Name: O-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-10-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Poznaj nową technikę wiązania aorty z pierścieniem O-ring u myszy, która zapewnia powtarzalność w modelowaniu przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym. Metoda ta redukuje zmienność wyników w porównaniu do tradycyjnych podejść.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) do L.L., N.F. i O.J.M. (IVOLADMT-HF; FKZ 01KC2006A).

Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z zasadami regionalnego komitetu (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, numer zezwolenia: V242-21249/2020 [38-4/20]). Myszy wykorzystane w niniejszym badaniu pozyskano z komercyjnego źródła (patrz Tabela materiałów). Zwierzęta utrzymywano w standardowych warunkach z 12-godzinnym cyklem światła i 12-godzinnym cyklem ciemności; wodę i pokarm udostępniano ad libitum.
1. Opieka nad zwierzętami
<ol>
	<li>Przechowywać myszy w specjalistycznych klatkach z ściółką, materiałem do budowy gniazd, kryjówką oraz zapewnionym dostępem do wody pitnej i pokarmu.</li>
	<li>Utrzymywać zwierzęta pod stałą, specjalistyczną opieką i kontrolą weterynaryjną. 
	UWAGA: W przypadku myszy zamówionych od zewnętrznych dostawców należy zapewnić 7 dni aklimatyzacji przed rozpoczęciem procedury.</li>
</ol>
2. Przygotowanie uszczelki typu o-ring
UWAGA: W celu wywołania hipertrofii serca po 2 tygodniach zaleca się stosowanie pierścienia typu o-ring o stałej średnicy 0,4 mm. Zakres i nasilenie wywołanego fenotypu serca zależą od rozmiaru średnicy pierścienia o-ring.
<ol>
	<li>Najpierw wykonaj jedno cięcie uszczelki o-ring (Tabela materiałów) pod mikroskopem za pomocą nożyczek lub skalpela, aby umożliwić jej założenie wokół aorty (Rysunek 1A, B).</li>
	<li>Przebij każdą stronę pierścienia w pobliżu cięcia igłą z nićmi niewchłanialną o rozmiarze 8-0 i przeciągnij nić. Odetnij ją, pozostawiając 2-3 cm po jednej stronie i 2 cm po drugiej, aby móc przymocować pierścień wokół aorty w ostatnim kroku (Rysunek 1C, D).</li>
	<li>Przed operacją weź przyrząd do ligacji (instrument specjalistyczny, patrz Tabela materiałów) i przeciągnij koniec dłuższej nici z jednej strony pierścienia przez otwór w zwężeniu (Rysunek 1E, F). Odstaw przyrząd do ligacji z przymocowanym pierścieniem do wykorzystania w kolejnym kroku (krok 6).</li>
	<li>Aby zdezynfekować pierścień z nićmi, zanurz go w roztworze alkoholu na pół godziny. Następnie połóż go na celulozie do wyschnięcia. Przechowuj wysuszony pierścień w zamkniętym pojemniku lub etui do momentu użycia. Podczas operacji, po przeciągnięciu nici przez przyrząd do ligacji, połóż pierścień na czystej powierzchni do czasu zastosowania.</li>
</ol>
<img alt="Schemat procesu ligacji chirurgicznej z etapami, nożyczkami, nićmi przechodzącymi przez otwór pomocniczy, widok mikroskopowy." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Przygotowanie pierścienia typu O-ring do ligacji. (A) Pierścień O-ring o stałej średnicy zostaje przecięty z jednej strony nożyczkami lub skalpelem. (B) Obraz pierścienia O-ring. (C) Każda strona pierścienia O-ring zostaje przebita nicią z prolenu 8-0. (D) Pierścień O-ring przebity dwiema nićmi. (E) Nici z jednej strony pierścienia O-ring są przeciągane przez otwór przyrządu pomocniczego do ligacji. (F) Pozycja końcowa przed umieszczeniem: nici z jednej strony są wprowadzone przez otwór przyrządu pomocniczego do ligacji, podczas gdy nici z drugiej strony pozostają luźne. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
3. Premedykacja myszy i przygotowanie pola operacyjnego
<ol>
	<li>Aby zapewnić odpowiednią analgezję podczas zabiegu, wstrzyknij dojdostrychalnie lek przeciwbólowy buprenorfinę (0,1 mg/kg, patrz Tabela materiałów) na 20 min przed przystąpieniem do operacji. 
	UWAGA: W niniejszym badaniu lek przeciwbólowy stosowano zgodnie z zaleceniami Gesellschaft für Versuchstierkunde/Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS).</li>
	<li>Po premedykacji poddaj mysz znieczuleniu w komorze indukcyjnej przy użyciu 2%-4% izofluranu zmieszanego z 0,5-1,0 L/min 100% O2.</li>
	<li>Wygol sierść w obrębie lewej strony klatki piersiowej uspokojonej myszy. Po goleniu umieść mysz z powrotem w komorze wypełnionej izofluranem i poczekaj do uzyskania odpowiedniego stopnia sedacji przed intubacją zwierzęcia. 
	UWAGA: Właściwy moment sedacji objawia się powolnym oddechem, przy jednoczesnym uniknięciu oddechów gwałtownych. W zależności od ustawień gazu izofluranowego osiągnięcie odpowiedniego poziomu sedacji zajmuje 2-3 min.</li>
	<li>Przed operacją włącz matę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia (37 °C). Podłącz matę grzewczą do sondy rektalnej (patrz Tabela materiałów), aby automatycznie kontrolować temperaturę ciała myszy.</li>
</ol>
4. Intubacja myszy
<ol>
	<li>Przygotować wymagane instrumenty (Rycina 2A). Zdezynfekować krtanioskop przed operacją, umieszczając go w alkoholu na około 1-3 minuty, a następnie pozostawiając do wyschnięcia na noc.</li>
	<li>Naciągnąć gumkę wokół podkładki grzewczej, aby przymocować mysz przednimi zębami do płytki. Umieścić zsedowaną mysz na podkładce grzewczej w pozycji grzbietnej.</li>
	<li>Przeciągnąć gumkę nad przednimi zębami zwierzęcia, aby wyprostować szyję na płytce.</li>
	<li>Skierować źródło światła na gardło, aby zapewnić dobrą widoczność otworu tchawicy w celu intubacji endotrachealnej (Rycina 2B).</li>
	<li>Delikatnie otworzyć pysk jedną ręką, pozycjonując pomoc do intubacji (własnoręcznie wykonany krtanioskop, patrz Tabela materiałów) (Rycina 2A[3]).</li>
	<li>Drugą ręką i małą pęsetą delikatnie odsunąć język, aby odsłonić otwór tchawicy.</li>
	<li>Tą samą ręką wprowadzić rurkę endotrachealną do tchawicy. Jednocześnie nadal trzymać pomoc do intubacji. Do intubacji użyć kaniuli 22 G (patrz Tabela materiałów) (Rycina 2A[1]).</li>
	<li>Połączyć rurkę endotrachealną via trójdrożny kurek z respiratorem dla myszy (patrz Tabela materiałów), aby potwierdzić prawidłowe położenie rurki (endotrachealne).</li>
	<li>Monitorować prawidłową wentylację zgodnie z instrukcjami producenta (objętość oddechowa 200 µL i częstość oddychania między 100-150 oddechów/min) (Rycina 2C).</li>
	<li>Potwierdzić wystarczającą głębokość anestezji poprzez sprawdzenie odruchu na uciśnięcie palca u nogi (brak odpowiedzi odruchowej).</li>
	<li>Ustawić parametry anestezji na 2% izofluranu zmieszanego z 0,5-1,0 L/min 100% O2.</li>
	<li>Nałożyć maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu podczas operacji.</li>
	<li>Za pomocą patyczka bawełnianego zdezynfekować pole operacyjne 3 razy, używając dostępnego w handlu roztworu do dezynfekcji (patrz Tabela materiałów).</li>
</ol>
<img alt="Proces kaniulacji u myszy z pokazanymi narzędziami; konfiguracja badawcza do badania fizjologicznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Intubacja myszy. (A) Narzędzia do intubacji: (1) kaniula dożylna 22 G użyta jako rurka endotrachealna (bez prowadnicy); (2) pęseta; (3) wykonany ręcznie laryngoskop (zdeformowana/spłaszczona kaniula przyklejona drewnianymi patyczkami i taśmą). (B) Przeprowadzanie intubacji na umieszczonej macie grzewczej. (C) Zaintubowana mysz podłączona do respiratora. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
5. Operacja i przygotowanie do pozycjonowania pierścienia
UWAGA: Należy używać sterylnych materiałów i narzędzi, aby uniknąć infekcji.
<ol>
	<li>Za pomocą nożyczek wykonać nacięcie skóry o długości 0,5-1 cm w połowie linii łączącej wyrostek mieczowaty z lewą pachą. Używając pęsety, oddzielić warstwę mięśniową od leżących pod nią żeber i umieścić dwa rozwieraki (długość 5 mm, patrz Tabela materiałów) w nacięciu, aby odsłonić klatkę piersiową.</li>
	<li>Aby rozpocząć lewostronną torakotomię, wykonać niewielkie nacięcie (~1-2 mm) w mięśniach międzyżebrowych między drugim a trzecim żebrem za pomocą mikro-nożyczek sprężynowych. Otworzyć jamę klatki piersiowej i rozszerzyć nacięcie za pomocą pęsety kątowej 45°.</li>
	<li>W nacięciu umieścić trzy rozwieraki klatki piersiowej (długość 1,0-2,5 mm) w celu otwarcia jamy klatki piersiowej i poprawy wizualizacji.</li>
	<li>Aby odsłonić łuk aorty, należy spróbować unieść i delikatnie oddzielić grasicę oraz tkankę tłuszczową od łuku za pomocą pęsety kątowej 45° z cienkimi końcówkami.</li>
</ol>
6. Ligacja aort rozwęźlowanych za pomocą pierścienia uszczelniającego (o-ring)
<ol>
	<li>Wyeksponuj łuk aorty, używając w jednej ręce pęsety kątowej 45°. Drugą ręką ustaw pierścień O połączony z pomocą do ligacji poprzez nici po jednej stronie (krok 2).</li>
	<li>Przeciągnij nici za pomocą narzędzia do ligacji pod łukiem aorty, od strony ogonowej do strony czaszkowej aorty poprzecznej, pomiędzy tętnicą szyjno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną (Rysunek 3A).</li>
	<li>Ostrożnie chwyć pęsetą obie nici znajdujące się między pomocą do ligacji a łukiem aorty. Odsuń i usuń pomoc do ligacji, a następnie delikatnie ustaw pierścień O wokół łuku, pociągając za nici po obu stronach (Rysunek 3B).</li>
	<li>Po prawidłowym ustawieniu przymocuj pierścień O za pomocą nici i węzła chirurgicznego. Wykonaj dodatkowy węzeł po każdej stronie, aby zapobiec jego rozwiązaniu (Rysunek 3C).</li>
</ol>
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej: trzyetapowa aplikacja pierścienia O w grasicy, kroki oznaczone jako A, B, C." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Wykonywanie implantacji pierścienia O. (A) Łuk aorty zostaje odsłonięty za pomocą trzech rozszerzaczy o rozmiarze 1,0-2,5 mm. Obie długie nici jednej strony pierścienia są przeprowadzane pod aortą. (B) Pierścień O zostanie umieszczony poprzez delikatne pchanie pierścienia i pociąganie za nici. (C) Pierścień O znajduje się w prawidłowej pozycji, a jedna nić kranialna zostaje zawiązana z nicią kaudalną po każdej stronie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig03large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
7. Szycie i rekonwalescencja pooperacyjna
<ol>
	<li>Usuń z nacięcia trzy rozsetory klatki piersiowej (długość 2,5 mm).</li>
	<li>W razie potrzeby usuń pozostałe powietrze z klatki piersiowej, wypełniając ją ciepłym 0,9% izotonicznym roztworem soli.</li>
	<li>Aby odsłonić nacięcie klatki piersiowej do zaszycia, ponownie użyj dwóch rozsetorów (długość 5 mm), aby odsunąć skórę na boki.</li>
	<li>Zamknij klatkę piersiową za pomocą dwóch lub trzech niewchłanialnych szwów 6-0 (patrz Tabela materiałów) i zaciśnij wylot respiratora na 2 s, aby ponownie naprostować płuca.</li>
	<li>Usuń dwa rozsetory i zamknij skórę za pomocą od trzech do pięciu wchłanialnych szwów 4-0.</li>
	<li>Wyłącz izofluran i monitor. Gdy zwierzę zacznie oddychać samodzielnie, jego wibrysy zaczną się poruszać, a odruchy na uciśnięcie palca zostaną wywołane, usuń rurkę intubacyjną z myszy. Połóż mysz na lewym boku pod lampą grzewczą w jej jednostce opiekuńczej i obserwuj ją, aż całkowicie się obudzi.</li>
	<li>Nie pozostawiaj zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska pełnej świadomości. 
	UWAGA: Zwierzę po operacji powinno otrzymać własną jednostkę opiekuńczą (klatkę) dla lepszej rekonwalescencji.</li>
	<li>W razie potrzeby przeprowadź leczenie przeciwbólowe za pomocą tramadolu (1 mg/mL) w wodzie pitnej przez 7 dni oraz buprenorfiny (0,1 mg/kg, 3x dziennie) w formie iniekcji doszpikowej przez 3 dni po operacji. 
	UWAGA: Postępuj zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etyki ds. zwierząt w zakresie przeciwbólowego leczenia pooperacyjnego.</li>
	<li>Kontroluj podawanie leków poprzez codzienne ważenie butelek z wodą oraz obserwuj zachowanie zwierzęcia.</li>
</ol>
8. Potwierdzenie prawidłowego ściśnięcia i właściwego położenia pierścienia
<ol>
	<li>Jeden dzień po operacji zweryfikuj stopień zwężenia za pomocą badania ultrasonograficznego, mierząc maksymalną prędkość przepływu nad zwężeniem.</li>
	<li>Do pomiarów wykorzystaj echokardiografię z systemem ultrasonograficznym i głowicą o częstotliwości 30 MHz (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Zgodnie z powyższym opisem, utrzymuj znieczulenie za pomocą maski przy zastosowaniu 1,5%-2% izofluranu z przepływem 0,5-1,0 L/min 100% O2.</li>
	<li>Umieść znieczulone zwierzę na macie grzewczej w pozycji grzbietowej. Podłącz matę grzewczą z sondą rektalną, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C ± 1 °C, i monitoruj częstotliwość akcji serca za pomocą EKG, używając czterech czujników mocowanych do łap myszy (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>W celu lepszej wizualizacji zastosuj krem do depilacji.</li>
	<li>Prawidłowo wykonany zabieg ORAB skutkuje zwiększoną prędkością przepływu nad zwężeniem, zmierzoną za pomocą ultrasonografii (~2 400 mm/s) (Rycina 4C). Aby wykonać ten pomiar, umieść głowicę przetwornika przyparasternalnie po prawej stronie klatki piersiowej, aby zlokalizować łuk aorty za pomocą obrazowania dwuwymiarowego (2D) („tryb B”).
	<ol>
		<li>Użyj kolorowego Dopplera do wizualizacji przepływu krwi w aorcie i zmierz prędkość przepływu krwi nad zwężeniem za pomocą Dopplera impulsowego. 
		UWAGA: Myszy poddane operacji pozorowanej (operacja kontrolna bez zwężenia) wykazują prędkość przepływu krwi na poziomie ~600-900 mm/s. Ponadto pomyślny zabieg ORAB prowadzi również do zwiększenia stosunku prędkości przepływu między prawą tętnicą szyjną (~150 mm/s) (RC, Rycina 4A) a lewą tętnicą szyjną (~300 mm/s) (LC, Rycina 4B) u myszy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wizualizuj prawą i lewą arteria carotis interna za pomocą obrazowania dwuwymiarowego (2D) (tryb B). Umieść głowicę przetwornika poziomo po lewej i prawej stronie szyi pod kątem 45° i użyj Dopplera impulsowego, aby określić prędkość przepływu krwi. 
	UWAGA: U myszy poddanych operacji pozorowanej prędkość przepływu w obu tętnicach jest podobna.</li>
</ol>
<img alt="Prędkość przepływu tętniczego; wykresy dopplerowskiego USG i schemat aorty; analiza badania układu sercowo-naczyniowego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Potwierdzenie ligacji poprzecznej aorty za pomocą pomiaru prędkości fali Dopplera w tętnicach szyjnych. (A) Reprezentatywne sygnały prędkości dopplerowskiej fali impulsowej w prawej tętnicy szyjnej. (B) Stenoza skutkuje wyższą prędkością przepływu w prawej tętnicy szyjnej niż w lewej. (C) Stenoza wywołana przez zwężenie skutkuje prędkością przepływu w aorcie zstępującej przekraczającą 2,400 mm/s. Myszy z grupy pozorowanej wykazują prędkość przepływu na poziomie 600-900 mm/s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig04large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

<ol><li>Frey, N., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+hypertrophy%3A+The+good%2C+the+bad%2C+and+the+ugly%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac hypertrophy: The good, the bad, and the ugly.</a> Annual Review of Physiology. 65, 45-79 (2003).</li>
<li>Bui, A. L., Horwich, T. B., Fonarow, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+risk+profile+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and risk profile of heart failure.</a> Nature Reviews Cardiology. 8 (1), 30-41 (2011).</li>
<li>Bolli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+initiatives+to+improve+the+rigor+and+reproducibility+of+articles+published+in+Circulation+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">New initiatives to improve the rigor and reproducibility of articles published in Circulation Research.</a> Circulation Research. 121 (5), 472-479 (2017).</li>
<li>Dunlay, S. M., Weston, S. A., Jacobsen, S. J., Roger, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+heart+failure%3A+A+population-based+case-control+study%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Risk factors for heart failure: A population-based case-control study.</a> The American Journal of Medicine. 122 (11), 1023-1028 (2009).</li>
<li>Riehle, C., Bauersachs, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure.</a> Circulation Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>Hu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+aortic+banding+in+mice%3A+effects+of+altered+cardiomyocyte+insulin+signaling+during+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 285 (3), 1261-1269 (2003).</li>
<li>Mohammed, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+phenotype+in+murine+transverse+aortic+constriction%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Variable phenotype in murine transverse aortic constriction.</a> Cardiovascular Pathology. 21 (3), 188-198 (2012).</li>
<li>Nakao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((O-ring-induced+transverse+aortic+constriction+%28OTAC%29+is+a+new+simple+method+to+develop+cardiac+hypertrophy+and+heart+failure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">O-ring-induced transverse aortic constriction (OTAC) is a new simple method to develop cardiac hypertrophy and heart failure in mice.</a> Scientific Reports. 12, 85(2022).</li>
<li>Melleby, A. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+high+precision+aortic+constriction+that+allows+for+generation+of+specific+cardiac+phenotypes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice.</a> Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).</li>
<li>Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+measuring+cardiac+physiology+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Guidelines for measuring cardiac physiology in mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).</li>
<li>Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substrain+specific+response+to+cardiac+pressure+overload+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+aortic+constriction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Transverse aortic constriction in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (38), e1729(2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opaska aortalna oparta na nitkach/szwach jest stosowana od wielu lat do wywoływania przerostu serca spowodowanego przeciążeniem ciśnieniowym u myszy. Jest to uznana metoda badania patomechanizmów przebudowy serca i progresji choroby in vivo. Ograniczeniem jest stosunkowo duża zmienność stopnia zwężenia, a co za tym idzie, przebudowa. Niedawno wprowadzona technika ORAB opisana po raz pierwszy przez Melleby'ego i wsp.10 optymalizuje metodę konwencjonalną poprzez zastosowanie gumowego o-ring...

Podczas gdy fizjologiczny przerost mięśnia sercowego można zaobserwować podczas rozwoju, ćwiczeń i ciąży, patologiczny przerost serca reaguje na hemodynamiczne warunki stresu, takie jak nadciśnienie tętnicze, choroba zastawkowa serca lub mutacje genów. Początkowo serce przechodzi przebudowę charakteryzującą się zwiększonym rozmiarem kardiomiocytów i pogrubieniem ścian komór w celu utrzymania funkcji serca1,2. Z drugiej strony patologiczna przebudowa serca wiąże się ze zwiększonym ryzykiem arytmii, nagłej śmierci i wysokiej śmiertelności. Wreszcie, z czasem, powoduje to rozszerzenie komór, silny spadek funkcji skurczowej i ostateczną progresję do niewydolności serca (HF), co wiąże się z wysoką zachorowalnością, śmiertelnością i kosztami społecznymi3. W związku z tym istnieje pilna potrzeba zrozumienia tła molekularnego w celu opracowania nowych strategii terapeutycznych4.
Pasmo aorty to model, który naśladuje przerost lewej komory (LV) wywołany przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolność serca u myszy5. Dzięki tej metodzie możliwe jest zbadanie patomechanizmów przebudowy serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniowym in vivo. Pierwsza procedura prążkowania aorty u myszy została opisana przez Rockmana i wsp.6. Przeciążenie ciśnieniowe jest indukowane przez podwiązanie nitkowe wokół aorty (między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną). Aby utworzyć zwężenie o średnicy 0,4 mm, zakłada się szew wokół igły 27 G i aorty. Po podwiązaniu igła jest usuwana6,7.
Mimo że średnica igły jest stała, szczelność nici jest w dużym stopniu zależna od chirurga, a zatem wpływa na indukowany fenotyp przerostu mięśnia sercowego. Ponadto w metodzie opartej na nitce/szwach występuje zmienny stopień średnicy zwężenia po operacji, związany z dużą zmiennością śmiertelności8,9. Co więcej, szkolenie tej metody jest wyzwaniem, zwłaszcza jeśli chodzi o znalezienie odpowiedniego poziomu i konsekwencji w dokręcaniu gwintu. Wreszcie, na początku treningu dochodzi do wysokiej śmiertelności śród- i pooperacyjnej z powodu przerwania aorty lub innego uszkodzenia tkanki, a także dużej zmienności stopnia zwężenia u zwierząt, które przeżyły.
Niedawno, zoptymalizowana procedura opaski aortalnej została opisana przez Melleby et al.10. Zaprezentowali metodę ORAB (o-ring aortic banding) z mniejszą zmiennością zwężenia i wysoce powtarzalnymi poziomami przeciążenia ciśnieniowego dzięki zastosowaniu antypoślizgowego gumowego o-ringu o stałej średnicy wewnętrznej 0,71 mm, 0,66 mm i 0,61 mm. Krótko mówiąc, o-ring jest rozcinany, umieszczany wokół łuku wstępującego i ponownie zamykany za pomocą gwintów. Inni naukowcy używający tych o-ringów zgłaszali mniejszą zmienność w indukowanym przeroscie mięśnia sercowego9. Zaobserwowali również śmiertelność śród- i pooperacyjną, a także lepszą odtwarzalność i mniejszą wariancję w indukowanym fenotypie przerostowym9,11. Niniejszy artykuł opisuje procedurę tej unikalnej strategii w protokole krok po kroku. Wiedza ekspercka, którą podzielili się autorzy niniejszego raportu, pomoże innym naukowcom w doskonaleniu technik w tej dziedzinie.
Aby wywołać przerost serca skutkujący niewydolnością serca po 6 tygodniach, zaleca się 12-tygodniowe samce myszy C57BL/6N do operacji. Porównanie 2 tygodnie po prążkowaniu aorty między podszczepami myszy C57BL / 6N i C57BL / 6J wykazało ciężką dysfunkcję serca i związaną z nią zwiększoną śmiertelność u myszy C57BL / 6N. Dlatego lepiej nadają się one do modeli niewydolności serca12. Dwunastotygodniowe samce i samice myszy mają optymalny rozmiar do odsłonięcia aorty i umieszczenia o-ringu za pomocą specjalnych instrumentów.

<table><tbody><tr><td>1 x długie stabilizatory, 6 cm</td><td></td><td>&nbsp; 18200-01</td><td></td></tr><tr><td>2 x zwijacze o szerokości 5 mm&nbsp;</td><td></td><td>18200-11</td><td></td></tr><tr><td>2 x krótkie stabilizatory, 3 cm</td><td></td><td>&nbsp; 18200-02</td><td></td></tr><tr><td>2 x szczypce kątowe 45&</td><td>FST (narzędzia do precyzyjnego smarowania)</td><td>11160-10</td><td></td></tr><tr><td>3 x zwijacze o szerokości 2,5 mm&nbsp;</td><td></td><td>18200-10</td><td></td></tr><tr><td>3 x druty zwijacza&nbsp;</td><td></td><td>18200-05</td><td></td></tr><tr><td>4-0 szew wchłanialny (Vicryl)</td><td>ETHICON</td><td>SABBKLT0</td><td>Służy do szycia skóry</td></tr><tr><td>szew 6-0 (Prolene), rozmiar igły: 13 mm</td><td>ETHICON</td><td>JDP879</td><td>Służy do szycia mięśni klatki piersiowej</td></tr><tr><td>8-0 szew (Prolene), rozmiar igły: 6,5 mm</td><td>ETHICON</td><td>RHBECH</td><td>Służy do szybkiego zakręcania pierścienia&nbsp;</td></tr><tr><td>Pudełko anestezjologiczne, mały</td><td>aparat Havarda&nbsp;</td><td>50-0108</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6N myszy</td><td>Charles River</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluosorber Filtr z węglem aktywnym Kanister</td><td>Havard&nbsp;</td><td>34-0415</td><td>Służy do wywoływania i podtrzymywania znieczulenia</td></tr><tr><td>Ręcznie robione laryngsopcope&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Intubacjepomóż</td></tr><tr><td>Harvard Apparatus Anesthetic Vaporizer</td><td>Havard apparatus&nbsp;</td><td></td><td>Służy do indukcji i utrzymania znieczulenia Poduszka</td></tr><tr><td>grzewcza + sonda doodbytnicza (LSI Letica Scientific Instruments:Jednostka kontrolująca temperaturę HB 101/2 )</td><td>Aparat Panlab/ Havard&nbsp;</td><td></td><td>Służy do kontroli i utrzymania temperatury ciała&nbsp;</td></tr><tr><td>kaniula dożylna niebieska o rozmiarze 22 (Vasofix Braun&uuml; le 0,9 x 25 mm)</td><td>B/Braunsharing Ekspertyza&nbsp;</td><td>4268091B</td><td>intubacja&nbsp;</td></tr><tr><td>izofluran</td><td>Baxter</td><td></td><td>Anesthesia</td></tr><tr><td>Kodan (roztwór betadyny)</td><td>Sch&uuml; lke</td><td>20003960-A</td><td>Dezynfekcja&nbsp;</td></tr><tr><td>Pomoc w podwiązywaniu</td><td>FST (fine sience tools)</td><td>18062-12</td><td>Służy do wykonywania obciążeń za pomocą O-ringu&nbsp;</td></tr><tr><td>Oświetlenie mikroskopu: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ sterownik)</td><td>Mikroskop SCHOTT</td><td></td><td>Ligth</td></tr> Mikroskop<tr><td>&nbsp; Aparat fotograficzny&nbsp; (Leica IC80 HD)</td><td>Leica</td><td></td><td>Używany do wizualizacji pola operacyjnego&nbsp;</td></tr><tr><td>Kompletne systemy anestezjologiczne MiniVac&nbsp; dla małych gryzoni</td><td>Aparat Havarda&nbsp;</td><td>75-0233</td><td>Służy do wywoływania i utrzymywania znieczulenia</td></tr><tr><td>Wentylator dla myszy MiniVent Typ 845</td><td>Aparat Havarda&nbsp;</td><td>73-0044</td><td>Służy do wentylacji podczas operacji&nbsp;</td></tr><tr><td>Uchwyt igły&nbsp;</td><td>FST (narzędzia precyzyjne)</td><td>&nbsp; TE-10804</td><td></td></tr><tr><td>O-ring, guma antypoślizgowa (0,0018 mm x 0,020 mm)</td><td>Produkty gumowe Apple&nbsp;</td><td></td><td>Łącznik łuku aorty</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>FST (fine sience tools)</td><td>14040-09</td><td>Służy do cięcia skóry i nici&nbsp;</td></tr><tr><td>System chowania małych zwierząt (zestaw dla zwierząt do 200 g)</td><td>FST (narzędzia do precyzyjnego montażu)</td><td>18200-20</td><td></td></tr><tr><td>Mała płyta podstawy, 20 x 30 cm&nbsp;</td><td></td><td>&nbsp; 18200-03</td><td></td></tr><tr><td>Stół wyposażony w poduszkę grzewczą + sonda doodbytnicza + EKG i&nbsp; statyw przetwornika</td><td>FujiFilm Visual Sonics Imaging System</td><td></td><td>Echokardiografia&nbsp;</td></tr><tr><td>Temgesic (Buprenorphin)</td><td>Indivior UK Limited</td><td>997.00.00</td><td>Premedykacja przeciwbólowa&nbsp;</td></tr><tr><td>kurek trójdrożny (niebieski)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tramal (Tamadol)</td><td>Gr&uuml; </td><td></td><td>Ból po leczeniu&nbsp;</td></tr><tr><td>sonda przetwornika MS400 (Visual Sonics)&nbsp;</td>System <td></td><td>obrazowania dźwiękami wizualnymi FujiFilm</td><td>Echokardiografia&nbsp;</td></tr><tr><td>System ultrasonograficzny z pakietem kardiologicznym&nbsp;</td>System <td></td><td>obrazowania dźwiękami wizualnymi FujiFilm</td><td>Echokardiografia&nbsp;</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas - 2,5 mm Cutting Edge</td><td>FST (fine sience tools)</td><td>15000-08</td><td>Służy do cięcia mięśni międzyżebrowych klatki piersiowej&nbsp;</td></tr><tr><td>Maść weterynaryjna&nbsp;</td><td>Bepanten</td><td></td><td>Służy do zapobiegania wysuszaniu oczu</td></tr></tbody></table>

o-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia

O-Ring Aortic Banding Versus Traditional Transverse Aortic Constriction for Modeling Pressure Overload-Induced Cardiac Hypertrophy

Pasmo aortalne u myszy jest jednym z najczęściej używanych modeli eksperymentalnych dla przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia serca i indukcji niewydolności serca. Wcześniej stosowana technika opiera się na nawleczonym szwie wokół łuku aorty zawiązanym na igle 27 G w celu wytworzenia zwężenia. Metoda ta polega na ręcznym dokręcaniu gwintu przez chirurga, a tym samym prowadzi do dużej zmienności rozmiaru średnicy. Nowo udoskonalona metoda opisana przez Melleby'ego i wsp. obiecuje mniejszą wariancję i większą powtarzalność po operacji. Nowa technika, o-ring-aorta banding (ORAB), wykorzystuje antypoślizgowy gumowy pierścień zamiast szwu z gwintem, co skutkuje zmniejszoną zmiennością przeciążenia ciśnieniowego i powtarzalnymi fenotypami przerostu mięśnia sercowego. Podczas operacji o-ring umieszcza się między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną. Skuteczne zwężenie potwierdza echokardiografia. Po 1 dniu prawidłowe umieszczenie pierścienia powoduje zwiększenie prędkości przepływu w aorcie poprzecznej nad zwężeniem wywołanym przez o-ring. Po 2 tygodniach o upośledzeniu czynności serca świadczy zmniejszenie frakcji wyrzutowej i zwiększenie grubości ścianek. Co ważne, oprócz mniejszej zmienności wielkości średnicy, ORAB wiąże się z niższymi wskaźnikami śmiertelności śród- i pooperacyjnej w porównaniu ze zwężeniem poprzecznym aorty (TAC). W związku z tym ORAB stanowi lepszą metodę niż powszechnie stosowana chirurgia TAC, co skutkuje bardziej powtarzalnymi wynikami i możliwym zmniejszeniem liczby potrzebnych zwierząt.

Zazwyczaj obwiązanie aorty (aortic banding) naśladuje ludzką stenozę aorty i indukuje przerost serca u myszy. Pomyślny zabieg charakteryzuje się przebudową tkanki serca, przejawiającą się przerostem mięśnia sercowego i upośledzeniem funkcji serca5,6.
Bezpośrednio 1 dzień po operacji wpływ zwężenia aorty poprzecznej za pomocą pierścienia uszczelniającego (o-ring) można ocenić in vivo za pomocą echokardiografii...

Obecny protokół opisuje nową technikę opaski aortalnej u myszy w celu wywołania przeciążenia ciśnieniem przerostu mięśnia sercowego. Do banderolowania stosuje się gumowy pierścień o stałej średnicy wewnętrznej. Ta nowa technika obiecuje mniejszą wariancję i bardziej powtarzalne dane dla przyszłych eksperymentów.

O-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia

Aortic banding in mice is one of the most commonly used experimental models for cardiac pressure overload-induced cardiac hypertrophy and the induction of ...

Ta nowatorska technika opaski aortalnej umożliwia indukcję przeciążenia ciśnieniem przerostu serca u myszy o mniejszej wariancji i wyższej odtwarzalności. Umieszczenie gumowego pierścienia o stałej średnicy wokół aorty indukuje stałą zwiększoną prędkość przepływu w aorcie poprzecznej, generując w ten sposób powtarzalny przerost mięśnia sercowego. Zabieg ten powinien być wykonywany przez kogoś, kto ma już doświadczenie z technikami anestezjologicznymi i mikrochirurgicznymi u gryzoni lub ma kogoś z doświadczeniem, kto może poprowadzić.Zacznij od wykonania jednego nacięcia O-ringu pod mikroskopem za pomocą nożyczek lub skalpela, aby umożliwić umieszczenie wokół aorty. Przebij każdą stronę pierścienia blisko nacięcia igłą połączoną z 8-0 niewchłanialny szew i pociągnij nić. Wytnij i pozostaw dwa do trzech centymetrów po jednej stronie i dwa centymetry po drugiej stronie, aby przymocować O-ring wokół aorty w ostatnim kroku.Przed zabiegiem weź przyrząd do podwiązywania i przeciągnij koniec nici po jednej stronie pierścienia przez otwór pomocy w podwiązywaniu. Odłóż przyrząd do podwiązywania z dołączonym O-ringiem na bok w celu umieszczenia. Ogol sierść po lewej stronie klatki piersiowej znieczulonej myszy.Następnie umieść mysz z powrotem w komorze wypełnionej izofluranem w celu odpowiedniego uspokojenia przed intubacją. Przed zabiegiem należy włączyć poduszkę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia na poziomie 37 stopni Celsjusza. Podłącz poduszkę grzewczą do sondy doodbytniczej, aby automatycznie utrzymać temperaturę ciała myszy.Rozciągnij gumkę wokół poduszki grzewczej, aby przymocować mysz przednimi zębami do płytki. Umieść znieczuloną mysz na poduszce grzewczej w pozycji leżącej. Umieść gumkę na przednich zębach zwierzęcia, aby przedłużyć szyję na talerzu.Skoncentruj źródło światła na gardle, aby zapewnić dobrą widoczność otworu tchawicy w celu intubacji dotchawiczej. Jedną ręką delikatnie otwórz usta, drugą ręką umieszczając przyrząd do intubacji i małe kleszcze. Delikatnie przesuń język, aby oczyścić otwór tchawicy.Wprowadzić rurkę dotchawiczą do tchawicy i z drugiej strony kontynuować trzymanie środka do intubacji. Podłącz pozycję rurki dotchawiczej za pomocą trójdrogowego kurka do respiratora dla myszy, aby potwierdzić prawidłowe położenie rurki dotchawiczej. Monitoruj właściwą wentylację zgodnie z instrukcjami producenta.Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania palców u stóp. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia podczas zabiegu. Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą dostępnego w handlu roztworu dezynfekującego.Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie skóry o długości od 0,5 do jednego centymetra w środku linii między wyrostkiem mieczykowatym a lewą pachą. Użyj kleszczy, aby oddzielić warstwę mięśniową od leżących pod nią żeber i umieść dwa pięciomilimetrowe zwijacze w nacięciu, aby odsłonić klatkę piersiową. Aby rozpocząć torakotomię lewą, należy wykonać jedno- lub dwumilimetrowe nacięcie w mięśniach międzyżebrowych między drugim a trzecim żebrem za pomocą nożyczek z mikrosprężynami.Otwórz klatkę piersiową i rozprowadź nacięcie za pomocą kleszczy ustawionych pod kątem 45 stopni. Umieść trzy retraktory klatki piersiowej w nacięciu, aby otworzyć klatkę piersiową, aby poprawić wizualizację. Aby odsłonić łuk aorty, spróbuj podnieść i delikatnie oddzielić grasicę i tkankę tłuszczową od łuku za pomocą kleszczy z cienką końcówką pod kątem 45 stopni.Odsłoń łuk aorty za pomocą kleszczy pod kątem 45 stopni w jednej ręce. Z drugiej strony, umieść O-ring połączony ze środkiem pomocniczym do podwiązywania za pomocą gwintów z jednej strony przymocowanych wcześniej. Przełóż nici za pomocą pomocy do podwiązywania pod łukiem aorty od strony ogonowej do czaszkowej aorty poprzecznej między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną.Ostrożnie weź obie nitki między pomocą do podwiązywania a łukiem aorty za pomocą kleszczy. Zdejmij przyrząd do podwiązywania i delikatnie umieść O-ring wokół łuku, pociągając za gwinty z każdej strony. Po udanym ustawieniu przymocuj O-ring za pomocą gwintów i węzła chirurgicznego.Zrób dodatkowy węzeł, aby uniknąć otwierania go z każdej strony. Po podwiązaniu O-ringu wyjmij trzy zwijacze klatki piersiowej z nacięcia. W razie potrzeby wyeliminuj resztki powietrza z klatki piersiowej, wypełniając je ciepłym 0,9% roztworem soli izotonicznej.Aby odsłonić nacięcie klatki piersiowej do założenia szwu, ponownie weź dwa pięciomilimetrowe zwijacze, aby przytrzymać skórę z boku. Zamknij klatkę piersiową dwoma lub trzema niewchłanialnymi szwami 6-0. Usuń dwa retraktory i zamknij skórę trzema do pięciu wchłanialnych szwów 4-0.Następnie wyłącz izofluran i monitoruj. Ściśnij odpływ respiratora na dwie sekundy, aby ponownie napełnić płuca. Dzień po zabiegu należy zweryfikować zwężenie za pomocą ultradźwięków, mierząc maksymalną prędkość przepływu nad zwężeniem.Do pomiarów należy użyć echokardiografii z systemem ultrasonograficznym i sondą przetwornikową o częstotliwości 30 megaherców. Umieść znieczulone zwierzę na poduszce grzewczej w pozycji leżącej na plecach i połącz poduszkę grzewczą z sondą doodbytniczą, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 stopni Celsjusza, a następnie monitoruj tętno za pomocą EKG za pomocą czterech czujników łap myszy. Pomyślnie wykonane opaskę aortalną typu O-ring powoduje zwiększenie prędkości przepływu nad zwężeniem, mierzoną za pomocą ultradźwięków.W celu tego pomiaru należy ustawić głowicę przetwornika przymostkowo po prawej stronie klatki piersiowej, aby zlokalizować łuk aorty za pomocą obrazowania dwuwymiarowego. Użyj kolorowego dopplera, aby uwidocznić przepływ krwi w aorcie i zmierz dopplerowską prędkość przepływu krwi za pomocą fali pulsacyjnej nad zwężeniem. Wizualizuj prawą i lewą wspólną tętnicę szyjną za pomocą obrazowania dwuwymiarowego.Ustaw głowicę przetwornika poziomo po lewej i prawej stronie szyi pod kątem 45 stopni i użyj dopplera fali pulsacyjnej, aby określić prędkość przepływu krwi. Pomyślną indukcję zwężenia zastawki aortalnej zaobserwowano dzięki zwiększonej prędkości przepływu krwi nad zwężeniem aorty mierzonej za pomocą ultrasonografii dopplerowskiej z falą pulsacyjną. Dodatkowo określono stosunek prędkości przepływu krwi między prawą i lewą tętnicą szyjną wspólną jako funkcjonalny marker opaski aortalnej O-ring.Dwa tygodnie po operacji zaobserwowano zwiększenie średnicy tylnej ściany lewej komory i przegrody śródkomorowej w rozkurczu. Dodatkowo udokumentowano postępujące pogorszenie czynności serca poprzez pomiar zmniejszonej frakcji wyrzutowej lewej komory. Podczas mocowania O-ringu wokół łuku aorty ważne jest, aby zamknąć pierścień z obu stron węzłem, aby uzyskać optymalny efekt.

o-ring-aortic-banding-versus-traditional-transverse-aortic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W tym filmie demonstrujemy eksperymentalny protokół minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu zbadania niewydolności serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniem.

Pasaż poprzecznego łuku aorty w modelu mysim: minimalnie inwazyjna technika u myszy do indukcji wysokiego ciśnienia w lewej komorze

Opisujemy stopniową procedurę tworzenia przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory u szczurów Wistar poprzez zwężenie aorty wstępującej za pomocą małego metalowego klipsa. Model ten jest szeroko stosowany do badania zmian przebudowy podczas przerostu mięśnia sercowego oraz do identyfikacji i oceny strategii regresji takich zmian.

Zwężenie aorty wstępującej u szczurów w celu stworzenia modelu przerostu mięśnia sercowego spowodowanego przeciążeniem ciśnieniem

Opisany jest szczurzy model zwężenia aorty brzusznej, który wywołuje przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Skuteczna, wysoce powtarzalna i minimalnie inwazyjna metoda jest stosowana w celu zapewnienia prostej, ale użytecznej platformy do badań nad przerostem i dysfunkcją mięśnia sercowego.

Model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC) zachowuje podstawowe cechy regularnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC), eliminując jednocześnie użycie respiratora z intubacją tchawiczą. Okazuje się, że jest to wysoce pożądana metoda w wysokoprzepustowych badaniach przeciążenia lewej komory, szczególnie w badaniach translacyjnych.

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Celem tego protokołu jest opisanie krok po kroku techniki minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC) u myszy. Poprzez wyeliminowanie intubacji i wentylacji, które są obowiązkowe w powszechnie stosowanej procedurze standardowej, minimalnie inwazyjny TAC upraszcza procedurę operacyjną i zmniejsza obciążenie zwierzęcia.

Technika minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu indukcji przerostu lewej komory

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Przedstawiamy chirurgiczną metodę wywoływania przerostu i niewydolności prawej komory u szczurów.

Model pasma pnia płucnego przeciążenia ciśnieniem wywołanego przerostem i niewydolnością prawej komory

Tutaj opisujemy krok po kroku protokół chirurgicznego usuwania aorty w dobrze znanym mysim modelu zwężenia aorty. Procedura ta pozwala nie tylko na zbadanie mechanizmów leżących u podstaw odwrotnej przebudowy lewej komory i regresji przerostu, ale także na przetestowanie nowych opcji terapeutycznych, które mogą przyspieszyć powrót do zdrowia mięśnia sercowego.

Badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni

Opisujemy tworzenie szczurzego modelu umiarkowanego przemodelowania wywołanego przeciążeniem ciśnieniem i wczesnej dysfunkcji skurczowej, gdzie aktywowane są szlaki transdukcji sygnału zaangażowane w inicjację procesu przebudowy. Ten model zwierzęcy pomoże w identyfikacji celów molekularnych do zastosowania wczesnych strategii terapeutycznych zapobiegających przebudowie niewydolności serca.

Szczurzy model przeciążenia ciśnieniem wywołał umiarkowaną przebudowę i dysfunkcję skurczową, w przeciwieństwie do jawnej skurczowej niewydolności serca

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną procedurę chirurgiczną dla wstępującego pasma aorty u świń.

Małoinwazyjny model zwężenia zastawki aortalnej u świń

Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.

Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego

Poznaj nową technikę wiązania aorty z pierścieniem O-ring u myszy, która zapewnia powtarzalność w modelowaniu przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym. Metoda ta redukuje zmienność wyników w porównaniu do tradycyjnych podejść.

O-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia (Wideo) | JoVE Journal

O-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia

Przeglądaj więcej filmów