Name: Heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-13T12:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 15 s
Description: Poznaj technikę mikrochirurgicznego przeszczepu krtani u myszy. Model heterotopowy umożliwia łatwe i niskokosztowe badania immunologiczne odrzucania przeszczepu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Randallowi Raishowi za doskonałą pomoc w filmowaniu i edycji.

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z zaleceniami Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Myszy BalbC (w wieku 10-12 tygodni) wykorzystano jako dawców, a myszy C57 / BL6 (w wieku 10-12 tygodni) wykorzystano jako biorców, ponieważ ich główne kompleksy zgodności tkankowej, odpowiednio H-2Db i H-2Kb, są immunologicznie niezgodne, a zatem odpowiedź immunologiczna na przeszczep może być dalej badana. Wszystkie narzędzia używane podczas operacji zostały wysterylizowane (patrz rysunek uzupełniający S1 i rysunek uzupełniający S2), a pole operacyjne było utrzymywane w sterylności przez cały czas trwania protokołu zgodnie z instrukcjami IACUC.
1. Chirurgia dawcy i pobieranie przeszczepów
<ol>
	<li>Wstrzyknąć dawcy buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (3,25 mg/kg masy ciała podskórnie) na 30 minut przed rozpoczęciem zabiegu. Umieść mysz w pudełku do znieczulenia gryzoni w celu indukcji znieczulenia przy 3% izofluranie dostarczanym z przepływem 1 l/minO2. Po całkowitym znieczuleniu zwierzęcia przenieś mysz do obszaru golenia i podaj 1,5% izofluranu z przepływem 1 l/minO2 w celu podtrzymania znieczulenia. Potwierdź głębokość znieczulenia szczyptą palca u nogi.</li>
	<li>Ogol klatkę piersiową i szyję myszy aż do linii żuchwy i nałóż krem do depilacji. Po 30 s zetrzyj krem sterylnym gazikiem zwilżonym wodą i przenieś mysz na pole operacyjne.</li>
	<li>Nałóż smar do oczu myszy. Umieść mysz na udrapowanej dodatkowej poduszce grzewczej, aby zapewnić odpowiednią temperaturę ciała.</li>
	<li>Unieruchomić mysz, trzykrotnie przygotować obszar operacyjny jodonem powidonu i alkoholem, a następnie udrapować mysz. 
	UWAGA: Sprawdź głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi i utrzymuj znieczulenie na poziomie 1,5% izofluranu i przepływu 1 l/minO2 przez maskę na twarz przez cały zabieg.</li>
	<li>Wykonaj małe poziome nacięcie tuż nad wcięciem nadmostkowym. Za pomocą cienkich nożyczek podnieś skórę obustronnie przez to nacięcie aż do żuchwy. Wytnij odcinek skóry w kształcie trapezu, co powoduje odsłonięcie obustronnych gruczołów ślinowych, mięśni mostkowo-sutkowych, mięśni dwubrzuścowych i górnej części mostka (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Wytnij obustronne gruczoły ślinowe za pomocą kauteryzacji w górnej części, w której uwidoczniona jest mała żyła biegnąca przez gruczoł (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A). 
	UWAGA: Jeśli nie zachowa się ostrożności w celu kauteryzacji naczynia przed usunięciem gruczołu, na tym etapie można napotkać znaczne krwawienie.</li>
	<li>Delikatnie cofnij tkankę limfatyczną i tłuszczową na boki, aby odsłonić mięśnie mostkowo-sutkowe i paskowe. Wypreparuj obustronne mięśnie mostkowo-sutkowe z otaczających tkanek i cofnij je na boki za pomocą retraktorów. 
	UWAGA: Ten manewr w pełni odsłoni kompleks LTE z mięśniami pasowymi i zapewni wygodną przestrzeń roboczą do rozwarstwienia tętnic szyjnych (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej między mięśniami paska i wytnij je obustronnie, uważając, aby nie uszkodzić leżącej poniżej tarczycy i pozostawiając ją na kompleksie LTE. 
	UWAGA: Po tym kroku obustronne tętnice szyjne powinny być widoczne (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C).</li>
	<li>Obwodowo rozciąć wspólne tętnice szyjne do poziomu obojczyka niżej i do poziomu rozwidlenia tętnicy szyjnej powyżej. Wyciąć nerw błędny i żyłę szyjną wewnętrzną z tętnic szyjnych. Nie należy ich dołączać do zamówionego przeszczepu. 
	UWAGA: Tętnica tarczycy górna może być widoczna tuż nad rozwidleniem przemieszczającym się przyśrodkowo. Pozostaw cienką powięź otaczającą to naczynie nienaruszoną i nie próbuj jej rozcinać obwodowo. Naczynie to zapewnia przepływ krwi do kompleksu LTE i będzie służyć jako szypułka po przeszczepie. Zachowanie tego naczynia ma ogromne znaczenie.</li>
	<li>Wypreparuj tętnice szyjne wewnętrzne i zewnętrzne na tyle wysoko, aby móc się podwiązywać i dzielić. Jeśli występują trudności z wizualizacją naczyń, użyj oddzielnego zwijacza, aby cofnąć mięśnie dwubrzuścowe na boki. 
	UWAGA: Unikaj rozwarstwiania tętnicy szyjnej zewnętrznej bliżej rozwidlenia, aby zapobiec uszkodzeniu tętnicy tarczycy górnej. Na tym etapie można napotkać tętnicę potyliczną, która rozgałęzia się od tętnicy szyjnej zewnętrznej i biegnie równolegle do tętnicy szyjnej wewnętrznej, i nie należy jej mylić z tętnicą szyjną wewnętrzną, która jest większa i znajduje się głębiej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2D).</li>
	<li>Korzystanie z 8-0 szwy nylonowe, podwiązują tętnice szyjne wewnętrzne o 2 do 3 mm powyżej rozwidlenia tętnicy szyjnej. Podwiązywać tętnice szyjne zewnętrzne co najmniej 3 mm powyżej punktu rozgałęzienia tętnicy tarczycy górnej. 
	UWAGA: Po tych podwiązaniach kompleks LTE zostanie przeniesiony przez tętnice tarczycy górne do obustronnych tętnic szyjnych.</li>
	<li>Podwiązać wspólne tętnice szyjne na poziomie mostka i przeciąć wszystkie podwiązane naczynia obustronnie. Utrzymuj szypułki naczyniowe na wierzchu kompleksu LTE, aby uniknąć przypadkowego uszkodzenia podczas dalszej sekcji. Aby zapobiec wyciekowi gazu lub niezamierzonej utracie znieczulenia, upewnij się, że zwierzę zmarło przed wykonaniem jakichkolwiek cięć dróg oddechowych.</li>
	<li>Podziel mięśnie podgnykowe na poziomie kości gnykowej. Utwórz przednią pharyngotomię nieco poniżej gnyku. Przenieś nacięcie w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby lepiej uwolnić kompleks LTE.</li>
	<li>Przeciąć tchawicę poniżej piątego pierścienia tchawicy i przeprowadzić nacięcie przez przełyk w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby dolnie uwolnić kompleks LTE. Uwolnij tchawicę i przełyk od leżącej poniżej powięzi przedkręgowej z kierunku niższego do górnego. 
	UWAGA: Ustawianie szypułek naczyniowych na wierzchu kompleksu LTE, aby uniknąć przypadkowego uszkodzenia podczas dalszej sekcji.</li>
	<li>Utwórz przednią pharyngotomię nieco poniżej gnyku. Przenieś nacięcie w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby lepiej uwolnić kompleks LTE. Podziel wszelkie pozostałe przyczepy limfoidalne lub tkanki łącznej między kompleks LTE a otaczającą tkankę. Usuń graft. 
	UWAGA: Przeszczep zawiera krtań dawcy, tchawicę, tarczycę, przytarczyce, przełyk i mięśnie krtani jako jednostkę złożoną (<silna klasa="xfig">Ryc. 2E).</li>
</ol>
2. Przygotowanie do szczepienia
<ol>
	<li>Pobrany przeszczep należy umieścić na sterylnej szalce Petriego i przemyć zwykłą solą fizjologiczną, aby pozbyć się wszelkich skrzepów krwi. Za pomocą mikrokleszczyków delikatnie wydoić krew i skrzepy z obustronnych tętnic szyjnych. Rozszerz obustronne tętnice szyjne za pomocą mikrorozszerzaczy 1 mm.</li>
	<li>Za pomocą igły o sile 30 g z końcówką wstrzyknąć około 2 ml heparynizowanej soli fizjologicznej do każdej tętnicy szyjnej, aby przepłukać przeszczep. 
	UWAGA: Można zaobserwować wypłukiwanie krwi i soli fizjologicznej z przeciwległej tętnicy szyjnej i małych wolnych końców naczyń, co potwierdza nienaruszone tętnice tarczycowe górne.</li>
	<li>Wyciąć przydankę z dala od końców tętnic, aby miały czyste krawędzie do zespolenia. 
	UWAGA: Przeszczep można pozostawić w heparynizowanym roztworze soli fizjologicznej i zrobić krótką przerwę na okres do 3 godzin przed przesadzeniem go do biorcy9.</li>
</ol>
3. Operacja biorcy i zespolenie naczyń krwionośnych
<ol>
	<li>Przygotuj mysz biorcy w taki sam sposób, jak opisano dla dawcy, po etapach indukcji znieczulenia, golenia i przygotowania chirurgicznego. Wstrzyknąć mysz-biorcy podskórnie środek przeciwbólowy o przedłużonym uwalnianiu na 30 minut przed rozpoczęciem operacji.</li>
	<li>Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej rozciągające się od linii żuchwy wyżej do mostka niżej. Podnieś skórę po lewej stronie i cofnij ją na boki.</li>
	<li>Wyciąć lewy gruczoł ślinowy, kauteryzując naczynia górne, jak opisano wcześniej. Wyciąć tkankę tłuszczową i limfatyczną, dzieląc wszelkie widoczne naczynia za pomocą kauteryzacji niskotemperaturowej, uważając, aby nie uszkodzić leżącej poniżej żyły szyjnej zewnętrznej (<silna klasa = "xfig">Ryc. 3A).</li>
	<li>Rozetnij obwodowo żyłę szyjną zewnętrzną. Do zespolenia należy użyć co najmniej 5 mm wolnej długości naczynia. Użyj kauteryzacji niskotemperaturowej lub podwiązania i podziel wszelkie stosunkowo duże żyły odgałęziające się od żyły szyjnej.</li>
	<li>Wypreparuj mięsień mostkowo-sutkowy i wycofaj go na boki. Utrzymuj wyciętą żyłę chronioną za mięśniem, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu z retraktorem.</li>
	<li>Wytnij mięśnie lewego paska, aby uzyskać dostęp do tętnicy szyjnej biorcy. Obwodowo rozciąć tętnicę szyjną wspólną od obojczyka niżej aż do rozwidlenia tętnicy szyjnej powyżej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3B).</li>
	<li>Przełóż materiał tła pod zewnętrzną żyłą szyjną i nałóż podwójnie przybliżające zaciski naczyń V3.</li>
	<li>Umieść nylonowy szew 10-0 przez przednią ścianę żyły szyjnej zewnętrznej w miejscu pożądanej wenotomii i użyj tego szwu, aby pociągnąć do przodu i nacisnąć naczynie.</li>
	<li>Przytnij do szwu za pomocą mikronożyczek na tyle głęboko, aby stworzyć wenotomię z pojedynczą szczeliną o odpowiednim rozmiarze i upewnij się, że cięcie całkowicie przechodzi przez ścianę żylną.</li>
	<li>Za pomocą igły o sile 30 G z końcówką przepłukać wnętrze żyły heparynizowaną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Umieść kompleks LTE dawcy między lewą tętnicą szyjną biorcy a lewą żyłą szyjną zewnętrzną. Wyrównaj wolny koniec lewej tętnicy szyjnej dawcy w kierunku lewej żyły szyjnej zewnętrznej biorcy i ściąj końce naczyń ostrymi nożyczkami.</li>
	<li>Za pomocą czterech nylonowych szwów przerywanych 10-0 zespolenie lewa tętnica szyjna dawcy i biorca lewa żyła szyjna zewnętrzna w sposób koniec do boku.</li>
	<li>Wsuń materiał tła pod wspólną tętnicę szyjną biorcy i umieść podwójnie przybliżające zaciski naczynia A3 na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy. Wykonać arteriotomię w taki sam sposób jak w przypadku wenotomii. 
	UWAGA: Upewnij się, że arteriotomia ma ten sam rozmiar co światło tętnicy szyjnej dawcy. Jeśli jest zbyt duży, po zdjęciu klamer wystąpi obfite krwawienie. Jeśli jest zbyt mały, przepływ krwi do przeszczepu będzie utrudniony.</li>
	<li>Zespolenie prawej tętnicy szyjnej dawcy z lewą tętnicą szyjną biorcy w sposób końcowy za pomocą sześciu nylonowych szwów przerywanych 10-0. 
	UWAGA: W całym zespoleniu naczyniowym należy przestrzegać prawidłowej techniki mikrokrążenia. Przejście przez tylną ścianę powoduje znaczne zwężenie przepływu krwi, co zagraża przeżyciu przeszczepu. Ze względu na mały rozmiar naczyń, próba ponownego założenia szwów jest bardzo trudna.</li>
	<li>Usuń zaciski po stronie żylnej. W przypadku wystąpienia krwawienia należy delikatnie docisnąć bawełnianymi końcówkami.</li>
	<li>Usuń zaciski na tętnicy i natychmiast delikatnie uciskaj bawełnianymi końcówkami. 
	UWAGA: Na tym etapie spodziewane jest pewne krwawienie, które zwykle ustępuje po 1 minucie przy delikatnym ucisku.</li>
	<li>Sprawdź integralność przepływu krwi w tętnicy i żyle. 
	UWAGA: Przy nienaruszonym przepływie tętniczym zwykle obserwuje się pulsację tętnicy szyjnej dawcy, a tarczyca dawcy zmienia się z zaczerwienionego przezroczystego koloru z powrotem na pierwotny czerwonawy kolor. Można również zaobserwować czerwone zabarwienie małych naczyń na kompleksie LTE.</li>
	<li>Przepłukać pole operacyjne heparynizowaną solą fizjologiczną i zamknąć nacięcie skóry szwem monofilamentowym 5-0 w sposób ciągły. Nałóż maść z antybiotykiem lub klej do skóry na nacięcie.</li>
	<li>Wstrzyknij podskórnie 1 ml ciepłej soli fizjologicznej, aby uwzględnić utratę płynów podczas operacji.</li>
	<li>Przerwij znieczulenie i przenieś mysz do klatki rekonwalescencji. Obserwuj mysz na poduszce grzewczej, aż całkowicie się obudzi, aby uniknąć hipotermii.</li>
</ol>

<ol><li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).</li>
<li>Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+and+psychosocial+consequences+of+total+laryngectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy.</a> Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).</li>
<li>Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunomodulatory+role+of+mesenchymal+stem+cell+therapy+in+vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation.</a> Journal of Transplantation. 2016, (2016).</li>
<li>Kluyskens, P., Ringoir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Follow-up+of+a+human+larynx+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Follow-up of a human larynx transplantation.</a> Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).</li>
<li>Krishnan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+current+status+of+human+laryngeal+transplantation+in+2017%3A+A+state+of+the+field+review%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review.</a> Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).</li>
<li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).</li>
<li>Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+laryngeal+transplant+model%3A+technical+advancements+and+a+redefined+rejection+grading+system%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).</li>
<li>Shipchandler, T. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+mouse+model+for+studying+laryngeal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">New mouse model for studying laryngeal transplantation.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).</li>
<li>Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+preservation+techniques+in+a+vascularized+rat+laryngeal+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model.</a> The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).</li>
<li>Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Updates+on+larynx+cancer+epidemiology%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Journal+of+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Updates on larynx cancer epidemiology.</a> Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).</li>
<li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), (1992).</li>
<li>Work, W. P., Boles, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larynx%3A+Replantation+in+the+dog%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Otolaryngology-Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Larynx: Replantation in the dog.</a> Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).</li>
<li>Birchall, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model+for+experimental+revascularized+laryngeal+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation.</a> British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).</li>
<li>Nakai, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+of+laryngeal+transplantation+with+normal+circulation+maintained+by+combination+with+the+tongue%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue.</a> Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).</li>
<li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+laryngeal+allograft+survival+using+low-dose+everolimus%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngology-Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus.</a> Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).</li>
<li>Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ten-month+laryngeal+allograft+survival+with+use+of+pulsed+everolimus+and+anti-%CE%B1%CE%B2+T-cell+receptor+antibody+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-αβ T-cell receptor antibody immunosuppression.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).</li>
<li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoy+NF-%CE%BAB+fortified+immature+dendritic+cells+maintain+laryngeal+allograft+integrity+and+provide+enhancement+of+regulatory+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Decoy NF-κB fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells.</a> The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).</li>
</ol>

Autorzy deklarują, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych. Koszty podróży i utrzymania Egehana Salepciego związane z badaniami zostały sfinansowane przez Turecką Radę Badań Naukowych i Technologicznych (TUBITAK).

Częstość występowania i częstość występowania raka krtani wzrosła odpowiednio o 12% i 24% w ciągu ostatnich trzech dekad, a wielu z tych pacjentów przechodzi laryngektomię w celu leczenia10. Procedura ta znacznie pogarsza jakość życia danej osoby, dlatego pożądane jest alternatywne leczenie. Unaczyniona kompozytowa allotransplantacja krtani może poprawić zdolność pacjenta do oddychania i mówienia; Jednak nadal potrzebne są badania, zanim technika ta będzie mogła być wykorzystana klinicznie w tej p...

Dla pacjentów cierpiących na nieodwracalne uszkodzenia krtani lub raka krtani, całkowita laryngektomia jest często jedyną opcją1. Całkowita laryngektomia pozostawia pacjentów bez zdolności do samodzielnego oddychania i mówienia, a także doświadcza stresu społecznego i psychicznego2. Pacjenci z rakiem krtani, którzy wymagają całkowitej laryngektomii, są doskonałymi potencjalnymi kandydatami do przeszczepu krtani. Chociaż przeprowadzono przeszczep krtani u człowieka w przypadku nieodwracalnego uszkodzenia krtani, obecnie unika się allotransplantacji krtani u tych pacjentów ze względu na obawę przed nawrotem nowotworu, możliwością przewlekłego odrzucenia i infekcji pochodzących od dawcy3. Immunosupresja jest główną przyczyną tych obaw. Dramatyczna strata pierwszego pacjenta po częściowym przeszczepie krtani z powodu nawrotu guza po konwencjonalnym leczeniu immunosupresyjnym jest dowodem na to, że należy opracować odpowiedni schemat immunosupresyjny przed podjęciem dalszych prób przeszczepu u pacjentów z rakiem krtani4,5.
Aby lepiej zrozumieć odpowiedź immunologiczną gospodarza na przeszczepioną krtań, pierwszy model przeszczepu krtani u szczurów został opracowany w 1992 roku przez Strome, a ulepszenia techniki chirurgicznej zostały wprowadzone w 2002 roku6,7. Chociaż model ten jest skuteczny w badaniu transplantacji krtani, brak czynników immunologicznych specyficznych dla szczurów i wyższe koszty związane z modelami szczurzymi doprowadziły do opracowania nowego modelu myszy do badania przeszczepu krtani w 2009 roku8.
Głównym zastosowaniem opisanej techniki jest badanie różnych schematów leków immunosupresyjnych w transplantacji krtani. Udoskonalenie obecnych terapii immunosupresyjnych może poszerzyć pulę kandydatów i doprowadzić do bezpiecznego przeszczepu u pacjentów z rakiem. Zaletą tego modelu mysiego jest jego opłacalność oraz szeroka dostępność danych i odczynników immunologicznych.
Zespoły pracujące nad schematami leczenia immunosupresyjnego w przypadku przeszczepu krtani mogą korzystać z tej metody do zbierania dużej ilości danych immunologicznych, a różne schematy leczenia mogą być szybko testowane i porównywane. Inne potencjalne metody leczenia, które mogą modulować odpowiedź immunologiczną na przeszczep, takie jak zastrzyki z komórek macierzystych, mogą być również testowane przy użyciu tego modelu. Wreszcie, można opracować eksperymenty w celu zaobserwowania długoterminowych ogólnoustrojowych skutków przeszczepu krtani poprzez wydłużenie okresu obserwacji.
Opisana tutaj technika wykorzystuje zespolenia od końca do boku, aby zapewnić przepływ tętniczy i żylny do heterotopowego przeszczepu krtani. Przeszczep jest kompleksem krtaniowo-tchawiczo-przełykowym (LTE) składającym się z krtani, tarczycy, przytarczyc, tchawicy i przełyku dawcy, z nienaruszonymi obustronnymi tętnicami szyjnymi i szypułkami. Jedna tętnica szyjna dawcy jest zespolena z tętnicą szyjną biorcy i zapewnia przepływ krwi tętniczej, podczas gdy druga tętnica szyjna dawcy jest zespolena z żyłą szyjną zewnętrzną biorcy i zapewnia przepływ krwi żylnej (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1).
Wprowadzono kilka modyfikacji do techniki chirurgicznej modelu szczurzego, aby zapewnić sukces w modelu mysim. Na przykład zamiast środka do wstrzykiwań zastosowano wziewny środek znieczulający, aby zwiększyć kontrolę nad głębokością znieczulenia i zmniejszyć powikłania. Ciągłe szycie stosuje się w zespoleniu tętniczo-tętniczym u szczurów; Jednak ze względu na mniejszy rozmiar naczyń myszy, jest to technicznie trudne i może powodować zwężenie naczynia Lumen7. W efekcie w modelu mysim stosuje się szwy przerywane, które skutkują poprawą drożności naczyń. Dodatkowo w modelu szczurzym szypułka tętnicy tarczycy górnej (STA) jest wycinana i wizualizowana. Biorąc pod uwagę mniejszy rozmiar STA u myszy, ta sekcja może spowodować uszkodzenie, a nawet przecięcie STA. W rezultacie nie jest preparowany w modelu myszy. Zamiast tego pobliska powięź jest zachowywana, aby zapewnić, że STA jest nienaruszona.
Główne potencjalne pułapki tej techniki obejmują uszkodzenie szypułek kompleksu LTE dawcy, wykonanie nieprawidłowo zwymiarowanej arteriotomii lub venotomii, zamknięcie naczyń w miejscach zespolenia, lub pozostawienie luk w miejscach zespolenia, które mogą powodować krwawienie. Aby uniknąć tych błędów, należy zachować ostrożność podczas pobierania przeszczepu dawcy, pozostawiając mankiet z tkanki wokół szypułki STA. Arteriotomia i jadotomia powinny być wystarczająco duże, aby umożliwić przepływ krwi, ale wystarczająco małe, aby zapobiec wyciekowi. Do zespoleń należy założyć odpowiednią ilość szwów, aby zamknąć ewentualne szpary, ale nie za dużo, aby zamknąć naczynia.
Jeśli uzyskasz znajomość technik mikrochirurgicznych, zabieg ten można wykonać w ciągu około 3 godzin. Ten model przeszczepu krtani może być niezawodnie przeprowadzony u myszy i wykorzystany do badania odpowiedzi immunologicznej gospodarza po unaczynionej allotransplantacji złożonej.

<table><tbody><tr><td>#1 Spinacze</td><td>do papieru Zszywki</td><td>OP-7404</td><td>Klipsy są kształtowane ręcznie do użycia jako zwijacze</td></tr><tr><td>1 cc Strzykawki insulinowe&nbsp;</td><td>BD&nbsp;</td><td>329412</td><td>27 G 5/8</td></tr><tr><td>10-0 Ethilon Nylonowy szew</td><td>Ethicon</td><td>2870G</td><td></td></tr><tr><td>25 G Precyzyjna igła ślizgowa</td><td>BD&nbsp;</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka z końcówką Luer-Lok 1 w 3 ml</td><td>BD&nbsp;</td><td></td><td></td>309657</tr><tr><td>30 G Sterylne standardowe igły</td><td>Cellink</td><td>NZ5300505001</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Szew monokrylowy</td><td>Ethicon</td><td>Y822G</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Nici nylonowe Ethilon</td><td>Kleszcze</td> Adson <td>2815G</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Narzędzia do nauki o nauce</td><td>11027-12</td><td>Proste, 1 x 2 zęby</td></tr><tr><td>Nożyczki Adventitia</td><td>S& T</td><td>SAS-10</td><td>19 mm, 10 cm, prosty</td></tr><tr><td>Kleszcze kątowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>00109-11</td><td>45/11 cm</td></tr><tr><td>Sztuczne łzy Smar Maść okulistyczna</td><td>Akorn Animal Health</td><td>59399-162-35</td><td></td></tr><tr><td>Tkanina bandażowa Czubek palca</td><td>Cardinal Healthcare</td><td>299399</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór betadyny Waciki</td> Produkty <td>Purdue</td><td>67618-153-01</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex Injection</td><td>CIII</td><td>12495-0757-1</td><td>0,3 mg / ml</td></tr><tr><td>Zacisk do stosowania kleszczy bez blokady</td><td>Dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowe</td><td>ASSI. CAF5</td><td>14 cm</td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td>Puritan</td><td>10806-001-PK</td><td></td></tr><tr><td>DeBakey Kleszcze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dermabond Mini</td><td>Cardinal Healthcare</td><td>315999</td><td></td></tr><tr><td>Deski preparacyjne</td><td>Mopec</td><td>22-444-314</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna jednorazowa szalka Petriego Falcon&nbsp;</td><td>Corning</td><td>25373-041</td><td>35 mm</td></tr><tr><td>Drobne nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14029-10</td><td>Zakrzywiona ostro-10 cm</td></tr><tr><td>Złota 2-biegowa maszynka do strzyżenia ostrzy A5&nbsp;</td><td>Oster</td><td>008OST-78005-140</td><td>#10</td></tr><tr><td>Depilator Sensitive Formula</td><td>Nair</td><td>2260000033</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna&nbsp;</td><td>Meitheal Pharmaceuticals</td><td>71288-4O2-10</td><td>10 000 jednostek USP na 10 ml</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td>66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Niskotemperaturowy kauteryzator Micro Fine Tip</td><td>Bovie Medical</td><td>AA90</td><td></td></tr><tr><td>Mercian Widoczność Materiał tła</td><td>Synovis Micro Companies</td><td>VB3</td><td>Zielony</td></tr><tr><td>zacisk aproksymatora mikronaczyniowego bez ramy</td><td>Dokładny chirurgiczny i Amp; Instrumenty naukowe</td><td>ASSI. ABB11V</td><td>0,4-1 mm Średnica naczynia</td></tr><tr><td>Zestaw maski na twarz myszy</td><td>Xenotec</td><td>XRK-S</td><td></td></tr><tr><td>Mały uchwyt na igłę</td><td>S& T</td><td>C-14 W</td><td>5,5 ", 8 mm, 0,4 mm</td></tr><tr><td>Press n' Seal</td><td>Glad</td><td>70441</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Braun</td><td>BA210</td><td>10 ostrzy</td></tr><tr><td>Pojedynczy mini zacisk do naczyń</td><td>Dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowe</td><td>ASSI. ABB11M.31</td> <td>(8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Mikroskop</td></tr><tr><td>stereoskopowy</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne podkładki nasączone alkoholem</td><td>Fisherbrand</td><td>06-669-62</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne jednorazowe prześcieradła do serwowania</td><td>Dynarex</td><td>DYN4410-CASE</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne gaziki</td><td>Dukal</td><td>1212</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne sola fizjologiczna&nbsp;</td><td>Hospira</td><td>236173</td><td>NaCl 0,9%</td></tr> <tr><td>sterylne rękawice chirurgiczne</td><td>Gammex</td><td>851_A</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze proste</td><td>Narzędzia do nauki o naukach</td><td>00108-11</td><td>11 cm</td></tr><tr><td>Kleszczyki do tkanek</td><td>Dokładne chirurgiczne i Instrumenty naukowe</td><td>ASSI. JFLP3</td><td>13.5 cm, 8 mm, 0.3 mm</td></tr><tr><td>Nożyczki do wzorów Vannas&nbsp;</td><td>Dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowe</td><td>ASSI. SDC15RV</td><td>15 cm, 8 mm, zakrzywione ostrze 7 mm</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>15000-10</td><td>Krawędź tnąca 3 mm, zakrzywiona</td></tr><tr><td>końcówka rozszerzacza naczynia&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>00126-11</td><td>Średnica 0,1 mm/kątowy 10/11 cm</td></tr><tr><td>Rozszerzacz naczyń, linia klasyczna</td><td>S& T</td><td>D-5a.3 W</td><td>9 mm, 0,3 mm, kątowy 10</td></tr></tbody></table>

heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani

A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

Heterotopowy przeszczep krtani, mimo że jest technicznie trudną procedurą, oferuje więcej analiz naukowych i korzyści finansowych w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi. Chociaż po raz pierwszy opisana przez Shipchandlera i in. w 2009 roku, technika ta nie jest powszechnie stosowana, prawdopodobnie ze względu na trudności w nauce techniki mikrochirurgicznej i czas potrzebny na jej opanowanie. W tym artykule szczegółowo opisano etapy chirurgiczne, a także potencjalne pułapki, których należy unikać, aby zachęcić do skutecznego stosowania tej techniki.
W tym modelu, obustronne tętnice szyjne krtani dawcy są połączone z tętnicą szyjną biorcy i żyłą szyjną zewnętrzną, umożliwiając przepływ krwi przez przeszczep. Przepływ krwi można potwierdzić śródoperacyjnie poprzez wizualizację wypełnienia krwi w obustronnych tętnicach szyjnych przeszczepu, zaczerwienienie tarczycy przeszczepu oraz krwawienie z mikronaczyń w przeszczepie. Kluczowymi elementami sukcesu są delikatne zachowanie naczyń przeszczepu, wykonanie odpowiedniej wielkości arterytomii i wenotomii oraz zastosowanie odpowiedniej liczby szwów na zespoleniach tętniczo-tętniczych i tętniczo-żylnych w celu zabezpieczenia naczyń bez wycieków i zapobieżenia niedrożności. 
Każdy może osiągnąć biegłość w tym modelu po odpowiednim przeszkoleniu i wykonać procedurę w ciągu około 3 godzin. Jeśli model ten zostanie przeprowadzony z powodzeniem, pozwoli na łatwe i niedrogie przeprowadzenie badań immunologicznych.

Potwierdzenie pomyślnego przeszczepienia 
Stosując opisany powyżej protokół, można ocenić przepływ krwi do kompleksu LTE, obserwując pulsację tętnicy szyjnej dawcy po zdjęciu zacisków naczyniowych. Pulsacja jest zazwyczaj widoczna, a natychmiastowe czerwone zabarwienie tętnicy dawcy potwierdza aktywny przepływ krwi (Rysunek 4A). Jeśli anastomoza nie jest skuteczna, tętnica nie będzie pulsować, będzie wyglądać na częściowo zapadniętą i będzie miała blady kolor (<strong cla...

Celem tego manuskryptu jest opisanie mikrochirurgicznych kroków wymaganych do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu krtani u myszy. Zaletami tego mysiego modelu w porównaniu z innymi zwierzęcymi modelami przeszczepu krtani są jego opłacalność oraz dostępność testów i danych immunologicznych.

Heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...

Modele przeszczepu krtani opisano u myszy i szczurów. Wcześniejsze prace Starszego Altera koncentrowały się na opracowaniu bardziej efektywnej metody wykorzystującej tętnice szyjne dawcy do zespolenia, eliminując potrzebę preparowania tętnic tarczycowych górnych. W tym filmie opisaliśmy tę procedurę na myszach.Ten mysi model przeszczepu krtani pozwala na łatwe i niskie koszty przeprowadzenia badań immunologicznych. Chociaż technicznie jest to trudniejsze ze względu na mniejszy rozmiar naczyń w porównaniu z modelem szczurzym, procedurę tę można wykonać w ciągu około trzech godzin, jeśli uzyska się znajomość kroków chirurgicznych. Po całkowitym znieczuleniu zwierzęcia przenieś mysz do obszaru golenia, gdzie 1,5% izofluranu o przepływie tlenu o przepływie jednego litra na minutę będzie dostarczane przez maskę na twarz w celu utrzymania znieczulenia.Potwierdź głębokość znieczulenia szczyptą palca u nogi. Ogol klatkę piersiową i szyję myszy aż do linii żuchwy i nałóż krem do depilacji. A po 30 sekundach zetrzyj krem i przenieś mysz na obszar operacyjny.Unieruchom mysz i trzykrotnie przygotuj obszar operacyjny za pomocą jodu powidonu i alkoholu, a następnie udrapuj mysz. Wykonaj małe poziome nacięcie tuż nad wcięciem nadmostkowym. Za pomocą cienkich nożyczek podnieś skórę obustronnie przez to nacięcie aż do żuchwy i wytnij segment skóry w kształcie trapezu.Wytnij obustronne gruczoły ślinowe za pomocą kauteryzacji w górnej części, w której uwidoczniona jest mała żyła biegnąca przez gruczoł. Wypreparuj obustronne mięśnie mostkowo-obojczykowo-sutkowe z otaczających tkanek i wycofaj je na boki. Wykonaj nacięcie w linii środkowej mięśni paska i obustronnie je wytnij, uważając, aby nie uszkodzić leżącej poniżej tarczycy i nie pozostawiając jej na zespole krtaniowo-tchawiczym, przełykowym lub LTE.Po tym kroku widoczne są obustronne tętnice szyjne. Obwodowo rozciąć wspólne tętnice szyjne do poziomu obojczyka niżej i do poziomu rozwidlenia tętnicy szyjnej powyżej. Nerw błędny i żyła szyjna wewnętrzna są wycinane z tętnic szyjnych i nie są włączane do pobranego przeszczepu.Wypreparuj tętnice szyjne wewnętrzne i zewnętrzne na tyle wysoko, aby móc się podwiązywać i dzielić. Za pomocą nylonowych szwów 10-0 podwiąż tętnice szyjne wewnętrzne o dwa do trzech milimetrów powyżej rozwidlenia tętnicy szyjnej. Podwiązać tętnice szyjne zewnętrzne co najmniej trzy milimetry powyżej punktu rozgałęzienia tętnicy tarczycy górnej i podwiązać tętnice szyjne wspólne na poziomie mostka.Przeciąć wszystkie naczynia ligatowe obustronnie. Utrzymuj szypułki naczyniowe na wierzchu kompleksu LTE, aby uniknąć przypadkowego uszkodzenia podczas dalszej sekcji. Aby zapobiec wyciekowi gazu lub niezamierzonej utracie znieczulenia, upewnij się, że zwierzę zmarło przed wykonaniem jakichkolwiek cięć dróg oddechowych.Przeciąć tchawicę poniżej piątego pierścienia tchawicy i przeprowadzić nacięcie przez przełyk w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby dolnie uwolnić kompleks LTE. Uwolnij tchawicę i przełyk od leżącej poniżej powięzi przedkręgowej od dolnej do górnej. Utwórz przednią gardłowość nieco poniżej gnyku.Przenieś nacięcie w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby lepiej uwolnić kompleks LTE. Podziel wszelkie pozostałe przyczepy limfoidalne lub tkanki łącznej między kompleks LTE a otaczającą tkankę. I na koniec usuń przeszczep.Pobrany przeszczep należy umieścić na sterylnej szalce Petriego i przemyć zwykłą solą fizjologiczną, aby pozbyć się wszelkich skrzepów krwi. Rozszerz obustronne tętnice szyjne za pomocą mikro rozszerzaczy o długości jednego milimetra. Za pomocą igły o końcówce w rozmiarze 30 wstrzyknij około dwóch mililitrów heparynizowanej soli fizjologicznej do każdej tętnicy szyjnej, aby przepłukać przeszczep.Krew i sól fizjologiczna będą wypłukiwane z przeciwległej tętnicy szyjnej i małych wolnych końców naczyń, co potwierdza nienaruszone tętnice tarczycowe górne. Przeszczep można pozostawić w heparynizowanym roztworze soli fizjologicznej i zrobić krótką przerwę na okres do trzech godzin przed przeszczepieniem go biorcy. Przygotuj mysz biorcy dokładnie w taki sam sposób, jak opisano dla dawcy po indukcji znieczulenia, goleniu i przygotowaniu chirurgicznym.Wstrzyknąć myszowi biorcy podskórnie środek przeciwbólowy o przedłużonym uwalnianiu na 30 minut przed rozpoczęciem operacji. Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej rozciągające się od linii żuchwy wyżej do mostka niżej. Podnieś skórę po lewej stronie i cofnij ją na boki.Wyciąć lewy gruczoł ślinowy, kauteryzując naczynia górne, jak opisano wcześniej. Wyciąć tkankę tłuszczową i limfatyczną, dzieląc wszelkie widoczne naczynia za pomocą kauteryzacji w niskiej temperaturze. Uważając, aby nie uszkodzić leżącej pod spodem zewnętrznej żyły szyjnej.Rozetnij obwodowo żyłę szyjną zewnętrzną. Do zespolenia należy użyć co najmniej pięciu milimetrów wolnej długości naczynia. Wypreparuj mięsień mostkowo-sutkowy i wycofaj go na boki.Obwodowo rozciąć wspólną tętnicę szyjną od obojczyka niżej aż do rozwidlenia tętnicy szyjnej wyżej. Przełóż materiał tła pod żyłę szyjną zewnętrzną i nałóż podwójnie przybliżające zaciski naczyń B-3. Umieść nylonowy szew 10-0 przez przednią ścianę żyły szyjnej zewnętrznej w miejscu pożądanej monotomii i użyj szwu, aby pociągnąć naczynie do przodu.Wytnij dokładnie do szwu za pomocą mikronożyczek, aby ułatwić stworzenie wenotomii pojedynczej szczeliny o odpowiednim rozmiarze i upewnić się, że cięcie przechodzi całkowicie przez ścianę żylną. Za pomocą igły o końcówce w rozmiarze 30 przepłucz wnętrze żyły heparynizowaną solą fizjologiczną. Umieścić kompleks LTE dawcy między lewą tętnicą szyjną biorcy a lewą żyłą szyjną zewnętrzną.Wyrównaj wolny koniec lewej tętnicy szyjnej dawcy w kierunku lewej żyły szyjnej zewnętrznej biorcy i ukosuj koniec ostrymi nożyczkami. Za pomocą czterech nylonowych szwów przerywanych 10-0 zespolenie lewa tętnica szyjna dawcy i biorca lewa żyła szyjna zewnętrzna w sposób koniec do boku. Wsuń materiał tła pod wspólną tętnicę szyjną biorcy i przyłóż podwójnie przybliżające zaciski naczyń A-3.Wykonaj arteriotomię w taki sam sposób, jak w przypadku janotomii. Zespolenie prawej tętnicy szyjnej dawcy z lewą tętnicą szyjną biorcy w sposób końcowy. Zastosowanie sześciu przerywanych szwów z nylonem 10-0 jest idealne do zespolenia tętniczego.Usuń zaciski po stronie żylnej. Jeśli wystąpi krwawienie, delikatnie uciskaj bawełnianymi końcówkami. Usuń zaciski na tętnicy i natychmiast delikatnie dociśnij bawełnianymi końcówkami.Na etapie spodziewane jest pewne krwawienie, które zwykle ustępuje po minucie przy delikatnym ucisku. Sprawdź integralność przepływu krwi w tętnicy w żyle. Przy nienaruszonym przepływie tętniczym zwykle obserwuje się pulsację tętnicy szyjnej dawcy, a tarczyca dawcy zmieni się z zaczerwienionego przezroczystego koloru z powrotem na pierwotny czerwonawy kolor.Można również zaobserwować czerwone zabarwienie małych naczyń na kompleksie LTE. Zamknij nacięcie skóry szwem monofilamentowym 5-0 w sposób biegowy. Nałóż klej na skórę na nacięcie.Wstrzyknij podskórnie jeden mililitr ciepłej soli fizjologicznej, aby uwzględnić utratę płynów podczas operacji. Przerwij znieczulenie i przenieś mysz do klatki rekonwalescencji. Obserwuj mysz na poduszce grzewczej, aż całkowicie się obudzi, aby uniknąć hipotermii.Powodzenie chirurgiczne można ocenić natychmiast po zdjęciu zacisków naczyniowych. Rycina A jest reprezentatywna dla udanej operacji, ponieważ przepływ krwi można uwidocznić w tętnicach szyjnych krtani dawcy, a tarczyca zmieni kolor na czerwony. Rycina B jest reprezentatywna dla nieudanej operacji, ponieważ nie można uwidocznić przepływu krwi w tętnicach szyjnych krtani dawcy, a tarczyca pozostała blada.Po 15 dniach przy braku immunosupresji większość biorców nie ma przepływu krwi do przeszczepu. Drożność tętnicy można ocenić makroskopowo, wycinając kompleks krtaniowo-tchawiczy wolny od otaczającej tkanki biorcy i uwidoczniwszy zespolenie końc-strona. Dzięki. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś zrozumieć, jak heterotopowo przeszczepić kompleks tchawiczo-przełykowy krtani z jednej myszy na drugą w około trzy godziny.Ten wykonalny i stosunkowo tani model oferuje znaczny potencjał w badaniu roli układu odpornościowego w odrzucaniu kompleksu krtaniowo-tchawiczego, oferując tym samym potencjał dla nowych terapii w transplantacji narządów.

a-heterotopic-mouse-model-for-studying-laryngeal-transplantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

W niniejszym filmie przedstawiono i porównano dwa modele eksperymentalne służące do badania rozwoju obliteracyjnej choroby dróg oddechowych (OAD) u myszy: model heterotopowej oraz ortotopowej transplantacji tchawicy.

Heterotopowe i ortotopowe przeszczepy tchawicy u myszy wykorzystywane jako modele do badania rozwoju obliteracyjnej choroby dróg oddechowych

Zatarczeniowe zapalenie oskrzelików jest kluczową przeszkodą w długoterminowym przeżyciu biorców przeszczepów płuc, a brak wiarygodnego modelu przedklinicznego uniemożliwia badanie immunopatogenezy tego schorzenia. W przeciwieństwie do innych przeszczepów narządów miąższowych, transplantacja unaczynionego płuca mysiego została opracowana dopiero niedawno. W niniejszej pracy przedstawiamy opracowany przez nas model zatarczeniowego zapalenia oskrzelików po ortotopowym przeszczepieniu pojedynczego...

Rozwój zapalenia obliteracyjnego oskrzelików w mysim modelu ortotopowego przeszczepienia płuc

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Zwężenie przeszczepu stanowi krytyczną przeszkodę w wymianie dróg oddechowych za pomocą inżynierii tkankowej. Aby zbadać mechanizmy komórkowe leżące u podstaw zwężenia, wykorzystujemy mysi model wymiany tchawicy za pomocą inżynierii tkankowej z wysiewanymi komórkami jednojądrzastymi szpiku kostnego (BM-MNC). Tutaj szczegółowo opisujemy nasz protokół, w tym produkcję rusztowań, izolację BM-MNC, siew przeszczepu i implantację.

Wysiew i implantacja biosyntetycznego przeszczepu tchawicy zmodyfikowanego tkankowo w modelu mysim

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnego tchawicy (IPTT) jest cenny do badania choroby zarostowej dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Oferuje wgląd w specyficzne dla płuc zachowania immunologiczne i angiogenne w znoszeniu dróg oddechowych po allotransplantacji z wysoką odtwarzalnością. W tym miejscu opisujemy procedurę IPTT i jej oczekiwane efekty.

Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

Protokół ten przedstawia bezmankietową, opartą na szwach heterotopową technikę przeszczepu serca szyjnego u myszy, zaprojektowaną tak, aby umożliwić niezawodne umieszczenie drugiego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej w warunkach fizjologicznych przy minimalnej interferencji ze strony obcego materiału.

Model szyjny bez mankietów oparty na przeszczepie szyjki macicy dla wtórnego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej u myszy

Przedstawiamy powtarzalny model myszy heterotopowej allotransplantacji naczyń tylnych kończyn do szyi, unaczynionej allotransplantacji. Ten protokół supermikrochirurgiczny, obejmujący anastomozę naczyń o średnicy 0,3-0,5 mm, integruje naprowadzanie z włókna nylonowego oraz mankietowanie żylne. Stanowi wiarygodną platformę do badań translacyjnych nad tolerancją, uszkodzeniem niedokrwienia i reperfuzją oraz mechanizmami immunologicznymi w naczyniowej allotransplantacji złożonej.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Poznaj technikę mikrochirurgicznego przeszczepu krtani u myszy. Model heterotopowy umożliwia łatwe i niskokosztowe badania immunologiczne odrzucania przeszczepu.

Heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani

Przeglądaj więcej filmów