Name: Mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-31T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 39 s
Description: Poznaj metodę tworzenia tętniczo-żylnej przetoki u myszy w celu badania niedokrwienia dłoni związanego z dostępem do hemodializy. Model ten pozwala analizować zmiany hemodynamiczne i testować nowe terapie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Serdecznie dziękujemy dr Guanyi Lu z Wydziału Chirurgii Naczyniowej i Terapii Wewnątrznaczyniowej na Uniwersytecie Florydy za wsparcie techniczne przy rozwoju modelu AVF biodrowego, a także szkolenie chirurgiczne, oraz Ravi Kumarowi z Wydziału Fizjologii Stosowanej i Kinezjologii Uniwersytetu Florydy za wsparcie techniczne w uzyskaniu obrazów mikrochirurgicznych na żywo.
Ta praca była wspierana przez granty z National Institutes of Health i National Heart, Lung, and Blood, instytuty o numerach R01-HL148697 (dla S.T.S.), a także grant American Heart Association numer POST903198 (dla K.K.).

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Florydy oraz Centrum Medyczne ds. Weteranów Malcoma Randalla.
UWAGA: Młode dorosłe (8-10 tygodni) samce myszy C57BL/6J zostały zakupione w The Jackson Laboratory i trzymane w pomieszczeniu dla zwierząt kontrolowanych pod kontrolą światła (12 godzin światła: 12 godzin ciemności), temperatury (22 °C ± 1 °C) i wilgotności (50% ± 10%). Pięć myszy pozwolono przebywać w klatce (szer.: 18 cm x dł.: 29 cm x wys.: 12,5 cm), a materiały do gniazdowania, pożywienie i woda były dostępne ad libitum. Po 7 dniach aklimatyzacji w środowisku ze standardową karmą, myszy zmieniono na dietę opartą na kazeinie na 7 dni jako fazę przejściową diety. Następnie myszy były karmione karmą na bazie kazeiny z suplementacją adeniny 0,2%-0,15% przez 2-3 tygodnie w celu wywołania dysfunkcji nerek (PChN) przed operacją AVF, jak opisano wcześniej22,23,24. Myszy kontrolne otrzymywały dietę karmy opartą na kazeinie bez suplementacji adeniną (kontrola). Dieta kontrolna i dieta PChN były utrzymywane przez cały okres rekonwalescencji pooperacyjnej (POD).
1. Pomiary przedoperacyjne
<ol>
	<li>Oceń pomiary wyjściowe/przedoperacyjne, średnice naczyń aortalnych i hemodynamiczne parametry przepływu za pomocą dupleksowego obrazowania ultrasonograficznego i perfuzji kończyn tylnych za pomocą laserowego Dopplera, jak opisano wcześniej25.</li>
	<li>Określ jednostronną siłę chwytu kończyn tylnych i ocenę chodu na bieżni, aby ustalić podstawową funkcję kończyn tylnych zgodnie z wcześniejszym opisem25,26.</li>
	<li>Oceń czynność nerek, mierząc współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) za pomocą klirensu inuliny FITC i/lub poziomu azotu mocznikowego (BUN) w surowicy, jak opisano wcześniej22,24,27.</li>
</ol>
2. Przygotowanie chirurgiczne
<ol>
	<li>Przygotuj następujące narzędzia i materiały chirurgiczne (tabela materiałów): sterylizator do gorących kulek, lubrykant do oczu, trymer do długopisów, preparaty nasączone alkoholem, chusteczki z chlorheksydyną, bardzo drobne kleszcze Graefe, sterylizowane 0,9% sól fizjologiczna, strzykawki igłowe 29 G i 31 G, 2 x 2 gąbki włókninowe, średnie okrągłe jednostronne (SC-9) i małe dwustronne twarde, ostre, spiczaste (SC-4) waciki bawełniane, kauteryzacja niskotemperaturowa, proste kleszcze Dumonta, kleszcze Dumonta ustawione pod kątem 45°, proste nożyczki sprężynowe Vannas, zakrzywione nożyczki sprężynowe Vannas, uchwyty na igły z okrągłą rękojeścią, wiele rozmiarów szwów (4-0 jedwab, 5-0 PGA, 6-0 jedwab i 10-0 nylon), heparyna, wchłanialna gąbka żelatynowa, prosty uchwyt na igły i buprenorfina. 
	UWAGA: Gumki mocujące kończyny i zwijacze na brzuch i nogi zostały wykonane ręcznie.</li>
	<li>Preparaty chirurgiczne należy sterylizować w autoklawie ze sterylizacją parową w temperaturze 120-125 °C przez 30 minut, a następnie suszyć przez 30 minut przed zabiegiem. Stosuj 70% oczyszczanie etanolem, a następnie sterylizację gorącymi kulkami (240-270 °C przez 3 minuty) między każdą operacją na zwierzętach.</li>
	<li>Przygotuj wysterylizowaną 0,9% sól fizjologiczną, sól fizjologiczną heparynizowaną (100 j.m./ml) i buprenorfinę (0,01 mg/ml) za pomocą strzykawek igłowych 29-31 G.</li>
</ol>
3. Znieczulenie i pozycjonowanie
<ol>
	<li>Rozpocznij znieczulenie myszy w komorze indukcyjnej (0,8 ml/min, 2,5% izofluranu). Gdy mysz zostanie odpowiednio znieczulona, umieść ją w pozycji leżącej na pozycji na stanowisku operacyjnym przykrytym sterylną zasłoną. Zmniejsz stężenie izofluranu do ~1,2% podczas etapów golenia i pozycjonowania.</li>
	<li>Nałóż lubrykant do oczu, aby chronić oczy przed wysuszeniem podczas zabiegu.</li>
	<li>Za pomocą trymera do wstrzykiwaczy ogol włosy na brzuchu do operacji i włosy na nogach do pooperacyjnych pomiarów perfuzji. Usuń włosy z pola operacyjnego.</li>
	<li>Unieruchomij kończyny górne i dolne za pomocą gumek i pinezek, sprawdź głębokość znieczulenia, monitorując odruch szczypania palca u nogi i w razie potrzeby miareczkuj znieczulenie. Wykonuj ocenę wzorca oddechowego co 3-5 minut przez cały zabieg chirurgiczny, aby skalibrować poziom znieczulenia.</li>
</ol>
4. Eksploracja obszaru docelowego operacji
<ol>
	<li>Kilkakrotnie oczyść ogolony obszar skóry, na przemian z preparatem nasączonym alkoholem i chusteczkami z chlorheksydyną w okrągły wzór, aby zdezynfekować pole operacyjne.</li>
	<li>Wykonaj laparotomię w linii środkowej od dolnej krawędzi brzegu mostka do spojenia łonowego. Wypreparuj poduszeczkę tłuszczową łonową, aby uzyskać szersze pole operacyjne.</li>
	<li>Otwórz celiotomię, aby uzyskać dostęp do treści otrzewnowej za pomocą retraktorów i wypatroszyć jelito cienkie i grube za pomocą średnich, jednostronnych okrągłych wacików bawełnianych. Przykryj jelita gąbką z włókniny nasączonej solą fizjologiczną.</li>
	<li>Po uzyskaniu odpowiedniej ekspozycji naczyń zaotrzewnowych przykryj pozostałe jelita, nerki i moczowody małymi gąbkami z włókniny nasączonymi solą fizjologiczną. Opróżnij rozdęty pęcherz, delikatnie ściskając kopułę pęcherza średnimi, okrągłymi wacikami z pojedynczą końcówką, w razie potrzeby.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj powięź okołonaczyniową i tkankę tłuszczową od około 1 cm proksymalnie do rozwidlenia aorty rozciągającej się do poziomu rozwidlenia lewej biodra za pomocą prostych kleszczyków Dumonta i małych dwustronnych twardych, ostrych, spiczastych wacików bawełnianych. 
	UWAGA: Lewa tętnica biodrowa i żyła pozostają przylegające do siebie, jednocześnie masowo izolując struktury tętniczo-żylne. Ten krok zapewni wystarczającą mobilizację naczynia, aby ułatwić tworzenie AVF.</li>
	<li>Jeśli napotkane zostaną jakiekolwiek małe gałęzie żylne pochodzące z lewej wspólnej żyły biodrowej lub zbiegające się z nią, podwiązaj je za pomocą kauteryzacji w niskiej temperaturze z jedwabnym szwem 6-0 lub bez, w zależności od potrzeb.</li>
	<li>Przełóż końcówkę kleszczy pod kątem pod lewym wspólnym pęczkiem naczyniowym biodrowym i delikatnie rozprowadź wiele razy, aby zmobilizować naczynia z leżącej poniżej mięśni zaotrzewnowej (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1A).</li>
</ol>
5. Powstanie wspólnego zespolenia przetoki tętniczo-żylnej
<ol>
	<li>Umieść dwa jedwabne szwy 4-0 wokół izolowanego lewego pęczka tętniczo-żylnego wspólnego biodrowego i użyj ich jako ligatur (np. Zacisków krzyżowych) do pęczka naczyniowego. Stwórz pojedynczy węzeł z każdym jedwabnym krawatem 4-0 i nakładaj je kolejno od bliższego do dystalnego.</li>
	<li>Upewnij się, że zaciski krzyżowe z jedwabnymi krawatami są umieszczone wystarczająco daleko od siebie, aby odizolować ~2 mm długości naczynia, a sekwencyjne zastosowanie ligatur szwów spowoduje obrzęk lewej żyły biodrowej.</li>
	<li>Używając jedwabnych sznurków do szwów 4-0 jako uchwytów, obróć lewy pęczek naczyniowy tętniczo-żylny lewej tętnicy biodrowej zgodnie z ruchem wskazówek zegara i dostosuj pozycję, aby tymczasowo zlokalizować żyłę przed tętnicą (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Wykonaj podłużną wenotomię (~1 mm) za pomocą prostych nożyczek sprężynowych Vannas i delikatnie wypłucz resztki krwi ze światła żylnego 0,9% soli fizjologicznej (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1C). Na tym etapie należy zachować ostrożność, ponieważ płukanie solą fizjologiczną pod wysokim ciśnieniem może spowodować przerwanie pracy żył. 
	UWAGA: Obszar koloru czerwonego, który pozostaje w tętnicy biodrowej po zaczerwienieniu żylnym, stanowi wizualne okno dla następnego kroku.</li>
	<li>Umieścić wzmacniający szew nylonowy 10-0 przez tylną ścianę żyły. 
	UWAGA: Ta część żyły biodrowej powinna znajdować się bezpośrednio przylegająca do przedniej ściany tętnicy biodrowej, a ściany są naturalnie przylegające. Szew powinien przechodzić przez obie ściany i wiązać szew pojedynczym węzłem (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). Należy pamiętać, że niewielka ilość krwawienia, które pochodzi ze stagnacji krwi w tętnicy biodrowej, pojawi się, gdy igła przejdzie przez obie ściany. Jeśli krwawienie wewnątrzświetlne będzie kontynuowane na tym etapie, zaciski krzyżowe szwów jedwabnych mogą być zbyt luźne i wymagać dalszego dokręcenia.</li>
	<li>Chwyć wciśnięte końce szwu i umieść je pod delikatnym napięciem, aby przemieścić przednią ścianę od tylnej ściany tętnicy biodrowej. Wykonaj eliptyczne nacięcie o wymiarach ~1,0 mm x 0,3 mm za pomocą zakrzywionych nożyczek sprężynowych Vannas, usuwając przylegające ściany zarówno tętnicy biodrowej, jak i żyły. 
	UWAGA: W ten sposób powstaje przetoka tętniczo-żylna po ustaleniu tego wspólnego kanału. Na tym etapie możliwe jest uszkodzenie bocznych ścian żyły, ponieważ nacięcie tylnej żyły biodrowej/ściany tętnicy biodrowej przedniej wykonuje się poprzez odsłonięcie wenotomii. Należy zachować ostrożność, aby uniknąć tego powikłania, ponieważ może to znacznie zmniejszyć średnicę przetoki i prowadzić do rozwoju skrzepliny.</li>
	<li>Delikatnie wypłukać resztki krwi z odsłoniętego światła tętnicy 0,9% soli fizjologicznej i soli fizjologicznej heparynizowanej (100 j.m./ml)28 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E).</li>
	<li>Po utworzeniu AVF należy naprawić początkową wenotomię przedniej ściany za pomocą dwóch lub trzech nylonowych szwów 10-0 w sposób przerywany (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1F).</li>
	<li>Przywróć pęczek naczyniowy do jego pierwotnej orientacji anatomicznej i umieść mały kawałek nasączonej solą fizjologiczną wchłanialnej gąbki żelatynowej obok naprawionej wenotomii, aby ułatwić hemostazę.</li>
	<li>Poluzuj więzadła krzyżowe 4-0 z pojedynczym węzłem sekwencyjnie od dystalnego do bliższego. Uważnie monitoruj miejsce wenotomii pod kątem nadmiernego krwawienia podczas luzowania każdego szwu.</li>
	<li>Jeśli naprawa nie jest odpowiednio hemostatyczna, ponownie załóż zaciski krzyżowe i umieść kolejny szew nylonowy 10-0 w miejscu krwawienia. Jeśli hemostaza jest zapewniona, usuń szwy, a następnie wchłanialną gąbkę żelatynową.</li>
	<li>Delikatnie przetrzyj pęczek naczyniowy małymi dwustronnymi twardymi, ostrymi, spiczastymi wacikami, które dodatkowo ułatwiają przywrócenie przepływu krwi. Potwierdź sukces techniczny operacji za pomocą wizualizacji pulsacyjnej, jaskrawoczerwonej natlenionej krwi wpływającej do żyły biodrowej i mieszającej się z ciemną krwią żylną powracającą z kończyny tylnej.</li>
	<li>Wstrzyknąć heparynizowaną sól fizjologiczną (0,2 j.m./g)15 do IVC w celu ogólnoustrojowego antyzakrzepowania w celu poprawy drożności AVF. 
	UWAGA: Chociaż ten etap następuje po rekonstrukcji naczyń (w przeciwieństwie do ludzkiego analogu, w którym heparynizacja następuje przed zaciśnięciem krzyżowym naczynia), zaobserwowano zmniejszenie krwawienia śródoperacyjnego i poprawę drożności AVF podczas wykonywania na tym etapie zabiegu. Zaleca się wstrzyknięcie w miejsce pokryte powięzią i (lub) tłuszczem, aby zapobiec krwawieniu z miejsca wkłucia.</li>
	<li>Ponownie sprawdź miejsce operacyjne pod kątem hemostazy po wstrzyknięciu heparynizowanej soli fizjologicznej. Jeśli nie ma obaw o krwawienie, zamknij powięź powięziową w linii środkowej, a następnie nacięcie skóry za pomocą wchłanialnych szwów 5-0 PGA w sposób biegowy.</li>
	<li>W przypadku operacji pozorowanych należy postępować zgodnie ze wszystkimi kluczowymi krokami procedury, z wyjątkiem tworzenia AVF. Nałożyć pojedynczy węzeł jedwabnej ligatury 4-0 na bliższym końcu pęczka tętniczo-żylnego lewej biodrowej i dopasować czasy zacisku do operacji AVF (np. ~ 20 min, w zależności od biegłości mikrochirurga).</li>
</ol>
6. Opieka pooperacyjna i pomiary
<ol>
	<li>Po zamknięciu laparotomii zmierz perfuzję krwi w obustronnych mięśniach piszczelowych przednich i brzusznych łapach za pomocą laserowego obrazowania dopplerowskiego. 
	UWAGA: Jednostronne deficyty perfuzji potwierdzą przekierowanie przepływu tętniczego przez przetokę ("steal").</li>
	<li>Podawać podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny i umieścić mysz w ogrzanej klatce dla myszy z wysoce wchłanialną miękką ściółką z gniazdem.</li>
	<li>Pozwól myszy dojść do siebie w rozgrzanej klatce dla myszy, aż znieczulenie ustąpi, co będzie oczywiste, gdy mysz będzie chodzić i interaktywna (~ 2 godziny). Podczas rekonwalescencji zapewnij myszy łatwy dostęp do nawilżonej, miękkiej diety.</li>
	<li>Podawać buprenorfinę i/lub podskórne nawodnienie solą fizjologiczną co 12 godzin do 48 godzin i wykonywać codzienne monitorowanie przez 5 dni po operacji. Eutanazja zwierząt z pogarszającym się stanem zdrowia lub nadmierną martwicą tkanek, sklasyfikowana jako zmodyfikowany wynik niedokrwienia ≥229.</li>
	<li>Stosować seryjne dupleksowe oceny ultrasonograficzne do oceny drożności przetoki po operacji; myszy z zakrzepicą przetoki są wykluczane z kolejnych analiz, chyba że celem eksperymentów jest scharakteryzowanie niepowodzenia dojrzewania AVF.</li>
	<li>Określ inne pomiary wyników pooperacyjnych, takie jak miejscowa hemodynamika, siła chwytu i wydajność chodu w okresie rekonwalescencji. Zbierz przetoki i tkanki mięśniowe, aby ocenić histomorfologię na koniec eksperymentu podczas sacrifice25,27.</li>
</ol>

<ol><li>Gameiro, J., Ibeas, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+arteriovenous+fistula+dysfunction%3A+a+narrative+review%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Vascular+Access%22%5BJournal%5D)">Factors affecting arteriovenous fistula dysfunction: a narrative review.</a> The Journal of Vascular Access. 21 (2), 134-147 (2020).</li>
<li>Culleton, B. F., Asola, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+short+daily+and+nocturnal+hemodialysis+on+quality+of+life%2C+cardiovascular+risk+and+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">The impact of short daily and nocturnal hemodialysis on quality of life, cardiovascular risk and survival.</a> Journal of Nephrology. 24 (4), 405(2011).</li>
<li>Huber, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Access-related+hand+ischemia+and+the+hemodialysis+fistula+maturation+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Access-related hand ischemia and the hemodialysis fistula maturation study.</a> Journal of Vascular Surgery. 64 (4), 1050-1058 (2016).</li>
<li>Rehfuss, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spectrum+of+hand+dysfunction+after+hemodialysis+fistula+placement%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International+Reports%22%5BJournal%5D)">The spectrum of hand dysfunction after hemodialysis fistula placement.</a> Kidney International Reports. 2 (3), 332-341 (2017).</li>
<li>Caplice, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoangiogenesis+and+the+presence+of+progenitor+cells+in+the+venous+limb+of+an+arteriovenous+fistula+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 293 (2), 470-475 (2007).</li>
<li>Castier, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neointima+lesions+associated+with+arteriovenous+fistulas+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model.</a> Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).</li>
<li>Croatt, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+model+of+an+arteriovenous+fistula+in+the+rat%3A+the+effect+of+L-NAME%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME.</a> The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).</li>
<li>Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+and+sustained+medial+cell+activation+after+aortocaval+fistula+creation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice.</a> Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).</li>
<li>Kojima, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+venous+hypertension+and+expression+of+vascular+endothelial+growth+factor%3A+hemodynamic+and+immunohistochemical+examinations+in+a+rat+venous+hypertension+model%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology%22%5BJournal%5D)">The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model.</a> Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).</li>
<li>Misra, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+femoral+arteriovenous+fistula+model%3A+increased+expression+of+matrix+metalloproteinase-2+and+-9+at+the+venous+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).</li>
<li>Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+venous+proinflammatory+gene+expression+and+intimal+hyperplasia+in+an+aorto-caval+fistula+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat.</a> The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).</li>
<li>Nath, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+murine+dialysis+fistula+model+exhibits+a+senescence+phenotype%3A+pathobiological+mechanisms+and+therapeutic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">The murine dialysis fistula model exhibits a senescence phenotype: pathobiological mechanisms and therapeutic potential.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (5), 1493-1499 (2018).</li>
<li>Yamamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+aortocaval+fistula+recapitulates+human+arteriovenous+fistula+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), 1718-1725 (2013).</li>
<li>Yang, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+mouse+venous+hypertension+model%3A+common+carotid+artery+to+external+jugular+vein+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Adult mouse venous hypertension model: common carotid artery to external jugular vein anastomosis.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e50472(2015).</li>
<li>Wong, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+murine+model+of+arteriovenous+fistula+failure%3A+the+surgical+procedure+in+detail%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53294(2016).</li>
<li>Krishnamoorthy, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomic+configuration+affects+the+flow+rate+and+diameter+of+porcine+arteriovenous+fistulae%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Anatomic configuration affects the flow rate and diameter of porcine arteriovenous fistulae.</a> Kidney International. 81 (8), 745-750 (2012).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+stenosis+in+a+pig+arteriovenous+fistula+model-anatomy%2C+mechanisms+and+cellular+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Dialysis+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Venous stenosis in a pig arteriovenous fistula model-anatomy, mechanisms and cellular phenotypes.</a> Nephrology Dialysis Transplantation. 23 (2), 525-533 (2008).</li>
<li>Loveland-Jones, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+arteriovenous+fistula+to+study+hemodialysis+access+complications%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Vascular+Access%22%5BJournal%5D)">A new model of arteriovenous fistula to study hemodialysis access complications.</a> The Journal of Vascular Access. 15 (5), 351-357 (2014).</li>
<li>Nugent, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perivascular+endothelial+implants+inhibit+intimal+hyperplasia+in+a+model+of+arteriovenous+fistulae%3A+a+safety+and+efficacy+study+in+the+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Research%22%5BJournal%5D)">Perivascular endothelial implants inhibit intimal hyperplasia in a model of arteriovenous fistulae: a safety and efficacy study in the pig.</a> Journal of Vascular Research. 39 (6), 524-533 (2002).</li>
<li>Butterfield, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inverse+effect+of+chronically+elevated+blood+flow+on+atherogenesis+in+miniature+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Inverse effect of chronically elevated blood flow on atherogenesis in miniature swine.</a> Atherosclerosis. 26 (2), 215-224 (1977).</li>
<li>Kwei, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+adaptive+responses+of+the+vascular+wall+during+venous+arterialization+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice.</a> The American Journal of Pathology. 164 (1), 81-89 (2004).</li>
<li>Berru, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+kidney+disease+exacerbates+ischemic+limb+myopathy+in+mice+via+altered+mitochondrial+energetics%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Chronic kidney disease exacerbates ischemic limb myopathy in mice via altered mitochondrial energetics.</a> Scientific Reports. 9 (1), 15547(2019).</li>
<li>Khattri, R. B., Thome, T., Ryan, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-specific+1H-NMR+metabolomic+profiling+in+mice+with+adenine-induced+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolites%22%5BJournal%5D)">Tissue-specific 1H-NMR metabolomic profiling in mice with adenine-induced chronic kidney disease.</a> Metabolites. 11 (1), 45(2021).</li>
<li>Thome, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+muscle+mitochondrial+energetics+is+associated+with+uremic+metabolite+accumulation+in+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation+Insight%22%5BJournal%5D)">Impaired muscle mitochondrial energetics is associated with uremic metabolite accumulation in chronic kidney disease.</a> Journal of Clinical Investigation Insight. 6 (1), 139826(2021).</li>
<li>Kim, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+murine+iliac+arteriovenous+fistula+model+for+examination+of+hemodialysis+access-related+limb+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery-Vascular+Science%22%5BJournal%5D)">Development of a murine iliac arteriovenous fistula model for examination of hemodialysis access-related limb pathophysiology.</a> Journal of Vascular Surgery-Vascular Science. 2, 247-259 (2021).</li>
<li>Castro, B., Kuang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+muscle+performance+in+mice+by+treadmill+exhaustion+test+and+whole-limb+grip+strength+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of muscle performance in mice by treadmill exhaustion test and whole-limb grip strength assay.</a> Bio-protocol. 7 (8), 2237(2017).</li>
<li>Kim, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+myopathy+in+CKD%3A+a+comparison+of+adenine-induced+nephropathy+and+5%2F6+nephrectomy+models+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Skeletal myopathy in CKD: a comparison of adenine-induced nephropathy and 5/6 nephrectomy models in mice.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 321 (1), 106-119 (2021).</li>
<li>Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+arteriovenous+fistula+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">The mouse arteriovenous fistula model.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 20 (7), 946-950 (2009).</li>
<li>Brenes, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+a+mouse+model+of+hind+limb+ischemia+to+test+therapeutic+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis.</a> Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).</li>
<li>Bello, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+global+kidney+health+care+status%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Assessment of global kidney health care status.</a> Journal of the American Medical Association. 317 (18), 1864-1881 (2017).</li>
<li>Levin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+kidney+health+2017+and+beyond%3A+a+roadmap+for+closing+gaps+in+care%2C+research%2C+and+policy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Global kidney health 2017 and beyond: a roadmap for closing gaps in care, research, and policy.</a> The Lancet. 390 (10105), 1888-1917 (2017).</li>
<li>Hassabi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparing+strength+and+range+of+motion+of+the+upper+limb+with+AV+fistula+access+with+the+contralateral+upper+limb+among+patients+treated+with+hemodialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Researcher+Bulletin+of+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Comparing strength and range of motion of the upper limb with AV fistula access with the contralateral upper limb among patients treated with hemodialysis.</a> Researcher Bulletin of Medical Sciences. 22 (1), 1(2017).</li>
<li>Capitanini, A., Galligani, C., Lange, S., Cupisti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper+limb+disability+in+hemodialysis+patients%3A+evaluation+of+contributing+factors+aside+from+amyloidosis%5BTitle%5D)+AND+%22Therapeutic+Apheresis+and+Dialysis%22%5BJournal%5D)">Upper limb disability in hemodialysis patients: evaluation of contributing factors aside from amyloidosis.</a> Therapeutic Apheresis and Dialysis. 16 (3), 242-247 (2012).</li>
<li>Altintepe, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+disability%2C+psychological+status%2C+and+health-related+quality+of+life+in+older+hemodialysis+patients+and+age-matched+controls%5BTitle%5D)+AND+%22Hemodialysis+International%22%5BJournal%5D)">Physical disability, psychological status, and health-related quality of life in older hemodialysis patients and age-matched controls.</a> Hemodialysis International. 10 (3), 260-266 (2006).</li>
<li>Castaneda, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+training+to+reduce+the+malnutrition-inflammation+complex+syndrome+of+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Resistance training to reduce the malnutrition-inflammation complex syndrome of chronic kidney disease.</a> American Journal of Kidney Diseases. 43 (4), 607-616 (2004).</li>
<li>Hurton, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper+extremity+complications+in+patients+with+chronic+renal+failure+receiving+haemodialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Renal+Care%22%5BJournal%5D)">Upper extremity complications in patients with chronic renal failure receiving haemodialysis.</a> Journal of Renal Care. 36 (4), 203-211 (2010).</li>
<li>Mazumder, M. K., Giri, A., Kumar, S., Borah, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+highly+reproducible+mice+model+of+chronic+kidney+disease%3A+Evidences+of+behavioural+abnormalities+and+blood-brain+barrier+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">A highly reproducible mice model of chronic kidney disease: Evidences of behavioural abnormalities and blood-brain barrier disruption.</a> Life Sciences. 161, 27-36 (2016).</li>
<li>Jia, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+adenine-induced+tubulointerstitial+nephropathy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Central+Nephrology%22%5BJournal%5D)">A novel model of adenine-induced tubulointerstitial nephropathy in mice.</a> BioMed Central Nephrology. 14, 116(2013).</li>
<li>Kieswich, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+reno-cardiac+syndrome+in+the+C57BL%2F+6+mouse+strain%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Central+Nephrology%22%5BJournal%5D)">A novel model of reno-cardiac syndrome in the C57BL/ 6 mouse strain.</a> BioMed Central Nephrology. 19 (1), 346(2018).</li>
<li>Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aortocaval+fistula+in+rat%3A+a+unique+model+of+volume-overload+congestive+heart+failure+and+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Aortocaval fistula in rat: a unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 729497(2011).</li>
<li>Brower, G. L., Levick, S. P., Janicki, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+matrix+metalloproteinase+activity+by+ACE+inhibitors+prevents+left+ventricular+remodeling+in+a+rat+model+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Inhibition of matrix metalloproteinase activity by ACE inhibitors prevents left ventricular remodeling in a rat model of heart failure.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3057-3064 (2007).</li>
<li>Francis, B. N., Abassi, Z., Heyman, S., Winaver, J., Hoffman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+regulation+of+ET+%28A%29+and+ET+%28B%29+in+the+renal+tissue+of+rats+with+compensated+and+decompensated+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Differential regulation of ET (A) and ET (B) in the renal tissue of rats with compensated and decompensated heart failure.</a> Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44, 362-365 (2004).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Częstość występowania pacjentów hemodializowanych z ARHD po utworzeniu AVF nadal rośnie30,31. Rzeczywiście, nierozwiązane powikłania objawowe 4,32,33, takie jak ból, osłabienie, parestezje i/lub zmniejszony zakres ruchu, mogą negatywnie wpływać na samopoczucie pacjenta 4,32,33,34,35,36 i zagrażać jego zdolności d...

Ustanowienie i zachowanie funkcjonalnego dostępu naczyniowego pozostaje ważnym głównym celem dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek (ESRD) otrzymujących terapię nerkozastępczą metodą hemodializy1. Wielokrotne zabiegi hemodializy są konieczne do usunięcia produktów przemiany materii, normalizacji elektrolitów i utrzymania równowagi płynów, gdy funkcja nerek staje się nieodpowiednia, a zatem są niezbędne do długoterminowego przeżycia2. Dlatego dostęp naczyniowy stanowi "koło ratunkowe" dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek, a umieszczenie autogennej przetoki tętniczo-żylnej (AVF) pozostaje preferowaną opcją dostępu do dializy w tej kohorcie3. Jednak około 30%-60% pacjentów hemodializowanych doświadcza spektrum niepełnosprawności ręki, klinicznie zdefiniowanej jako dysfunkcja ręki związana z dostępem (ARHD). Objawy ARHD mogą wahać się od osłabienia i braku koordynacji po monoplegię i zgorzel palców, które mogą wystąpić wcześnie po utworzeniu AVF lub rozwijać się stopniowo wraz z dojrzewaniem przetoki. Co więcej, ARHD komplikuje harmonogram leczenia ESRD, co wiąże się z niską jakością życia, wysokim ryzykiem chorób sercowo-naczyniowych i zwiększoną śmiertelnością2,3,4.
Kilka modeli zwierzęcych zostało opracowanych do badania przebudowy naczyń krwionośnych wywołanej zmianami hemodynamicznymi po utworzeniu AVF5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Duże modele zwierzęce z AVF16,17,18,19,20 oraz modele gryzoni wykorzystujące zespolenie tętnica szyjno-żylna szyjna lub aorta podnerkowa - przetoka żyły głównej dolnej są dobrze ugruntowane do badania wyżej wymienionych aspektów dojrzewania i drożności AVF21. Na przykład nadciśnienie żylne, większa średnica światła i zwiększona grubość ścianki żyły są oznakami pomyślnego dojrzewania AVF, podczas gdy znaczne zwłóknienie pożywki i przerost błony wewnętrznej lub rozwój skrzepliny bez zmian w przepływie często charakteryzują niepowodzenia AVF6,15. Jednak duże modele zwierzęce nie mają eksperymentalnej elastyczności ani zdolności transgenicznych modeli mysich, podczas gdy obecne modele gryzoni nie ułatwiają łatwo badania ARHD ze względu na anatomiczną lokalizację i/lub brak powiązanej patologii kończyn. Rzeczywiście, ze względu na brak ustalonego przedklinicznego modelu zwierzęcego, który podsumowuje odpowiedni fenotyp kliniczny, postęp w badaniach mających na celu wyjaśnienie mechanizmów patobiologicznych i opracowanie nowych strategii terapeutycznych pozostał w stagnacji, pomimo postępującego wzrostu liczby objawowych pacjentów z ARHD. Dlatego głównym celem tego badania jest wprowadzenie unikalnego mysiego modelu ARHD, zapewniającego etapy proceduralne mikrochirurgii AVF i charakterystykę patofizjologii związanej z AVF.

<table><tbody><tr><td>0,15% Dieta adeninowa</td><td>ENVIGO</td><td>TD.130899</td><td>20% kazeina, 0,15% adenina, 0,9% P</td></tr><tr><td>0,2% Dieta adeninowa</td><td>ENVIGO</td><td>TD.130900</td><td>20% kazeina, 0,2% adenina, 0,9% P</td></tr><tr><td>10-0 Nici nylonowe</td><td>AD chirurgiczne</td><td>XXS-N1005T4</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki igłowe 29 G</td><td>Exel International</td><td>14-841-32</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki igłowe 31 G</td><td>Advocate</td><td>U-100 strzykawka insulinowa</td><td></td></tr><tr><td>4-0 jedwabny szew</td><td>AD chirurgiczny</td><td>S-S41813</td><td></td></tr><tr><td>45-stopniowe kleszcze Dumonta</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Szew PGA</td><td>AD chirurgiczny</td><td>PSGU-518R13</td><td></td></tr><tr><td>6-0 szew jedwabny</td><td>AD chirurgiczny</td><td>S-S618R13</td><td></td></tr><tr><td>Wchłanialna gąbka żelatynowa</td><td>ETHICON</td><td>1975</td><td></td></tr><tr><td>Preparaty alkoholowe</td><td>Covidien</td><td>5110-cs4000</td><td>70% alkohol izopropylowy</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td>NA NA</td><td>0,01 g/ml</td></tr><tr><td>myszy C57BL6/J</td><td>Jaxon</td> Laboratory <td></td><td></td></tr><tr><td>Dieta kazeinowa</td><td>ENVIGO</td><td>TD.130898</td><td>20% kazeina, 0,9% P</td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td>CONSTIX</td><td>SC-9</td><td>Średni okrągły wacik bawełniany jednostronny</td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td>CONSTIX</td><td>SC-4</td><td>Mały dwustronny twardy, ostry, spiczasty wacik bawełniany</td></tr><tr><td>Gąbki włókninowe Curity (2x2)</td><td>Covidien</td><td>9022</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione nożyczki sprężynowe Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15001-08</td><td></td></tr><tr><td>USG Doppler</td><td>VisualSonics</td><td>Vevo 2100</td><td></td></tr><tr><td>Bardzo cienkie kleszcze Graefe</td><td>Fine Science Tools</td><td>11150-10</td><td>2 pary</td></tr><tr><td>Oko lubrykant</td><td>CLCMEDICA</td><td>Optixcare lubrykant</td><td></td>do oczu</tr><tr><td>Heparyna (5000 U/ml)</td><td>Krajowa lista kodów leków</td><td>63739-953-25</td><td>100 IU/ml</td></tr><tr><td>Sterylizator gorących kulek</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Kauteryzacja niskotemperaturowa</td><td>Bovie</td><td>AA04</td><td></td></tr><tr><td>Trymer do długopisów</td><td>Wahl</td><td>5640-600</td><td></td></tr><tr><td>Bezpudrowe rękawice</td> <td>chirurgiczneAnsell</td><td>7824PF</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyty na igły z okrągłym uchwytem</td><td>Fine Science Tools</td><td>12076-12</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna serweta na ręczniki</td><td>Dynarex</td><td>DY440-MI</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizowana 0,9% soli</td><td>fizjologicznej Krajowa lista kodów leków</td><td>46066-807-25</td><td></td></tr><tr><td>Proste kleszcze Dumont</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-20</td><td></td></tr><tr><td>Prosty uchwyt na igły</td><td>Fine Science Narzędzia</td><td>FST 12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Proste nożyczki sprężynowe Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>25001-08</td><td></td></tr><tr><td>TrizChLOR4</td><td>Krajowa lista kodów leków</td><td>17033-279-50</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy

A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction

Przewlekła choroba nerek jest poważnym problemem zdrowia publicznego, a częstość występowania schyłkowej niewydolności nerek (ESRD) wymagającej przewlekłej terapii nerkozastępczej, takiej jak hemodializa, wciąż rośnie. Umieszczenie autogennej przetoki tętniczo-żylnej (AVF) pozostaje podstawową opcją dostępu naczyniowego dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek. Niestety, około połowa pacjentów poddanych hemodializie doświadcza dysfunkcji ręki związanej z dostępem do dializy (ARHD), od subtelnych parestezji po zgorzel palców. Warto zauważyć, że podstawowe czynniki biologiczne odpowiedzialne za ARHD są słabo poznane i nie istnieje odpowiedni model zwierzęcy, który wyjaśniłby mechanizmy i/lub opracował nowe terapie w celu zapobiegania/leczenia ARHD. W niniejszym artykule opisano nowy model mysi, w którym AVF jest tworzony między lewą tętnicą biodrową wspólną a żyłą, ułatwiając w ten sposób ocenę patofizjologii kończyny. Mikrochirurgia obejmuje izolację naczyń, wenotomię podłużną, stworzenie zespolenia tętniczo-żylnego oraz rekonstrukcję żylną. Operacje pozorowane obejmują wszystkie krytyczne etapy z wyjątkiem tworzenia AVF. Umieszczenie AVF w biodrach powoduje klinicznie istotne zmiany w hemodynamice centralnej, niedokrwienie obwodowe i upośledzenie sprawności neuromotorycznej kończyn tylnych. Ten nowatorski przedkliniczny model AVF stanowi użyteczną platformę, która podsumowuje typowe zaburzenia neuromotoryczne zgłaszane przez pacjentów poddanych hemodializie, umożliwiając naukowcom zbadanie mechanizmów patofizjologii ARHD i przetestowanie potencjalnych środków terapeutycznych.

Zwierzęta poddane diecie z adeniną wykazały obniżony wskaźnik filtracji kłębuszkowej (grupa kontrolna: 441,3 ± 54,2 µL/min vs. grupa CKD: 165,1 ± 118,3 µL/min, p &lt; 0,05) oraz podwyższony poziom azotu mocznika we krwi (grupa kontrolna: 20,39 ± 4,2 µL/min vs. grupa CKD: 38,20 ± 10,65 µL/min, p &lt; 0,05) w porównaniu ze zwierzętami otrzymującymi karmę opartą na kazeinie, co potwierdza występowanie niewydolności nerek przed operacją stworzenia przetoki tętniczo-żylnej.
<stron...

Ten protokół szczegółowo opisuje etapy chirurgiczne tworzenia mysiej wspólnej przetoki tętniczo-żylnej. Opracowaliśmy ten model do badania patofizjologii kończyn związanej z dostępem do hemodializy.

Mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement ...

Jest to jedyny model zwierzęcy, który jest dostępny do badania mechanizmów odpowiedzialnych za niedokrwienie rąk związane z dostępem do dializy. Model stanowi solidną platformę do badania złożonych zależności między mocznicą a zaburzeniami nerwowo-mięśniowymi, które wynikają ze zmian hemodynamicznych wynikających z operacji przetoki żylnej tętnic. Dysfunkcja ręki związana z dostępem dotyka do 60% pacjentów poddawanych hemodializie i może poważnie wpłynąć na jakość życia pacjenta.Model ten pomaga nam zrozumieć niepełnosprawność i testować nowe terapie. Procedurę zademonstruje dr Raymond Kim, doktor habilitowany z naszego laboratorium. Na początek umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej na plecach na stole operacyjnym przykrytym sterylną serwetą i nałóż lubrykant do oczu, aby chronić oczy przed wysuszeniem podczas operacji.Za pomocą trymera do wstrzykiwaczy ogol włosy na brzuchu do operacji i włosy na nogach do pooperacyjnych pomiarów perfuzji, a następnie usuń włosy z pola operacyjnego. Następnie przymocuj kończyny górne i dolne za pomocą gumek i pinezek. Sprawdź głębokość znieczulenia, monitorując odruch szczypania palca u nogi i w razie potrzeby miareczkuj znieczulenie.Wykonuj ocenę wzorca oddechowego co trzy do pięciu minut przez cały zabieg chirurgiczny, aby skalibrować poziom znieczulenia. Wykonaj laparotomię w linii środkowej od dolnej krawędzi brzegu mostka do spojenia łonowego i wypreparuj poduszeczkę tłuszczową łonową, aby uzyskać szersze pole operacyjne. Otwórz celiotomię, aby uzyskać dostęp do treści otrzewnej i przykryj jelita nasączoną solą fizjologiczną, włókninową gąbką.Następnie ostrożnie wypreparuj powięź okołonaczyniową i tkankę tłuszczową od około jednego centymetra proksymalnie do rozwidlenia aorty, rozciągając się do poziomu rozwidlenia lewej biodrówki za pomocą prostych kleszczy Dumonta i małych dwustronnych twardych, ostro zakończonych wacików bawełnianych. Następnie przełóż końcówkę kleszczy pod kątem pod lewym wspólnym pęczkiem naczyniowym biodrowym i delikatnie rozprowadź wiele razy, aby zmobilizować naczynia z leżącej poniżej mięśni zaotrzewnowej. Umieść dwa jedwabne szwy 4-0 wokół izolowanego lewego pęczka żylnego tętnicy biodrowej wspólnej i użyj ich jako ligatur do pęczka naczyniowego.Następnie utwórz pojedynczy węzeł z każdym jedwabnym krawatem 4-0 i nakładaj je sekwencyjnie, proksymalnie, a następnie dystalnie. Następnie, używając jedwabnych sznurków do szwów 4-0 jako uchwytów, obróć lewy pęczek naczyniowy żylny tętnicy biodrowej zgodnie z ruchem wskazówek zegara i dostosuj pozycję, aby tymczasowo zlokalizować żyłę przed tętnicą. Wykonaj podłużną janotomię o długości około jednego milimetra za pomocą prostych nożyczek sprężynowych Vannas i delikatnie wypłucz resztki krwi ze światła żylnego za pomocą 0,9% soli fizjologicznej.Następnie umieść implikujący nylonowy szew 10-0 przez tylną ścianę żyły. Następnie chwyć zaangażowane końce szwu i umieść je pod delikatnym napięciem, aby przemieścić przednią ścianę od tylnej ściany tętnicy biodrowej. Następnie wykonaj eliptyczne nacięcie o wymiarach około 1,0 na 0,3 milimetra za pomocą zakrzywionych nożyczek sprężynowych Vannas, usuwając przylegające ściany zarówno tętnicy biodrowej, jak i żyły.Delikatnie wypłukać resztki krwi z odsłoniętego światła tętnicy za pomocą 0,9% soli fizjologicznej i soli fizjologicznej heparynizowanej. Po utworzeniu przetoki żylnej tętniczej, należy naprawić początkową wenotomię przedniej ściany za pomocą dwóch do trzech szwów nylonowych 10-0 w sposób przerywany. Następnie przywróć pęczek naczyniowy do pierwotnej orientacji anatomicznej i umieść mały kawałek nasączonej solą fizjologiczną wchłanialnej gąbki żelatynowej obok naprawionej wenotomii, aby ułatwić hemostazę.Następnie poluzuj więzadła krzyżowe zacisku 4-0 z pojedynczym węzłem sekwencyjnie od dystalnego do proksymalnego, jednocześnie ściśle monitorując miejsce venotomii pod kątem nadmiernego krwawienia. Delikatnie przetrzyj pęczek naczyniowy małymi dwustronnymi, twardymi wacikami z ostrym zakończeniem, które dodatkowo ułatwiają przywrócenie przepływu krwi. Następnie potwierdź techniczny sukces operacji za pomocą wizualizacji pulsacyjnej, jaskrawoczerwonej, natlenionej krwi wpływającej do żyły biodrowej i mieszającej się z ciemną krwią żylną powracającą z kończyny tylnej.Wstrzyknąć heparynizowaną sól fizjologiczną do żyły głównej dolnej w celu ogólnoustrojowego antykoagulacji w celu poprawy wyników drożności przetok żylnych tętnic i ponownie sprawdzić miejsce operacyjne pod kątem hemostazy po wstrzyknięciu heparynizowanej soli fizjologicznej. Jeśli nie ma obaw o krwawienie, zamknij powięź powięziową w linii środkowej, a następnie nacięcie skóry za pomocą wchłanialnych szwów 5-0 PGA w sposób biegowy. Do walidacji drożności tętniczej przetoki żylnej wykorzystano USG Dopplera.Kolorowy Doppler ujawnił turbulentny przepływ w miejscu przetoki, a pulsacyjne poszerzenie widma zostało uwidocznione w ocenie Dopplera fali tętna. Jeśli przetoka jest oczywista, aorta ma podwyższoną szczytową prędkość skurczową i końcoworozkurczową, podczas gdy żyła główna dolna rozwija pulsację ze zwiększoną prędkością szczytową. Rozszerzenie naczynia zarówno w aorcie, jak i żyle głównej dolnej jest widoczne przy seryjnych pomiarach przed- i pooperacyjnych.Pomiary ultrasonograficzne w trybie B i dopplerowskim fali tętna po operacji wykazały rozszerzenie naczyń wlotowych i odpływowych oraz wzrost szczytowej prędkości skurczowej w porównaniu ze zwierzętami pozorowanymi. Laserowa ocena dopplerowska kończyn tylnych wykazała, że deficyty perfuzji lewego POD wynoszą około 20% kończyny przeciwległej po operacji, ze stopniową rekonwalescencją w czasie. Deficyt perfuzji mięśnia piszczelowego przedniego wynosił około 60% po operacji, przy podobnej rekonwalescencji.Funkcję neuromotoryczną kończyn tylnych określono ilościowo za pomocą testów siły chwytu i analizy wzorca chodu na bieżni, które wykonywano sekwencyjnie przez cały okres rekonwalescencji. Oczekiwana jednostronna siła chwytu wynosi około 50% kończyny przeciwległej w czwartej dobie po operacji ze stopniową rekonwalescencją. Każdy etap mikrochirurgii powinien być wykonywany ze szczególną ostrożnością, aby uniknąć potencjalnego urazu nerwów lub naczyń, który może spowodować znaczne zmiany zarówno w hemodynamice, jak i patologii kończyn.Po scharakteryzowaniu modelu udało się przeanalizować wiele badań analizujących biologiczne czynniki dysfunkcji nerwowo-mięśniowej wynikającej z umiejscowienia przetoki tętniczo-żylnej.

a-murine-model-of-hemodialysis-access-related-hand-dysfunction

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiono procedurę chirurgiczną indukcji jednostronnego niedokrwienia kończyny tylnej, z potwierdzeniem niedokrwienia za pomocą obrazowania perfuzji metodą laserowego Dopplera.

Mysi model niedokrwienia kończyny dolnej

Celem jest wytworzenie prostej i powtarzalnej przetoki tętniczo-żylnej. W tej metodzie nie stosuje się szwów ani kleju adhezyjnego. Dzięki temu próbki mogą być używane do analizy z najmniejszą ilością materiałów obcych.

Aspekty techniczne przetoki aortowo-gardłowej myszy

Tutaj prezentujemy mysi model niewydolności przetoki tętniczo-żylnej (AVF), w którym włączona jest klinicznie istotna konfiguracja zespolenia. Model ten może być wykorzystany do badania patofizjologii i testowania możliwych interwencji terapeutycznych.

Nowatorski mysi model niewydolności przetoki tętniczo-żylnej: procedura chirurgiczna w szczegółach

Ten manuskrypt zawiera szczegółową dwuetapową procedurę chirurgiczną do wykonania mysiej 5/6częściowej nefrektomii (PNx) z podwiązaniem bieguna. Cztery tygodnie po operacji, w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi, myszy PNx rozwinęły upośledzoną czynność nerek, niedokrwistość, przerost serca, zwłóknienie serca oraz zmniejszoną czynność skurczową i rozkurczową serca.

Mysi model nefrektomii 5/6, który indukuje eksperymentalną kardiomiopatię mocznicową

Ten artykuł pokazuje metodę chirurgicznego umieszczania u myszy cewnika dootrzewnowego podłączonego do portu dostępowego, który znajduje się z tyłu zwierzęcia. Ponadto wyjaśnia procedurę nefrektomii 5/6, aby przypominała stan mocznicowy pacjentów z chorobą Parkinsona.

Techniki chirurgiczne zakładania cewnika i nefrektomii 5/6 w mysich modelach dializy otrzewnowej

Przetoka aortalno-bębenkowa powstała poprzez przebicie mysiej aorty podnerkowej przez obie ściany do żyły głównej dolnej, a następnie powstało zwężenie w jej odpływie poprzez częściowe podwiązanie żyły głównej dolnej. Ten powtarzalny model może być wykorzystany do badania zwężenia żyły centralnej.

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Ten artykuł opisuje modyfikacje procedury wszczepienia cewnika do dializy otrzewnowej w modelu mysim, aby uniknąć poważnych problemów technicznych obserwowanych przy konwencjonalnych technikach.

Podejście do implantacji wstecznej w celu umieszczenia cewnika do dializy otrzewnowej u myszy

Ten protokół przedstawia ustanowienie i potwierdzenie modelu poporodowego przeciążenia objętości prawej komory (VO) u myszy z przetoką tętniczo-żylną brzuszną (AVF), który może być zastosowany do zbadania, jak VO przyczynia się do rozwoju serca po urodzeniu.

Ustalenie i potwierdzenie pourodzeniowego mysiego modelu przeciążenia objętości prawej komory

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Mysi model gojenia się ran skórnych, który może być używany do oceny związków terapeutycznych w warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych.

Mysi model gojenia się ran

Poznaj metodę tworzenia tętniczo-żylnej przetoki u myszy w celu badania niedokrwienia dłoni związanego z dostępem do hemodializy. Model ten pozwala analizować zmiany hemodynamiczne i testować nowe terapie.

Mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy

Przeglądaj więcej filmów