Name: Implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Poznaj metodę neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów z wykorzystaniem lekkiego implantu głowy. Technika eliminuje wpływ znieczulenia, zapewniając wyniki 140 razy silniejsze niż u zwierząt znieczulonych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Clarze Jones, Jamesowi Stirwaltowi, Linh Hoang, Young Joon Ha i Amirsoheilowi Zarehowi za pomoc podczas szkolenia szczurów i przygotowania chust. Finansowanie zostało zapewnione przez National Institutes of Health (NIH, numer grantu: NS119852) i Fundację Leducq (numer grantu: 15CVD02).

Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia i zatwierdzone przez Uniwersytet Kalifornijski, Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Irvine. W badaniu wykorzystano siedem samców i jedną samicę szczura (Sprague-Dawley, waga: 185-350 g). Po zakończeniu badania szczury zostały uśmiercone przy użyciu przedawkowania dwutlenku węgla.
1. Projektowanie różnych komponentów
<ol>
	<li>Budowa implantu głowy:
	<ol>
		<li>Wykonaj implant głowy za pomocą oprogramowania CAD (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1C) i zaprojektuj go tak, aby obrazował obszar za bregmą i przylegający do linii środkowej wyśrodkowanej na korze somatosensorycznej. Upewnij się, że implant głowy obejmuje obszar od 0,9 mm do 1,9 mm na czaszce z dala od obszaru obrazowania.</li>
		<li>Użyj tylko trzech, aby zakotwiczyć implant głowy w czaszce szczura. Zaprojektuj wszystkie otwory na tak, aby pozostawały po przeciwnej stronie linii środkowej w przeciwległej półkuli obrazowanej półkuli.</li>
		<li>Umieść pręt, wydrążony od wewnątrz, w górnej części implantu głowy, aby umożliwić drutom przymocowanie nasadki głowy do implantu głowy, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1D.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konstrukcja nasadki głowicy:
	<ol>
		<li>Upewnij się, że nasadka na głowę całkowicie zakrywa obszar obrazowania i chroni go przed wszelkiego rodzaju urazami, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1A, B. Dodaj krzywiznę do czapki głowy, aby dopasowała się do kształtu głowy, nie powodując trudności w codziennych czynnościach zwierzęcia w standardowych wzbogaconych klatkach.</li>
		<li>Wytnij wewnętrzną stronę nasadki głowy w szerszym prostokątnym kształcie, tak aby górna część implantu głowy mogła się w niej zmieścić, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1E. Prostopadle do tego prostokąta wytnij dwa inne prostokątne obszary, aby zakotwiczyć nasadkę głowy w implancie głowy.</li>
		<li>Przełóż jeden drut przez górny wydrążony pręt implantu głowy, aby zamocować nasadkę głowy na głowie szczura, jak pokazano na <silna klasa = "xfig" > Rysunek 1E-G. Przeprowadź drugi przewód w ten sam sposób. 
		UWAGA: Przewody te można łatwo usunąć za pomocą szczypiec lub kleszczy. Pliki do druku 3D są dostarczane (format pliku: STL) jako plik uzupełniający 1 i plik uzupełniający 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konstrukcja ramy głowicy:
	<ol>
		<li>Zaprojektuj ramę głowy w taki sposób, aby jedna wycięta część mogła przesuwać się przez górny pręt implantu głowy i była mocowana za pomocą zacisku.</li>
		<li>Ustaw drugą część cięcia pod kątem, aby zapewnić dodatkową wytrzymałość do utrzymania głowy szczura w miejscu, aby strona przeciwległa była całkowicie dostępna do obrazowania. Na potrzeby tego badania przytnij stalową blachę nożycami do blachy, aby uzyskać ramę głowicy (<silna klasa="xfig">Rysunek 1H, I). 
		UWAGA: Ta część może być również wydrukowana w 3D.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Wstępny trening szczurów
<ol>
	<li>Pozwól szczurom zaaklimatyzować się w środowisku wiwarium w klatkach przez 2-3 dni.</li>
	<li>Zacznij obchodzić się ze szczurem w cichym pokoju. Otwórz klatkę i poproś eksperymentatora, aby włożył rękę do klatki w pobliżu szczura na 15-20 minut, aby szczur mógł się przyzwyczaić.</li>
	<li>Gdy szczur okaże spokój, nie dając się przestraszyć ani nie uciekając z rąk eksperymentatora, delikatnie podnieś szczura do obsługi. Utrzymuj szczura przez 30-45 minut każdego dnia przed treningiem z chustą.</li>
</ol>
3. Trening chusty
<ol>
	<li>Trenuj szczury przez co najmniej 2-3 dni w chustach przed chirurgicznym wszczepieniem implantu głowy i czapki na głowę.</li>
	<li>Ułóż ustawienie zawiesia tak, jak pokazano w <silna klasa="xfig">Rysunek 2A. Wyczyść zestaw zawiesia za pomocą chusteczek z etanolem. 
	UWAGA: Wszystkie chusty są szyte ręcznie i wykonane z materiału siatkowego od spodu lub po obu stronach, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 2A, B.</li>
	<li>Do treningu z użyciem chusty należy znieczulić szczury za pomocą 4% izofluranu do indukcji i 1% do konserwacji, aż nie wystąpi odruch szczypania tylnej łapy.</li>
	<li>W znieczuleniu izofluranem umieść szczury na elastycznym plastikowym arkuszu o wymiarach 20 cm x 8 cm (długość x szerokość), gdzie 10 cm x 8 cm plastikowego arkusza jest całkowicie pokryte bardziej miękką częścią rzepu. 
	UWAGA: Znieczulenie szczurów do treningu z użyciem chusty jest opcjonalnym krokiem, stosowanym przede wszystkim w celu zmniejszenia stresu i niepokoju.</li>
	<li>Przez pierwsze 2 dni treningu wkładaj szczura ciasno do skarpetki niemowlęcej (rozmiar 0-3 miesiące) z głową na zewnątrz przez mały otwór nacięty na końcu skarpety.</li>
	<li>Owiń mały kawałek chłonnej wkładki wokół dolnej części ciała, aby szczur był suchy i zbierał odchody.</li>
	<li>Owiń szczura w przewiewną bawełnianą ściereczkę (wymiary: 25 cm x 25 cm). Umieść szczura na plastikowym arkuszu, do którego przyklejone są paski na rzepy.</li>
	<li>Następnie przymocuj szczura do plastikowej folii za pomocą pasków na rzepy o szerokości 0,5 cm w odległości 3-6 mm od siebie.</li>
	<li>Zabezpiecz szczura w chuście. Usuń znieczulenie gazowe. Pozwól szczurowi dojść do siebie po znieczuleniu gazowym w nosidle.</li>
	<li>Kiedy szczur zacznie ubijać, podawaj kilka kropli 10% roztworu sacharozy jako nagrodę co 10-15 minut.</li>
	<li>Losowo zaprezentuj szczurowi bodźce sensoryczne, które będą wykorzystywane podczas obrazowania (tutaj stymulacja wąsów, co 15-25 minut), aby przyzwyczaić go do bodźców sensorycznych. Ręcznie stymuluj wąsy w losowych odstępach czasu.</li>
	<li>Trenuj szczura w chuście przez 1 godzinę w dniu 1, 2 godziny w dniu 2 i 3 godziny w dniu 3, jak pokazano w <silna klasa="xfig">Rysunek 2C.</li>
</ol>
4. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Wydrukuj implant głowy i nasadkę głowy za pomocą drukarki 3D (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne i nakrycia głowy (implanty i nasadki), zanurzając sprzęt w środku bakteriobójczym Metricide28 na 10 godzin. Tuż przed zabiegiem dokładnie wypłucz narzędzia sterylną wodą.</li>
	<li>Wystaw szczura na działanie 4% izofluranu, a następnie utrzymuj poziom 1%-2% izofluranu, aż nie pojawi się odruch szczypania tylnej łapy. Zabieg ten można wykonać w wielu rodzajach znieczulenia, takich jak izofluran, pentobarbital sodu i ketamina-ksylazyna.</li>
	<li>Atropinę (0,05 mg/kg) należy wstrzykiwać domięśniowo, aby zmniejszyć wydzielanie śluzu i ułatwić oddychanie.</li>
	<li>Ogol głowę szczura o 5 mm wyśrodkowaną wokół linii środkowej za pomocą trymera do włosów, zaczynając od spomiędzy oczu do tylnej części uszu.</li>
	<li>Monitoruj częściowe nasycenie tlenem i tętno za pomocą pulsoksymetru i sondy pulsometru przymocowanej do tylnej nogi szczura.</li>
	<li>Przetrzyj głowę szczura i okolice trzy razy naprzemiennymi porcjami betadyny i chusteczek nasączonych 70% alkoholem.</li>
	<li>Napraw szczura w systemie stereotaktycznym.</li>
	<li>Włóż sondę doodbytniczą smarowaną wazeliną, aby zmierzyć temperaturę ciała szczura i utrzymać ją przez system sprzężenia zwrotnego koca grzewczego, aby uniknąć hipotermii po podaniu środka znieczulającego.</li>
	<li>Chlorowodorek lidokainy w znieczuleniu miejscowym w stężeniu 20 mg/ml, 0,07 mg/kg +/-0,2 masy ciała należy podawać podskórnie w miejscu operacji.</li>
	<li>Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Podawać 2% znieczulenia miejscowego podskórnie na pole operowane.</li>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie 3 ml roztworu Ringera z mleczanami w temperaturze pokojowej, aby zapobiec odwodnieniu i zapewnić odżywienie podczas zabiegu.</li>
</ol>
5. Chirurgia
<ol>
	<li>Usuń część skóry nad polem operacyjnym (średnica 4 mm wyśrodkowana wokół linii środkowej i środka głowy) za pomocą ostrych nożyczek chirurgicznych. Wypreparuj i usuń część skóry (średnica ~2 mm, nad lewą korą somatosensoryczną) między uchem a okiem w skroniowej części głowy.</li>
	<li>Usunąć za pomocą skalpela znajdującą się pod spodem tkankę skóry (okołoczaszkową), aby odsłonić czaszkę. Oczyść czaszkę za pomocą wysterylizowanej bawełnianej gazy.</li>
	<li>Cofnij/wytnij mięsień skroniowy, aby odsłonić pożądany rozmiar obszaru obrazowania [7,5 mm na 7,5 mm w tym badaniu]. </li>
	<li>Odsłoń czaszkę na przeciwległej półkuli pod implant głowy. Umieść implant głowy na czaszce, aby upewnić się, gdzie znajdują się kotwiące implant, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 2D-F.</li>
	<li>Zaznacz czaszkę do wiercenia za pomocą India Ink z wiertłem 1. Wywierć otwory na za pomocą wiertła dentystycznego 3. Przykręć implant głowy na miejscu.</li>
	<li>Osusz czaszkę za pomocą sterylnej gazy. Nałóż cienką warstwę kleju tkankowego wokół i pod implantem głowy, aby przykleić go do czaszki. Nałóż warstwę cementu dentystycznego, aby dodatkowo podeprzeć implant głowy na miejscu i pozostaw cement do wyschnięcia na 2-3 minuty. 
	UWAGA: Użycie kleju tkankowego oprócz cementu dentystycznego zapewnia mocne utrwalenie8.</li>
	<li>Za pomocą wiertła dentystycznego 3 rozcieńcz obszar o wymiarach 7,5 mm x 7,5 mm po lewej stronie czaszki tuż za bregmą i po boku do linii środkowej. Rozcieńczyć czaszkę do ~50 μm, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 3A.</li>
	<li>Nałóż miejscową maść z antybiotykiem na miejsce operacji, a następnie przykryj ją cienką warstwą gumy silikonowej, aby chronić przerzedzoną czaszkę, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 3B. Zakryj pole operacyjne za pomocą nasadki na głowę, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 3C. Zamocuj go na miejscu za pomocą dwóch małych kawałków przewodów przechodzących zarówno przez implant głowy, jak i nasadkę głowy, jak pokazano na <silna klasa = "xfig" > Rysunek 3D, E. Nałóż gumę silikonową, aby zakryć czapkę głowy i czaszkę, aby ustabilizować nasadkę głowy dalej na głowie szczura, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 3F. 
	UWAGA: Kauczuk silikonowy zapewnia dodatkową ochronę przerzedzonej czaszki.</li>
	<li>Wstrzyknąć szczurowi megluminę fluniksyny (2,5 mg / kg) podskórnie w celu leczenia bólu i stanu zapalnego. Aby zapobiec infekcji, wstrzyknij dootrzewnowo antybiotyk enrozytowy enrofloksacynę (22,7 mg / ml, 10 mg / kg +/- 01).</li>
	<li>Przenieś szczura do komory rekonwalescencji, aby pomóc utrzymać temperaturę ciała za pomocą koca rozgrzewającego i lampy grzewczej. Monitoruj szczura w sposób ciągły, aż odzyska przytomność i będzie w stanie utrzymać leżący mostek.</li>
	<li>Wróć szczura do oddzielnej klatki, gdy w pełni wyzdrowieje.</li>
	<li>Przez następne 3 dni podawaj fluniksynę i buprenorfinę w celu złagodzenia stanu zapalnego i bólu oraz enrozyt, aby zapobiec infekcji dwa razy dziennie.</li>
</ol>
6. Obrazowanie w stanie czuwania
<ol>
	<li>Znieczulić szczura 4% izofluranem w celu indukcji i 1% w celu podtrzymania, gdy nie ma odruchu szczypania tylnej łapy. Acepromazynę (0,3-0,5 mg/kg) wstrzyknąć podskórnie. 
	UWAGA: To stężenie acepromazyny jest poniżej łagodnego poziomu uspokojenia i pomaga jedynie utrzymać spokój szczurów podczas całego procesu obrazowania.</li>
	<li>Za pomocą niestandardowych pasków rzepów przymocuj szczura do plastikowego arkusza używanego podczas procedur treningowych. Owiń dolną część ciała za pomocą podkładki absorpcyjnej i umieść szczura ciasno w chuście.</li>
	<li>Usuń gumę silikonową. Zdejmij nasadkę głowicy, usuwając druty mocujące. Zamocuj ramę głowy w implancie głowy, jak pokazano na rysunku <silna klasa="xfig">Rysunek 2G.</li>
	<li>Zablokuj ramę głowicy w zaciskach, jak pokazano w <silna klasa="xfig">Rysunek 2H, I.</li>
	<li>Usuń znieczulenie gazowe. Przepłucz obszar obrazowania solą fizjologiczną 3x i wyczyść mokrą gazą. Osuszyć obszar obrazowania i zrobić studzienkę przy użyciu wazeliny wokół obszaru obrazowania. Napełnij studzienkę wysterylizowaną solą fizjologiczną i przykryj szklanym szkiełkiem (<silna klasa="xfig">Rysunek 2E).</li>
	<li>Zapoznaj się z procedurami akwizycji obrazowania optycznego sygnału wewnętrznego, protokołem stymulacji wąsów oraz analizą i prezentacją danych, które zostały szczegółowo omówione wcześniej6,7.</li>
	<li>Przez cały czas trwania eksperymentu monitoruj szczury pod kątem oznak pobudzenia i niepokoju, które można dodatkowo zmniejszyć, zakrywając oczy szczurów miękką szmatką lub gazą (opcjonalnie).</li>
</ol>

<ol><li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomedica%22%5BJournal%5D)">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li>
<li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease%5BTitle%5D)+AND+%22British+Medical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li>
<li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats%3A+A+telemetric+study+about+isoflurane%2C+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine%2C+midazolam+and+fentanyl%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).</li>
<li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology%2C+respiratory+and+critical+care+research%3A+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+triphasic+intrinsic+signal%3A+Implications+for+functional+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li>
<li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li>
<li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li>
<li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li>
<li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).</li>
<li>Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVogler%2C+GA+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--Procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+and+Mot+Research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls.</a> Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).</li>
<li>Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acrylic+resin+molding+based+head+fixation+technique+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).</li>
<li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).</li>
<li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li>
<li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+mouse+imaging%3A+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%3A+Cognitive+Neuroscience+and+Neuroimaging%22%5BJournal%5D)">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li>
<li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499(2019).</li>
<li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li>
<li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li>
<li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li>
<li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Optics%22%5BJournal%5D)">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li>
<li>Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Zastosowanie obrazowania szczurów w stanie czuwania, z unieruchomioną głową oferuje wiele korzyści pod względem łatwości i personalizacji. Specjalnie zaprojektowane nosidła umożliwiają owijanie szczurów przez oddychającą siatkę, eliminując potrzebę zamykania zwierząt w zamkniętych, plastikowych komorach krępujących przez dłuższy czas 10,11. Szczury są utrzymywane w spokoju i bez stresu przez długi czas trwania kolejnych sesji obrazowania, stosując bardzo niską da...

Większość podstawowych, przedklinicznych i translacyjnych badań neuroobrazowania naukowego jest pozyskiwana od znieczulonych zwierząt1,2. Środki znieczulające ułatwiają eksperymentowanie, ale stale wpływają na metabolizm mózgu i ciała, ciśnienie krwi i tętno3. Rodzaj środka znieczulającego oraz czas trwania i droga podania dodają zmienne zakłócające do interpretacji danych, które mogą przyczyniać się do odtwarzalności i niepowodzeń translacyjnych4. Głównym wąskim gardłem w badaniach neuroobrazowania na szczurach w stanie czuwania, skupienia na głowie jest wymóg utrzymywania szczura w bezruchu i spokoju przez cały proces przygotowania i pozyskiwania danych. Małe ruchy powodują powstawanie nieuzasadnionych artefaktów ruchu, które mogą niekorzystnie wpływać na analizę i interpretację danych.
Nowy model neuroobrazowania od rozbudzonych, unieruchomionych szczurów z głową przy użyciu niestandardowych temblaków, trójwymiarowych (3D) implantów głowy, nakładek na głowę i ramy na głowę został opracowany, który oferuje kilka zalet ułatwiających eksperymentowanie. Implant głowy 3D jest lekki i obejmuje niewielką część czaszki potrzebną do transfiksacji. Wydrukowane w 3D implanty głowy i czepki są projektowane przy użyciu oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Protokoły stymulacji wąsów, pozyskiwania danych, analizy danych i wyników od znieczulonych szczurów zostały szczegółowo opisane w poprzednich pracach5,6,7.

<table><tbody><tr><td>Szczury</td><td>Charles River</td><td>Sprague Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Pivetal</td><td>21295098</td><td>Znieczulenie ogólne</td></tr><tr><td>Lidokaina HCl 2% do wstrzykiwań</td><td>Phoenix</td><td>L-2000-04</td><td>Znieczulenie miejscowe</td></tr><tr><td>Siarczan atropiny do wstrzykiwań</td><td>Vedco</td><td>5098907512</td><td>Pomoc w oddychaniu</td></tr><tr><td>Lleczany roztwór do wstrzykiwań Ringera</td><td>Vedco</td><td></td><td></td>50989088317</tr><tr><td>Wstrzyknięcie fluniksyny</td><td>Vedco</td><td>6064408670</td><td>Leczenie bólu</td></tr><tr><td>Wstrzyknięcie enrozytu (Enrofloksacyna 2,27%)</td><td>VetOne</td><td>501084</td><td>Unikaj infekcji</td></tr><tr><td>Wstrzyknięcie PromAce (maleinian acepromazyny)</td><td>Beohringer Ingelheim</td><td>136059</td><td></td></tr><tr><td>Maść</td><td>Animax Dechra Veterinary Products</td><td>122-75</td><td>Składniki aktywne nystatyny 1000 jednostek na gram, siarczanu neomycyny 2,5 mg na gram, tiostreptonu 2500 jednostek na gram i acetonidu triamcynolonu 1 mg na gram</td></tr><tr><td>Maść okulistyczna Puralube</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>211-38</td><td></td></tr><tr><td>Podkładki przygotowawcze PVP z jodonem</td><td>Medline</td><td>MDS093917</td><td>Betadine generyczne</td></tr><tr><td>waciki nasączone alkoholem izopropylowym</td><td>BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Tkanka Vetbond klej</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło (wiertło), standardowe frezowanie z węglika spiekanego</td><td>SS Białe wiertła</td><td>14829</td><td>#3 Wiertło</td></tr><tr><td>, 00-90 x 1/8 płaski ze stali nierdzewnej</td><td>J.I. Morris</td><td>F0090CE125</td><td>kotwiące</td></tr><tr><td>System stereotaktyczny</td><td>Kopf Instruments</td><td>1430</td><td></td></tr><tr><td>Hometermiczny koc grzewczy</td><td>Harvard Apparatus</td><td>50-7220-F</td><td></td></tr><tr><td>Pulsoksymetr i monitor pracy serca</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseStat Jr.</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum</td><td>Fisher Scientific</td><td>P66-1LB</td><td>Wazelina ogólny</td></tr><tr><td>drut, goła miedź</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-545-2C</td><td>20 gauge</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure w proszku</td><td>Pearson Dental</td><td>C73-0054&nbsp;</td><td>składnik aktywny: metakrylan metylu</td></tr><tr><td>Koszulki Cold Cure płyn</td><td>Pearson Dental</td><td>C73-0078&nbsp;</td><td>składnik aktywny: metakrylan metylu</td></tr><tr><td>Silikonowa guma do form</td><td>Smooth-On</td><td>Body Double Fast</td><td>Polimer silikonowy</td></tr><tr><td>Metricide 28 (Germicide)</td><td>Metrex</td><td>Oct-05</td><td></td></tr><tr><td>India tusz,</td><td>Pelikan</td><td>301051</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło dentystyczne</td> Drukarka 3D <td>NSK Dental</td><td>Ultimate XL-F</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Prusa Research</td><td>i3 MK3S+</td><td></td></tr><tr><td>Przyszywanie zapięć</td><td>na rzepy</td><td>90030</td><td></td></tr><tr><td>Tkanina użytkowa do przesiewania zwierząt domowych</td><td>Joann</td><td>10173334</td><td>Materiał siatkowy</td></tr><tr><td>Wiertło (wiertło), standardowe wiertło z węglika spiekanego</td><td>SS</td><td>14829</td><td>#1 wiertło</td></tr></tbody></table>

implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Środki znieczulające, powszechnie stosowane w badaniach przedklinicznych i podstawowych badaniach naukowych, mają depresyjny wpływ na metaboliczne, neuronalne i naczyniowe funkcje mózgu i mogą negatywnie wpływać na wyniki neurofizjologiczne. Wykorzystanie obudzonych zwierząt do badań naukowych jest korzystne, ale stanowi główne wyzwanie polegające na utrzymaniu zwierząt w spokoju i bezruchu w celu zminimalizowania artefaktów ruchowych podczas pozyskiwania danych. Obrazowanie na jawie u mniejszych gryzoni (np. Myszy) jest bardzo powszechne, ale pozostaje rzadkie u szczurów, ponieważ szczury są większe, silniejsze i mają większą tendencję do przeciwstawiania się ograniczeniom ruchowym i fiksacji głowy przez długi czas wymagany do obrazowania. Opisano nowy model neuroobrazowania wybudzonych, unieruchomionych szczurów z głową przy użyciu niestandardowych, ręcznie szytych chust, drukowanych w 3D implantów głowy, nasadek na głowę i ramy głowy. Wyniki uzyskane po pojedynczej próbie stymulacji pojedynczymi wąsami sugerują wzrost intensywności wywołanej odpowiedzi funkcjonalnej. Nabycie wywołanej odpowiedzi funkcjonalnej od obudzonych, unieruchomionych szczurów jest szybsze niż u znieczulonych szczurów, jest wiarygodne, powtarzalne i może być wykorzystane do powtarzania badań podłużnych.

Przedstawiono reprezentatywne sygnały obrazowania optycznego z pojedynczej próby u znieczulonego szczura oraz zsumowaną odpowiedź (z 40 zebranych prób) u szczura w stanie czuwania (Rysunek 4). Intensywność sygnału podczas stymulacji pojedynczego wibrysy u szczura w stanie czuwania może być wizualizowana przy wyższym progu niż u szczura znieczulonego, co wskazuje na silniejszy sygnał u zwierzęcia w stanie czuwania. Wibrysy C2 szczurów są stymulowane z częstotliwością 5 Hz przez 1 s, a odpowie...

Szczegółowo opisana jest nowa procedura funkcjonalnego obrazowania u szczurów obudzonych z głową.

Implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Większość podstawowych i translacyjnych prac pochodzi od znieczulonych zwierząt. Środki znieczulające mogą dodawać zmienne zakłócające do analizy i interpretacji danych. Ta praca umożliwia obrazowanie w stanie czuwania u szczurów w celu obejścia tego problemu.Ten projekt jest dość prosty. Cały montaż jest lekki, dzięki czemu nie zaburza normalnego życia zwierzęcia. Oznacza to, że może być również stosowany do długotrwałego przewlekłego obrazowania.W zademonstrowaniu tej procedury pomoże dr Mehwish Bhatti, starszy doktor habilitowany z naszego laboratorium. Zacznij od wykonania implantu głowy za pomocą oprogramowania CAD, aby zobrazować obszar za bregmą i przylegający do linii środkowej wyśrodkowanej na korze somatosensorycznej. Upewnij się, że implant głowy obejmuje obszar od 0,9 do 1,9 milimetra na czaszce z dala od obszaru obrazowania.Użyj tylko trzech, aby zakotwiczyć implant głowy na czaszce szczura. Zaprojektuj wszystkie otwory na po przeciwnej stronie linii środkowej w przeciwległej części półkuli obrazu. Aby umożliwić drutom przymocowanie nasadki głowy do implantu głowy, umieść wydrążony pręt w górnej części implantu głowy.Następnie zaprojektuj nasadkę, upewniając się, że całkowicie zakrywa obszar obrazowania i chroni go przed wszelkimi urazami. Dodaj krzywiznę do czapki głowy, aby dopasowała się do kształtu głowy, nie powodując trudności w codziennych czynnościach zwierzęcia w standardowych wzbogaconych klatkach. Wytnij wewnętrzną stronę nasadki głowy w szerszym prostokątnym kształcie, tak aby górna część implantu głowy mogła się w nią zmieścić.Prostopadle do tego prostokąta wytnij dwa inne prostokątne obszary, aby zakotwiczyć nasadkę głowy w implancie głowy. Aby przymocować nasadkę na głowę szczura, przełóż druty przez górny wydrążony pręt implantu głowy. Zaprojektuj ramę głowicy tak, aby jedna wycięta część mogła przejść przez górny pręt implantu głowy i była mocowana za pomocą zacisku.Aby strona przeciwna była dostępna do obrazowania, ustaw drugą część cięcia pod kątem, aby zapewnić dodatkową siłę do utrzymania głowy szczura w miejscu. Wydrukuj implant głowy i nasadkę głowy za pomocą drukarki 3D. Zmierz wagę zwierzęcia, aby obliczyć ilość środka znieczulającego, który należy podać.Znieczulić zwierzę, wstrzykując pentobarbital sodu dootrzewnowo. W tej operacji można zastosować kilka alternatywnych środków znieczulających, takich jak izofluran, ketamina lub ksylazyna. Atropinę należy wstrzykiwać domięśniowo, aby zmniejszyć wydzielanie śluzu podczas oddychania.Za pomocą trymera do włosów ogol głowę szczura, zaczynając między oczami do tylnej części uszu o pięć milimetrów wyśrodkowanych wokół linii środkowej. Następnie monitoruj częściowe nasycenie tlenem i tętno za pomocą pulsoksymetru i sondy pulsometru przymocowanej do tylnej nogi szczura. Przetrzyj głowę szczura i okolice trzykrotnie chusteczkami Betadine i 70% nasączonymi alkoholem.Napraw szczura w systemie stereotaktycznym. Następnie włóż sondę doodbytniczą smarowaną wazeliną, aby zmierzyć temperaturę ciała szczura i utrzymać ją przez system sprzężenia zwrotnego koca grzewczego, aby uniknąć hipotermii po podaniu środka znieczulającego. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.Podawać podskórnie 2% znieczulenia miejscowego na miejsce operacyjne i trzy milimetry roztworu Ringera w okresie laktacji o temperaturze pokojowej podskórnie, aby zapobiec odwodnieniu i zapewnić odżywienie podczas operacji. Za pomocą ostrych nożyczek chirurgicznych usuń część skóry nad polem operacyjnym. Wypreparuj i usuń część skóry między uchem a okiem na skroniowej części głowy.Za pomocą skalpela usuń leżącą pod spodem tkankę skórną, aby odsłonić czaszkę. Następnie oczyść czaszkę za pomocą wysterylizowanej bawełnianej gazy. Przetnij mięsień skroniowy i odsłoń obszar czaszki na przeciwległej półkuli pod implant głowy.Umieść implant głowy na czaszce, aby upewnić się, gdzie znajdują się mocujące implant. Teraz zaznacz czaszkę za pomocą atramentu indyjskiego do wiercenia za pomocą wiertła. Wywierć otwory na zadziory na za pomocą wiertła dentystycznego nr trzy i przykręć implant głowy.Osusz czaszkę za pomocą sterylnej gazy i nałóż cienką warstwę kleju tkankowego wokół i pod implantem głowy, aby przykleić go do czaszki. Użyj cementu dentystycznego, aby jeszcze bardziej podeprzeć implant głowy na miejscu i pozostaw cement do wyschnięcia na dwie do trzech minut. Ponadto użyj wiertła dentystycznego trzy, aby zmniejszyć grubość 7,5 milimetra o obszar 7,5 milimetra po lewej stronie czaszki tuż za bregmą i bocznie do linii środkowej do 50 mikrometrów.Nałóż miejscową maść z antybiotykiem na miejsce operacji, a następnie przykryj ją cienką warstwą gumy silikonowej, aby chronić cienką czaszkę. Następnie przykryj pole operacyjne za pomocą nasadki na głowę i przymocuj ją za pomocą dwóch małych kawałków drutów przechodzących zarówno przez implant głowy, jak i nasadkę głowy. Nałóż gumę silikonową, aby zakryć czapkę głowy i czaszkę, aby ustabilizować nasadkę głowy dalej na głowie szczura.Buprenorfinę i antybiotyki należy podawać dootrzewnowo, aby odpowiednio opanować ból i stan zapalny oraz zapobiec zakażeniom. Pokazano sygnały obrazowania optycznego z zsumowanej odpowiedzi obudzonego szczura i pojedynczej próby znieczulonego szczura. Funkcjonalna reakcja szczura ze stałą głową jest 140 razy silniejsza niż u znieczulonego szczura.Uważaj, aby nie dodać zbyt dużo cementu na płytę główną. Może to utrudniać prawidłowe zamocowanie nasadki. Ta metoda może być szeroko stosowana do neuroobrazowania cienkiej czaszki po przebudzeniu głowy.W przypadku kraniotomii można ją rozszerzyć na inne protokoły neuroobrazowania, w tym funkcjonalne obrazowanie ultrasonograficzne, obrazowanie wapnia i obrazowanie fluorescencyjne. Obrazowanie w stanie czuwania pozwoli na nową pracę bez zmiennych zakłócających wprowadzanych wraz ze środkami znieczulającymi.

head-implants-for-the-neuroimaging-of-awake-head-fixed-rats

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Film demonstruje procedurę wszczepienia bezprzewodowej dwukierunkowej wielokanałowej elektrody do mózgu szczura w celu nagrywania i stymulowania wielokanałowych sieci neuronowych.

Wszczepienie bezprzewodowego dwukierunkowego systemu mikroelektrod do mózgu szczura

Ten film demonstruje metodę wszczepienia systemu elektrod na głowę znieczulonemu szczurowi w celu wykrywania napadów w czasie rzeczywistym. Zabieg polega na umieszczeniu elektrod stymulacyjnych i rejestrujących, zabezpieczeniu ich cementem dentystycznym oraz podłączeniu do wzmacniacza montowanego na głowie.

Implantacja systemu elektrod na głowie w modelu szczurzym w celu wykrywania napadów w czasie rzeczywistym

Ten protokół opisuje standardową metodę jednoczesnego funkcjonalnego obrazowania metodą rezonansu magnetycznego i głębokiej stymulacji mózgu u gryzonia. Połączone wykorzystanie tych narzędzi eksperymentalnych pozwala na badanie globalnej aktywności w odpowiedzi na stymulację elektryczną w praktycznie każdym miejscu w mózgu.

Głęboka stymulacja mózgu z jednoczesnym fMRI u gryzoni

Ten protokół opisuje projektowanie i chirurgiczne wszczepienie mechanizmu krępującego głowę do monitorowania aktywności neuronalnej w podkorowych strukturach mózgu u szczurów czujnych.  Wyznacza procedury izolowania pojedynczych neuronów w konfiguracji przyściennej i skutecznego identyfikowania ich lokalizacji anatomicznych.

Monitorowanie i lokalizacja pojedynczych neuronów w podkorowych strukturach mózgu czujnych, skrępowanych głową szczurów

Pokazujemy chirurgiczne implanty i procedury rejestrujące do pomiaru wizualnych sygnałów elektrofizjologicznych z oka (elektroretinogram) i mózgu (wizualny potencjał wywołany) u przytomnych szczurów, co jest bardziej analogiczne do stanu ludzkiego, gdzie nagrania są prowadzone bez zakłóceń znieczulenia.

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

Opisujemy przedkliniczną eksperymentalną metodę oceny neuromodulacji metabolicznej wywołanej przez ostrą głęboką stymulację mózgu za pomocą in vivo FDG-PET. Manuskrypt ten obejmuje wszystkie etapy eksperymentalne, od chirurgii stereotaktycznej po zastosowanie leczenia stymulacją oraz pozyskiwanie, przetwarzanie i analizę obrazów PET.

In vivo (in vivo) Pozytonowa tomografia emisyjna w celu ujawnienia wzorców aktywności wywołanych głęboką stymulacją mózgu u szczurów

Tutaj prezentujemy unikalny, drukowalny w 3D implant dla szczurów, nazwany TD Drive, zdolny do symetrycznych, obustronnych zapisów elektrod drucianych, obecnie w maksymalnie dziesięciu rozproszonych obszarach mózgu jednocześnie.

TD Drive: parametryczny implant o otwartym kodzie źródłowym do wieloobszarowych zapisów elektrofizjologicznych u zachowujących się i śpiących szczurów

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Protokół ten przedstawia skrzynkę behawioralną opartą na mikrokontrolerze do oceny hamowania przedimpulsowego (PPI) poprzez zbieranie danych o przyspieszeniu z czujnika znajdującego się pod skrzynką. Dane te oceniają deficyty bramkowania sensorycznego u społecznie izolowanych szczurów, z dodatkową metodą synchronizacji danych z aktywnością neuronalną w celu przyspieszenia badań neurofizjologicznych nad zaburzeniami zachowania.

Opracowanie pudełka behawioralnego do oceny hamowania prepulsu i aktywności neuronalnej w psychiatrycznych modelach zwierzęcych

Poznaj metodę neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów z wykorzystaniem lekkiego implantu głowy. Technika eliminuje wpływ znieczulenia, zapewniając wyniki 140 razy silniejsze niż u zwierząt znieczulonych.

Implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów

Przeglądaj więcej filmów