksymalnym przepływie do rozkurczowego szczytu CFV na linii bazowej18,19,20 (Tabela 2): 
		CFR = szczyt rozkurczowy CFV (2,5%) / szczyt rozkurczowy CFV (1,5%)</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Monitorowanie i opieka nad zwierzętami po obrazowaniu
<ol>
	<li>Po zakończeniu badania echokardiograficznego należy dokładnie oczyścić szczenię i pozwolić mu dojść do siebie po znieczuleniu przez około 2 minuty.</li>
	<li>Przed powrotem szczeniaka do klatki posmaruj go ściółką matki klatki, aby zapobiec odrzuceniu lub kanibalizacji.</li>
	<li>Obserwuj zachowanie matki przez około 30 minut po zabiegu. Jeśli zaobserwuje się agresywne zachowanie, należy poddać szczenię eutanazji zgodnie z wytycznymi dotyczącymi procedur dla zwierząt.</li>
</ol>

<ol><li>Le, V. P., Wagenseil, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+Characterization+of+Postnatal+Development+in+Mice+with+Reduced+Arterial+Elasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Engineering+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic Characterization of Postnatal Development in Mice with Reduced Arterial Elasticity.</a> Cardiovascular Engineering and Technology. 3 (4), 424-438 (2012).</li>
<li>Nagueh, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+the+Evaluation+of+Left+Ventricular+Diastolic+Function+by+Echocardiography%3A+An+Update+from+the+American+Society+of+Echocardiography+and+the+European+Association+of+Cardiovascular+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%3A+Cardiovascular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography: An Update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging.</a> European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 17 (12), 1321-1360 (2016).</li>
<li>Lang, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+cardiac+chamber+quantification+by+echocardiography+in+adults%3A+an+update+from+the+American+Society+of+Echocardiography+and+the+European+Association+of+Cardiovascular+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%3A+Cardiovascular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging.</a> European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).</li>
<li>Chrysant, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+paradigm+in+the+treatment+of+the+cardiovascular+disease+continuum%3A+focus+on+prevention%5BTitle%5D)+AND+%22Hippokratia%22%5BJournal%5D)">A new paradigm in the treatment of the cardiovascular disease continuum: focus on prevention.</a> Hippokratia. 15 (1), 7-11 (2011).</li>
<li>Blom, J. N., Lu, X., Arnold, P., Feng, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+in+neonatal+mice%2C+a+model+of+cardiac+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction in neonatal mice, a model of cardiac regeneration.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), e54100(2016).</li>
<li>Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+models+for+cardiac+regeneration+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocol%22%5BJournal%5D)">Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice.</a> Nature Protocol. 9 (2), 305-311 (2014).</li>
<li>Chowdhury, S. A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modifications+of+sarcoplasmic+reticulum+function+prevent+progression+of+sarcomere-linked+hypertrophic+cardiomyopathy+despite+a+persistent+increase+in+myofilament+calcium+response%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Modifications of sarcoplasmic reticulum function prevent progression of sarcomere-linked hypertrophic cardiomyopathy despite a persistent increase in myofilament calcium response.</a> Frontiers in Physiology. 11, 107(2020).</li>
<li>Batra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deletion+of+P21-activated+kinase-1+induces+age-dependent+increased+visceral+adiposity+and+cardiac+dysfunction+in+female+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+and+Cellular+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Deletion of P21-activated kinase-1 induces age-dependent increased visceral adiposity and cardiac dysfunction in female mice.</a> Molecular and Cellular Biochemistry. 476 (3), 1337-1349 (2021).</li>
<li>Capote, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((B-arrestin-2+signaling+is+important+to+preserve+cardiac+function+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">B-arrestin-2 signaling is important to preserve cardiac function during aging.</a> Frontiers in Physiology. 12, 1302(2021).</li>
<li>Armstrong, W. F., Ryan, T., Feigenbaum, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aArmstrong%2C+WF+%22Feigenbaum%27s+Echocardiography.+7th+ed%22">Feigenbaum's Echocardiography. 7th ed</a>. , Wolters Kluwer Health/Lippincott Williams & Wilkins. (2010).</li>
<li>Su, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+chronic+hypoxia+on+proximal+pulmonary+artery+wave+propagation+and+mechanical+properties+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Impact of chronic hypoxia on proximal pulmonary artery wave propagation and mechanical properties in rats.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 314 (6), 1264-1278 (2018).</li>
<li>Rudski, L. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+echocardiographic+assessment+of+the+right+heart+in+adults%3A+a+report+from+the+American+Society+of+Echocardiography+endorsed+by+the+European+Association+of+Echocardiography%2C+a+registered+branch+of+the+European+Society+of+Cardiology%2C+and+the+Canadian+Society+of+Echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Echocardiography%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults: a report from the American Society of Echocardiography endorsed by the European Association of Echocardiography, a registered branch of the European Society of Cardiology, and the Canadian Society of Echocardiography.</a> Journal of the American Society of Echocardiography. 23 (7), 685-713 (2010).</li>
<li>Wilson, J. R., Reichek, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+indices+of+left+ventricular+function.+A+comparison%5BTitle%5D)+AND+%22Chest%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic indices of left ventricular function. A comparison.</a> Chest. 76 (4), 441-447 (1979).</li>
<li>Stypmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+global+left+ventricular+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice.</a> Lab Animal. 43 (2), 127-137 (2009).</li>
<li>Wikstrom, J., Gronros, J., Bergstrom, G., Gan, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+morphologic+imaging+of+coronary+atherosclerosis+in+living+mice+using+high-resolution+color+Doppler+echocardiography+and+ultrasound+biomicroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Functional and morphologic imaging of coronary atherosclerosis in living mice using high-resolution color Doppler echocardiography and ultrasound biomicroscopy.</a> Journal of the American College of Cardiology. 46 (4), 720-727 (2005).</li>
<li>Douglas, P. S., Fiolkoski, J., Berko, B., Reichek, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+visualization+of+coronary+artery+anatomy+in+the+adult%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic visualization of coronary artery anatomy in the adult.</a> Journal of the American College of Cardiology. 11 (3), 565-571 (1988).</li>
<li>Lambertz, H., Lethen, H., Tries, H. P., Kersting, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+coronary+flow+reserve+-+valuable+functional+information+in+cardiac+workflow%5BTitle%5D)+AND+%22Ultraschall+in+der+Medizin%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of coronary flow reserve - valuable functional information in cardiac workflow.</a> Ultraschall in der Medizin. 25 (1), 25-33 (2004).</li>
<li>Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+of+isoflurane-induced+vasodilation%3A+A+Doppler+ultrasound+study+of+the+left+coronary+artery+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Time course of isoflurane-induced vasodilation: A Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 42 (4), 999-1009 (2016).</li>
<li>Gan, L. M., Wikstrom, J., Bergstrom, G., Wandt, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+imaging+of+coronary+arteries+in+living+mice+using+high-resolution+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+Cardiovascular+Journal%22%5BJournal%5D)">Non-invasive imaging of coronary arteries in living mice using high-resolution echocardiography.</a> Scandinavian Cardiovascular Journal. 38 (2), 121-126 (2004).</li>
<li>Gan, L. M., Wikstrom, J., Fritsche-Danielson, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+flow+reserve+from+mouse+to+man--from+mechanistic+understanding+to+future+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Coronary flow reserve from mouse to man--from mechanistic understanding to future interventions.</a> Journal of Cardiovascular Translational Research. 6 (5), 715-728 (2013).</li>
<li>Krzanowski, M., Bodzon, W., Dimitrow, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+all+three+coronary+arteries+by+transthoracic+echocardiography.+An+illustrated+guide%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Imaging of all three coronary arteries by transthoracic echocardiography. An illustrated guide.</a> Cardiovascular Ultrasound. 1, 16(2003).</li>
<li>Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+isoflurane+anesthesia+on+the+cardiovascular+function+of+the+C57BL%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse.</a> ILAR Journal. 52 (3), 21-31 (2011).</li>
<li>Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiogram+recordings+in+anesthetized+mice+using+lead+II%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II.</a> Journal of Visualized Experiments. (160), e61583(2020).</li>
<li>Chu, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+non-invasively+recording+electrocardiograms+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice.</a> BMC Physiology. 1, 6(2001).</li>
<li>Hartley, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+isoflurane+on+coronary+blood+flow+velocity+in+young%2C+old+and+ApoE%28-%2F-%29+mice+measured+by+Doppler+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of isoflurane on coronary blood flow velocity in young, old and ApoE(-/-) mice measured by Doppler ultrasound.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 33 (4), 512-521 (2007).</li>
<li>You, J., Wu, J., Ge, J., Zou, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+between+adenosine+and+isoflurane+for+assessing+the+coronary+flow+reserve+in+mouse+models+of+left+ventricular+pressure+and+volume+overload%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Comparison between adenosine and isoflurane for assessing the coronary flow reserve in mouse models of left ventricular pressure and volume overload.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 303 (10), 1199-1207 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W erze medycyny prewencyjnej konieczna jest wczesna ocena zmian w funkcjonowaniu układu sercowo-naczyniowego, aby ustalić początek choroby i zaprojektować odpowiednie terapie interwencyjne. Myszy są coraz częściej wykorzystywane jako modele przedkliniczne w badaniach kardiologicznych, a badania echokardiograficzne są zwykle przeprowadzane na młodych dorosłych myszach. Jednak, aby zbadać rolę zmian genetycznych lub interwencji farmakologicznych we wczesnych stadiach chorób serca, obrazowanie echokardiograficzne należy roz...

Ogólnym celem tego protokołu jest zbadanie morfologii, funkcji i przepływu w tętnicy wieńcowej u 7-dniowych nowonarodzonych szczeniąt myszy za pomocą echokardiografii. Uzasadnieniem dla rozwoju tej techniki jest określenie wczesnych zmian w przepływie wieńcowym i funkcji serca w mysich modelach chorób serca1. Nieinwazyjny charakter echokardiografii jest korzystny, ponieważ pozwala naukowcom ocenić funkcję układu sercowo-naczyniowego w warunkach fizjologicznych i zapewnia badaczom narzędzie przesiewowe do badania terapii celowanych w leczeniu chorób sercowo-naczyniowych2,3. Tradycyjnie badania echokardiograficzne przeprowadza się na młodych dorosłych myszach (4-6 tygodni); Jednak niektóre modele myszy (tj. modele modyfikowane genetycznie) wykazują już zmiany patologiczne i dysfunkcję serca w tym wieku. Dlatego badania kardiologiczne z wykorzystaniem modeli zwierzęcych koncentrowały się przede wszystkim na środkach terapeutycznych, które łagodzą lub leczą dysfunkcję serca. W przeciwieństwie do tego, ostatnio wysiłki badawcze zostały przekierowane na skupienie się na środkach zapobiegawczych i wczesnych interwencjach w chorobach serca4.
Poprzednie badania opisywały użycie echokardiografii do pomiaru funkcji serca w modelach zawału mięśnia sercowego u noworodków myszy5,6; jednak te badania nie mierzyły przepływu wieńcowego i, co najważniejsze, nie rejestrowały danych z elektrokardiogramu (EKG) i tętna (HR) podczas zabiegu, najprawdopodobniej z powodu małego rozmiaru kończyn szczeniąt, które nie mogły dotrzeć do elektrod. W tym protokole rozwiązujemy ten problem, przymocowując folię aluminiową do kończyn, aby umożliwić im dotarcie do elektrod i stworzenie obwodu EKG. Ponadto protokół ten opisuje i charakteryzuje przepływ w tętnicach wieńcowych u nowonarodzonych myszy.
To badanie uzyskało obrazy w trybie B i M w widokach długiej i krótkiej osi przymostkowej w celu zmierzenia parametrów strukturalnych i funkcjonalnych2,3. Parametry morfologiczne obejmowały wymiary lewego przedsionka, wymiary lewej komory (LV), grubość ścianki lewej komory, masę lewej komory oraz względną grubość ściany (RWT). Parametry funkcjonalne obejmowały frakcję wyrzutową (EF), skrócenie frakcyjne (FS), rzut serca (CO) oraz szybkość skracania włókien obwodowych (Vcf). Doppler z falą tętna (PW) wykorzystano do pomiaru przepływu w aorty w widoku przymostkowym krótkiej osi (PSAX) oraz do pomiaru przepływu krwi w mitralnej przestrzeni krwi. Widok wierzchołkowy czterokomorowy wykorzystano również do wykonania Dopplera tkankowego w części przegrodowej pierścienia zastawki mitralnej. Przepływ wieńcowy w lewej tętnicy wieńcowej przedniej zstępującej (LAD) badano również przy użyciu zmodyfikowanego widoku długiej osi przymostkowej (PLAX). Rezerwę przepływu wieńcowego (CFR) obliczono po prowokacji stresowej wywołanej zwiększonym stężeniem izofluranu.
Obecny protokół pokazuje, że badania echokardiograficzne mogą być wykonywane w bardzo młodym wieku u noworodków myszy, co pozwala na wczesne rozpoznanie patologii serca i podłużne badania kontrolne hemodynamiki LV i parametrów przepływu wieńcowego w różnych modelach myszy. Technika ta może być wykorzystana do badania roli zmian genetycznych lub interwencji farmakologicznych w funkcjonowaniu serca we wczesnym wieku postnatalnym. Co więcej, protokół stanowi cenne narzędzie do określania początku chorób serca we wczesnym okresie życia, umożliwiając w ten sposób naukowcom poznanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw początkowych etapów chorób serca w różnych modelach mysich.

<table><tbody><tr><td>Środek do depilacji</td><td>Nair Żel do usuwania</td><td></td><td></td>włosów</tr><tr><td>Elektroda</td><td>Parker Laboratories</td><td>15-60</td><td></td></tr><tr><td>Ultradźwięki wysokiej częstotliwości</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td>Vevo 2100</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>MedVet</td><td>RXISO-250</td><td></td></tr><tr><td>Liniowy przetwornik wysokiej częstotliwości</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td>MS550D</td><td></td></tr><tr><td>Para hodowlana myszy</td><td>Charles River Laboratories</td><td>FVB/N</td><td>Kod szczepu 207</td></tr><tr><td>Żel ultradźwiękowy</td><td>Parker Laboratories</td><td>11-08</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Vevo Lab</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td></td><td>Wersja 5.5.1</td></tr></tbody></table>

echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Echocardiographic Characterization of Left Ventricular Structure, Function, and Coronary Flow in Neonate Mice

Echokardiografia to nieinwazyjna procedura, która umożliwia ocenę parametrów strukturalnych i funkcjonalnych w zwierzęcych modelach chorób sercowo-naczyniowych i jest używana do oceny wpływu potencjalnych terapii w badaniach przedklinicznych. Badania echokardiograficzne przeprowadza się zwykle u młodych dorosłych myszy (tj. w wieku 4-6 tygodni). Ocena wczesnej funkcji sercowo-naczyniowej noworodków zwykle nie jest wykonywana ze względu na mały rozmiar młodych myszy i związane z tym trudności techniczne. Jednym z najważniejszych wyzwań jest to, że krótka długość kończyn szczeniąt uniemożliwia im dotarcie do elektrod na platformie echokardiograficznej. Kolejnym wyzwaniem jest temperatura ciała, ponieważ szczenięta są bardzo podatne na zmiany temperatury. Dlatego ważne jest, aby ustanowić praktyczny przewodnik do wykonywania badań echokardiograficznych u małych szczeniąt myszy, aby pomóc naukowcom wykryć wczesne zmiany patologiczne i zbadać postęp choroby sercowo-naczyniowej w czasie. Obecna praca opisuje protokół wykonywania echokardiografii u młodych myszy w wieku 7 dni. Opisano również echokardiograficzną charakterystykę morfologii, funkcji i przepływu wieńcowego serca u nowonarodzonych myszy.

W badaniu tym wykorzystano 7-dniowe pisklęta myszy w celu charakterystyki morfologii, funkcji serca oraz przepływu w tętnicach wieńcowych. Obsługa myszy musi być wykonywana z należytą starannością, a platforma do myszy musi zostać dostosowana do niewielkich rozmiarów piskląt, zgodnie z opisem na Rysunku 1. Reprezentatywny obraz w widoku PLAX przedstawiono na Rysunku 2A oraz w Supplementary Video 1. W tym widoku zastosowano tryb M do pomiaru śred...

Obecny protokół opisuje echokardiograficzną ocenę morfologii, funkcji i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych lewej komory serca u 7-dniowych noworodków myszy.

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular ...

Protokół ten może być wykorzystany do badania roli zmian genetycznych lub interwencji farmakologicznych w funkcji serca i przepływie wieńcowym we wczesnym wieku poporodowym. Główną zaletą tej techniki jest wczesne rozpoznanie kardiopatologii i podłużne badania kontrolne w hemodynamice lewej komory i parametrach przepływu wieńcowego w różnych modelach myszy. Badania echokardiograficzne na noworodkach myszy są technicznie trudne.Protokół ten ma na celu zbadanie wczesnego początku choroby sercowo-naczyniowej u nowonarodzonych myszy, co może pozwolić naukowcom na zaprojektowanie odpowiednich środków terapeutycznych. Zacznij od umieszczenia żelu EKG na rozgrzanych elektrodach platformy. Umieść paski folii aluminiowej na elektrodach, aby rozszerzyć zasięg elektrod i zabezpiecz je taśmą.Następnie umieść żel EKG na aluminiowych paskach. Upewnij się, że żel znajdujący się pod paskami folii aluminiowej nie wysycha podczas zabiegu. Jeśli tak się stanie, dodaj więcej żelu, aby utrzymać przewodność.Umieść znieczulone szczenię w pozycji leżącej na platformie obrazowania i przymocuj wycięty palec rękawicy do nosa szczeniaka. Połóż łapy na podkładkach z folii aluminiowej i zabezpiecz je taśmą. Upewnij się, że obwód elektryczny jest kompletny i że EKG rejestruje przebieg.Użyj dwóch rolek gazy, aby utrzymać żel ultradźwiękowy na miejscu. Umieść grubą warstwę wstępnie podgrzanego żelu ultradźwiękowego na górnej części ciała szczeniaka. Użyj lampy grzewczej, aby utrzymać normalną temperaturę ciała szczeniaka.Wykonać echokardiografię przezklatkową za pomocą przyrządu do echokardiografii wyposażonego w przetwornik liniowy o częstotliwości 40 megaherców dla trybu B i 32 megaherców dla Dopplera zgodnie z protokołami echokardiografii dorosłych myszy. Umieść przetwornik w uchwycie ze znakiem wskazującym w kierunku prawego ramienia szczeniaka. Opuść przetwornik, aż zetknie się z żelem i uwidocznij drogę odpływu lewej komory w trybie B.Unikaj wywierania nadmiernego nacisku na klatkę piersiową szczeniaka podczas umieszczania echoprzetwornika podczas akwizycji obrazu echokardiograficznego. Uchwyć widok przymostkowej osi długiej lewej komory, drogi odpływu lewej komory i lewego przedsionka. Użyj trybu M na płatkach aorty, aby zmierzyć maksymalną średnicę lewego przedsionka przy skurczu N.Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Obróć przetwornik o około 90 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara od długiej osi przymostkowej, aby uzyskać widok krótkiej osi przymostkowej. Uchwyć widok krótkiej osi przymostkowej lewej komory, aby zmierzyć wymiary komory, grubość ścianki, przepływ aortalny i przepływ płucny.Umieść sondę na poziomie mięśni brodawkowatych i użyj trybu M, aby zmierzyć wewnętrzne średnice lewej komory i grubość ścianek podczas skurczu i rozkurczu. Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Przesuń głowicę w kierunku podstawy serca i użyj kolorowego Dopplera, aby uwidocznić tętnicę płucną.Naciśnij Doppler fali pulsacyjnej, aby określić ilościowo szczytową prędkość przepływu w płucach, profile przepływu w płucach, czas wyrzutu z płuc i czas przyspieszenia płuc. Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Przesuń przetwornik dalej w kierunku podstawy i użyj kolorowego Dopplera, aby zobrazować przepływ aorty.Użyj Dopplera fali tętna, aby zobrazować przepływ krwi i zmierzyć czas wyrzutu z aorty. Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Aby uchwycić wierzchołkowy widok czterech komór, umieść platformę w pozycji Trendelenburga, przechyl ją w lewo i wyreguluj sondę, aby uwidocznić cztery komory.Użyj Color Doppler, aby zobrazować przepływ krwi i Dopplera fali tętna na końcu płatków zastawki mitralnej w środku ujścia zastawki mitralnej, aby zarejestrować przepływ mitralny. Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Użyj Dopplera tkankowego po stronie przegrody pierścienia zastawki mitralnej w widoku czterokomorowym, aby zmierzyć szczytową prędkość relaksacji mięśnia sercowego we wczesnym wypełnieniu rozkurczowym i późnym wypełnieniu rozkurczowym, a także szczytową skurczową prędkość skurczu mięśnia sercowego.Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Uchwyć zmodyfikowany widok długiej osi przymostkowej, aby zbadać lewą przednią zstępującą tętnicę wieńcową. Użyj zmodyfikowanego widoku długiej osi przymostkowej, przesuwając przetwornik na boki.Przesuń sondę i użyj kolorowego Dopplera, aby uwidocznić początek lewej głównej tętnicy wieńcowej, która generuje się z aorty. Zidentyfikuj lewą przednią tętnicę zstępującą, która generuje się z lewej głównej tętnicy wieńcowej i biegnie między przednią ścianą lewej komory a drogą odpływu prawej komory. W tej pozycji zmierz lewy przedni zstępujący przepływ w tętnicy wieńcowej, naciskając Doppler fali tętna.Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store. Zwiększ stężenie izofluranu do 2,5% i odczekaj pięć minut, aby osiągnąć maksymalny przepływ. Zapisz dane, naciskając przycisk Cine Store.W widoku długiej osi przymostkowej do pomiaru średnicy lewego przedsionka użyto trybu M-Mode. Widok krótkiej osi przymostkowej wykorzystano do pomiaru wymiarów i grubości ścian lewej komory, przepływu płucnego i przepływu aortalnego. Widok wierzchołkowy czterokomorowy wykorzystano do zbadania prędkości przepływu krwi przez zastawkę mitralną, a także prędkości relaksacji i skurczu mięśnia sercowego na pierścieniu zastawki mitralnej.Zmodyfikowany widok długiej osi przymostkowej wykorzystano do zbadania parametrów przepływu w lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Zwiększone wartości szczytowej prędkości przepływu wieńcowego, średniej prędkości przepływu wieńcowego i całki prędkość/czas pięć minut po inkremencji izofluranu potwierdziły oczekiwaną odpowiedź na przekrwienie u noworodków myszy. Ze względu na mały rozmiar szczeniąt ważne jest, aby utrzymać ich normalną temperaturę ciała i przymocować paski folii aluminiowej do ich kończyn, aby dotrzeć do elektropadów i stworzyć obwód EKG.

echocardiographic-characterization-left-ventricular-structure

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisano metodę pomiaru ciśnienia w lewej komorze (LV) u myszy w okresie embrionalnym i neonatalnym. Ciśnienie mierzy się poprzez wprowadzenie igły połączonej z przetwornikiem wypełnionym cieczą do LV pod kontrolą ultradźwięków. Podczas realizacji protokołu eksperymentalnego należy zadbać o utrzymanie prawidłowej funkcji serca.

Pomiar ciśnienia w lewej komorze u myszy w późnym okresie embrionalnym i neonatalnym

Ten film opisuje protokół wykonywania echokardiografii na myszy laboratoryjnej.

Echokardiografia myszy: nieinwazyjna technika oceny morfologii serca

Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy.  Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.

Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy

Dysfunkcja prawej komory (RV) jest kluczowa dla patogenezy chorób sercowo-naczyniowych, jednak dostępne są ograniczone metodologie jej oceny. Ostatnie postępy w obrazowaniu ultrasonograficznym zapewniają nieinwazyjną i dokładną opcję podłużnego badania RV. W tym artykule szczegółowo opisujemy krok po kroku metodę echokardiograficzną wykorzystującą mysi model przeciążenia ciśnienia RV.

Ocena struktury i funkcji prawej komory serca w mysim modelu zwężenia tętnicy płucnej za pomocą echokardiografii przezklatkowej

Ten protokół zawiera szczegółowy opis podejścia echokardiograficznego do kompleksowego fenotypowania funkcji serca i zastawki serca u myszy.

Podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy

Poniższy protokół opisuje metodologię pozyskiwania i analizy obrazów echokardiograficznych używanych do uzyskania objętości lewego przedsionka (LAV), średnicy aorty (Ao) i średnicy tętnicy płucnej (PA) u myszy. Technika ta jest nieinwazyjnym, nieterminalnym zabiegiem, który umożliwia ocenę funkcji krążeniowo-oddechowej.

Echokardiografia mysia lewego przedsionka, aorty i tętnicy płucnej

Badanie echokardiograficzne jest często stosowane u myszy. W tym celu opracowano drogie urządzenia ultrasonograficzne o wysokiej rozdzielczości. Protokół ten opisuje niedrogą procedurę echokardiograficzną połączoną z histologicznymi analizami morfometrycznymi w celu określenia morfologii serca.

Echokardiograficzne i histologiczne badanie morfologii serca u myszy

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Tutaj opisujemy i porównujemy dwie pozycje do uzyskania wierzchołkowego widoku czterokomorowego u myszy. Pozycje te umożliwiają ilościowe określenie funkcji prawej komory, zapewniają porównywalne wyniki i mogą być stosowane zamiennie.

Echokardiograficzny pomiar parametrów rozkurczowych prawej komory serca u myszy

Ten artykuł szczegółowo opisuje metody diagnostyki mysiej wrodzonej wady serca (CHD) za pomocą echokardiografii płodu, sekcji zwłok i episkopowego przechwytywania obrazu fluorescencyjnego (EFIC) za pomocą episkopowej mikroskopii konfokalnej (ECM), a następnie trójwymiarowej (3D) rekonstrukcji.

Linia do charakteryzowania strukturalnych wad serca u płodu myszy

Poznaj echokardiograficzną ocenę struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy. Ta metoda umożliwia wczesne wykrywanie chorób sercowo-naczyniowych i projektowanie terapii.

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Przeglądaj więcej filmów