Name: Wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-16T14:45:00.000+00:00
Duration: 5 min 41 s
Description: Poznaj metodę iniekcji znacznika komórkowego do badania pochodzenia komórek śródbłonka w neointymie. Technika ta umożliwia analizę dynamiki komórkowej w modelu tętniaka u szczura.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Alessandrze Bergadano, DVM, PhD, za oddany nadzór nad długoterminowym zdrowiem zwierząt. Praca ta była wspierana przez fundusze badawcze Rady ds. Badań Naukowych, Kantonsspital Aarau, Aarau, Szwajcaria oraz Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Naukowej SNF (310030_182450).

Wsparcie weterynaryjne zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucji. Eksperymenty zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną w Szwajcarii (BE 60/19). Wytyczne ARRIVE i zasady 3R są ściśle przestrzegane6,7. Uwzględniono trzydzieści jeden samców szczurów rasy Lewis w wieku 12 tygodni i wadze 492 ± 8 g. Wszystkie szczury należy trzymać w pomieszczeniach o temperaturze pokojowej 23 °C i 12-godzinnym cyklu światło/ciemność. Zapewnij swobodny dostęp do wody i pelletu. Analizy statystyczne przeprowadzono z wykorzystaniem nieparametrycznego testu U Wilcoxona-Manna-Whitneya. Wartości prawdopodobieństwa (p) wynoszące ≤ 0,05 i/lub ≤ 0,01 uznano za istotne.
1. Faza przedoperacyjna-ogólne przygotowanie i aspekty anestezjologiczne
<ol>
	<li>Losowo przydzielaj szczury do grup leczonych cewką lub stentem (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2) za pomocą internetowego systemu randomizacji. Teraz należy przeprowadzić przedoperacyjne badanie kliniczne wszystkich zwierząt planowanych do operacji w pobliżu cichej, aseptycznej sali operacyjnej utrzymującej temperaturę pokojową 23 ± 3 °C. Przeanalizuj zachowanie zwierząt i sprawdź błony śluzowe i turgor w ramach przedoperacyjnego badania klinicznego.</li>
	<li>Zapisz wagę każdego zwierzęcia.</li>
	<li>Przed zabiegiem należy inkubować worki tętnicze od szczurów dawców w 0,1% dodecylosiarczanie sodu przez 10 godzin w temperaturze 37 °C, aby uzyskać tętniaki pozbawione komórek 8. Woreczki te należy pobrać od zwierząt dawców na kilka dni przed zabiegiem.
	<ol>
		<li>Przygotuj całą długość aorty brzusznej za pomocą mikronożyczek i kleszczy i nałóż 6-0 niewchłanialnych ligatur w odstępie 3-4 mm.</li>
		<li>Bezpośrednio generuj tętniaki życiowe śródoperacyjnie za pomocą uprzednio podwiązanej torebki na naczynie tętnicze z części piersiowej zwierzęcia dawcy9. Wykonaj torakotomię nożyczkami i kleszczami chirurgicznymi we wskazanym punkcie czasowym FU i podwiąż worek naczyniowy na żądaną długość.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Bezpośrednio wszczepić worek do biorcy i pobrać tętniaka od zwierzęcia dawcy w celu dalszej analizy makroskopowej i przetwarzania histologicznego.</li>
	<li>W celu indukcji znieczulenia umieść wszystkie szczury w czystym pudełku wyposażonym w tlen (O2) do utraty przytomności po 5-10 minutach. Znieczulenie szczurów należy podać podskórnie (SC) mieszaninę fentanylu 0,005 mg/kg, medetomidyny 0,15 mg/kg i midazolamu 2 mg/kg. 
	UWAGA: Zapewnia to płaszczyznę chirurgiczną trwającą co najmniej 45 minut.</li>
	<li>Sprawdź głębokość znieczulenia przy braku odruchu wycofania pedału.</li>
	<li>Umieść szczury w pozycji leżącej na plecach i ogol część piersiowo-brzuszną golarką elektryczną.</li>
	<li>Przymocuj 4 łapy szczurów taśmą na desce, pokrytej poduszką grzewczą podłączoną do samoregulującej sondy doodbytniczej. Włóż sondę doodbytniczą do odbytu szczura, aby utrzymać żądaną temperaturę 37 °C za pomocą poduszki grzewczej.</li>
	<li>Teraz zainstaluj czujnik na prawej tylnej nodze podłączony do skomputeryzowanego systemu do śródoperacyjnego sprawdzania parametrów życiowych.</li>
	<li>Zakryj nos i usta szczura maską na twarz. Jeśli wymaga przedłużonego znieczulenia, należy rozpocząć stosowanie izofluranu (1,0-2,0% miareczkowanego do 100%O2).</li>
	<li>Zdezynfekować pole operacyjne jodonem powidonu lub naprzemiennymi środkami dezynfekującymi i ułożyć pole operacyjne w sterylny sposób.</li>
	<li>W celu pielęgnacji okołoestetycznej nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy i przykryj je nieprzezroczystą maską foliową, aby zapobiec wysuszeniu i uszkodzeniom spowodowanym lampą chirurgiczną.</li>
	<li>Przez cały czas trwania operacji należy w sposób ciągły dostarczać tlen przez maskę na twarz, monitorować temperaturę ciała i dostarczać ciepło za pomocą poduszki grzewczej, utrzymując normotermię.</li>
	<li>Monitoruj w sposób ciągły inne parametry życiowe (puls i wzdęcie oddechu, tętno i częstość oddechów oraz nasycenie tlenem).</li>
</ol>
2. Faza operacyjna - wstrzyknięcie znacznika komórkowego
UWAGA: Szczegółowe podejście chirurgiczne w modelu mikrochirurgicznego tętniaka ściany bocznej szczura z Helsinek9 oraz techniki implantacji cewki i stentu są opisane gdzie indziej8,10,11.
<ol>
	<li>Znacznik komórek fluorescencyjnych lipofilowych należy przechowywać przez cały czas w temperaturze ≤ -20 °C, chroniąc przed światłem.</li>
	<li>Operację należy wykonać, przygotowując aortę szczura i żyłę główną, a następnie oddzielenie obu, a także proksymalne i dystalne tymczasowe zaciśnięcie aorty. 
	UWAGA: Ta technika została opisana wcześniej9.
	<ol>
		<li>Zaciśnij bliższą i dalszą część aorty za pomocą dwóch tymczasowych klipsów tytanowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść jeden mikrowacik z fioletową wyściółką pod bliższą i dalszą częścią aorty, aby uzyskać lepszą wizualizację tętnicy.</li>
	<li>Teraz chroń brzuch mokrą gazą.</li>
	<li>W dniu operacji rozpuścić 2 μl znacznika komórkowego przez pipetowanie w 1 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).</li>
	<li>Przenieść mieszaninę do strzykawki o pojemności 1 ml wyposażonej w sterylną kaniulę 27-1/2 G (0,4 x 13 mm). 
	UWAGA: Uważaj, aby unikać ekspozycji na światło podczas wykonywania kroków 2.5 i 2.6.</li>
	<li>Wyłącz światło na sali operacyjnej. Patrząc pod mikroskop, wykonaj jednopunktowe wstrzyknięcie w środkową brzuszną część aorty za pomocą mikrokleszczyków i ostrożnie wstrzyknij 1 ml heparynizowanego 0,9% roztworu soli fizjologicznej.</li>
	<li>Ostrożnie wstrzyknąć znacznik komórek (Wideo 1) i natychmiast wyłączyć również mikroskop operacyjny. Ponownie zabezpiecz brzuch mokrą gazą.</li>
	<li>Pozostaw barwnik do inkubacji przez co najmniej 15 minut. Po okresie inkubacji włącz mikroskop i oświetlenie sali operacyjnej.</li>
	<li>Wykonaj arteriotomię podłużną i zszycie tętniaka, zgodnie z opisem w innym miejscu11.
	<ol>
		<li>Do wykonania arteriotomii użyj mikrokleszczyków i mikronożyczek tak, aby jej długość była średnia ze średnicą pobranego tętniaka (krok 1.3). Aby zapewnić prawidłową długość, przed wykonaniem arteriotomii umieść tętniaka obok aorty. Zszyj tętniaka za pomocą 8-10 pojedynczych szwów za pomocą niewchłanialnego szwu 10-0 i ostrożnie usuń tymczasowe zaciski - zaczynając dystalnie - pod ciągłym nawadnianiem heparynizowaną solą fizjologiczną. Zamknij ranę warstwowo. Należy pamiętać, że gęstość upakowania cewki wynosi 1 cm. 
		UWAGA: Technika implantacji cewki lub stentu została opisana w innym miejscu8,10.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Monitorowanie fazy pooperacyjnej i opieka przeciwbólowa
<ol>
	<li>Pod koniec zabiegu należy odwrócić znieczulenie za pomocą mieszaniny do wstrzykiwań SC zawierającej buprenorfinę 0,05 mg/kg, atipamezol 0,75 mg/kg i flumazenil 0,2 mg/kg. Pozwól każdemu operowanemu zwierzęciu dojść do siebie w czystej klatce, aż całkowicie się obudzi i ogrzeje się, w razie potrzeby, za pomocą lampy grzewczej.</li>
	<li>Przez 3 dni podawać 1 mg/kg meloksykamu (jedno wstrzyknięcie lub doustnie na dobę) i buprenorfinę (0,05 mg/kg cztery razy dziennie) podskórnie. Przez noc podawać buprenorfinę w sposób ciągły w wodzie do picia w tej samej dawce: 6 ml buprenorfiny 0,3 mg/ml, 360 ml wody pitnej, 10 ml 5% glukozy.</li>
	<li>W bezpośredniej fazie pooperacyjnej każde zwierzę należy umieścić w jednej klatce w celu ochrony. Przegrupuj zwierzęta po 24 godzinach.</li>
	<li>Jeśli którykolwiek szczur wykazuje niespokojne lub agresywne zachowanie po wstrzyknięciu SC, należy podać buprenorfinę w wodzie do picia w ciągu dnia.</li>
	<li>Zapewnij miękką paszę na podłodze klatki, aby wspomóc karmienie i powrót do zdrowia po operacji.</li>
	<li>Obserwuj i opiekuj się wszystkimi zwierzętami zgodnie z arkuszem oceny dobrostanu i bólu.</li>
	<li>W razie potrzeby należy podać doraźną analgezję SC (meloksykam 1 mg/kg i 0,05 mg/kg buprenorfiny).</li>
</ol>

<ol><li>Vergouwen, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Definition+of+delayed+cerebral+ischemia+after+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage+as+an+outcome+event+in+clinical+trials+and+observational+studies%3A+proposal+of+a+multidisciplinary+research+group%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group.</a> Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).</li>
<li>Macdonald, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preventing+vasospasm+improves+outcome+after+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%3A+rationale+and+design+of+CONSCIOUS-2+and+CONSCIOUS-3+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocritical+Care%22%5BJournal%5D)">Preventing vasospasm improves outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: rationale and design of CONSCIOUS-2 and CONSCIOUS-3 trials.</a> Neurocritical Care. 13 (3), 416-424 (2010).</li>
<li>Wanderer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Levosimendan+as+a+therapeutic+strategy+to+prevent+neuroinflammation+after+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurointerventional+Surgery%22%5BJournal%5D)">Levosimendan as a therapeutic strategy to prevent neuroinflammation after aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Neurointerventional Surgery. , (2021).</li>
<li>Wanderer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aspirin+treatment+prevents+inflammation+in+experimental+bifurcation+aneurysms+in+New+Zealand+White+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurointerventional+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits.</a> Journal of Neurointerventional Surgery. 14 (2), 189-195 (2021).</li>
<li>Gruter, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+neointima+formation+after+coil+or+stent+treatment+in+a+rat+saccular+sidewall+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model.</a> Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).</li>
<li>Kilkenny, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+research%3A+reporting+in+vivo+experiments%3A+the+ARRIVE+guidelines%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines.</a> British Journal of Pharmacology. 160 (7), 1577-1579 (2010).</li>
<li>Tornqvist, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategic+focus+on+3R+principles+reveals+major+reductions+in+the+use+of+animals+in+pharmaceutical+toxicity+testing%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing.</a> PLoS One. 9 (7), 101638(2014).</li>
<li>Nevzati, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aneurysm+wall+cellularity+affects+healing+after+coil+embolization%3A+assessment+in+a+rat+saccular+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurointerventional+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aneurysm wall cellularity affects healing after coil embolization: assessment in a rat saccular aneurysm model.</a> Journal of Neurointerventional Surgery. 12 (6), 621-625 (2020).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Helsinki+rat+microsurgical+sidewall+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).</li>
<li>Nevzati, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biodegradable+magnesium+stent+treatment+of+saccular+aneurysms+in+a+rt+model+-+introduction+of+the+surgical+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rt model - introduction of the surgical technique.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).</li>
<li>Gruter, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+bioresorbable+stent+feasibility+in+a+rat+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurointerventional+Surgery%22%5BJournal%5D)">Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model.</a> Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).</li>
<li>Kadirvel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+mechanisms+of+aneurysm+occlusion+after+treatment+with+a+flow+diverter%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Cellular mechanisms of aneurysm occlusion after treatment with a flow diverter.</a> Radiology. 270 (2), 394-399 (2014).</li>
<li>Li, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+progenitor+cells+contribute+to+neointima+formation+in+rabbit+elastase-induced+aneurysm+after+flow+diverter+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neuroscience+%26+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Endothelial progenitor cells contribute to neointima formation in rabbit elastase-induced aneurysm after flow diverter treatment.</a> CNS Neuroscience & Therapeutics. 19 (5), 352-357 (2013).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraluminal+cell+transplantation+prevents+growth+and+rupture+in+a+model+of+rupture-prone+saccular+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms.</a> Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).</li>
<li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+mural+and+bone+marrow-derived+neointimal+cells+to+thrombus+organization+and+wall+remodeling+in+a+microsurgical+murine+saccular+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model.</a> Neurosurgery. 58 (5), 936-944 (2006).</li>
<li>Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recurrence+of+endovascularly+and+microsurgically+treated+intracranial+aneurysms-review+of+the+putative+role+of+aneurysm+wall+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgical+Review%22%5BJournal%5D)">Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology.</a> Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).</li>
<li>Frosen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smooth+muscle+cells+and+the+formation%2C+degeneration%2C+and+rupture+of+saccular+intracranial+aneurysm+wall--a+review+of+current+pathophysiological+knowledge%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall--a review of current pathophysiological knowledge.</a> Translational Stroke Research. 5 (3), 347-356 (2014).</li>
<li>Fang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow-derived+endothelial+progenitor+cells+are+involved+in+aneurysm+repair+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Bone marrow-derived endothelial progenitor cells are involved in aneurysm repair in rabbits.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 19 (9), 1283-1286 (2012).</li>
<li>Morel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex-related+differences+in+wall+remodeling+and+intraluminal+thrombus+resolution+in+a+rat+saccular+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Sex-related differences in wall remodeling and intraluminal thrombus resolution in a rat saccular aneurysm model.</a> Journal of Neurosurgery. , 1-14 (2019).</li>
<li>Gruter, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+video+angiography+for+evaluation+of+dynamic+perfusion+status+in+an+aneurysm+preclinical+experimental+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Operative+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting.</a> Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).</li>
<li>Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+extracranial+aneurysm+models+for+the+study+and+treatment+of+brain+aneurysms%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).</li>
<li>Ravindran, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+action+and+biology+of+flow+diverters+in+the+treatment+of+intracranial+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Mechanism of action and biology of flow diverters in the treatment of intracranial aneurysms.</a> Neurosurgery. 86, Suppl 1 13-19 (2020).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+mural+cells+leads+to+wall+degeneration%2C+aneurysm+growth%2C+and+eventual+rupture+in+a+rat+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model.</a> Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).</li>
<li>Morosanu, C. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurosurgical+cadaveric+and+in+vivo+large+animal+training+models+for+cranial+and+spinal+approaches+and+techniques+-+systematic+review+of+current+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia+i+Neurochirurgia+Polska%22%5BJournal%5D)">Neurosurgical cadaveric and in vivo large animal training models for cranial and spinal approaches and techniques - systematic review of current literature.</a> Neurologia i Neurochirurgia Polska. 53 (1), 8-17 (2019).</li>
<li>Wanderer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+pouch+microsurgical+bifurcation+aneurysm+model+in+the+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).</li>
</ol>

Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przebieg prezentowanego badania i deklarują brak sprzecznych interesów.

Badanie to pokazuje, że w tworzeniu neointimy pośredniczą komórki śródbłonka pochodzące z tętnicy macierzystej kompleksu tętniaka, ale jest wspierane przez rekrutację komórek pochodzących ze ściany tętniaka w tętniakach życiowych. Niemniej jednak rola krążących komórek progenitorowych w gojeniu tętniaka pozostaje kontrowersyjna12,13. Ogólnie rzecz biorąc, 31 samców szczurów Lewisa zostało włączonych do tego badania; Tylko 4 osoby zmarły przedwcześnie (śmiertelnoś...

Krwotok podpajęczynówkowy spowodowany pęknięciem tętniaka wewnątrzczaszkowego (IA) jest wyniszczającym schorzeniem neurochirurgicznym związanym z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością1,2,3,4. Oprócz klipsów mikrochirurgicznych, które zapewniają bezpośredni kontakt śródbłonka ze śródbłonkiem, w ciągu ostatnich dziesięcioleci coraz większe znaczenie mają urządzenia wewnątrznaczyniowe w leczeniu pękniętych i przypadkowo wykrytych IA. Odpowiedź lecznicza w IAs leczonych wewnątrznaczyniowo zależy głównie od tworzenia się neointima i organizacji skrzepliny. Oba są procesami synergicznymi, zależnymi od migracji komórek z sąsiedniego naczynia i ściany tętniaka. 5 Do tej pory pochodzenie komórek śródbłonka w powstawaniu neointima tętniaków leczonych wewnątrznaczyniowo pozostaje niejasne. W literaturze toczy się dyskusja na temat źródła, z którego rekrutowane są komórki tworzące neointimę.
Używając iniekcji barwnika CM-Dil za pomocą znacznika komórkowego (patrz Tabela materiałów) w aorcie brzusznej szczurów, mieliśmy na celu analizę roli komórek śródbłonka, pochodzących z tętnicy macierzystej, w tworzeniu neointima w dwóch różnych punktach czasowych FU (dzień 7 i dzień 21) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Zaletą modelu jest bezpośrednia miejscowa inkubacja znacznika komórkowego in vivo w tętnicy macierzystej przed założeniem szwu tętniaka, co pozwala na FU w późniejszych punktach czasowych. Techniki iniekcji in vivo, takie jak inkubacja znaczników komórkowych, nie zostały opisane w literaturze. Zaletą tej techniki jest bezpośrednie, jednopunktowe, śródoperacyjne wstrzyknięcie in vivo, co sprawia, że model jest solidny i powtarzalny.

<table><tbody><tr><td>Szew wchłanialny 3-0</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>VCP428G</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny 4-0</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>G0762563</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny 6-0</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>C0766070</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny 9-0</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>G1111140</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezol</td><td>Arovet AG, Szwajcaria</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtr pasmowo-przepustowy niebieski</td><td>Thorlabs</td><td>FD1B</td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Filtr pasmowo-przepustowy zielony</td><td>Thorlabs</td><td>FGV9</td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td><td></td> bipolarne <td>dowolna inna</td></tr><tr><td>Reflektor</td><td></td><td></td> rowerowy <td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Tablica (20 x 10 cm)</td><td></td><td></td><td>dowolna inna</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Indivior, Szwajcaria</td><td>1014197</td><td></td></tr><tr><td>Aparat Sony</td><td>NEX-5R, Sony, Tokio, Japonia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaniula (27-1/2 G)</td><td></td><td></td><td>dowolne inne</td></tr><tr><td>oprogramowanie do liczenia komórek</td><td>Image-J wersja 1.52n, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>CellTracker CM-Dil dye</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC, USA</td><td>C7000</td><td></td></tr><tr><td>Cewka</td><td>Styker, Kalamazoo, MI, Stany Zjednoczone</td><td></td><td>2 cm Target 360 TM Ultra, średnica 2 mm</td></tr><tr><td>Dezynfekcja</td><td></td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Lubrykant</td><td></td><td></td> do oczu <td>każdy inny</td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Sintetica, S.A., Szwajcaria</td><td>98683</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Flumazenil</td><td>Labatec-Pharma, Switerzland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoresceine</td><td>Curatis AG</td><td>5030376</td><td>dowolny </td></tr><tr><td>ogólny mikroskop fluorescencyjny</td><td>Olympus BX51, Hamburg, Niemcy; Oprogramowanie do obrazowania Cell Sens Dimension v1.8</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maska</td><td></td><td></td> foliowa <td>dowolna inna</td></tr><tr><td>glukoza (5%)</td><td></td><td></td><td>dowolna inna</td></tr><tr><td>poduszka grzewcza</td><td>Homeotermiczna jednostka sterująca, Harvard, Edenbridge, Anglia</td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>izotoniczny roztwór chlorku sodu (0,9%)</td><td>Fresenius KABI</td><td>336769</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>izofluran</td><td></td><td></td><td>wszelkie generyczne</td></tr><tr><td>Longuettes</td><td></td><td></td><td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>P7626406</td><td>każdy generyczny</td></tr><tr><td>Medetomidine</td><td>Virbac, Szwajcaria</td><td>QN05CM91</td><td></td></tr><tr><td>Mikro uchwyt</td><td></td><td></td> na igły <td>każdy inny</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Roche, Szwajcaria</td><td></td><td></td></tr><tr><td>System</td> <td>monitorowaniaStarr Life Sciences Corp., 333 Allegheny Ave, Oakmont, PA 15139, Stany</td><td></td><td></td>Zjednoczone</tr><tr><td>Uchwyt</td><td></td><td></td> na igłę <td>dowolna inna</td></tr><tr><td>maska</td><td></td><td></td> O2-Face <td>każda inna</td></tr><tr><td>mikroskop operacyjny</td><td>OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcy</td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Tlen</td><td></td><td></td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Sonda</td><td></td><td></td> temperatury <td>doodbytnicy dowolna inne</td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>210</td><td>każda inna</td></tr><tr><td>golarka</td><td></td><td></td> dla małych zwierząt <td>każdy inny</td></tr><tr><td>smartfon</td><td></td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Dodecylosiarczan sodu (0,1%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>11667289001</td><td></td></tr><tr><td>Miękka karma</td><td>Emeraid Omnivore</td><td></td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td><td></td> <td>do tkanek miękkichkażdy inny</td></tr><tr><td>rozsiewacz</td><td></td><td></td> tkanek miękkich, <td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>miski gąbczaste ze stali nierdzewnej,</td><td></td><td></td><td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>urządzenia do stentów</td><td>Biotroni, B&uuml; lach, Szwajcaria</td><td></td><td>zmodyfikowane urządzenie magmaris, AMS z powłoką polimerową, długość 6 mm, średnica 2 mm</td></tr><tr><td>Sterylne mikrowaciki</td><td></td><td></td><td>dowolne inne</td></tr><tr><td>Mikrokleszcze</td><td></td><td></td> proste i zakrzywione <td>dowolne inne</td></tr><tr><td>Nożyczki proste i zakrzywione</td><td></td><td></td><td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>Kleszcze proste i zakrzywione</td><td>wszelkie inne</td>Serweta <td></td><td></td></tr><tr><td>chirurgiczna</td><td></td><td></td><td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>nożyczki</td><td></td><td></td> chirurgiczne <td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>strzykawki 1 ml, 2 ml i 5 ml</td><td></td><td></td><td>każda inna</td></tr><tr><td>taśma</td><td></td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>aplikator do klipsów naczyniowych</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>FT495T</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil titan standardowy klips (2x)</td><td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Szwajcaria</td><td>FT242T</td><td>tymczasowy</td></tr></tbody></table>

wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura

Using a Cell-Tracer Injection to Investigate the Origin of Neointima-Forming Cells in a Rat Saccular Side Wall Model

Mikrochirurgiczne przycinanie tworzy kolejną barierę przepływu krwi do tętniaków wewnątrzczaszkowych, podczas gdy leczenie wewnątrznaczyniowe opiera się na tworzeniu neointimy i skrzepliny. Źródło komórek śródbłonka pokrywających warstwę śródbłonka neointima pozostaje niejasne. W związku z tym celem niniejszego badania było zbadanie pochodzenia komórek tworzących neointimę po wstrzyknięciu znacznika komórkowego w dobrze już znanym modelu mikrochirurgicznego tętniaka ściany bocznej szczurów z Helsinek.
Tętniaki ściany bocznej powstały poprzez zszycie pozbawionych komórek lub ważnych worków tętniczych od końca do boku do aorty u samców szczurów Lewisa. Przed arteriotomią z założeniem szwu tętniaka do zaciśniętej aorty wykonano wstrzyknięcie znacznika komórkowego zawierającego barwnik CM-Dil w celu oznaczenia komórek śródbłonka w sąsiednim naczyniu i śledzenia ich proliferacji podczas obserwacji (FU). Leczenie, po którym następuje zwijanie (n = 16) lub stentowanie (n = 15). W FU (7 dni lub 21 dni) wszystkie szczury poddano angiografii fluorescencyjnej, a następnie pobraniu tętniaka oraz ocenie makroskopowej i histologicznej z immunohistologiczną liczbą komórek dla określonych regionów zainteresowania. 
Żaden z 31 tętniaków nie pękł podczas obserwacji. Cztery zwierzęta zmarły przedwcześnie. Makroskopowo resztkową perfuzję zaobserwowano u 75,0% szczurów zwiniętych i 7,0% szczurów ze stentami. Ilość komórek dodatnich w znaczniku komórkowym była znacznie zwiększona w stentach zdecellularyzowanych w porównaniu ze zwiniętymi tętniakami w odniesieniu do skrzepliny w dniu 7 (p = 0,01) i neointimy w dniu 21 (p = 0,04). Nie stwierdzono istotnych różnic w zakrzepach lub neointimie w tętniakach życiowych. 
Te wyniki potwierdzają gorsze wzorce gojenia u tętniaków zwijanych w stentach w porównaniu do tętniaków ze stentami. Tworzenie się neointima wydaje się szczególnie zależne od tętnicy macierzystej w tętniakach pozbawionych komórek, podczas gdy jest wspierane przez rekrutację z komórek ściany tętniaka w ważnych ścianach bogatych w komórki. Jeśli chodzi o translację, leczenie stentem może być bardziej odpowiednie w przypadku silnie zwyrodnienionych tętniaków, podczas gdy samo zwijanie może być odpowiednie w przypadku tętniaków z przeważnie zdrowymi ścianami naczyń.

W warunkach laboratoryjnych objęto badaniem łącznie 31 zwierząt: 27 szczurów włączono do końcowej analizy statystycznej; 4 szczury zdechły przedwcześnie (wskaźnik śmiertelności 12,9%). Śródoperacyjnie rozszerzenie oddechowe było istotnie (p = 0,03) mniejsze u szczurów z implantem stentu (12,9 μm ± 0,7) w porównaniu do szczurów leczonych spiralą (13,5 μm ± 0,6). Każdemu szczurowi pod koniec końcowego okresu obserwacji wykonano angiografię fluorescencyjną. Reperfuzja wystąpiła u wszystkich 6 zwierząt leczonych spi...

Przeprowadziliśmy jednopunktowe, lipofilowe wstrzyknięcie znacznika komórkowego w celu śledzenia komórek śródbłonka, a następnie arteriotomię i zszycie tętniaków ściany bocznej na aorcie szczura w jamie brzusznej. Tworzenie się neointima wydawało się zależne od tętnicy macierzystej w tętniakach pozbawionych komórek i było promowane przez rekrutację z komórek ściany tętniaka w ważnych ścianach bogatych w komórki.

Wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura

Microsurgical clipping creates a subsequent barrier of blood flow into intracranial aneurysms, whereas endovascular treatment relies on neointima and ...

Korzystając z bezpośredniego zastosowania znacznika komórek wewnątrzaortalnych, możemy przeanalizować rolę komórek śródbłonka pochodzących z tętnicy macierzystej w tworzeniu się neointima w dwóch różnych punktach czasowych. Dużą zaletą tej techniki jest bezpośrednie, jednopunktowe, interpretacyjne wstrzyknięcie in vivo, co sprawia, że model ten jest solidną i powtarzalną techniką. Przed zabiegiem należy inkubować worki tętnicze od szczurów dawców w 0,1% dodecylosiarczanie sodu przez 10 godzin w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aby uzyskać tętniaki pozbawione komórek.Woreczki te należy pobrać od zwierząt dawców na kilka dni przed zabiegiem. Na początek przeanalizuj zachowanie zwierzęcia i sprawdź błony śluzowe i turgor w ramach przedoperacyjnego badania klinicznego. Zapisz wagę każdego zwierzęcia.W celu indukcji znieczulenia umieść wszystkie szczury w czystym pudełku wyposażonym w tlen do utraty przytomności po pięciu do 10 minutach. Sprawdź głębokość znieczulenia przy braku odruchu wycofania pedału. Ułóż szczury w pozycji leżącej na plecach i ogol okolicę piersiowo-brzuszną golarką elektryczną.Za pomocą taśmy przymocuj łapy szczura do deski pokrytej poduszką grzewczą podłączoną do samoregulującej sondy doodbytniczej. Włóż sondę doodbytniczą do odbytu szczura, aby utrzymać żądaną temperaturę 37 stopni Celsjusza za pomocą poduszki grzewczej. Następnie zainstaluj czujnik na prawej tylnej nodze podłączony do skomputeryzowanego systemu do śródoperacyjnej kontroli parametrów życiowych.W celu pielęgnacji okołoestetycznej nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy i przykryj je nieprzezroczystą maską foliową, aby zapobiec wysuszeniu i uszkodzeniom spowodowanym lampą chirurgiczną. Zdezynfekuj pole operacyjne jodowidonem i ułóż pole operacyjne w sterylny sposób. Umieść mikrowacik z fioletową wyściółką pod bliższą i dalszą częścią aorty, aby lepiej uwidocznić tętnicę, gdy tylko zostanie oddzielona od żyły głównej.Następnie zabezpiecz brzuch białą gazą. W dniu operacji rozpuścić dwa mikrolitry znacznika komórkowego, pipetując jeden mililitr PBS. Przenieść mieszaninę do jednomililitrowej strzykawki wyposażonej w kaniulę.Wyłącz światło na sali operacyjnej. Za pomocą mikroskopu wykonaj jednopunktowe wstrzyknięcie w środkową brzuszną część aorty za pomocą mikrokleszczyków i ostrożnie wstrzyknij jeden mililitr heparynizowanego 0,9% roztworu soli fizjologicznej. Ostrożnie wstrzyknąć znacznik komórek i natychmiast wyłączyć również mikroskop operacyjny.Ponownie zabezpiecz brzuch mokrą gazą. Pozostaw barwnik do inkubacji przez co najmniej 15 minut. Następnie włącz mikroskop i oświetlenie sali operacyjnej.Za pomocą mikrokleszczyków i mikronożyczek wykonaj arteriotomię podłużną tak, aby jej długość była równa średnicy pobranego tętniaka. Umieść tętniaka obok aorty przed wykonaniem arteriotomii, aby zapewnić odpowiednią długość. Zszyj tętniaka ośmioma do 10 pojedynczymi szwami za pomocą niewchłanialnego szwu 10-0.Przed ostatnim ściegiem dostarczyć cewkę o gęstości upakowania jednego centymetra. W tym modelu można wykonać leczenie cewką lub stentem. Następnie ostrożnie usuń tymczasowe zaciski, zaczynając dystalnie, pod ciągłym nawadnianiem heparynizowaną solą fizjologiczną.Zamknij ranę warstwowo. Pod koniec zabiegu należy odwrócić znieczulenie za pomocą wstrzyknięcia podskórnego. Pozwól każdemu operowanemu zwierzęciu dojść do siebie w czystej klatce, aż całkowicie się obudzi i ogrzeje w razie potrzeby za pomocą lampy grzewczej.Wyciągnięte wyjściowe objętości tętniaka w siódmym i 21 dniu nie różniły się istotnie w przypadku tętniaków pozbawionych komórek lub żywotnych między grupami leczonymi cewką lub stentem. Pobrane objętości FU dla tętniaków zdecellularnych wykazały nieistotny wzrost tętniaka w tętniakach zwiniętych w porównaniu ze stantami. Objętość wyciągniętego FU była znacznie większa w grupie zwiniętej niż w grupie ze stentem.Ilości komórek dodatnich w neoincieli tętniaków pozbawionych komórek nie różniły się istotnie między grupami leczonymi stentem lub zwijakiem w siódmym dniu FU, ale były znacznie wyższe u szczurów ze stentami w dniu 21 FU.No znaczące różnice odnotowano u szczurów zszytych tętniakiem życiowym po siedmiu dniach lub 21 dniach FU.In tętniakach bez komórek po siedmiu dniach FU, Istotnie więcej komórek dodatnich pod względem znacznika komórkowego pozostało w skrzeplinie osoby leczonej stentem w porównaniu z grupą leczoną cewką. Różnicy tej nie zaobserwowano w tętniakach życiowych po siedmiu dniach FU. Pamiętaj, aby zawsze wyłączać światła na sali operacyjnej przed wstrzyknięciem znacznika komórkowego, aby zapobiec blaknięciu. Pozwól również inkubować barwnik przez co najmniej 15 minut.

using-cell-tracer-injection-to-investigate-origin-neointima-forming

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym materiale wideo przedstawiono sposób wykorzystania niedrogiego i niezawodnego modelu przedklinicznego do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych rozwoju restenozy wewnątrzstentowej. Zaprezentowano również podłużny monitoring in vivo z wykorzystaniem OCT (optycznej koherentnej tomografii) oraz analizę obrazów OCT.

Obrazowanie restenozy wewnątrzstentowej: niedrogi, niezawodny i szybki model przedkliniczny

W badaniach nad ostrym uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym oraz przewlekłym przebudowywaniem serca u myszy, w wymiarze czasowym nanosi się liczne manipulacje genetyczne i/lub wewnątrzmięśniowe iniekcje genów, białek, komórek i/lub biomateriałów. Niniejsze wideo ilustruje mikrosurgicalne procedury stosowane w badaniach nad niedokrwieniem/reperfuzją, trwałą ligacją tętnicy wieńcowej oraz iniekcjami wewnątrzmięśniowymi.

Podwiązanie tętnicy wieńcowej i wtryskiwanie domięśniowe w mysim modelu zawału

Opisano model implantacji stentu w tętnicy szyjnej myszy. W porównaniu z innymi podobnymi metodami, procedura ta jest bardzo szybka, prosta i dostępna, oferując możliwość zbadania w wygodny sposób reakcji ściany naczyniowej na różne stenty uwalniające leki oraz molekularnych mechanizmów restenozy.

Mysi model implantacji stentu w tętnicy szyjnej do badania restenozy

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego w mysich modelach chorób sercowo-naczyniowych, takich jak nadciśnienie czy zawał mięśnia sercowego, jest szeroko stosowane do testowania potencjału terapeutycznego różnych typów komórek w badaniach regeneracyjnych. Dlatego szczegółowy opis i przejrzysta wizualizacja tego zabiegu chirurgicznego pomogą określić ograniczenia i zalety analiz terapeutycznych komórek sercowo-naczyniowych u małych gryzoni.

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego: obserwacje w mysich sercach

Funkcja komórek naczyniowych zależy od aktywności przekaźników wewnątrzkomórkowych.  Opisana jest metoda obrazowania dwufotonowego ex vivo, która umożliwia pomiar wewnątrzkomórkowych poziomów wapnia i tlenku azotu w odpowiedzi na bodźce fizjologiczne i farmakologiczne w poszczególnych komórkach śródbłonka i mięśni gładkich izolowanej aorty.

Obrazowanie dwufotonowe wewnątrzkomórkowego obchodzenia się z Ca2+ i produkcji tlenku azotu w komórkach śródbłonka i mięśni gładkich izolowanej aorty szczurzej

Opisany poniżej model uszkodzenia balonu szyjnego u szczura pozwala badaczom ocenić leki lub terapie, które negują przerost tętnic wywołany urazem. Opisano szczegółowe przygotowanie przedoperacyjne, zabieg chirurgiczny i opiekę pooperacyjną nad zwierzęciem.

Model uszkodzenia balonu szyjnego szczura do testowania terapii przeciwnaczyniowej

Nowatorskie strategie terapeutyczne w medycynie regeneracyjnej serca wymagają obszernych i szczegółowych badań na dużych przedklinicznych modelach zwierzęcych, zanim będą mogły być rozważane do zastosowania u ludzi. W tym miejscu demonstrujemy technikę przezskórnego wstrzykiwania domięśniowego do mięśnia sercowego pod kontrolą echokardiografii kontrastowej u królików, która jest cenna dla hipotezy testującej skuteczność takich nowatorskich terapii.

Przezskórna iniekcja domięśniowa pod kontrolą echokardiografii z kontrastem i dostarczanie komórek w dużym modelu przedklinicznym

Proponujemy ustandaryzowany protokół do scharakteryzowania składu komórkowego późnych zmian miażdżycowych u myszy, w tym systematyczne metody preparacji zwierząt, osadzania tkanek, cięcia, barwienia i analizy tętnic ramienno-głowowych od myszy śledzących linię komórek mięśni gładkich w atheroprone.

Analiza ilościowa składu komórkowego w zaawansowanych zmianach miażdżycowych myszy śledzących linię komórek mięśni gładkich

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

Ta metoda eliminuje wszelkie większe zakłócenia podczas iniekcji komórkowych spowodowane przez roztwór zawiesiny komórek.

Nowatorska metoda wstrzykiwania komórek z minimalną inwazją

Ten artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat zoptymalizowanego protokołu wstrzykiwań domięśniowych pod kontrolą echokardiografii w szczurzych modelach zawału mięśnia sercowego przy użyciu igły 29 G x 88 mm. Technika ta zapewnia solidne, precyzyjne i powtarzalne dostarczanie środków terapeutycznych bezpośrednio do strefy okołozawałowej.

Iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego

Poznaj metodę iniekcji znacznika komórkowego do badania pochodzenia komórek śródbłonka w neointymie. Technika ta umożliwia analizę dynamiki komórkowej w modelu tętniaka u szczura.

Wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura (Wideo) | JoVE Journal

Wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura

Przeglądaj więcej filmów