Name: Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
Description: Poznaj metodę wstrzyknięcia komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej w myszy, tworzącą wiarygodny model przerzutów do mózgu. Technika umożliwia standaryzację badań nad terapiami onkologicznymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane przez Australijską Narodową Radę Zdrowia i Badań Medycznych (NHMRC), grant numer APP1162560. ML zostało sfinansowane ze stypendium podyplomowego UQ. Serdecznie dziękujemy wszystkim, którzy pomagali w hodowli zwierząt i obrazowaniu in vivo zwierząt. Dziękujemy Royal Brisbane and Women's Hospital za przekazanie porcji cyrkonu do tego badania.

Wszystkie badania zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetu Etyki Zwierząt Uniwersytetu Queensland (UQCCR/186/19) oraz Australijskim Kodeksem Opieki i Wykorzystywania Zwierząt do Celów Naukowych.
1. Przygotowanie komórek rakowych do iniekcji
UWAGA: W tym badaniu użyto linii komórkowej ludzkiego raka piersi, BT-474 (BT474). BT474 hodowano w kompletnej pożywce wzrostowej składającej się z pożywki RPMI 1640 uzupełnionej 10% płodowej surowicy bydlęcej i 1% insuliny. Komórki utrzymywano w inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% dwutlenkiem węgla w atmosferze powietrznej. Uwierzytelnij linię komórkową za pomocą satelitarnych powtórzeń tandemowych testów35, potwierdź ekspresję białka reporterowego (np. lucyferazy), jeśli występuje, i sprawdź, czy nie ma zakażenia mykoplazmą.
<ol>
	<li>Wysiewaj komórki rakowe BT474 o gęstości wysiewu 2,0 x 106 komórek do kolby T75 przy użyciu 10 ml kompletnej pożywki wzrostowej i kultury (w temperaturze 37 °C z 5% CO2) do 70% -80% zbiegu przed wstrzyknięciem.</li>
	<li>W dniu wstrzyknięcia należy wyrzucić pożywkę wzrostową i dwukrotnie przemyć monowarstwę komórek solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS).</li>
	<li>Dodać 5 ml wstępnie podgrzanego odczynnika do dysocjacji kultur komórkowych (patrz tabela materiałów) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 5 minut lub do momentu oderwania komórek. Po 5 minutach delikatnie postukać w kolbę, aby ułatwić odłączanie komórek.</li>
	<li>Dodać 5 ml kompletnej pożywki wzrostowej zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej, aby ugasić aktywność odczynnika dysocjacyjnego.</li>
	<li>Delikatnie zawiesić komórki przez pipetowanie, aby zmniejszyć grudki komórek.</li>
	<li>Przenieść zawiesinę komórek do probówki o pojemności 50 ml i odwirować przy 180 x g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Zdekantować supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 10 ml zbilansowanego roztworu soli Hanka (HBSS) bez wapnia i magnezu, aby zminimalizować zlepianie się komórek.</li>
	<li>Odwirować zawiesinę komórkową o sile 180 x g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Zdekantować supernatant w celu usunięcia pozostałości surowicy/odczynnika dysocjacyjnego i ponownie zawiesić osad komórkowy w 3 ml HBSS.</li>
	<li>Umieść sitko o pojemności 100 μm na świeżej stożkowej probówce o pojemności 50 ml i przepuść przez nie zawiesinę komórek, aby usunąć grudki komórek. 
	UWAGA: Zawiesina jednokomórkowa jest niezbędna, aby zminimalizować niedrożność naczyń krwionośnych i ryzyko udaru mózgu po wstrzyknięciu.</li>
	<li>Oblicz liczbę żywotnych komórek za pomocą wykluczenia błękitu trypanowego i hemocytometru za pomocą standardowych metod.</li>
	<li>Rozcieńczyć zawiesinę komórkową HBSS do stężenia komórek 2,5 x 106 komórek/ml.</li>
	<li>Trzymaj rurkę poziomo na lodzie i delikatnie kołysz rurkę od czasu do czasu, aby zminimalizować zbrylanie. Zawiesina komórek może być przechowywana na lodzie maksymalnie przez 6 godzin 
	UWAGA: Bujanie odbywało się ręcznie, ale można to również zrobić za pomocą wytrząsarki przy niskich obrotach.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy do zabiegu
UWAGA: W tym badaniu wykorzystano 4-5 tygodniowe samice myszy NOD scid. Wprowadź miękki pokarm regeneracyjny (np. żel dietetyczny, hydrożel, puree z myszy) myszom na 3 dni przed zabiegiem, aby zachęcić do karmienia po zabiegu.
<ol>
	<li>Narzędzia chirurgiczne w autoklawie. Spryskaj i przetrzyj obszar operacyjny i sprzęt środkiem do dezynfekcji powierzchni, a następnie 70% etanolem.</li>
	<li>Umieść matę grzewczą dla zwierząt pod deską chirurgiczną, aby zapobiec hipotermii. Włącz to 30 minut przed zabiegiem. Spryskaj i przetrzyj deskę chirurgiczną środkiem do dezynfekcji powierzchni, a następnie 70% etanolem.</li>
	<li>Przygotuj czystą klatkę dla zwierząt i ciepłą poduszkę grzewczą do rekonwalescencji.</li>
	<li>Załóż czysty sprzęt ochrony osobistej (fartuch, maska, siatka na włosy i rękawiczki). Utrzymuj sterylność przez cały czas trwania zabiegu, używając czystych rękawic egzaminacyjnych i techniki "tylko końcówki instrumentów".</li>
	<li>Znieczulij mysz komorą anestezjologiczną przy użyciu 5% izofluranu o przepływie tlenu 2 l/min, aż mysz straci odruch pedałowania.</li>
	<li>Wyjąć zwierzę z komory i umieścić je w stożku nosowym dostarczającym 2% izofluranu przy przepływie tlenu 2 l/min na pozostałą część zabiegu chirurgicznego.</li>
	<li>Mysz do dziurkowania uszu do identyfikacji i używania elektrycznych maszynek do strzyżenia do golenia futra w okolicy szyi. Oczyść nadmiar włosów z odsłoniętej skóry za pomocą taśmy.</li>
	<li>Zważ mysz, aby obliczyć wymagane dawki leków znieczulających i przeciwbólowych. Buprenorfinę i meloksykam należy podawać odpowiednio w dawkach 50 μg/kg mc. i 1 mg/kg mc. we wstrzyknięciu podskórnym.</li>
	<li>Przenieś mysz na ciepłą deskę chirurgiczną i zabezpiecz stożek nosowy taśmą.</li>
	<li>Nałóż lubrykant do oczu na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Delikatnie zabezpiecz mysz, najpierw zaczepiając górne zęby siekaczy za pomocą nici przyklejonej do deski chirurgicznej, a następnie przyklejając taśmą przednie i tylne nogi. Ten krok wydłuża ciało i utrzymuje szyję prosto podczas zabiegu.</li>
	<li>Wykonaj przedoperacyjne przygotowanie skóry zgodnie z poniższym opisem.
	<ol>
		<li>Przetrzyj szyję miejscowym środkiem antyseptycznym (powidon-jod), aby zmniejszyć obciążenie mikroflorą skóry i usunąć luźne włosy. Oczyść od środka skóry, kierując się na zewnątrz, aby zapobiec ponownemu zanieczyszczeniu miejsca nacięcia. Powtórz proces, używając 70% etanolu. Wykonaj trzy naprzemienne rundy jodu i etanolu w celu dezynfekcji.</li>
		<li>Połóż serwetę chirurgiczną na zwierzęciu. Jest on wycinany i formowany z kawałka sterylnego ręcznika papierowego lub torby autoklawu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozłóż sterylne ręczniki papierowe lub torby autoklawe na narzędzia chirurgiczne.</li>
	<li>Sprawdź, czy nie ma odruchu za pomocą "Testu szczypania", aby zapewnić wystarczające znieczulenie przed kontynuowaniem zabiegu.</li>
</ol>
3. Wewnętrzna iniekcja do tętnicy szyjnej
UWAGA: W tym eksperymencie, kaniula infuzyjna 31 G i konfiguracja strzykawko-sterownika aktywowanego stopą została wykorzystana w celu ułatwienia procedury wstrzykiwania (Rysunek Uzupełniający 1). Ta konfiguracja jest opcjonalna, a użytkownik może użyć strzykawki insulinowej 31 G i pominąć kroki 3.11 i 3.12. Aby przygotować kaniulę infuzyjną, należy pociągnąć i oddzielić część igły od części strzykawkowej igły 31 G za pomocą dwóch par zacisków do szwów. Następnie przymocuj igłę do jednego końca cienkiego rurki infuzyjnej o długości około 10 cm.
<ol>
	<li>Umieść mikroskop preparacyjny nad myszą.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek wykonaj pionowe nacięcie 15 mm wzdłuż linii środkowej w okolicy szyi, zaczynając od 5 mm poniżej szczęki do wlotu klatki piersiowej.</li>
	<li>Za pomocą dwóch par kleszczy ustawionych pod kątem rozchyl skórę i leżące pod nią gruczoły ślinowe, a następnie zastosuj retraktory, aby tchawica była odsłonięta. Następnym krokiem będzie odsłonięcie pochewki tętnicy szyjnej, która leży równolegle do tchawicy.</li>
	<li>Za pomocą dwóch par kleszczy o cienkim kącie pod kątem tępo wypreparuj tkankę mięśniową i tłuszczową przylegającą do tchawicy, aby odsłonić prawą osłonkę tętnicy szyjnej. Pochewka tętnicy szyjnej to włóknista warstwa pokrywająca tętnicę szyjną wspólną, żyłę i nerw błędny, a wiązkę tę można uwidocznić za pomocą jaskrawoczerwonej tętnicy szyjnej wspólnej. W tym badaniu wstrzyknięcie wykonano na prawą tętnicę szyjną.</li>
	<li>Oczyść odcinek tętnicy szyjnej wspólnej ogonowej do rozwidlenia tętnicy szyjnej otaczającej powięzi i oddziel go od nerwu błędnego i żył.</li>
	<li>Odizoluj i oczyść rozwidlenie tętnicy szyjnej (połączenie, które łączy tętnice szyjne zewnętrzne i wewnętrzne) od otaczających nerwów i powięzi. Umieść cienkie kleszcze pod tętnicą szyjną zewnętrzną i przełóż szew jedwabny (o grubości 5-0) pod tętnicą. Zawiąż węzeł i zaciśnij szew i odetnij nadmiar linii. 
	UWAGA: Ta ligatura (L1) zapobiegnie przedostawaniu się wstrzyknięcia przez tętnicę szyjną zewnętrzną.</li>
	<li>Umieść cienkie kleszcze pod wspólną tętnicą szyjną i przełóż szew jedwabny (grubość 5-0) pod tętnicą. Zawiązać węzeł i zacisnąć szew w pozycji bliższej do proponowanego miejsca wstrzyknięcia. Odetnij nadmiar szwu, pozostawiając około 10 mm linii. 
	UWAGA: Ta druga ligatura (L2) ograniczy przepływ krwi i krwawienie po wstrzyknięciu. Służy również do ustawiania i przytrzymywania tętnicy szyjnej podczas wstrzyknięcia.</li>
	<li>Przeciąć i zwilżyć pasek (autoklawowanych) jednorazowych wycieraczek o niskiej zawartości kłaczków (patrz Tabela materiałów) o wymiarach około 10 mm x 5 mm. Złożyć pasek na 4 mm x 5 mm o grubości 2-3 mm i umieścić go pod tętnicą szyjną w proponowanym miejscu wstrzyknięcia. Spowoduje to podparcie naczynia podczas wstrzyknięcia.</li>
	<li>Na tętnicy szyjnej wspólnej rostralnej do proponowanego miejsca wstrzyknięcia umieścić trzecie podwiązanie (L3) z luźnym węzłem. Jest on dokręcany dopiero po wstrzyknięciu (w kroku 3.16).</li>
	<li>Delikatnie wymieszać zawiesinę komórkową i pobrać 200 μl zawiesiny komórkowej do strzykawki insulinowej (z igłą 31 G).</li>
	<li>Załadować strzykawkę do sterownika strzykawki, który jest podłączony do aktywującego pedału nożnego.</li>
	<li>Przymocuj cienką kaniulę z igłą 31 G do strzykawki i zalej linię.</li>
	<li>Sprawdź, czy tętnica szyjna jest dobrze ustawiona i pod ciśnieniem.</li>
	<li>Za pomocą dwóch cienkich kleszczyków kątowych, z których jeden delikatnie napina się na końcu pierwszej ligatury, a drugi trzyma igłę 31 G, powoli włóż igłę skosem do góry w światło naczynia krwionośnego, uważając, aby jej nie przebić.</li>
	<li>Powoli wstrzyknąć 100 μl zawiesiny komórkowej (z kroku 1.13) do tętnicy szyjnej wspólnej w stężeniu 10 μl/s. Spowoduje to dostarczenie 2,5 x 105 komórek do naczynia krwionośnego. Udane wstrzyknięcie jest uwidocznione poprzez usunięcie krwi z naczynia krwionośnego tętnicy szyjnej.</li>
	<li>Delikatnie podnieść i zacisnąć luźną ligaturę (L3) (od kroku 3.9) natychmiast po wyjęciu igły, aby zapobiec cofaniu się i krwawieniu. Przyciąć nadmiar szwu. 
	UWAGA: Normalne jest obserwowanie niewielkiej ilości krwi tryskającej po wyjęciu igły. Nie może jednak wystąpić aktywne krwawienie po zaciśnięciu trzeciej ligatury.</li>
	<li>Usuń kawałek zwilżonych, niestrzępiących się jednorazowych wycieraczek.</li>
	<li>Za pomocą pipety P200 dwukrotnie przepłukać jamę operacyjną 150-200 μl sterylnej wody lub soli fizjologicznej.</li>
	<li>Sprawdź ponownie, czy nie ma krwawienia, a następnie wyjmij zwijacze.</li>
	<li>Zmień położenie tkanek miękkich, gruczołów ślinowych i skóry nad tętnicą szyjną i tchawicą.</li>
	<li>Zamknij warstwę skóry nacięcia za pomocą uchwytu na igłę do szwów, kleszczyków i wchłanialnego lub niewchłanialnego szwu monofilamentowego 6/0 w ciągły wzór.</li>
	<li>Wyrzuć strzykawkę z igłą do kaniuli i przygotuj nową konfigurację dla następnej myszy. Użycie nowej strzykawki zapewni, że liczba komórek wstrzykniętych każdej myszy będzie stała. 
	UWAGA: Reprezentatywne migawki procedury znajdują się na rysunku uzupełniającym 2. Jeśli naczynie zostanie przebite lub rozerwane przez igłę, co wskazuje na wyciek wstrzyknięcia lub krwawienie, zabieg uważa się za nieudany. Następnie igłę należy wyjąć, a trzecią ligaturę natychmiast zacisnąć, aby zapobiec dalszemu krwawieniu. Jeśli krwawienie utrzymuje się po zaciśnięciu szwu, zwierzę musi zostać poddane eutanazji za pomocą pentobarbitalu.</li>
</ol>
4. Odzyskiwanie po wstrzyknięciu
<ol>
	<li>Należy wstrzyknąć buprenorfinę (50 μg/kg) i meloksykam (1 mg/kg) we wstrzyknięciu podskórnym jako środek przeciwbólowy po operacji.</li>
	<li>Przenieś zwierzę do ciepłej i czystej klatki, aby wyzdrowiało ze znieczulenia. To normalne, że zwierzę po przebudzeniu ma przytłumioną aktywność (skulone i nieaktywne lub poruszające się powoli).</li>
	<li>Po 30-45 minutach przenieś myszy do długoterminowego przetrzymywania.</li>
	<li>Zapewnij myszom miękką dietę (żel dietetyczny, hydrożel, zacier) przez co najmniej tydzień po operacji i codziennie sprawdzaj stan fizyczny ze szczególną uwagą pod kątem oznak udaru, infekcji, krwawienia wokół miejsca rany.</li>
	<li>Dwa dni po operacji typowe jest, że zwierzę ma zmniejszoną aktywność, łagodną potarganą sierść i straciło 15% masy ciała przed operacją. Podawaj leki przeciwbólowe (meloksykam) codziennie przez 2-3 dni po operacji, aby opanować ból i wspomóc powrót do zdrowia.</li>
	<li>Od 3 dnia zwierzęta muszą odzyskać aktywność, zwiększyć częstotliwość karmienia i pielęgnacji oraz ponownie przybrać na wadze. Eutanazja zwierząt z utrzymującymi się deficytami kondycji fizycznej (ból, skulenie, brak aktywności, utrata masy ciała) po 4 dniach po operacji poprzez wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu w dawce 200 mg/kg we wstrzyknięciu dootrzewnowym.</li>
	<li>Wszczepienie i progresję guza można monitorować za pomocą znieczulenia i wybranej metody obrazowania, takiej jak obrazowanie bioluminescencyjne, MRI lub PET/MRI. Wymóg i zdolność do wykonania takiego obrazowania będą z natury zależne od indywidualnych celów projektu i obiektu, w którym jest on wykonywany, a także w zależności od rodzaju znacznika reporterowego, użytych linii komórkowych, dostępności odpowiednich urządzeń radiochemicznych i obrazowania jądrowego36,37 
UWAGA: Niektóre zwierzęta mogą nie reagować dobrze i doświadczać udaru pomimo udanego zabiegu. Po zabiegu zwierzęta, które wykazują jakiekolwiek objawy niepokoju neurologicznego (odwracanie głowy i ciągnięcie na bok, krążenie, turlanie się, rzucanie, utrata funkcji motorycznych) muszą zostać natychmiast poddane eutanazji.</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Fundatorzy nie odegrali żadnej roli w projektowaniu badania; w gromadzeniu, analizie lub interpretacji danych; w pisaniu manuskryptu lub w decyzji o publikacji pracy.

Przerzuty do mózgu to złożony proces rozprzestrzeniania się komórek rakowych z ich pierwotnego miejsca do mózgu. Dostępne są różne modele zwierzęce, które odzwierciedlają pewne etapy tego wieloetapowego procesu, a projektowanie przedklinicznych badań przerzutów wiąże się z fizjologicznymi i praktycznymi względami41,42. W większości opublikowanych badań nad zastosowaniem nanomedycyny w leczeniu przerzutów do mózgu wykorzystano modele wewnątrzsercowe<sup class="xre...

Przerzuty do mózgu stanowią rozpowszechniony nowotwór złośliwy wiążący się z bardzo złym rokowaniem1,2. Standard opieki nad pacjentami z przerzutami do mózgu ma charakter multimodalny i obejmuje neurochirurgię, radioterapię całego mózgu i/lub radiochirurgię stereotaktyczną, w zależności od ogólnego stanu zdrowia pacjenta, obciążenia chorobą poza czaszką oraz liczby i lokalizacji guzów w mózgu3,4. Pacjenci z maksymalnie trzema zmianami wewnątrzczaszkowymi kwalifikują się do resekcji chirurgicznej lub radiochirurgii stereotaktycznej, natomiast w przypadku pacjentów z licznymi zmianami zaleca się radioterapię całego mózgu, aby uniknąć ryzyka infekcji i obrzęków związanych z operacją5. Jednakże radioterapia całego mózgu może powodować uszkodzenia radiowrażliwych struktur mózgu, co przyczynia się do obniżenia jakości życia6.
Terapia systemowa stanowi nieinwazyjną alternatywę i logiczne podejście w leczeniu pacjentów z licznymi zmianami chorobowymi7. Jest ona jednak rzadziej rozważana ze względu na utrwalone przekonanie, że terapie systemowe wykazują niską skuteczność, ponieważ pasywne dostarczanie leków cytotoksycznych via krwiobieg nie pozwala na osiągnięcie stężeń terapeutycznych w mózgu bez ryzyka wystąpienia niebezpiecznej toksyczności8. Paradygmat ten zaczyna ulegać zmianie w związku z niedawnym zatwierdzeniem przez amerykańską Agencję Żywności i Leków (FDA) terapii systemowej (tucatinib w połączeniu z trastuzumabem i kapecytabiną, wskazanej w leczeniu przerzutów do mózgu w przerzutowym raku piersi HER2+)9,10,11,12 oraz aktualizacją wytycznych terapeutycznych, które obejmują rozważenie opcji terapii systemowej u pacjentów z przerzutami do mózgu13,14.
W tym kontekście rozwój w dziedzinie terapii celowanej molekularnie, immunoterapii oraz alternatywnych systemów dostarczania leków, takich jak celowane nanonośniki leków, może potencjalnie pomóc w przezwyciężeniu trudności związanych z leczeniem przerzutów do mózgu15,16,17,18. Ponadto badane są podejścia chemiczne i mechaniczne mające na celu poprawę dostarczania leków via permeabilizację bariery guza mózgu19,20. Aby badać i optymalizować takie podejścia w celu dostosowania ich do zamierzonych celów, kluczowe jest wykorzystanie modeli przedklinicznych, które nie tylko odzwierciedlają złożoną fizjologię przerzutów do mózgu, ale także umożliwiają obiektywną analizę odpowiedzi na lek wewnątrzczaszkowo.
Ogólnie rzecz biorąc, obecne podejścia do modelowania przerzutów do mózgu in vivo obejmują wewnątrzsercowe (lewa komora), dożylne (zazwyczaj w żyłę ogonową), wewnątrzczaszkowe lub wewnątrztętnicze (wspólna tętnica szyjna) wstrzykiwanie komórek nowotworowych u myszy21,22,23,24,25,26,27. Poza strategiami wszczepiania guza, do modelowania nowotworów przydatne są genetycznie modyfikowane modele mysie, w których tworzenie guza jest wyzwalane przez usunięcie genów supresorowych lub aktywację onkogenów. Jednakże zgłoszono jedynie kilka genetycznie modyfikowanych modeli mysich, które prowadzą do powstania guzów wtórnych, a jeszcze mniej takich, które niezawodnie wywołują przerzuty do mózgu28,29,30.
Metody engraftmentu, takie jak wstrzykiwanie wewnątrzsercowe (do lewej komory) i dożylne (zazwyczaj do żyły ogonowej), naśladują systemiczne rozprzestrzenianie się nowotworu. Modele te zazwyczaj prowadzą do powstania zmian w wielu narządach (np. mózgu, płucach, wątrobie, nerkach, śledzionie), w zależności od tego, które łoże kapilarne wychwyci najwięcej komórek nowotworowych podczas ich pierwszego przejścia przez układ krążenia.31Jednakże niespójne tempo engraftmentu w mózgu będzie wymagało użycia większej liczby zwierząt, aby osiągnąć wielkość próby zapewniającą pożądaną moc statystyczną. Liczba komórek nowotworowych, które ostatecznie zagnieździły się w mózgu poprzez Stosowane metody wstrzykiwania wewnątrzsercowego i dożylnego są zróżnicowane. W konsekwencji obciążenie guzami przerzutowymi w mózgu może różnić się między zwierzętami, a różnice w progresji choroby mogą utrudniać standaryzację harmonogramu eksperymentu oraz interpretację wyników. Obciążenie guzami poza czaszką może prowadzić do śmiertelności z przyczyn niezwiązanych z przerzutami do mózgu, co czyni te modele nieprzydatnymi do oceny skuteczności wewnątrzczaszkowej. W celu ograniczenia powstawania ognisk poza czaszką, wykorzystując sztuczne procesy selekcji klonalnej, opracowano linie komórkowe o tropizmie do mózgu, jednak wskaźniki przyjęcia przeszczepów były niespójne, a proces selekcji klonalnej może redukować heterogenność zazwyczaj występującą w guzach ludzkich.32.
Metody przeszczepiania specyficzne dla mózgu, takie jak wstrzykiwanie wewnątrzczaszkowe i wewnątrztętnicze do tętnicy szyjnej, umożliwiają bardziej spójne i wydajne modelowanie przerzutów do mózgu. W metodzie wewnątrzczaszkowej33 komórki nowotworowe są zazwyczaj wstrzykiwane do przedniego płata kory mózgowej, co generuje szybki i powtarzalny wzrost guza przy niskim zaangażowaniu systemowym. Choć procedura jest dobrze tolerowana i charakteryzuje się niską śmiertelnością33, jej wadą jest to, że stanowi ona stosunkowo prymitywne podejście, które szybko wprowadza (zlokalizowany) bolus komórek do mózgu i nie modeluje wczesnej patogenezy przerzutów do mózgu. Igła uszkadza naczynia krwionośne tkanki mózgowej, co następnie wywołuje miejscowy stan zapalny5,34. Z doświadczenia wynika, że istnieje tendencja do cofania się wstrzykiwanego zawiesiny komórek nowotworowych podczas wyciągania igły, co prowadzi do zajęcia opon miękkich. Alternatywnie, metoda wewnątrztętnicza dostarcza komórki do wspólnej tętnicy szyjnej, gdzie mikrokrążenie mózgowe jest pierwszym napotkanym łożem kapilarnym, co modeluje przeżycie w krwiobiegu, ekstrawazację i kolonizację24. Zgodnie z ustaleniami innych autorów25, nasze doświadczenia z tą metodą wykazały, że może ona prowadzić do powstania guzów w obrębie twarzy z powodu niezamierzonego dostarczenia komórek nowotworowych via zewnętrzną tętnicę szyjną do łożysk kapilarnych w tych tkankach (dane niepublikowane). Można zapobiec powstawaniu guzów twarzy poprzez uprzednie podwiązanie zewnętrznej tętnicy szyjnej przed wstrzyknięciem do wspólnej tętnicy szyjnej (Rysunek 1). W dalszej części artykułu metoda ta określana jest jako „wstrzykiwanie do wewnętrznej tętnicy szyjnej”. Z doświadczenia wiadomo, że metoda wstrzykiwania do wewnętrznej tętnicy szyjnej spójnie generuje przerzuty do mózgu przy bardzo niewielu zdarzeniach systemowych i z sukcesem stosowano ją do tworzenia modeli przerzutów do mózgu dla różnych nowotworów pierwotnych (np. czerniaka, raka piersi i raka płuca) (Rysunek 1). Wadami są to, że jest ona trudna technicznie, czasochłonna, inwazyjna i wymaga dokładnej optymalizacji liczby komórek oraz harmonogramu monitorowania. Podsumowując, zarówno metoda wewnątrzczaszkowa, jak i metoda wstrzykiwania do wewnętrznej tętnicy szyjnej pozwalają na stworzenie modeli mysich odpowiednich do oceny wpływu terapeutycznego na przeżywalność związaną z guzami mózgu.
Niniejszy protokół opisuje metodę iniekcji do tętnicy szyjnej wewnętrznej w celu stworzenia mysiego modelu przerzutów do mózgu z niemal całkowitym brakiem zajęcia systemowego, co czyni go odpowiednim do przedklinicznej oceny dystrybucji leków oraz skuteczności eksperymentalnych terapii.
<img alt="Schemat modelu przerzutów do mózgu u myszy; komórki nowotworowe wstrzykiwane do tętnicy szyjnej; wyniki patomorfologiczne pokazują przerzuty do mózgu czerniaka, raka płuc i piersi." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64216/64216fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Schematyczny opis protokołu wstrzykiwania do wewnętrznej tętnicy szyjnej w celu wywołania przerzutów do mózgu. Wstrzykiwanie do wewnętrznej tętnicy szyjnej wraz z podwiązaniem zewnętrznej tętnicy szyjnej pozwala na wiarygodne wytworzenie modelu przerzutów do mózgu z różnych nowotworów pierwotnych. W tym protokole na tętnicy szyjnej umieszcza się trzy podwiązania (oznaczone na rysunku jako L1-L3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64216/64216fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

<table><tbody><tr><td>100 i mikro; m Sitko do komórek</td><td>Corning</td><td>CLS431752</td><td></td></tr><tr><td>30G Igła Microlance</td><td>BD</td><td>23748</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa 31G Ultra-Fine II</td><td>BD</td><td>326103</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze kątowe</td><td>Proscitech</td><td>T67A-SS</td><td>Drobno spiczaste, kątowe bez ząbkowania, końcówka 18mm, długość 128 mm</td></tr><tr><td>Mata</td><td></td><td></td><td></td>grzewcza dla zwierząt</tr><tr><td>Antybiotyk i środek przeciwgrzybiczy</td><td>Worki do autoklawu ThermoFisher Scientific</td><td>15240062</td><td></td></tr><tr><td>BT-474 (HTB-20) linia komórkowa raka piersi</td><td>ATCC</td><td>HTB-20</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (TEMGESIC)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Licznik komórek hrabiny</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>C10227</td><td></td></tr><tr><td>Diet-76A</td><td>ClearH2O</td><td>72-07-5022</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td></td><td></td><td></td>preparacyjny</tr><tr><td>Dziurkacz</td><td></td><td></td><td></td>do uszu</tr><tr><td>Maszynki</td><td></td><td></td><td></td>do strzyżenia elektrycznego</tr><tr><td>Kleszcze o cienkim kącie</td><td>Proscitech</td><td>DEF11063-07</td><td>Kątowy 45&deg;, Końcówka gładka, Szerokość końcówki: 0,4 mm, Wymiar końcówki: 0,4 x 0,3 mm, długość 9cm</td></tr><tr><td>Cienkie rurki do kaniuli, Średnica zewnętrzna rurki (in) 1/32, ID rurki (in) 1/100in</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-06419-00</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>Zbilansowany roztwór soli Hanka bez wapnia i magnezu</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14170120</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogel</td><td>ClearH2O</td><td>70-01-5022</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes Jednorazowe chusteczki</td><td>Kimberly Clark- Kimwipes</td><td>Z188964</td><td></td></tr><tr><td>Puree z myszy Meloksykam</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(METACAM)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stożek</td><td></td><td></td> nosowy <td>Wykonany z rurki do mikrofuge</td></tr><tr><td>Lubrykant do oczu PAA (Carbomer 2mg/g)</td><td>&nbsp; Bausch and lomb</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór jodu powidonu</td><td>Betadine</td><td>2505692</td><td></td></tr><tr><td>ŚOI (rękawica, maska, fartuch, siatka na włosy)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Retraktory</td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-5001</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 Media</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11875093</td><td></td></tr><tr><td>Szew jedwabny 13mm 5-0, P3, 45cm</td><td>Ethicon</td><td>JJ-640G</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna sól fizjologiczna</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>TM4469</td><td></td></tr><tr><td>Taśma</td><td></td><td></td><td></td>klejąca</tr><tr><td>Deska</td><td></td><td></td> chirurgiczna <td>Deska do krojenia owinięta w torbę do sterylizacji w autoklawie.</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Proscitech</td><td>T104</td><td>Wymiary końcówki (dł. x gł.): 38x7mm, długość 115mm</td></tr><tr><td>Kleszcz do szwów / Zakrzywione kleszcze Brophy</td><td>Proscitech</td><td>T113C</td><td>Zakrzywiony, zaokrąglony wąski końcówka 2 mm, z ząbkami, długość 165 mm</td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę do szwów (uchwyt igły Olsen Hegar)</td><td>Proscitech</td><td>TC1322-180</td><td>długość 190 mm, zacisk zapadkowy</td></tr><tr><td>Sterownik strzykawkowy z pedałem nożnym / UMP3 Ultra mikropompa</td><td>World Precision Instruments</td><td>UMP3-3</td><td></td></tr><tr><td>T75 kolba do hodowli tkankowych</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>156499</td><td></td></tr><tr><td>Thread</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trigene II płyn do dezynfekcji powierzchni</td><td>Ceva</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue i szkiełka z komorą do liczenia komórek</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>C10228</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE Express medium</td> <td>dysocjująceThermoFisher 12605010</td><td></td><td></td> Naukowy</tr></tbody></table>

modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Przerzuty do mózgu są przyczyną ciężkiej zachorowalności i śmiertelności u pacjentów z rakiem. Krytycznych aspektów chorób przerzutowych, takich jak złożone mikrośrodowisko nerwowe i interakcja komórek zrębu, nie można w pełni odtworzyć za pomocą testów in vitro; W związku z tym modele zwierzęce mają kluczowe znaczenie dla badania i zrozumienia efektów interwencji terapeutycznej. Jednak większość metod ksenoprzeszczepu guza mózgu nie powoduje przerzutów do mózgu w sposób konsekwentny pod względem ram czasowych i obciążenia guza. Modele przerzutów do mózgu generowane przez dosercowe wstrzyknięcie komórek rakowych mogą powodować niezamierzone obciążenie guzem pozaczaszkowym i prowadzić do zachorowalności i śmiertelności z przerzutami do mózgu. Chociaż wewnątrzczaszkowe wstrzyknięcie komórek rakowych może ograniczyć powstawanie guzów pozaczaszkowych, ma kilka zastrzeżeń, takich jak wstrzyknięte komórki często tworzą pojedynczą masę guza w miejscu wstrzyknięcia, duże zajęcie opon mózgowo-rdzeniowych i uszkodzenie naczyń mózgowych podczas penetracji igły. Protokół ten opisuje mysi model przerzutów do mózgu generowanych przez wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej wewnętrznej. Metoda ta powoduje konsekwentne wytwarzanie guzów wewnątrzczaszkowych bez udziału innych narządów, co umożliwia ocenę środków terapeutycznych w przypadku przerzutów do mózgu.

Porównanie wstrzykiwania do tętnicy szyjnej wspólnej z podwiązaniem lub bez podwiązania tętnicy szyjnej zewnętrznej 
Gdy komórki nowotworowe wstrzykiwano via tętnicę szyjną wspólną bez uprzedniego podwiązania tętnicy szyjnej zewnętrznej24, guzy twarzy stwierdzono u 77,8% przeszczepionych myszy (n = 7/9 zwierząt). Przykład guza twarzy przedstawiono na Rysunku uzupełniającym 3. Metoda opisana w niniejszym protokole zapobiega niezamierzonym przer...

Przerzuty do mózgu są przyczyną ciężkiej zachorowalności i śmiertelności u pacjentów z rakiem. Większość mysich modeli przerzutów do mózgu jest skomplikowana przez przerzuty ogólnoustrojowe, mylące analizę śmiertelności i wyników interwencji terapeutycznej. Przedstawiono tutaj protokół wewnętrznego wstrzykiwania komórek rakowych do tętnicy szyjnej, który wytwarza spójne guzy wewnątrzczaszkowe z minimalnymi guzami ogólnoustrojowymi.

Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Dlaczego więc ten protokół jest ważny? Cóż, przerzuty do mózgu są bardzo trudne do leczenia, a ten protokół daje klinicznie istotny model myszy z minimalnymi guzami zewnątrzczaszkowymi. Technika ta umożliwia obiektywną analizę dystrybucji leków i odpowiedzi na guzy wewnątrzczaszkowe.Główną zaletą tej techniki jest to, że model jest wysoce powtarzalny, a przerzuty do mózgu rozwijają się w stosunkowo krótkim czasie po wstrzyknięciu. Postęp choroby jest podobny u zwierząt, co ułatwia naukowcom standaryzację eksperymentów, harmonogramów leczenia i punktów końcowych. Moja rada dla początkujących to ćwiczenie używania kleszczy i strzykawki podczas przeglądania mikroskopu preparacyjnego, zapoznanie się z anatomicznymi punktami orientacyjnymi wokół szyi i ćwiczenie protokołu w obecności weterynarza.Zacznij od wysiewu komórek rakowych BT-474 o gęstości wysiewu dwa razy 10 do sześciu komórek do kolby T-75 przy użyciu 10 mililitrów kompletnej pożywki wzrostowej i hodowli, aż komórki osiągną zbieg od 70 do 80% przed wstrzyknięciem. W dniu wstrzyknięcia należy wyrzucić pożywkę wzrostową i dwukrotnie przemyć monowarstwę komórek PBS i dodać pięć mililitrów wstępnie podgrzanego odczynnika do dysocjacji hodowli komórkowych. Inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez pięć minut lub do momentu oderwania się komórek.Po pięciu minutach wyjmij kolbę z inkubatora i delikatnie postukaj w nią, aby ułatwić odłączanie komórek. Dodaj pięć mililitrów kompletnej pożywki wzrostowej zawierającej 10% FBS, aby stłumić aktywność odczynnika dysocjacyjnego. Delikatnie zawiesić komórki w roztworze przez pipetowanie, aby zmniejszyć grudki komórek.Przenieść zawiesinę komórkową do 50-mililitrowej probówki i odwirować przy 180 G przez trzy minuty w temperaturze pokojowej. Zdekantować supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 10 mililitrach HBSSS bez wapnia i magnezu, aby zminimalizować zlepianie się komórek. Odwirować zawiesinę komórek o stężeniu 180 G przez trzy minuty w temperaturze pokojowej, zdekantować supernatant w celu usunięcia pozostałości surowicy lub odczynnika dysocjacyjnego i ponownie zawiesić osad komórkowy w trzech mililitrach HBSS.Umieść sitko o średnicy 100 mikrometrów na świeżej stożkowej probówce o pojemności 50 mililitrów i przepuść przez nie zawiesinę komórek, aby usunąć grudki komórek. Obliczyć liczbę żywotnych komórek za pomocą błękitu trypanowego i rozcieńczyć zawiesinę komórek HBSS do stężenia komórek 2,5 razy 10 do sześciu komórek na mililitr. Trzymaj rurkę poziomo na lodzie i delikatnie kołysz rurkę od czasu do czasu, aby zminimalizować zbrylanie.Zawiesina komórkowa może być przechowywana na lodzie przez maksymalnie sześć godzin. Mysz do dziurkowania uszu do identyfikacji i używania elektrycznych maszynek do strzyżenia do golenia sierści w okolicy szyi. Oczyść nadmiar włosów z odsłoniętej skóry za pomocą taśmy.Nałóż lubrykant do oczu na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Delikatnie zabezpiecz mysz, zaczepiając górne zęby siekaczy za pomocą nici przyklejonej do deski chirurgicznej, a następnie przyklejając przednie i tylne nogi. Ten krok wydłuża ciało i utrzymuje szyję prosto podczas zabiegu.W celu przedoperacyjnego przygotowania skóry przetrzyj szyję miejscowym środkiem antyseptycznym, takim jak jod powidonu, aby zmniejszyć obciążenie mikroflorą skóry i usunąć luźne włosy. Oczyść od środka skóry, kierując się na zewnątrz, aby zapobiec ponownemu zanieczyszczeniu miejsca nacięcia. Powtórz proces przy użyciu 70% etanolu i wykonaj trzy naprzemienne rundy jodu i etanolu w celu dezynfekcji.Sprawdź odruch za pomocą testu szczypania, aby upewnić się, że znieczulenie umrze przed kontynuowaniem zabiegu. Połóż sterylną serwetę chirurgiczną na zwierzęciu. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj pionowe 15-milimetrowe nacięcie wzdłuż linii środkowej w okolicy szyi myszy za pomocą nożyczek, zaczynając od pięciu milimetrów poniżej szczęki do wlotu klatki piersiowej.Za pomocą dwóch par kleszczy ustawionych pod kątem rozchyl skórę i leżące pod nią gruczoły ślinowe i zastosuj retraktory, aby tchawica była odsłonięta. Za pomocą dwóch par kleszczy o cienkim kącie pod kątem tępo wypreparuj tkankę mięśniową i tłuszczową przylegającą do tchawicy, aby odsłonić prawą osłonkę tętnicy szyjnej. Pochewka tętnicy szyjnej to włóknista warstwa pokrywająca tętnicę szyjną wspólną, żyłę i nerw błędny, a wiązkę tę można uwidocznić za pomocą jaskrawoczerwonej tętnicy szyjnej wspólnej.Oczyść odcinek tętnicy szyjnej wspólnej ogonowej do rozwidlenia tętnicy szyjnej otaczającej powięzi i oddziel go od nerwu błędnego i żył. Odizoluj i oczyść rozwidlenie tętnicy szyjnej z otaczających nerwów i powięzi. Umieść cienkie kleszcze pod tętnicą szyjną zewnętrzną i przełóż jedwabny szew 5-0 pod tętnicą.Zawiąż węzeł i zaciśnij szew i odetnij nadmiar linii. Umieść cienkie kleszcze pod wspólną tętnicą szyjną i przełóż jedwabny szew 5-0 pod tętnicą. Zawiązać węzeł i zacisnąć szew w pozycji bliższej do proponowanego miejsca wstrzyknięcia.Odetnij nadmiar szwu, pozostawiając około 10 milimetrów linii. Wytnij i zwilż pasek jednorazowych wycieraczek o wymiarach około 10 na 5 milimetrów. Złożyć pasek i umieścić go pod tętnicą szyjną w proponowanym miejscu wstrzyknięcia.Spowoduje to podparcie naczynia podczas wstrzyknięcia. Na tętnicy szyjnej wspólnej rostralnej do proponowanego miejsca wstrzyknięcia należy umieścić trzecie podwiązanie z luźnym węzłem. Jest on dokręcany dopiero po wstrzyknięciu.Delikatnie porusz zawiesinę komórkową i wciągnij 200 mikrolitrów zawiesiny komórkowej do strzykawki insulinowej z igłą o rozmiarze 31. Załadować strzykawkę do sterownika strzykawki podłączonego do aktywującego pedału nożnego. Przymocuj cienką kaniulę z igłą o rozmiarze 31 do strzykawki i zalej linię.Sprawdź, czy tętnica szyjna jest dobrze ustawiona i pod ciśnieniem. Za pomocą dwóch kleszczyków o cienkim kącie, z których jeden delikatnie napina się na końcu pierwszej ligatury, a drugi trzyma igłę o rozmiarze 31, powoli włóż igłę skosem do góry w światło naczynia krwionośnego, uważając, aby jej nie przebić. Powoli wstrzyknąć 100 mikrolitrów przygotowanej wcześniej zawiesiny komórkowej do tętnicy szyjnej wspólnej w tempie 10 mikrolitrów na sekundę.Spowoduje to dostarczenie 2,5 razy 10 do piątych komórek do naczynia krwionośnego. Udane wstrzyknięcie można uwidocznić poprzez oczyszczenie krwi z naczynia krwionośnego tętnicy szyjnej. Delikatnie podnieść i zacisnąć luźną ligaturę natychmiast po wyjęciu igły, aby zapobiec cofaniu się i krwawieniu.Przytnij nadmiar szwów i usuń kawałek zwilżonych, niestrzępiących się jednorazowych wycieraczek. Za pomocą pipety P-200 przepłucz jamę chirurgiczną dwukrotnie 150 do 200 mikrolitrami sterylnej wody lub soli fizjologicznej. Po sprawdzeniu, czy nie ma krwawień, zmień położenie tkanki miękkiej, gruczołów ślinowych i skóry nad tętnicą szyjną i tchawicą.Zamknij warstwę skóry nacięcia za pomocą uchwytu na igłę do szwów, kleszczyków i wchłanialnego lub niewchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 w ciągły wzór. Wstrzyknąć 50 mikrogramów na kilogram buprenorfiny i jeden miligram na kilogram meloksykamu we wstrzyknięciu podskórnym jako środek przeciwbólowy po operacji. Przenieś zwierzę do ciepłej i czystej klatki, aby wyzdrowiało ze znieczulenia.Lektynę wstrzyknięto do wspólnej tętnicy szyjnej myszy z podwiązaniem zewnętrznej tętnicy szyjnej lub bez niej. Zmniejszenie stężenia lektyny obserwowano w tkankach policzka po podwiązaniu tętnicy szyjnej zewnętrznej. Wyniki pokazały, że podwiązanie nie wpłynęło na dostarczanie mózgu.Progresję guza monitorowano za pomocą linii komórkowej raka piersi z ekspresją lucyferazy, amplifikowaną przez HER2. Model przerzutów do mózgu BT474 wykazał wzrost sygnałów bioluminescencyjnych od piątego tygodnia po wstrzyknięciu wewnętrznej tętnicy szyjnej, a następnie stopniowo rósł. Od piątego do ósmego tygodnia niejednorodne natężenie sygnału wskazywało na guz wewnątrzczaszkowy ze złożoną perfuzją płynu.Stężenie gadolinu w obszarze guza wzrosło, gdy wyciekał z krążenia krwi do tkanki nowotworowej. Akumulacja nanomedycyny i przerzutów do mózgu została potwierdzona u myszy BT-474 przez wyższe poziomy nanoleków wykryte w regionie guza w porównaniu z niezaangażowanymi obszarami mózgu. Wraz z postępem modelu przerzutów do mózgu BT-474 zwierzęta zaczęły tracić do 20% masy ciała, co sprawiło, że mediana czasu przeżycia wynosiła dziewięć tygodni po wstrzyknięciu.Wyniki histologiczne wykazały, że guzy były zlokalizowane jednostronnie, pasując do miejsca wstrzyknięcia do tętnicy szyjnej, gdzie guzy w większości pojawiały się jako stałe, pojedyncze masy. Często obserwowano kieszenie pustych przestrzeni, które składały się z komórek martwiczych, podczas gdy mniejsze wyrostki były również obecne u niektórych zwierząt. Najważniejszą rzeczą, o której należy pamiętać przy próbie wykonania protokołu, jest prawidłowe przygotowanie i ustawienie tętnicy szyjnej przed wkłuciem igły, a następnie zastosowanie odpowiedniego napięcia podczas wprowadzania igły.Model ten jest przydatny dla naukowców badających dostarczanie leków do mózgu i skuteczność nowych terapii w leczeniu przerzutów do mózgu.

modeling-brain-metastasis-internal-carotid-artery-injection-cancer

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Ten film demonstruje wszczepianie komórek nowotworowych do mózgu myszy poprzez wykonanie iniekcji wewnątrzczaszkowej.

Wewnątrzczaszkowy model ortotopowy: procedura wszczepienia komórek rakowych do mózgu myszy

Ten film demonstruje stworzenie mysiego modelu przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej fluorescencyjnie znakowanych komórek rakowych. Model mysi może być wykorzystany do badania efektów nowych terapii i leżących u ich podstaw mechanizmów fizjologicznych.

Mysi model przerzutów do mózgu: metoda generowania mysiego modelu przerzutów do mózgu przez wstrzyknięcie komórek raka szyjnego

Źródło: Lim, M., et al. Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej. J. Vis. Exp. (2022)W tym filmie znieczulona mysz przechodzi zabieg chirurgiczny, w którym komórki rakowe są wstrzykiwane do wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), aby ułatwić celowe dostarczanie do mózgu. Procedura polega na precyzyjnym zszywaniu i manipulowaniu tętnicami szyjnymi w celu skierowania wstrzykniętych komórek w kierunku tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA), co z...

Modelowanie przerzutów guza mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Mysi model przerzutów do mózgu raka piersi jest tworzony za pomocą obrazowania ultradźwiękowego we wstrzyknięciu dosercowym komórek MDA-MB231/Br-GFP. Rozwój wieloogniskowych przerzutów wewnątrzczaszkowych monitorowano podłużnie za pomocą rezonansu magnetycznego 9,4 T o wysokiej rozdzielczości.

Iniekcja dosercowa pod kontrolą obrazowania ultrasonograficznego w celu opracowania mysiego modelu przerzutów raka piersi do mózgu, a następnie podłużnego rezonansu magnetycznego

Przerzuty do mózgu stały się pilną, niezaspokojoną potrzebą medyczną, ponieważ częstość ich występowania wzrosła, podczas gdy opcje terapeutyczne pozostały paliatywne. Tworzenie eksperymentalnych modeli zwierzęcych przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej ułatwia badania mechanistyczne biologii choroby i ocenę nowych schematów interwencji.

Wstrzyknięcie komórek raka tętnicy szyjnej w celu wytworzenia mysich modeli przerzutów do mózgu

Modelowanie przerzutów wewnątrzczaszkowych do mózgu jest skomplikowane przez niemożność monitorowania wielkości guza i odpowiedzi na leczenie za pomocą precyzyjnych i szybkich metod. Przedstawiona metodologia łączy iniekcję guza śródczaszkowego z analizą rezonansu magnetycznego, która w połączeniu zapewnia precyzyjne i spójne iniekcje, ulepszone monitorowanie zwierząt i dokładne pomiary objętości guza.

Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez iniekcję wewnątrzczaszkową i rezonans magnetyczny

Opisujemy mysi model raka piersi z przerzutami do mózgu generowanymi przez wstrzyknięcie do żyły ogonowej endogennej linii komórkowej zapalnego raka piersi z amplifikacją HER2.

Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie do żyły ogonowej komórek zapalnego raka piersi

Ten manuskrypt zawiera szczegółową procedurę wstrzykiwania do tętnicy biodrowej (IIA), techniki dostarczania komórek rakowych specyficznie do tkanek kończyn tylnych, w tym kości, w celu ustalenia eksperymentalnych przerzutów do kości. Chociaż początkowo ustalono go na podstawie modeli guzów piersi, protokół ten można łatwo rozszerzyć na inne typy raka.

Iniekcja do tętnicy biodrowej w celu skutecznego i selektywnego modelowania mikroskopijnych przerzutów do kości

Procedura chirurgiczna została opracowana w celu dostarczenia komórek guza sutka do mysiej wątroby poprzez wstrzyknięcie do żyły wrotnej. Model ten umożliwia badanie późnych stadiów przerzutów do wątroby u w pełni kompetentnego immunologicznie gospodarza, w tym wynaczynienia komórek nowotworowych, siewu, przeżycia i przerzutowego wzrostu w wątrobie.

Model iniekcji żyły wrotnej do badania przerzutów raka piersi do wątroby

Tutaj prezentujemy zintegrowany przepływ pracy w celu identyfikacji cech fenotypowych i molekularnych, które charakteryzują krążące komórki nowotworowe (CTC). Łączymy barwienie immunologiczne na żywo i mikromanipulację mikromanipulacją pojedynczych i grupowanych CTC z technikami opartymi na pojedynczych komórkach do dalszej analizy i oceny zdolności do wysiewu przerzutów.

Mikromanipulacja krążącymi komórkami nowotworowymi w celu dalszej analizy molekularnej i oceny potencjału przerzutowego

Poznaj metodę wstrzyknięcia komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej w myszy, tworzącą wiarygodny model przerzutów do mózgu. Technika umożliwia standaryzację badań nad terapiami onkologicznymi.

Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Przeglądaj więcej filmów