Name: Mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-23T13:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Poznaj metodę mechanostymulacji zarodków Drosophila melanogaster przy użyciu mikroprzepływowego systemu kompresji. Technika umożliwia wysokorozdzielcze obrazowanie i analizę mechanobiologiczną w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez National Science Foundation (CMMI-1946456), Biuro Badań Naukowych Sił Powietrznych (FA9550-18-1-0262) oraz National Institute of Health (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

1. Przygotowanie formy do wafli krzemowych
<ol>
	<li>Wyczyść płytkę krzemową (patrz tabela materiałów) najpierw acetonem, a następnie alkoholem izopropylowym (IPA).</li>
	<li>Umieść wafel silikonowy na płycie grzejnej o temperaturze 250 °C na 30 minut w celu wypieku suszącego (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A).</li>
	<li>Pokryj płytkę krzemową heksametylodilazanem (HDMS) w piecu parowym (patrz tabela materiałów) (temperatura procesu: 150 °C, ciśnienie procesowe: 2 Torr, czas procesu: 5 min, objętość HDMS: 5 μL) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B).</li>
	<li>Umieść butelkę fotorezystu SU-8 2100 (patrz tabela materiałów) w piekarniku o temperaturze 60 °C na 15 minut, aby zmniejszyć jego lepkość. 
	UWAGA: Po podgrzaniu w piekarniku lepkość fotorezystu maleje. Fotorezystu o obniżonej lepkości można łatwiej obchodzić się i można je dokładniej wylać na płytkę.</li>
	<li>Umieść płytkę krzemową na płycie grzejnej o temperaturze 60 °C i wlej 1 ml podgrzanego fotorezystu na każdy cal płytki, aż fotorezystor pokryje większość powierzchni (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C).</li>
	<li>Przenieś pokrytą fotorezystem płytkę krzemową do powlekarki wirowej (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Zastosuj wstępne wirowanie najpierw przy 250 obr./min przez 30 s, a następnie przy 350 obr./min przez kolejne 30 s, oba z przyspieszeniem 100 obr./min (<silna klasa="xfig">Rysunek 3D).</li>
	<li>Usuń nadmiar fotorezystu z krawędzi płytki krzemowej za pomocą wacika do pomieszczeń czystych.</li>
	<li>Najpierw wiruj z prędkością 500 obr./min przez 15 s z przyspieszeniem 100 obr./min, a następnie z prędkością 1450 obr./min przez 30 s z przyspieszeniem 300 obr./min (<silna klasa="xfig">Rysunek 3E).</li>
	<li>Usuń listwę krawędziową za pomocą wacika do pomieszczeń czystych.</li>
	<li>Umieść wafel silikonowy na płycie grzejnej o temperaturze 50 °C i spryskaj płytkę acetonem, aby usunąć niedoskonałości i zapewnić jednolitą powłokę (<klasa silna = "xfig">Rysunek 3F).</li>
	<li>Powoli zwiększaj temperaturę płyty grzejnej do 95 °C z prędkością 2°C/min.</li>
	<li>Miękki wafel silikonowy pieczemy w temperaturze 95 °C przez 50 minut (<silna klasa="xfig">Rysunek 3G).</li>
	<li>Powoli schłodzić płytę grzejną do temperatury pokojowej z szybkością 2°C/min.</li>
	<li>Umieść płytkę krzemową na wyrównywaczu maski (patrz Tabela materiałów) i umieść na niej fotomaskę (patrz Rysunek Uzupełniający 1, aby zapoznać się z geometrią fotomaski).</li>
	<li>Wystaw płytkę krzemową na działanie światła UV o natężeniu 350 mJ/cm2 (35 mW/cm2 przez 10 s) przez fotomaskę za pomocą wyrównywacza maski kontaktowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 3H).</li>
	<li>Nakładaj kolejne wypieki poekspozycyjne na płytkę krzemową, umieszczając wafel na gorącej płycie w temperaturze 50 °C na 5 minut, w temperaturze 65 °C na dodatkowe 5 minut, a na koniec w temperaturze 80 °C na kolejne 20 minut (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3I).</li>
	<li>Powoli schłodzić wafel krzemowy do temperatury pokojowej z szybkością 2 °C/min.</li>
	<li>Umieść mieszadło magnetyczne o nieco mniejszej średnicy niż płytka krzemowa w zlewce. Odwróć wafel silikonowy do góry nogami i umieść go na zlewce.</li>
	<li>Umieścić zlewkę w innej, większej zlewce i napełnić większą zlewkę świeżym roztworem wywoływacza (patrz tabela materiałów). Pozostaw płytkę krzemową zanurzoną w wywoływaczu na 30 minut z włączonym mieszadłem (<silna klasa="xfig">Rysunek 3J).</li>
	<li>Przenieś płytkę krzemową do ultradźwiękowego sonikatora wypełnionego świeżym wywoływaczem przez 1 godzinę przy 40 kHz (<silna klasa="xfig">Rysunek 3K).</li>
	<li>Dokładnie umyj wafel krzemowy roztworem IPA, aby uzyskać ostateczną formę do wafla krzemowego (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 3L).</li>
</ol>
2. Produkcja chipa mikroprzepływowego
<ol>
	<li>Umieść formę wafla krzemowego w eksykatorze razem z 10 kroplami (~500 μL) trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silanu (PFOCTS, patrz tabela materiałów) w małej łodzi wagowej w pobliżu.</li>
	<li>Podłączyć eksykator do pompy próżniowej o natężeniu około 200 Torr na 30 minut.</li>
	<li>Wyłączyć zawór eksykatora i odłączyć pompę próżniową na noc w celu nałożenia powłoki PFOCTS.</li>
	<li>Przygotować wstępnie utwardzony roztwór polidimetylosiloksanu (PDMS), mieszając bazę PDMS ze środkiem utwardzającym (patrz tabela materiałów) w stosunku 10:1.</li>
	<li>Odgazować mieszaninę, umieszczając ją w wirówce (500 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej). 
	UWAGA: To wirowanie umożliwia migrację pęcherzyków na górną powierzchnię, a w konsekwencji usunięcie ich w krótkim czasie.</li>
	<li>Wlej odgazowany roztwór PDMS na formę do wafli krzemowych.</li>
	<li>Odgazuj go ponownie, aby usunąć pęcherzyki powietrza uwięzione na powierzchni formy.</li>
	<li>Utwardzaj PDMS w piecu o temperaturze 60 °C przez 1 godzinę i 50 minut (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 3M).</li>
	<li>Użyj skalpela, aby przeciąć granice utwardzonego obszaru PDMS odpowiadającego geometrii chipa mikroprzepływowego (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 3N).</li>
	<li>Oderwij część PDMS i połóż ją do góry nogami na macie do cięcia.</li>
	<li>Użyj brzytwy, aby przyciąć część PDMS do jej ostatecznego kształtu (<silna klasa="xfig">Rysunek 3O).</li>
	<li>Przebij otwory wlotowe i wylotowe w PDMS za pomocą stempla do biopsji (patrz Tabela materiałów) lub igły z końcówką (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3P).
	<ol>
		<li>Do otworu wlotowego zarodka użyj stempla o średnicy 4 mm.</li>
		<li>Do otworów wylotowych zarodków użyj dziurkacza o średnicy 1,3 mm.</li>
		<li>Do otworu wlotowego gazu użyj stempla 2 mm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj kawałka taśmy klejącej, aby usunąć wszelkie cząstki, które mogą pozostać na wzorzystej powierzchni PDMS.</li>
	<li>Szkiełko prostokątne o wymiarach 24 mm x 60 mm należy najpierw oczyścić acetonem, a następnie alkoholem izopropylowym.</li>
	<li>Osusz szklaną powierzchnię za pomocą pistoletu pneumatycznego podłączonego do przefiltrowanego źródła powietrza.</li>
	<li>Nałóż piec odwadniający na szklane szkiełko, umieszczając je na płycie grzejnej o temperaturze 250 °C na 2 godziny (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3Q).</li>
	<li>Przykryj szkiełko zlewką, aby zapobiec zanieczyszczeniu powierzchni.</li>
	<li>Umieść PDMS wzorzystą stroną do góry, a odwodnione szkło wsunąć do myjki plazmowej (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Traktuj PDMS i szkiełko plazmą tlenową o mocy 18 W przez 30 s.</li>
	<li>Umieść PDMS na szkiełku podstawowym z jego wzorzystą powierzchnią skierowaną w stronę szkiełka, aby uszczelnić mikrokanały za pomocą wiązania kowalencyjnego (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3R).</li>
	<li>Użyj pęsety, aby delikatnie docisnąć część PDMS do szklanego szkiełka, aby zapewnić pełny kontakt konformacyjny.</li>
	<li>Gotowy chip mikroprzepływowy należy przechowywać przez noc w temperaturze pokojowej, aby połączenie osiągnęło ostateczną wytrzymałość.</li>
</ol>
3. Przygotowanie zarodków muszki owocowej
<ol>
	<li>Pozwól dorosłym muchom Oregon-R złożyć jaja na płytkach z sokiem jabłkowym (1,5% agaru, 25% soku jabłkowego, 2,5% sacharozy) i zebrać płytki w pożądanym czasie rozwoju po złożeniu jaj dla danego eksperymentu. 
	UWAGA: W obecnych eksperymentach płytki zostały zebrane po 140 minutach w celu przygotowania i sortowania zarodków na etapie celularyzacji17.</li>
	<li>Zalej agar płynem do płukania jaj zarodkowych (0,12 M NaCl, 0,04% Triton-X 100) i delikatnie porusz zarodki pędzlem, aby usunąć je z agaru.</li>
	<li>Przenieś zarodki do 50% roztworu wybielacza na 90 s, od czasu do czasu mieszając. Przecedź zarodki przez sito tkankowe i dokładnie zmyj roztwór wybielacza wodą.</li>
	<li>Przenieś zarodki na szklaną szalkę Petriego o średnicy 90 mm z wystarczającą ilością płynu do płukania jaj zarodków, aby całkowicie pokryć zarodki.</li>
	<li>Zbadaj zarodki z transillumination na mikroskopie preparacyjnym i wybierz zarodki o pożądanym etapie rozwoju do załadowania do urządzenia mikroprzepływowego. 
	UWAGA: W tej aplikacji wybrano zarodki na etapie celularyzacji. Szczegółowe opisy, jak zapewnić prawidłowy dobór etapów rozwojowych, można znaleźć w podręczniku laboratoryjnym dla Drosophila17.</li>
</ol>
4. Stosowanie mechanicznej stymulacji do zarodków muszek owocowych za pomocą chipa mikroprzepływowego
<ol>
	<li>Zagruntować wszystkie siedem mikrokanalików zarodka, wypełniając je filtrowanym IPA o wielkości 0,4 μm przez główny port wlotowy zarodka.</li>
	<li>Zastąp IPA filtrowaną wodą dejonizowaną (DI) o wielkości 0,4 μm.</li>
	<li>Zastąp wodę demineralizowaną roztworem do płukania jaj zarodkowych.</li>
	<li>Zbierz około 100 wstępnie wybranych zarodków ze szklanej szalki Petriego za pomocą szklanej pipety.</li>
	<li>Odpipetować zarodki do portu wlotowego zarodka (<silna klasa="xfig">Rysunek 4A).</li>
	<li>Zastosuj podciśnienie (tj. podciśnienie) o ciśnieniu około 3 PSI (tj. podciśnienie) do wlotu gazu za pomocą przenośnej pompy próżniowej, aby otworzyć mikrokanaliki zarodka.</li>
	<li>Przechyl chip mikroprzepływowy w dół, aby zarodki automatycznie wyrównały się i osiadły w mikrokanałach zarodka (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B).</li>
	<li>Jeśli wloty mikrokanalików zarodka zostaną zatkane przez wiele zarodków wchodzących jednocześnie, przechyl chip mikroprzepływowy w górę, a następnie ponownie w dół, aby usunąć zatkanie.</li>
	<li>W zależności od wymaganej przepustowości wprowadzić do mikrokanalików zarodkowych aż 300 zarodków.</li>
	<li>Po zakończeniu ładowania zarodków usuń podciśnienie, aby unieruchomić zarodki.</li>
	<li>Przechyl chip mikroprzepływowy z powrotem do pozycji poziomej (<silna klasa="xfig">Rysunek 4C).</li>
	<li>Podłącz przenośne źródło nadciśnienia (patrz tabela materiałów) z manometrem do wlotu gazu, aby zastosować kompresję 3 PSI (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4D).</li>
	<li>Stale sprawdzaj manometr, aby upewnić się, że stosowany jest stały poziom kompresji.</li>
	<li>Jeśli na zarodkach stymulowanych mechanicznie będą przeprowadzane eksperymenty obrazowania na żywo, należy umieścić chip mikroprzepływowy na standardowym uchwycie na szkiełku mikroskopowym z wlotem gazu podłączonym do źródła ciśnienia.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu z uciskiem zarodki mogą zostać pobrane do dalszej analizy. Aby to zrobić, najpierw przyłóż podciśnienie do wlotu gazu, aby uwolnić zarodki.</li>
	<li>Następnie przechyl chip mikroprzepływowy do góry, aby zarodki przesunęły się w kierunku portu wprowadzania zarodka (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4E).</li>
	<li>Pobrać zarodki z chipa mikroprzepływowego za pomocą szklanej pipety. 
	UWAGA: Po pobraniu można zbadać wpływ kompresji na rozwój i żywotność embrionalnego, hodując muszki owocowe do dorosłości. Zdolność urządzenia mikroprzepływowego do przetwarzania o wysokiej przepustowości umożliwia również wykorzystanie zarodków w dalszych testach omicznych, które wymagają dużej liczby próbek (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2).</li>
</ol>

<ol><li>Wang, J. H. -C., Thampatty, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+introductory+review+of+cell+mechanobiology%5BTitle%5D)+AND+%22Biomechanics+and+Modeling+in+Mechanobiology%22%5BJournal%5D)">An introductory review of cell mechanobiology.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).</li>
<li>Ingber, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanobiology+and+diseases+of+mechanotransduction%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Mechanobiology and diseases of mechanotransduction.</a> Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).</li>
<li>Nims, R. J., Pferdehirt, L., Guilak, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanogenetics%3A+Harnessing+mechanobiology+for+cellular+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Mechanogenetics: Harnessing mechanobiology for cellular engineering.</a> Current Opinion in Biotechnology. 73, 374-379 (2022).</li>
<li>Bellin, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+the+Role+of+Syndecan-4+in+Mechanotransduction+using+Surface-Modification+Approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Defining the Role of Syndecan-4 in Mechanotransduction using Surface-Modification Approaches.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 22102-22107 (2009).</li>
<li>Simpson, L. J., Reader, J. S., Tzima, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+regulation+of+protein+translation+in+the+cardiovascular+system%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+and+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Mechanical regulation of protein translation in the cardiovascular system.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 34(2020).</li>
<li>Humphrey, J. D., Schwartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+mechanobiology%3A+Homeostasis%2C+adaptation%2C+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Vascular mechanobiology: Homeostasis, adaptation, and disease.</a> Annual Review of Biomedical Engineering. 23, 1-27 (2021).</li>
<li>Maurer, M., Lammerding, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+driving+force%3A+Nuclear+mechanotransduction+in+cellular+function%2C+fate%2C+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">The driving force: Nuclear mechanotransduction in cellular function, fate, and disease.</a> Annual Review of Biomedical Engineering. 21, 443-468 (2019).</li>
<li>Jennings, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila-A+versatile+model+in+biology+%26+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Today%22%5BJournal%5D)">Drosophila-A versatile model in biology & medicine.</a> Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).</li>
<li>Konno, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State-of-the-art+technology+of+model+organisms+for+current+human+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Diagnostics%22%5BJournal%5D)">State-of-the-art technology of model organisms for current human medicine.</a> Diagnostics. 10 (6), 392(2020).</li>
<li>Morgan, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+limited+inheritance+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Sex limited inheritance in Drosophila.</a> Science. 32 (812), 120-122 (1910).</li>
<li>Wu, Q., Kumar, N., Velagala, V., Zartman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tools+to+reverse-engineer+multicellular+systems%3A+Case+studies+using+the+fruit+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Engineering%22%5BJournal%5D)">Tools to reverse-engineer multicellular systems: Case studies using the fruit fly.</a> Journal of Biological Engineering. 13 (1), 1-16 (2019).</li>
<li>Jayamohan, H., et al. Chapter 11 - Advances in Microfluidics and Lab-on-a-Chip Technologies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJayamohan%2C+H+%22Molecular+Diagnostics%22">Molecular Diagnostics</a>. Patrinos, G., et al. , Academic Press. Cambridge, MA. 197-217 (2017).</li>
<li>Scheler, O., Postek, W., Garstecki, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+developments+of+microfluidics+as+a+tool+for+biotechnology+and+microbiology%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Recent developments of microfluidics as a tool for biotechnology and microbiology.</a> Current Opinion in Biotechnology. 55, 60-67 (2019).</li>
<li>Mohammed, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovative+tools+for+mechanobiology%3A+Unraveling+outside-in+and+inside-out+mechanotransduction%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Bioengineering+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Innovative tools for mechanobiology: Unraveling outside-in and inside-out mechanotransduction.</a> Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 162(2019).</li>
<li>Shorr, A. Z., Sönmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+mechanotransduction+in+Drosophila+embryos+with+mesofluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics.</a> Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).</li>
<li>Kim, Y. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanochemical+Actuators+of+Embryonic+Epithelial+Contractility%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).</li>
<li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila.+A+Laboratory+Handbook%22">Drosophila. A Laboratory Handbook</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Long Island, NY. (1989).</li>
<li>Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+lithography+for+micro-and+nanoscale+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Soft lithography for micro-and nanoscale patterning.</a> Nature Protocols. 5 (3), 491(2010).</li>
<li>Lee, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+fabrication+process+for+uniform+SU-8+thick+photoresist+structures+by+simultaneously+removing+edge+bead+and+air+bubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Micromechanics+and+Microengineering%22%5BJournal%5D)">A new fabrication process for uniform SU-8 thick photoresist structures by simultaneously removing edge bead and air bubbles.</a> Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (12), 125006(2011).</li>
<li>Xia, Y., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Materials+Science%22%5BJournal%5D)">Soft lithography.</a> Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).</li>
<li>Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polycarbonate+heat+molding+for+soft+lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Polycarbonate heat molding for soft lithography.</a> Small. 16 (16), 2000241(2020).</li>
<li>Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+trap+array+for+massively+parallel+imaging+of+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos.</a> Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych interesów finansowych w produktach opisanych w tym manuskrypcie i nie mają nic więcej do ujawnienia.

W artykule opisano rozwój urządzenia mikroprzepływowego do automatycznego ustawiania, unieruchamiania i precyzyjnego stosowania stymulacji mechanicznej do setek całych zarodków Drosophila . Integracja układu mikroprzepływowego z cienkim szklanym szkiełkiem nakrywkowym pozwoliła na obrazowanie zarodków za pomocą mikroskopii konfokalnej o wysokiej rozdzielczości podczas stymulacji. Urządzenie mikroprzepływowe umożliwiło również pobranie zarodków zaraz po stymulacji w celu przeprowadzenia dalszych testów biologiczn...

Żywe systemy nieustannie doświadczają i reagują na różne mechaniczne bodźce przez cały okres swojego życia1. Mechanotransdukcja jest powiązana z wieloma chorobami, w tym zaburzeniami rozwojowymi, utratą mięśni i kości oraz neuropatologiami poprzez szlaki sygnałowe bezpośrednio lub pośrednio dotknięte przez środowisko mechaniczne2. Jednak geny i białka, które są regulowane przez stymulację mechaniczną3 w mechanowrażliwych szlakach sygnałowych4 pozostają w dużej mierze nieznane5, co uniemożliwia wyjaśnienie mechanizmów regulacji mechanicznej i identyfikację celów molekularnych dla chorób związanych z patologiczną mechanotransdukcją6,7. Jednym z czynników ograniczających rzutowanie badań mechanobiologicznych na powiązane procesy fizjologiczne jest wykorzystanie pojedynczych komórek z konwencjonalnymi szalkami hodowlanymi zamiast nienaruszonych organizmów wielokomórkowych. Organizmy modelowe, takie jak Drosophila melanogaster (muszka owocowa), w znacznym stopniu przyczyniły się do zrozumienia genów, szlaków sygnałowych i białek zaangażowanych w rozwój zwierząt8,9,10. Niemniej jednak wykorzystanie Drosophila i innych wielokomórkowych organizmów modelowych w badaniach mechanobiologicznych było utrudnione przez wyzwania związane z narzędziami eksperymentalnymi. Konwencjonalne techniki przygotowania, sortowania, obrazowania lub stosowania różnych bodźców wymagają głównie ręcznej manipulacji; Podejścia te są czasochłonne, wymagają specjalistycznej wiedzy, wprowadzają zmienność i ograniczają projekt eksperymentu oraz wielkość próby11. Najnowsze osiągnięcia mikrotechnologiczne są doskonałym źródłem umożliwiającym tworzenie nowatorskich testów biologicznych o bardzo wysokiej przepustowości i ściśle kontrolowanych parametrach eksperymentalnych12,13,14.
Ten artykuł opisuje rozwój ulepszonego urządzenia mikroprzepływowego do ustawiania, unieruchamiania i precyzyjnego stosowania mechanicznej stymulacji w formie jednoosiowej kompresji do setek całych zarodków Drosophila15 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Integracja układu mikroprzepływowego ze szklanym szkiełkiem nakrywkowym umożliwiła obrazowanie konfokalne próbek w wysokiej rozdzielczości podczas stymulacji. Urządzenie mikroprzepływowe umożliwiło również szybkie pobranie zarodków po stymulacji do przeprowadzania testów -omicznych (<silna klasa="xfig">Ryc. 2). Wyjaśnienia dotyczące rozważań konstrukcyjnych tego urządzenia, jak również produkcji przy użyciu miękkiej litografii i charakterystyki eksperymentalnej, są opisane w niniejszym dokumencie. Ponieważ wykonanie formy wafla krzemowego takiego urządzenia wymaga jednolitej powłoki z grubego fotorezystu (grubość >200 μm) na dużych obszarach z rowami o wysokim współczynniku kształtu (AR) (AR >5), metoda ta znacznie zmodyfikowała tradycyjny protokół wytwarzania formy fotolitograficznej. W ten sposób metoda ta ułatwiła obsługę, przyczepność, powlekanie, tworzenie wzorów i opracowywanie fotorezystu. Dodatkowo omawiane są potencjalne pułapki i ich rozwiązania. Na koniec zademonstrowano wszechstronność tej strategii projektowania i produkcji przy użyciu innych systemów wielokomórkowych, takich jak komory jajowe Drosophila i organoidy mózgowe16.

<table><tbody><tr><td>100 ml trójkątne perforowane zlewki plastikowe z szalkami Petriego 60 mm</td><td>Fisher</td><td>14-955-111B</td><td>Perferat z otworami wentylacyjnymi</td></tr><tr><td>100 mm P B < 100> 0-100 500um SSP Test Grade Si Wafer</td><td>University Wafer</td><td>452</td><td></td></tr><tr><td>Stemple do biopsji</td><td>Ted Pella</td><td>15110</td><td></td></tr><tr><td>Wybielacz</td><td></td><td></td><td>Nie specyficzny dla marki</td></tr><tr><td>Zestaw igieł</td><td>CML Supply</td><td>901</td><td></td></tr><tr><td>Nakładka maski kontaktowej</td><td>Quintel</td><td>Q4000 MA</td><td></td></tr><tr><td>Mata do cięcia</td><td>Dahle</td><td>Vantage 10670</td><td>rozmiar: 24" x 36"</td></tr><tr><td>Deweloper</td><td>Kayaku Advance Materials</td><td>SU-8 2000</td><td></td></tr><tr><td>Litograf bezpośredniego zapisu</td><td>Heidelberg</td><td>MLA100</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td></td><td></td> preparacyjny <td>Każdy dostępny komercyjnie mikroskop preparacyjny ze światłem przechodzącym</td></tr><tr><td>Szklana szalka Petriego</td><td>Fisher</td><td>FB0875713A</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełko szkiełkowe</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0710&nbsp; (Dokument CS-24/60)</td><td></td></tr><tr><td>Piekarnik HMDS Vapor Prime</td><td>Tak Inżynieria</td><td>TAK-3TA</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td></td><td></td><td>Nie dotyczy marki</td></tr><tr><td>Piekarnik</td><td>Labnet</td><td>I5110A</td><td></td></tr><tr><td>Pędzel</td><td></td><td></td><td>Nie dotyczy marki</td></tr><tr><td>PDMS</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist</td><td>MicroChem</td><td>SU-8 2100</td><td></td></tr><tr><td>Myjka plazmowa</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-32G</td><td></td></tr><tr><td>Przenośne źródło ciśnienia</td><td>hygger Najcichszy</td><td>HGD946</td><td></td></tr><tr><td>Manometr</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-68950-25</td><td></td></tr><tr><td>Powlekarka wirowa</td><td>Laurell</td><td>WS-650-8B</td><td></td></tr><tr><td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan (PFOCTS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>448931-10G</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X 100</td><td>Fisher</td><td>AAA16046AP</td><td></td></tr><tr><td>Rurka</td><td>Saint-Gobain</td><td>02-587-1A</td> Myjka ultradźwiękowa <td></td></tr><tr><td></td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-08895-05</td><td></td></tr><tr><td>Pompa próżniowa</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-07164-87</td><td></td></tr></tbody></table>

mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej

Mechanostimulation of Multicellular Organisms Through a High-Throughput Microfluidic Compression System

Podczas embriogenezy, skoordynowany ruch komórek generuje mechaniczne siły, które regulują ekspresję i aktywność genów. Do zbadania tego procesu wykorzystano narzędzia takie jak aspiracja lub kompresja szkiełka nakrywkowego, które umożliwiają mechaniczną stymulację całych zarodków. Podejścia te ograniczają projektowanie eksperymentalne, ponieważ są nieprecyzyjne, wymagają ręcznej obsługi i mogą przetwarzać tylko kilka zarodków jednocześnie. Systemy mikroprzepływowe mają ogromny potencjał w zakresie automatyzacji takich eksperymentalnych zadań przy jednoczesnym zwiększeniu przepustowości i precyzji. W artykule opisano system mikroprzepływowy opracowany w celu precyzyjnego wyciskania całych zarodków muszki owocowej (Drosophila melanogaster). System ten składa się z mikrokanalików z odkształcalnymi ściankami bocznymi uruchamianymi pneumatycznie i umożliwia wyrównanie zarodka, unieruchomienie, kompresję i pobieranie po stymulacji. Poprzez równoległe połączenie tych mikrokanałów w siedem linii, stałe lub dynamiczne wzorce kompresji mogą być stosowane do setek zarodków Drosophila jednocześnie. Wykonanie tego systemu na szklanym szkiełku nakrywkowym ułatwia jednoczesną stymulację mechaniczną i obrazowanie próbek za pomocą mikroskopów o wysokiej rozdzielczości. Co więcej, wykorzystanie biokompatybilnych materiałów, takich jak PDMS, oraz zdolność do przepływu płynu przez system sprawiają, że urządzenie to jest zdolne do długoterminowych eksperymentów z próbkami zależnymi od podłoża. Takie podejście eliminuje również konieczność ręcznego montażu, który powoduje mechaniczne naprężenia próbek. Co więcej, możliwość szybkiego pobierania próbek z mikrokanałów umożliwia analizy po stymulacji, w tym testy -omiczne, które wymagają dużej liczby próbek nieosiągalnej przy użyciu tradycyjnych metod stymulacji mechanicznej. Geometria tego systemu jest łatwo skalowalna do różnych systemów biologicznych, umożliwiając wielu dziedzinom korzystanie z opisanych w nim cech funkcjonalnych, w tym wysokiej przepustowości próbek, mechanicznej stymulacji lub unieruchomienia oraz automatycznego dopasowywania.

System mikroprzepływowy jest podzielony na dwa podprzedziały oddzielone odkształcalnymi ściankami bocznymi z PDMS. Pierwszy przedział to układ cieczowy, do którego wprowadzane są zarodki Drosophila, gdzie są one automatycznie wyrównywane, ustawiane w rzędzie i kompresowane. Drugi przedział to układ gazowy, w którym ciśnienie gazu po obu stronach kanałów kompresyjnych jest regulowane via ślepych mikrokanałów w celu precyzyjnej kontroli efektywnej szerokości kanałów kompresyjnych. Urządzenie mikroprzepływ...

Obecny protokół opisuje projekt, produkcję i charakterystykę systemu mikroprzepływowego zdolnego do wyrównania, unieruchomienia i precyzyjnego ucisku setek zarodków Drosophila melanogaster przy minimalnym zaangażowaniu użytkownika. System ten umożliwia obrazowanie w wysokiej rozdzielczości i odzyskiwanie próbek do analizy po stymulacji i może być skalowany w celu uwzględnienia innych wielokomórkowych systemów biologicznych.

Mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej

During embryogenesis, coordinated cell movement generates mechanical forces that regulate gene expression and activity. To study this process, tools such ...

Protokół ten wyjaśnia, w jaki sposób wytwarzać i wykorzystywać technologie mikroprzepływowe w celu wykorzystania korzyści eksperymentalnych w zakresie przepustowości próbek, zautomatyzowanej obsługi i możliwości precyzyjnego stosowania naprężeń mechanicznych przy jednoczesnej wizualizacji próbek. Technika ta minimalizuje ręczne obchodzenie się z wielokomórkowymi organizmami biologicznymi, takimi jak zarodki i organoidy, w celu ich unieruchomienia, wyrównania i obrazowania na żywo. Umożliwia również zastosowanie do nich kompresji mechanicznej do badań mechanobiologicznych.Wytwarzanie form o wysokim współczynniku kształtu dla tego układu mikroprzepływowego może być wyzwaniem przy konwencjonalnych technikach mikrowytwarzania. Wskazówki przedstawione w tym artykule wideo mogą przezwyciężyć te wyzwania. Na początek wyczyść płytkę silikonową najpierw acetonem, a następnie alkoholem izopropylowym.Umieść wafel silikonowy na płycie grzejnej o temperaturze 250 stopni Celsjusza na 30 minut. Do odwodnienia upiec. Pokryj płytkę krzemową heksametylodiloksanem w piecu parowym.Umieść butelkę SU-8 2100 Photoresist w piekarniku o temperaturze 60 stopni Celsjusza na 15 minut, aby zmniejszyć jej lepkość. Wlej jeden mililitr podgrzanego Photoresist na każdy cal płytki krzemowej umieszczonej na płycie grzejnej, aż Photoresist pokryje większość powierzchni. Zastosuj wirowanie wstępne najpierw z prędkością 250 obrotów na minutę przez 30 sekund, a następnie z prędkością 350 obrotów na minutę przez kolejne 30 sekund, w obu przypadkach z przyspieszeniem 100 obrotów na minutę.Następnie najpierw wykonaj wirowanie z prędkością 500 obrotów na minutę przez 15 sekund z przyspieszeniem 100 obr./min na sekundę, a następnie z prędkością 1,450 obrotów na minutę przez 30 sekund z przyspieszeniem 300 obr./min na sekundę. Usuń listwę krawędziową za pomocą wacika do pomieszczeń czystych i spryskaj płytkę acetonem, aby usunąć niedoskonałości i zapewnić jednolitą powłokę. Wystaw wafel silikonowy na działanie światła UV o natężeniu 350 milidżuli na centymetr kwadratowy przez maskę fotograficzną.Za pomocą nakładki do masek kontaktowych nałóż na płytkę silikonową wypalanie po ekspozycji i pozwól jej ostygnąć do temperatury pokojowej. Umieść zlewkę w innej, większej zlewce i napełnij większą zlewkę świeżym roztworem wywoływacza. Umieść metalową siatkę na zlewce.Umieść wafel silikonowy na metalowej siatce do góry nogami. Pozostaw wafel krzemowy zanurzony w wywoływaczu na 30 minut przy włączonym mieszadle. Przenieś płytkę krzemową do ultradźwiękowej kąpieli sonicznej wypełnionej świeżym wywoływaczem przez godzinę w temperaturze 40 kiloherców.Następnie wyjmij wafel z zlewki i umyj go świeżym roztworem wywoływacza. Przygotuj wstępnie utwardzony roztwór PDMS, mieszając bazę PDMS ze środkiem utwardzającym w stosunku 10 do jednego. Odgazować mieszaninę, umieszczając ją w wirówce na 500 g na pięć minut w temperaturze pokojowej.Wlej wstępnie utwardzony PDMS na płytkę krzemową i ponownie ją odgazuj. Na koniec umieść nieutwardzony PDMS w piekarniku o temperaturze 60 stopni Celsjusza w celu utwardzenia. Użyj skalpela, aby przeciąć granice utwardzonego obszaru PDMS odpowiadające geometrii chipa mikroprzepływowego.Przebij otwory wlotowe i wylotowe w PDMS za pomocą stempla do biopsji lub igły z końcówką. Umieść PDMS na szkiełku podstawowym z wzorzystą powierzchnią skierowaną w stronę szkiełka po obróbce plazmowej, aby uszczelnić mikrokanały poprzez wiązanie kowalencyjne. Pozwól dorosłym muchom Oregon-R złożyć jaja na płytkach agarowych z sokiem jabłkowym i zbierz płytki w pożądanym czasie rozwoju po złożeniu jaj dla danego eksperymentu.Zalej agar płynem do płukania jaj zarodkowych i delikatnie pomieszaj zarodki pędzlem, aby usunąć je z agaru. Przenieś zarodki do 50% roztworu wybielacza na 90 sekund, od czasu do czasu mieszając. Przecedź zarodki przez sito tkankowe i dokładnie zmyj roztwór wybielacza wodą.Przenieś zarodki na 90-milimetrową szklaną szalkę Petriego z wystarczającą ilością płynu do płukania jaj zarodkowych, aby całkowicie pokryć zarodki. Zbadaj zarodki z transillumination na mikroskopie preparacyjnym i wybierz zarodki o pożądanym stadium rozwoju do załadowania do urządzenia mikroprzepływowego. Zagruntować wszystkie siedem mikrokanalików zarodka, wypełniając je 0,4 mikrometra przefiltrowanego IPA przez główny port wlotowy zarodka.Zastąp IPA 0,4 mikrometra przefiltrowanej wody dejonizowanej. Następnie zastąp wodę demineralizowaną roztworem do płukania jaj zarodkowych. Zbierz około 100 wstępnie wybranych zarodków ze szklanej szalki Petriego za pomocą szklanej pipety.Następnie pipetuj zarodki do portu wlotowego zarodka i przyłóż podciśnienie około trzech PSI do wlotu gazu za pomocą przenośnej pompy próżniowej, aby otworzyć mikrokanaliki zarodka. Następnie przechyl chip mikroprzepływowy w dół, aby zarodki automatycznie wyrównały się i osiadły w mikrokanalikach zarodka. Jeśli wloty mikrokanalików zarodka zostaną zatkane przez wiele zarodków wchodzących jednocześnie, przechyl chip mikroprzepływowy w górę, a następnie ponownie w dół, aby usunąć zatkanie.W zależności od wymaganej przepustowości wprowadzić do mikrokanalików zarodkowych aż 300 zarodków. Po zakończeniu ładowania zarodków usuń podciśnienie, aby unieruchomić zarodki. Następnie przechyl mikro chip z powrotem do pozycji poziomej.Podłącz przenośne źródło nadciśnienia z manometrem do wlotu gazu, aby zastosować kompresję trzech PSI. Jeśli na zarodkach stymulowanych mechanicznie będą przeprowadzane eksperymenty obrazowania na żywo, należy umieścić chip mikroprzepływowy na standardowym uchwycie na szkiełku mikroskopowym z wlotem gazu podłączonym do źródła ciśnienia. Zbadaj zarodki pod mikroskopem fluorescencyjnym wewnątrz kanałów mikroprzepływowych.Po zakończeniu eksperymentu z uciskiem zarodki mogą zostać pobrane do dalszej analizy. Aby to zrobić, najpierw zastosuj podciśnienie do wlotu gazu, aby uwolnić zarodki. Następnie przechyl chip mikroprzepływowy do góry, aby zarodki przesunęły się w dół w kierunku portu wprowadzania zarodka.Pobrać zarodki z chipa mikroprzepływowego za pomocą szklanej pipety. Funkcjonalność urządzenia mikroprzepływowego została eksperymentalnie określona poprzez załadowanie zarodków Drosophila do kanałów kompresyjnych i zastosowanie dodatniego ciśnienia w kanałach gazowych. Zarodki nie doświadczają znacznej kompresji w próżni lub w stanie neutralnego ciśnienia.Są ściskane po przyłożeniu nadciśnienia. Pomiary zmniejszającej się szerokości zarodków pod mikroskopem pokazują, w jaki sposób można wykorzystać ciśnienie gazu do uzyskania docelowego poziomu kompresji. Wykonane w ten sposób urządzenia mikroprzepływowe pozwalają na chemiczną stymulację unieruchomionych próbek.Stymulacja pozwala na wysokie obrazowanie czasoprzestrzenne. Podstawowym pytaniem w biologii rozwoju jest to, w jaki sposób siły mechaniczne regulują ekspresję białek i genów podczas rozwoju? Technologia ta pozwala nam na zastosowanie stymulacji mechanicznej do dużej liczby zarodków jednocześnie, dzięki czemu możemy wyizolować wystarczającą ilość białka i RNA, aby przeprowadzić proteomikę porównawczą lub eksperymenty transkryptomiczne.Dzięki temu naukowcy będą mogli dowiedzieć się więcej o białkach i genach, które są wrażliwe na siły mechaniczne.

mechanostimulation-multicellular-organisms-through-high-throughput

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

W niniejszym protokole prezentujemy proces wytwarzania macierzy mikroaktuatorów z pionowo przesuniętymi słupkami, na której opiera się ta technologia, oraz sposób, w jaki technologia bazowa ta może zostać zmodyfikowana w celu prowadzenia wysokoprzepustowych dynamicznych mechanicznie hodweli komórkowych w dwu- i trójwymiarowych paradygmatach hodowli.

Mikrofabrykowane platformy do mechanicznie dynamicznej hodowli komórek

Opracowaliśmy zautomatyzowaną platformę do hodowli komórek i przesłuchań do eksperymentów stymulacji komórek na mikroskalę.  Platforma oferuje prostą, wszechstronną i precyzyjną kontrolę w hodowli i stymulacji małych populacji komórek oraz odzyskiwaniu lizatów do analiz molekularnych.  Platforma doskonale nadaje się do badań, w których wykorzystuje się cenne komórki i/lub odczynniki.

Wszechstronna, zautomatyzowana platforma do eksperymentów ze stymulacją komórek w mikroskali

Pokazujemy test oparty na mikrofluidyce do pomiaru skali czasowej dla komórek do przejścia przez sekwencję zwężeń w skali mikronów.

Technika mikroprzepływowa do badania odkształcalności komórek

Nowe narzędzia do badań mechanobiologii są potrzebne, aby zrozumieć, jak stres mechaniczny aktywuje szlaki biochemiczne i wywołuje reakcje biologiczne. W tym artykule prezentujemy nową metodę selektywnej stymulacji mechanicznej unieruchomionych zwierząt za pomocą pułapki mikroprzepływowej, umożliwiającej obrazowanie odpowiedzi komórkowych w wysokiej rozdzielczości.

Wykorzystanie urządzenia mikroprzepływowego do stymulacji mechanicznej i obrazowania C. elegans w wysokiej rozdzielczości

Ten artykuł zawiera szczegółowe metody wytwarzania i charakteryzowania pneumatycznie uruchamiającego urządzenia mikroprzepływowego do kompresji chondrocytów.

Platforma mikroprzepływowa do stymulacji chondrocytów za pomocą dynamicznej kompresji

Prezentujemy system mikroprzepływowy do wysokoprzepustowych badań nad złożonymi maszynami życia, który składa się z 1500 jednostek hodowlanych, szeregu ulepszonych pomp perystaltycznych i modułu mieszania na miejscu. Chip mikroprzepływowy pozwala na analizę wysoce złożonych i dynamicznych warunków mikrośrodowiskowych in vivo.

Generowanie dynamicznych warunków środowiskowych za pomocą wysokowydajnego urządzenia mikroprzepływowego

Protokół hodowli i manipulacji tkanką embrionalną myszy na chipie mikroprzepływowym jest dostarczony. Stosując impulsy modulatorów szlaku, system ten może być wykorzystany do zewnętrznego sterowania oscylacjami sygnałowymi w celu funkcjonalnego badania somitogenezy myszy.

Podejście mikrofluidyczne do funkcjonalnego badania oscylacji sygnalizacyjnych rządzących somitogenezą

Ta praca przedstawia elastyczny protokół wykorzystania technologii fluorescencyjnie znakowanych elastomerowych powierzchni skurczowych (FLECS) w formacie mikrostudzienki do uproszczonej, bezobsługowej kwantyfikacji sił skurczu pojedynczej komórki na podstawie wizualizacji przemieszczeń mikrowzorów białek fluorescencyjnych.

Uproszczona, wysokoprzepustowa analiza kurczliwości pojedynczych komórek przy użyciu elastomerów mikrowzorzystych

Prezentujemy metodę elastycznej chemicznej i multimodalnej stymulacji oraz rejestrowania jednoczesnej aktywności neuronalnej wielu robaków Caenorhabditis elegans. Metoda ta wykorzystuje mikrofluidykę, sprzęt i oprogramowanie typu open source oraz nadzorowaną automatyczną analizę danych, aby umożliwić pomiar zjawisk neuronalnych, takich jak adaptacja, hamowanie czasowe i przesłuchy bodźców.

Zautomatyzowana stymulacja multimodalna i jednoczesna rejestracja neuronów z wielu małych organizmów

Ten protokół opisuje rekonfigurowalną platformę hodowli komórkowych opartą na membranie, która integruje format otwartej studni z możliwościami przepływu płynów. Platforma ta jest kompatybilna ze standardowymi protokołami i umożliwia odwracalne przejścia między trybem hodowli w studni otwartej a mikroprzepływowym, dostosowując się do potrzeb zarówno laboratoriów inżynieryjnych, jak i biologicznych.

Przekształcanie statycznych modeli tkanek barierowych w dynamiczne systemy mikrofizjologiczne

Poznaj metodę mechanostymulacji zarodków Drosophila melanogaster przy użyciu mikroprzepływowego systemu kompresji. Technika umożliwia wysokorozdzielcze obrazowanie i analizę mechanobiologiczną w czasie rzeczywistym.

Mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej

Przeglądaj więcej filmów