Name: Mysi model złożonej niestabilności stawu skokowo-podskokowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-10-28T14:40:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Poznaj model niestabilności stawu skokowo-podskokowego u myszy poprzez przecięcie więzadeł. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów chorób stopy i ocenę chodu w ortopedii eksperymentalnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez program stypendialny rządu prowincji Jiangsu oraz Priorytetowy Program Rozwoju Akademickiego Instytucji Szkolnictwa Wyższego w Jiangsu (PAPD).

Wszystkie badania na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Soochow.
1. Zabiegi chirurgiczne
<ol>
	<li>Podziel 21, 6-tygodniowych samców myszy C57BL / 6 na trzy grupy: grupę poprzecznego więzadła szyjnego i więzadła skokowo-strzałkowego przedniego, grupę poprzecznego więzadła szyjnego i więzadła naramiennego oraz grupę operacji pozorowanej. Upewnij się, że wszystkie myszy były hodowane w środowisku, które spełnia określone standardy wolne od patogenów (SPF).</li>
	<li>Zaaklimatyzuj myszy do nowego środowiska hodowlanego (cykl jasny/ciemny 12 godzin/12 godzin oraz stała temperatura i wilgotność odpowiednio 18-22 °C i 40%-70%) przez 2 tygodnie przed eksperymentem. Poddaj myszy ćwiczeniu na równoważni i chodzie, przechodząc z jednego końca równoważni lub rury w kształcie litery U na drugi koniec bez zatrzymywania się, 1 tydzień przed eksperymentem.</li>
	<li>W wieku 8 tygodni znieczulij mysz za pomocą inhalacji izofluranu, zwilżając wacik 2 ml izofluranu i umieszczając go w hermetycznym pojemniku w celu pełnego ulatniania się. Monitoruj aktywność myszy i kontynuuj wdychanie, aż aktywność myszy znacznie się zmniejszy. Określ głębokość znieczulenia, ściskając palce u nóg myszy, aby obserwować ich reakcje. Wdychaj odparowany izofluran (2%) przez maskę na twarz, aby utrzymać znieczulenie u myszy podczas kolejnych operacji. Podczas znieczulenia używaj weterynaryjnej maści do oczu, aby zapobiec wysuszeniu oczu.</li>
	<li>Po znieczuleniu usuń włosy ze stawu skokowego prawych tylnych kończyn myszy za pomocą golarki i trzykrotnie zdezynfekuj odsłoniętą skórę za pomocą naprzemiennych rund wacików jodowych i wacików nasączonych alkoholem. Karprofen należy podawać w dawce 5 mg/kg mc. we wstrzyknięciu podskórnym. Przenieś mysz na salę operacyjną dla zwierząt mikrochirurgicznych za pomocą sterylnej podkładki chirurgicznej.</li>
	<li>W przypadku grupy więzadła poprzecznego szyjnego i więzadła skokowo-piszczowego przedniego (CL + ATFL) należy wykonać 7 mm ukośne w dół podłużne nacięcie skalpelem na skórze powyżej prawego stawu skokowego i sondować mikroskopijnymi prostymi kleszczami przed stawem skokowym.</li>
	<li>Upewnij się, że ATFL jest odsłonięty na dolnej granicy kości skokowej i strzałkowej po sondowaniu i delikatnie przetnij go skalpelem. Oddziel długie i krótkie ścięgna strzałkowe oraz ścięgna prostownika długiego palca, odsłoń CL i przetnij go skalpelem.</li>
	<li>W przypadku grupy więzadła poprzecznego CL + naramiennego (DL) należy wykonać pionowe nacięcie o średnicy 8 mm na przyśrodkowej skórze prawego stawu skokowego i tępo oddzielić DL od kostki przyśrodkowej, aby ostatecznie ją przeciąć. Następnie odetnij CL zgodnie z opisem w kroku 1.5.</li>
	<li>W przypadku grupy pozorowanej (grupa operacji pozorowanej) należy wykonać pozorowaną operację prawego stawu skokowego, ale nie należy przecinać żadnych więzadeł.</li>
	<li>Przepłucz nacięcie sterylną solą fizjologiczną i zszyj ją nylonową nicią chirurgiczną 5-0. Na koniec zdezynfekuj zszyte nacięcie wacikiem jodowym.</li>
	<li>Trzymaj mysz pod obserwacją, dopóki nie będzie w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka, i nadzoruj, aż będzie w pełni przytomna. Dezynfekować nacięcie kostki dwa razy dziennie wacikiem jodowym i podawać karprofen (5 mg/kg, wstrzyknięcie podskórne) raz dziennie przez 1 tydzień. Wróć sam po operacji i zwróć szczególną uwagę na stan pooperacyjny myszy.</li>
	<li>Dwa tygodnie po zabiegu, gdy obrzęk stawu skokowego zmniejszy się, zacznij ćwiczyć myszy w rotacyjnej maszynie do zmęczenia myszy przez 1 godzinę każdego dnia.</li>
</ol>
2. Test równoważni
<ol>
	<li>Zacisnąć okrągłą drewnianą belkę o długości 1 m i średnicy 20 mm, nachyloną pod kątem 15° na jednym końcu, za pomocą klipsa do statywu fotograficznego, a drugi koniec umieścić na powierzchni roboczej połączonej z zamkniętą kasetą.</li>
	<li>Wykonaj trening na równoważni 1 tydzień przed operacją, aby upewnić się, że myszy płynnie przechodzą z jednego końca belki na drugi. Wyobraźmy sobie, że mysz zdała test, gdy przechodzi przez wiązkę dwa razy w ciągu 60 sekund bez przerwy.</li>
	<li>Wykonaj dwie kolejne próby dla każdej myszy i spryskaj równoważnię 75% alkoholem po każdej próbie, aby zapobiec wpływowi pozostałego zapachu poprzedniej myszy na następną mysz.</li>
	<li>Wykonaj test równoważni przed operacją, 3 dni, 1 tydzień, 4 tygodnie, 8 tygodni i 12 tygodni po operacji. Zapisz średni czas, w którym każda mysz mija równoważnię dwa razy z rzędu oraz liczbę przypadków, w których prawa tylna część stopy ześlizguje się z belki jako zmienne zależne.</li>
</ol>
3. Analiza śladu
<ol>
	<li>Umieść plastikowy kanał w kształcie litery U o długości 50 cm, szerokości 10 cm i wysokości 10 cm na stole doświadczalnym i podłącz jeden koniec plastikowego kanału do zamkniętej kasety.</li>
	<li>Umieść zwykły papier pigmentowy płasko w kanale, a następnie przytrzymaj mysz obiema rękami i pomaluj ich przednie i tylne łapy równomiernie nietoksycznym czerwonym i zielonym pigmentem.</li>
	<li>Delikatnie umieść pomalowaną mysz na jednym końcu kanału i pozwól im przesunąć się na drugi koniec kasety. Wyjmij pigmentowany papier z odciskami stóp, zaznacz go i umieść na stojaku do wyschnięcia w przewiewnym i zacienionym miejscu.</li>
	<li>Po przejściu każdej myszy spryskaj plastikowy kanał w kształcie litery U 75% alkoholem, aby resztki zapachu poprzedniej myszy nie wpływały na następną mysz.</li>
	<li>Zaznacz trzy kolejne wyraźne ślady myszy na każdym papierze i użyj linijki, aby zmierzyć długość kroku śladu prawej stopy myszy, a także szerokość kroku między lewym i prawym footprintem.</li>
</ol>
4. Ocena nocycepcji termicznej
<ol>
	<li>Podczas eksperymentu użyj testu podeszwowego, aby zarejestrować czas reakcji nocycepcji termicznej stopy myszy i czas reakcji myszy odpowiednio podczas aktywności i spoczynku. Zapisz dane pomiarowe w ciągu kilku sekund.</li>
	<li>Umieść mysz w przyrządzie pomiarowym, wyrównaj przyrząd z prawą stopą i zacznij podgrzewać przyrząd przy powolnym wzroście temperatury. Obserwuj reakcję myszy. Gdy temperatura wzrośnie powyżej tolerancji, mysz szybko się wycofa lub poliże prawą stopę. Rejestruj czas za pomocą przyrządu i zdefiniuj czas jako czas reakcji podczas aktywności.</li>
	<li>Aby zmierzyć czas reakcji w spoczynku, pozwól myszy usiąść na 30 minut na stole do odpoczynku bez podgrzewania, a następnie uzyskaj dane dotyczące czasu, jak wyjaśniono w kroku 4.2. Wykorzystaj te pozyskane dane czasowe do późniejszej analizy.</li>
</ol>
5. Skanowanie mikro-tomografem komputerowym
<ol>
	<li>Po operacji poddaj 12-tygodniowe myszy eutanazji dwutlenkiem węgla, zdjąj skórę z ich prawych kostek, a następnie przetnij środkową kość piszczelową i strzałkową nożyczkami chirurgicznymi, aby uzyskać pełne próbki kostki. Umieścić próbki w oznaczonych 15 ml probówkach wirówkowych zawierających 10% neutralnej formaliny na 48 godzin.</li>
	<li>Po utrwaleniu należy umieścić próbki w partiach (cztery próbki na partię) w specjalnym zbiorniku z gąbką do skanowania mikro-CT. Ustaw parametry maszyny w następujący sposób: napięcie = 50 kV, prąd = 200 mA, filtr = 0,5 mmAl i rozdzielczość = 9 μm. Uruchom mikrotomograf komputerowy.</li>
	<li>Po zeskanowaniu użyj oprogramowania do rekonstrukcji, aby wyznaczyć zakres obrazu i wybierz określoną pozycję kąta po dostosowaniu osi XYZ nakreślonego obrazu za pomocą komercyjnego oprogramowania do analizy danych, zgodnie z opisem w Liu et al.10.</li>
	<li>Użyj oprogramowania do analizy mikro-CT, aby wybrać ciągłe 10-warstwowe obszary zainteresowania w zrestrukturyzowanych obrazach skorygowanych przez osie XYZ i przeanalizować ilościowo wymagane stawy w celu określenia frakcji objętości kości (BV/TV), zgodnie z opisem w Liu et al.10.</li>
	<li>Na koniec użyj oprogramowania do przetwarzania trójwymiarowych obrazów medycznych, aby wykonać trójwymiarowe przetwarzanie obrazu CT stawów skokowych myszy, zgodnie z opisem w Liu et al.10. Po rekonstrukcji obserwuj zużycie i tworzenie się osteofitów w ASCJ.</li>
</ol>
6. Barwienie przekroju chrząstki stawowej
UWAGA: Wszystkie etapy barwienia są wykonywane w dygestorium, a podczas zabiegu zakładana jest maska.
<ol>
	<li>Użyj mikroskopijnej pęsety i nożyczek, aby usunąć nadmiar tkanki miękkiej wokół próbek kostki, a następnie umieść próbki w probówce wirówkowej zawierającej 10% roztwór odwapniający EDTA przygotowany z 44 g NaOH, dwoma opakowaniami PBS i 400 g EDTA-2Na, przy pH dostosowanym do 7,35-7,45 kwasem solnym i zaznacz różne grupy.</li>
	<li>Następnie umieść probówkę wirówkową na stole do wytrząsania (prędkość ustawiona na 20 obr./min) w celu odwapnienia i zmieniaj roztwór odwapniający raz dziennie. Określ odwapnienie próbek.</li>
	<li>Po 1 miesiącu odwapnienia odwodnić próbki alkoholem gradientowym, a następnie użyć n-butanolu przez 8 godzin w celu oczyszczenia. Na koniec zanurz oczyszczone próbki w parafinie w pozycji koronalnej w celu zatopienia.</li>
	<li>Próbki parafiny umieścić w lodówce o temperaturze 4 °C do późniejszego wykorzystania. Przed cięciem należy pobrać próbki z lodówki o temperaturze 4 °C i umieścić je w zamrażarce o temperaturze -20 °C na około 10 minut, aby ułatwić cięcie całej płaszczyzny.</li>
	<li>Umocować próbki na mikrotomie i podzielić je na sekcje o grubości 6 μm. W tym samym czasie należy za pomocą mikroskopu obserwować, czy próbki zostały pocięte na oczekiwanym poziomie - łatwa penetracja igły strzykawki w tkance kostnej.</li>
	<li>Wcześniej ustaw temperaturę wody w tabletkarce na 40 °C. Następnie wytnij dwa lub trzy pełne kawałki parafiny z rzędu i przenieś je do tabletkarki w celu pełnego rozprężenia. Następnie usuń skrawki parafiny za pomocą szkiełka i spuść wodę. Na koniec oznacz slajdy grupami i numerami.</li>
</ol>
7. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)
<ol>
	<li>Umieścić skrawki w inkubatorze o temperaturze 60 °C w taki sposób, aby pod mikroskopem można było zaobserwować nienaruszoną strukturę stawu ASCJ i piec skrawki przez 40-50 minut. Następnie odparafinuj skrawki ksylenem 3x, ponumerowane jako I, II i III dla łatwej identyfikacji, odpowiednio przez 15 minut, 15 minut i 10 minut.</li>
	<li>Umieść odparafinowane skrawki w 100% etanolu 2x, ponumerowane jako I i II dla łatwej identyfikacji, 90% etanolu i 80% etanolu odpowiednio na 3 minuty, 3 minuty, 5 minut i 5 minut. Następnie myj sekcje wodą podwójnie destylowaną (ddH2O) przez 5 minut.</li>
	<li>Po namoczeniu hematoksyną przez 1 minutę umyć skrawki ddH2O, aż staną się bezbarwne. Namocz skrawki w 1% roztworze do różnicowania kwasów etylowych przez 30 s i myj je 3x przez 1 min z ddH2O. Następnie zabarwić skrawki 1% roztworem amoniaku przez 1 minutę, a następnie umyć 3x po 1 min za pomocą ddH2O.</li>
	<li>Następnie zabarwić próbki roztworem barwiącym eozynę przez 1 minutę, a następnie umieścić je w 95% etanolu i 100% etanolu na 1 minutę każda. Na koniec potraktuj skrawki ksylenem IV przez 1 minutę.</li>
	<li>Wysuszyć skrawki na powietrzu, wkleić kroplę neutralnej żywicy na próbki na szkiełkach i przykryć je szkiełkiem nakrywkowym. Następnie wykonuj zdjęcia za pomocą pionowego mikroskopu fluorescencyjnego w jasnym polu przy powiększeniu 5x i 20x.</li>
</ol>
8. Safranina O-szybkie zielone barwienie
<ol>
	<li>Umieść wybrane sekcje w inkubatorze o temperaturze 60 °C i piecz je przez 40-50 minut. Następnie odparafinuj skrawki ksylenem I, II i III odpowiednio przez 15 minut, 15 minut i 10 minut.</li>
	<li>Odparafinowane skrawki należy umieścić w 100% etanolu I, II, 90% etanolu i 80% etanolu odpowiednio na 3 minuty, 3 minuty, 5 minut i 5 minut. Następnie myj skrawki preparatem ddH2O przez 5 minut.</li>
	<li>Po namoczeniu hematoksyną przez 1 minutę umyć skrawki ddH2O, aż staną się bezbarwne. Namocz skrawki w 1% roztworze do różnicowania kwasów etylowych przez 30 s i myj je 3x przez 1 min z ddH2O. Następnie zabarwić skrawki 1% roztworem amoniaku przez 1 min i umyć je 3x po 1 min za pomocą ddH2O.</li>
	<li>Namocz skrawki w 0,05% fast green przez 2 minuty, a następnie namocz je w 1% roztworze kwasu octowego przez 30 s i w 0,1% safraninie przez 5 minut. Umieść wybarwione próbki w 95% etanolu i 100% etanolu na 1 minutę, jedna po drugiej.</li>
	<li>Na koniec potraktuj skrawki ksylenem IV przez 1 minutę. Wysusz skrawki na powietrzu, wklej kroplę neutralnej żywicy na próbki na szkiełkach i przykryj je szkiełkiem nakrywkowym. Następnie wykonuj zdjęcia za pomocą pionowego mikroskopu fluorescencyjnego w jasnym polu przy powiększeniu 5x i 20x.</li>
</ol>
9. Immunohistochemia
<ol>
	<li>Dzień 1: Umieść wybrane skrawki w inkubatorze o temperaturze 60 °C, piecz je przez 40-50 minut, a następnie odwoskuj je ksylenem I, II i III odpowiednio przez 15 minut, 15 minut i 10 minut. Odparafinowane skrawki należy umieścić w 100% etanolu I, II, 90% etanolu i 80% etanolu odpowiednio na 3 minuty, 3 minuty, 5 minut i 5 minut. Następnie myj skrawki ddH2O przez 5 minut, za pomocą pisaka histochemicznego zakreśl obszar próbki i umieść je w ciemnym pudełku.</li>
	<li>Pobieranie antygenu: Wrzuć 20-50 μl 0,25% trypsyny do zakreślonego obszaru próbki, inkubuj w inkubatorze o temperaturze 37 °C przez 60 minut, a następnie myj próbki 3x przez 2 minuty każda za pomocą PBS. Zablokować endogenną peroksydazę przez dodanie 3%H2O2, inkubować próbki przez 10 minut w temperaturze pokojowej w ciemności, a następnie myć je 3x po 2 minuty za pomocą PBS. Wykonać blokowanie surowicy, dodając 10% surowicy koziej w temperaturze pokojowej przez 20 minut, a następnie inkubować z przeciwciałem pierwszorzędowym (mysim kolagenem anty-mysim typu II, rozcieńczonym 1000 razy) w temperaturze 4 °C przez noc.</li>
	<li>Dzień 2: Podgrzej skrawki w temperaturze pokojowej przez 30 minut. Odzyskaj przeciwciało pierwszorzędowe i przemyj skrawki 3x po 2 minuty każdy PBS. Inkubować z przeciwciałem drugorzędowym przez 40 minut w inkubatorze w temperaturze 37 °C, a następnie przemywać skrawki 3 razy przez 2 minuty każda PBS.</li>
	<li>Wywoływanie koloru DAB: Dodaj 5 ml ddH2O, dwie krople buforu, cztery krople DAB i dwie krople H2O2 , aby przygotować odczynnik DAB. Dodać 20-50 μl odczynnika do sekcji, chronić próbki przed światłem przez 5 minut, a następnie myć skrawki przez 2 minuty ddH2O.</li>
	<li>Po namoczeniu hematoksyną przez 1 minutę umyć skrawki ddH2O, aż staną się bezbarwne. Namocz skrawki w 1% roztworze do różnicowania kwasów etylowych przez 30 s i umyj je 3x po 1 min za pomocą ddH2O. Zabarwij skrawki przez 1 min 1% roztworem amoniaku, a następnie umyj je 3x po 1 min ddH2O.</li>
	<li>Następnie umieść sekcje odpowiednio w 95% etanolu i 100% etanolu na 1 minutę każda. Na koniec inkubować skrawki przez 1 minutę z ksylenem IV. Wysuszyć skrawki na powietrzu, wkleić kroplę neutralnej żywicy na próbki na szkiełkach i przykryć je szkiełkiem nakrywkowym. Następnie wykonuj zdjęcia za pomocą pionowego mikroskopu fluorescencyjnego w jasnym polu przy powiększeniu 5x i 20x.</li>
</ol>

<ol><li>Waterman, B. R., Belmont, P. J. Jr, Cameron, K. L., Deberardino, T. M., Owens, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+ankle+sprain+at+the+United+States+Military+Academy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Sports+Medicine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of ankle sprain at the United States Military Academy.</a> American Journal of Sports Medicine. 38 (4), 797-803 (2010).</li>
<li>Fong, D. T., Chan, Y. Y., Mok, K. M., Yung, P. S., Chan, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+acute+ankle+ligamentous+sprain+injury+in+sports%5BTitle%5D)+AND+%22Sports+Medicine+Arthroscopy+Rehabilitation+Therapy+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Understanding acute ankle ligamentous sprain injury in sports.</a> Sports Medicine Arthroscopy Rehabilitation Therapy & Technology. 1 (1), 14(2009).</li>
<li>Herzog, M. M., Kerr, Z. Y., Marshall, S. W., Wikstrom, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+ankle+sprains+and+chronic+ankle+instability%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Athletic+Training%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of ankle sprains and chronic ankle instability.</a> Journal of Athletic Training. 54 (6), 603-610 (2019).</li>
<li>Medina McKeon, J. M., Hoch, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ankle-joint+complex%3A+A+kinesiologic+approach+to+lateral+ankle+sprains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Athletic+Training%22%5BJournal%5D)">The ankle-joint complex: A kinesiologic approach to lateral ankle sprains.</a> Journal of Athletic Training. 54 (6), 589-602 (2019).</li>
<li>Jones, M. H., Amendola, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+treatment+of+inversion+ankle+sprains%3A+immobilization+versus+functional+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopaedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">Acute treatment of inversion ankle sprains: immobilization versus functional treatment.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 455 (463), 169-172 (2007).</li>
<li>Anandacoomarasamy, A., Barnsley, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+term+outcomes+of+inversion+ankle+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22British+Association+of+Sport+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Long term outcomes of inversion ankle injuries.</a> British Association of Sport and Medicine. 39 (3), 14(2005).</li>
<li>Ringleb, S. I., Dhakal, A., Anderson, C. D., Bawab, S., Paranjape, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+lateral+ligament+sectioning+on+the+stability+of+the+ankle+and+subtalar+joint%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of lateral ligament sectioning on the stability of the ankle and subtalar joint.</a> Journal of Orthopaedic Research. 29 (10), 1459-1464 (2011).</li>
<li>Mittlmeier, T., Wichelhaus, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subtalar+joint+instability%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Trauma+and+Emergency+Surgery%22%5BJournal%5D)">Subtalar joint instability.</a> European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 41 (6), 623-629 (2015).</li>
<li>Barg, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subtalar+instability%3A+Diagnosis+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Foot+%26+Ankle+International%22%5BJournal%5D)">Subtalar instability: Diagnosis and treatment.</a> Foot & Ankle International. 33 (02), 151-160 (2012).</li>
<li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+ankle-subtalar+joint+complex+instability+induced+post-traumatic+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Surgery+and+Research%22%5BJournal%5D)">A mouse model of ankle-subtalar joint complex instability induced post-traumatic osteoarthritis.</a> Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 16 (1), 541(2021).</li>
<li>Lui, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+arthroscopic+Brostrom+procedure+with+bone+tunnels%5BTitle%5D)+AND+%22Arthroscopy+Techniques%22%5BJournal%5D)">Modified arthroscopic Brostrom procedure with bone tunnels.</a> Arthroscopy Techniques. 5 (4), 775-780 (2016).</li>
<li>Wang, W., Xu, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allograft+tendon+reconstruction+of+the+anterior+talofibular+ligament+and+calcaneofibular+Ligament+in+the+treatment+of+chronic+ankle+instability%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskeletal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Allograft tendon reconstruction of the anterior talofibular ligament and calcaneofibular Ligament in the treatment of chronic ankle instability.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 18 (1), 150(2017).</li>
<li>Yang, N., Waddington, G., Adams, R., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+changes+in+proprioception+of+the+ankle+complex+across+the+lifespan%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Sport+and+Health+Science%22%5BJournal%5D)">Age-related changes in proprioception of the ankle complex across the lifespan.</a> Journal of Sport and Health Science. 8 (6), 548-554 (2019).</li>
<li>Michels, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Searching+for+consensus+in+the+approach+to+patients+with+chronic+lateral+ankle+instability%3A+Ask+the+expert%5BTitle%5D)+AND+%22Knee+Surgery+Sports+Traumatology+Arthroscopy%22%5BJournal%5D)">Searching for consensus in the approach to patients with chronic lateral ankle instability: Ask the expert.</a> Knee Surgery Sports Traumatology Arthroscopy. 26 (7), 2095-2102 (2017).</li>
<li>Kamada, K., Watanabe, S., Yamamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+subtalar+instability+due+to+insufficiency+of+the+calcaneofibular+ligament%3A+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Foot+%26+Ankle+International%22%5BJournal%5D)">Chronic subtalar instability due to insufficiency of the calcaneofibular ligament: A case report.</a> Foot & Ankle International. 23 (12), 1135-1137 (2002).</li>
<li>Kato, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+diagnosis+and+treatment+of+instability+of+the+subtalar+joint%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery%22%5BJournal%5D)">The diagnosis and treatment of instability of the subtalar joint.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. 77 (3), 400-406 (1995).</li>
<li>Meyer, J. M., Garcia, J., Hoffmeyer, P., Fritschy, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+subtalar+sprain.+A+roentgenographic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopaedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">The subtalar sprain. A roentgenographic study.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. (226), 169-173 (1988).</li>
<li>Mittlmeier, T., Rammelt, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Update+on+subtalar+joint+instability%5BTitle%5D)+AND+%22Foot+and+Ankle+Clinics%22%5BJournal%5D)">Update on subtalar joint instability.</a> Foot and Ankle Clinics. 23 (3), 397-413 (2018).</li>
<li>Chang, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+mouse+and+human+ankles+and+establishment+of+mouse+ankle+osteoarthritis+models+by+surgically-induced+instability%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+%26+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Comparison of mouse and human ankles and establishment of mouse ankle osteoarthritis models by surgically-induced instability.</a> Osteoarthritis & Cartilage. 24 (4), 688-697 (2016).</li>
<li>Naito, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+effect+of+glucosamine+on+an+experimental+rat+osteoarthritis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the effect of glucosamine on an experimental rat osteoarthritis model.</a> Life Sciences. 86 (13-14), 538-543 (2010).</li>
<li>Pritzker, K. P. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteoarthritis+cartilage+histopathology%3A+Grading+and+staging%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Osteoarthritis cartilage histopathology: Grading and staging.</a> Osteoarthritis Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).</li>
<li>Glasson, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+OARSI+histopathology+initiative+-+Recommendations+for+histological+assessments+of+osteoarthritis+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">The OARSI histopathology initiative - Recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 18, Suppl 3 17-23 (2010).</li>
<li>Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Guderian, S., Turner, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+ankle+sprain+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Medicine+%26+Science+in+Sports+%26+Exercise%22%5BJournal%5D)">Acute ankle sprain in a mouse model.</a> Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (8), 1623-1628 (2013).</li>
<li>Wikstrom, E. A., Hubbard-Turner, T., Guderian, S., Turner, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+ankle+sprain+in+a+mouse+model%3A+Lifelong+sensorimotor+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Athletic+Training%22%5BJournal%5D)">Lateral ankle sprain in a mouse model: Lifelong sensorimotor dysfunction.</a> Journal of Athletic Training. 53 (3), 249-254 (2018).</li>
<li>Bell-Krotoski, J. A., Fess, E. E., Figarola, J. H., Hiltz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Threshold+detection+and+Semmes-Weinstein+monofilaments%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hand+Therapy%22%5BJournal%5D)">Threshold detection and Semmes-Weinstein monofilaments.</a> Journal of Hand Therapy. 8 (2), 155-162 (1995).</li>
<li>Wieland, H. A., Michaelis, M., Kirschbaum, B. J., Rudolphi, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteoarthritis+-+An+untreatable+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Osteoarthritis - An untreatable disease.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 4 (4), 331-344 (2005).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie ma sprzecznych interesów.

W tym badaniu z powodzeniem skonstruowano dwa mysie modele niestabilności ASCJ poprzez transektację CL + ATFL lub CL + DL. Czas przejścia myszy przez równoważnię znacznie się wydłużył po 8 tygodniach i 12 tygodniach od operacji, co jest podobne do wyników uzyskanych przez zespół Hubbarda-Turnera poprzez przecięcie więzadła bocznego stawu skokowego23,24. W teście ślizgania się prawej stopy zaobserwowaliśmy, że czasy ślizgania się dwóch grup myszy z zerwanymi więza...

Skręcenia kostki są jednym z najczęstszych urazów sportowych na świecie. Szacuje się, że w Stanach Zjednoczonych codziennie 10 000 osób doznaje kontuzji1, z czego urazy związane ze sportem stanowią 15%-45%2. Koszty leczenia skręceń stawu skokowego w Stanach Zjednoczonych wynoszą 4,2 miliarda dolarów rocznie3,4,5. Przewlekła niestabilność stopy jest częstym problemem po skręceniu stawu skokowego i występuje w około 74% skręceń stawu skokowego6, w tym niestabilność stawu skokowego lub podskokowego. Jednak ze względu na podobne objawy kliniczne i oznaki, personelowi medycznemu trudno jest odróżnić, czy przewlekłej niestabilności stawu skokowego towarzyszy również przewlekła niestabilność stawu podskokowego w klinice, w wyniku czego przewlekłą niestabilność podskokową można łatwo przeoczyć. W związku z tym rzeczywista częstość występowania przewlekłej niestabilności stawu skokowo-podskokowego (ASCJ) (specyficzny rodzaj przewlekłej niestabilności stopy, która obejmuje zarówno przewlekłą niestabilność stawu skokowego, jak i przewlekłą niestabilność podskokową) może być wyższa niż podano7,8,9. Nieleczona przewlekła niestabilność stawu skokowo-podskokowego może powodować powtarzające się skręcenia stawu skokowego, prowadzące do błędnego koła skręceń stawu skokowego i przewlekłej niestabilności zespołu stawu skokowo-podskokowego. Długotrwała przewlekła niestabilność kompleksu stawu skokowo-skokowego może prowadzić do zwyrodnienia ASCJ i pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów, która w ciężkich przypadkach może wpływać na sąsiednie stawy10. W przypadku tych chorób obecne leczenie kliniczne jest głównie zachowawcze, oprócz metod leczenia chirurgicznego, takich jak naprawa więzadeł i rekonstrukcja więzadeł11,12.
ASCJ to podstawowa struktura stopy i utrzymuje równowagę ciała podczas ruchu13. Przeprowadzono szeroko zakrojone badania nad strukturą stawu skokowego i stawu podskokowego oddzielnie14,15,16,17. Jednak badania nad całym stawem skokowo-podskokowym są rzadkie. Około jedna czwarta przypadków urazów stawu skokowego jest związana z urazem stawu podskokowego18. Ze względu na złożony mechanizm uszkodzenia niestabilności ASCJ nie ma zgody co do diagnozowania i leczenia jej w warunkach klinicznych. Biorąc pod uwagę obecną sytuację urazów stawu skokowego w klinice, potrzebna jest bardziej naukowa metoda badania stawu skokowego i podskokowego jako całości, zapewniając w ten sposób nowe zrozumienie dla badania chorób stóp.
Ponieważ anatomiczna struktura tylnej części stopy myszy na poziomie mięśniowo-szkieletowym jest porównywalna do ludzkiej stopy19, w kilku badaniach już zaimplementowano mysie modele do badań nad stopą/kostką10,19. Chang i wsp.19 z powodzeniem opracowali trzy różne mysie modele choroby zwyrodnieniowej stawu skokowego. Zainspirowani udanym ustaleniem niestabilności stawu skokowego w modelu myszym, ustaliliśmy mysi model niestabilności złożonej stawu skokowo-podskokowego, stawiając hipotezę, że przecięcie częściowych więzadeł w tylnej części stopy myszy skutkowałoby mechaniczną niestabilnością ASCJ, co doprowadziłoby do pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów (PTOA) ASCJ. Model zwierzęcy niestabilności ASCJ może być stosowany do leczenia zarówno niestabilności stawu skokowego, jak i niestabilności podskokowej, co jest bardziej zgodne z rzeczywistą sytuacją kliniczną niż obecnie stosowany prosty model niestabilności stawu skokowego7,8,9,19. Aby przetestować tę hipotezę, zaprojektowano dwa mysie modele niestabilności ASCJ wywołanej przecięciem więzadła. Wyniki funkcji czuciowo-motorycznej - test równoważni, analiza śladu stopy i ocena nocycepcji termicznej - wykorzystano do oceny wykonalności modelu, a mikrotomografia komputerowa (CT) i barwienie histologiczne wykorzystano do oceny uszkodzenia i zwyrodnienia chrząstki stawowej myszy. Pomyślne opracowanie mysiego modelu niestabilności ASCJ nie tylko dostarcza nowych informacji na temat chorób stóp, ale także stanowi cenne odniesienie do badań klinicznych nad mechanizmami związanymi z urazami, zapewnia lepsze opcje leczenia skręceń stawu skokowego i jest pomocne w dalszych badaniach nad chorobą.

<table><tbody><tr><td>5-0 Chirurgiczny szew nylonowy</td><td>Ningbo Medical Needle Co., Ltd.</td><td></td><td></td>191104</tr><tr><td>Kwaśny roztwór do różnicowania etanolu (1%)</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td>R20778</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka samoprzylepne</td><td>Jiangsu Shitai Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór amoniaku (1%)</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td>R20788</td><td></td></tr><tr><td>Bezwodny etanol</td><td>Shanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wodny roztwór kwasu octowego (1%)</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td>R20773</td><td></td></tr><tr><td>kaseta sześcienna</td><td>Shanghai Yizhe Instrument Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa 15ml</td><td>Beijing Soleibo Technology Co., Ltd.</td><td>YA0476</td><td></td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa 50ml</td><td>Beijing Soleibo Technology Co., Ltd.</td><td>YA0472</td><td></td></tr><tr><td>Szkło osłonowe</td><td>Jiangsu Shitai Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie CTAn</td><td>Niebieskie naukowe</td><td></td><td>oprogramowanie do analizy mikro-tomografii komputerowej</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Dataview</td><td>Instrumenty AEMC Oprogramowanie</td><td></td><td>do analizy danych komercyjnych</td></tr><tr><td>Etylenodiaminotetraoctan disodowy (EDTA-2Na)</td><td>Beijing Soleibo Technology Co., Ltd.</td><td>E8490</td><td></td></tr><tr><td>Inkubator elektryczny</td><td>Suzhou Huamei Equipment Factory</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Osadzanie parafiny</td><td>Leica, Niemcy</td><td>39001006</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór do barwienia Eosin (rozpuszczalny w alkoholu, 1%)</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td>R30117</td><td></td></tr><tr><td>Szybki roztwór do barwienia na zielono</td><td>Sigma-Aldrich, USA</td><td>F7275</td><td></td></tr><tr><td>Papier do chodu</td><td>Baoding Huarong Paper Factory</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism 8.0</td><td>Oprogramowanie</td><td></td><td>Graphpad Narzędzia do analizy statystycznej online</td></tr><tr><td>Waciki jodoforowe</td><td>Qingdao Hainuo Bioengineering Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leica 818 blade</td><td>Leica, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-CT</td><td>Skyscan, Belgia</td><td>SkyScan 1176</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop mikromanipulacyjny</td><td>Suzhou Omet Optoelectronics Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie naśladujące</td><td>Materialise&nbsp;</td><td></td><td>Oprogramowanie do przetwarzania obrazów medycznych 3D&nbsp;</td></tr><tr><td>Zmodyfikowana barwie hematoksyliny Harris</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td>R20566</td><td></td></tr><tr><td>Mysi kolagen przeciw myszom typu II</td><td>American Abcam Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Shanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>N-butanol</td><td>Shanghai Sinopharm Group Odczynnik chemiczny Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neutralny utrwalacz formaliny (10%)</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żywica neutralna</td><td>Sigma-Aldrich, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do rekonstrukcji Nrecon&nbsp;</td><td>Micro Photonics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia włosów Oaks</td><td>Group Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maszyna do zatapiania parafiny</td><td>Leica, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Miernik pH</td><td>Shanghai Leitz Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>American Biosharp</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna (dla ssaków, sterylna)</td><td>Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.</td><td>R22172</td><td></td></tr><tr><td>Safranin O-barwiący</td> roztwór <td>Sigma-Aldrich, USA</td><td>HT90432</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna (0,9%)</td><td>Shanghai Baxter Medical Drug Co., Ltd.</td><td></td><td></td>309107</tr><tr><td>Shaker</td><td>Haimen Qilin Bell Instrument Manufacturing Co., Ltd.</td><td></td><td></td>2008779</tr><tr><td>SPSS 23</td><td>Narzędzia do analizy statystycznej</td><td>online IBM</td><td></td></tr><tr><td>Tabletkarka</td><td>Leica, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Krajalnica do tkanek</td><td>Leica, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ugo Basile</td><td>Ugo Basile Biological Research Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pionowy mikroskop fluorescencyjny</td><td>Zeiss Axiovert, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kanał z tworzywa sztucznego w kształcie litery U</td><td>Shanghai Yizhe Instrument Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Weterynaryjna maść do oczu</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Shanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>YLS-10B Tester zmęczenia kół</td><td>Jinan Yiyan Technology Development Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model złożonej niestabilności stawu skokowo-podskokowego

A Mouse Model of Ankle-Subtalar Complex Joint Instability

Skręcenia kostki są prawdopodobnie najczęstszymi urazami sportowymi w codziennym życiu, często skutkują niestabilnością stawu skokowo-podskokowego (ASCJ) i mogą ostatecznie prowadzić do pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów (PTOA) w dłuższej perspektywie. Jednak ze względu na złożoność mechanizmu urazu i objawy kliniczne, takie jak wybroczyny, krwiak lub tkliwość stopy bocznej, nie ma klinicznego konsensusu co do diagnozowania i leczenia niestabilności ASCJ. Ponieważ struktura mięśniowo-szkieletowa kości i więzadeł tylnej części stopy myszy jest porównywalna z ludzką, zwierzęcy model niestabilności ASCJ u myszy został ustalony przez przecięcie więzadeł wokół ASCJ. Model został dobrze zweryfikowany poprzez serię testów behawioralnych i analiz histologicznych, w tym test równoważni, analizę śladów stóp (ocena poziomu ćwiczeń i zdolności do równowagi u myszy), ocenę nocycepcji termicznej (ocena funkcji czuciowych stopy u myszy), skanowanie mikrotomografii komputerowej (CT) i barwienie przekroju chrząstki stawowej (ocena uszkodzenia i zwyrodnienia chrząstki stawowej u myszy). Pomyślne opracowanie mysiego modelu niestabilności ASCJ będzie stanowić cenne odniesienie dla badań klinicznych nad mechanizmem urazu i zaowocuje lepszymi możliwościami leczenia skręcenia stawu skokowego.

Analiza statystyczna danych korelacji została przeprowadzona przy użyciu narzędzi do analizy statystycznej online. Dane, które spełniły dwa testy rozkładu normalnego i jednorodności wariancji, wykorzystano do dalszej analizy statystycznej za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji. Jeśli dane nie spełniały obu testów, do analizy statystycznej stosowano test Kruskala-Wallisa. Dane są wyrażone jako średnia ± odchylenia standardowego (SD), a p &lt; 0,05 uznano za statystycznie istotne.
<p class="jove_content"...

Złożony staw skokowo-podskokowy (ASCJ) jest rdzeniem stopy i odgrywa kluczową rolę w kontroli równowagi w codziennych czynnościach. Kontuzje sportowe często prowadzą do niestabilności tego stawu. Tutaj opisujemy mysi model niestabilności ASCJ wywołanej przecięciem więzadła.

Mysi model złożonej niestabilności stawu skokowo-podskokowego

Ankle sprains are perhaps the most common sports injuries in daily life, often resulting in instability of the ankle-subtalar complex joint (ASCJ), and ...

Pomyślne opracowanie mysiego modelu niezdolności ASCJ rozszerza prosty model zwierzęcy niezdolności do gry w kostkę i dostarcza nowych koncepcji do badania klinicznych chorób stóp. Stworzyliśmy model zwierzęcy, który jest bardziej zgodny z rzeczywistą sytuacją kliniczną, który może być wykorzystany do dalszych badań nad diagnostyką i leczeniem chorób stopy. Na tydzień przed eksperymentem poddaj myszy ćwiczeniu na równoważni i chodzie, przechodząc z jednego końca równoważni lub rury w kształcie litery U na drugi, bez zatrzymywania się.Po znieczuleniu i usunięciu owłosienia na stawie skokowym prawych tylnych kończyn myszy należy zdezynfekować odsłoniętą skórę wacikiem jodowym. Przenieś mysz na salę operacyjną dla zwierząt mikrochirurgicznych za pomocą sterylnej podkładki chirurgicznej. W przypadku poprzecznych grup więzadeł szyjnych i przednich kości skokowo-piszczelowych wykonaj siedmiomilimetrowe ukośne w dół podłużne nacięcie skalpelem na skórze powyżej prawego stawu skokowego.I sonda z mikroskopijnymi prostymi kleszczami w przedniej części stawu skokowego. Zapewniając odsłonięcie więzadła skokowego przedniego na dolnej granicy kości skokowej i strzałkowej, przeciąć je delikatnie skalpelem. Oddziel długie i krótkie ścięgna strzałkowe oraz ścięgna prostownika długiego palca.Odsłoń więzadło szyjne i przetnij je skalpelem. W przypadku poprzecznego więzadła szyjnego i grupy więzadła naramiennego wykonaj ośmiomilimetrowe pionowe nacięcie na przyśrodkowej skórze prawego stawu skokowego i tępo oddziel DL od kostki przyśrodkowej, aby ją przeciąć. Następnie przetnij więzadło szyjne, jak pokazano wcześniej.W przypadku grupy pozorowanej należy wykonać pozorowaną operację prawego stawu skokowego. Po przepłukaniu nacięcia sterylną solą fizjologiczną należy je zszyć nylonową nicią chirurgiczną 5-0, a następnie zdezynfekować zszyte nacięcie wacikiem jodowym. Gdy obrzęk stawu kątowego zmniejszy się po dwóch tygodniach od operacji, ćwicz myszy w maszynie do zmęczenia obrotowego myszy przez godzinę dziennie.W przypadku testu równoważni zaciśnij okrągłą drewnianą belkę nachyloną pod kątem 15 stopni na jednym końcu za pomocą klipsa do statywu fotograficznego, a drugi koniec umieść na powierzchni roboczej połączonej z zamkniętą kasetą. Wykonaj trening na równoważni na tydzień przed operacją, aby upewnić się, że myszy płynnie przechodzą z jednego końca belki na drugi. Wyobraźmy sobie, że mysz zdała test, gdy przechodzi przez wiązkę dwa razy w ciągu 60 sekund bez przerwy.Po każdej próbie spryskaj równoważnię 75% alkoholem, aby przedstawić resztkowy zapach poprzedniej myszy przed wpływem na następną mysz. Wykonaj test równoważni i zapisz średni czas, w którym każda mysz przechodzi przez równoważnię dwa razy z rzędu. I ile razy prawa tylna stopa ześlizguje się z belki, jako zmienne zależne.W celu analizy śladu umieść plastikowy kanał w kształcie litery U na stole doświadczalnym i podłącz jeden koniec plastikowego kanału do zamkniętej kasety. Umieść zwykły papier pigmentowy płasko w kanale. Następnie chwyć mysz obiema rękami i równomiernie pomaluj przednią i tylną nóżkę nietoksycznym czerwonym i zielonym pigmentem.Teraz umieść pomalowaną mysz na jednym końcu kanału i pozwól jej przesunąć się na drugi koniec kasety. Weź pigmentowany papier ze śladami stóp, zaznacz go i pozostaw do wyschnięcia w wentylowanym i zacienionym miejscu. Spryskaj plastikowy kanał w kształcie litery U 75% alkoholem po przejściu każdej myszy, aby zapobiec wpływowi resztkowego zapachu poprzedniej myszy na następną mysz.Zaznacz trzy kolejne wyraźne ślady myszy na każdym papierze. Za pomocą linijki zmierz długość kroku śladu prawej stopy myszy z szerokością kroku między lewym i prawym footprintem. Użyj mikroskopijnej pęsety i nożyczek, aby usunąć nadmiar tkanki miękkiej wokół próbek kostki.Następnie umieść próbki w probówce wirówkowej zawierającej 10% roztwór odwapniający EDTA i zaznacz różne grupy. Następnie umieść probówkę wirówkową na stole do wytrząsania w celu odwapnienia. Zmieniaj roztwór odwapniający raz dziennie i określ odwapnienie próbek.Po miesiącu odwapnienia odwodnić próbki alkoholem gradientowym, a następnie użyć N-butanolu przez osiem godzin w celu oczyszczenia. Na koniec zanurz oczyszczone próbki w parafinie w pozycji koronalnej w celu zatopienia. Przed cięciem należy przenieść próbki z lodówki o temperaturze czterech stopni Celsjusza do zamrażarki o temperaturze minus 20 stopni Celsjusza na około 10 minut, aby ułatwić pełne cięcie płaszczyznami.Umieść próbki na mikrotomie i pokrój je na kawałki o grubości sześciu mikrometrów. W tym samym czasie należy użyć mikroskopu, aby obserwować, czy próbki zostały pocięte na oczekiwanym poziomie, aby ułatwić wniknięcie igły strzykawki w tkankę kostną. Po wycięciu dwóch lub trzech pełnych odcinków parafiny z rzędu, przenieś je do tabletkarki, ustawionej na 40 stopni Celsjusza, w celu pełnego rozprężenia.Następnie usuń skrawki parafiny za pomocą szkiełka podstawowego. Na koniec oznacz slajdy grupami i numerami. Obserwacja nienaruszonej struktury stawu ASCJ pod mikroskopem.Umieść skrawki w inkubatorze ustawionym na 60 stopni Celsjusza na 40 do 50 minut. Następnie trzykrotnie odwoskuj skrawki ksylenem, zgodnie z opisem w rękopisie. Umieść odwoskowane części w 100% etanolu dwa razy na trzy minuty, a następnie 90% i 80% etanolu na pięć minut każdy.Następnie myj sekcje podwójnie destylowaną wodą przez pięć minut. Po namoczeniu w Hematoxylinie przez jedną minutę umyj skrawki podwójnie destylowaną wodą, aż staną się bezbarwne. Namocz skrawki w 1% roztworze do różnicowania kwasu etylowego przez 30 sekund i umyj je wodą podwójnie destylowaną.Po zabarwieniu skrawków 1% roztworem amoniaku i umyciu wodą podwójnie destylowaną, należy zabarwić próbki roztworem barwiącym eozynę przez jedną minutę. A następnie umieść je w 95% i 100% etanolu kolejno po jednej minucie każdy. Na koniec potraktuj skrawki ksylenem cztery przez jedną minutę.Wysuszyć skrawki na powietrzu i przykryć je szkiełkiem nakrywkowym, po wklejeniu kropli neutralnej żywicy na próbki na szkiełkach. Następnie wykonuj zdjęcia pionowym mikroskopem fluorescencyjnym w jasnym polu przy powiększeniu od pięciu do 20x. Namocz skrawki poplamione hematoksyliną i amoniakiem w 0,05% fast green przez dwie minuty.Następnie moczy się skrawki w 1% roztworze kwasu octowego przez 30 sekund i 0,1% safraninie przez pięć minut. Następnie przetworzyć szkiełka etanolem i ksylenem, jak pokazano wcześniej. Rób zdjęcia za pomocą pionowego mikroskopu fluorescencyjnego w jasnym polu przy powiększeniu 5x i 20x.Po trzech dniach, ośmiu tygodniach i 12 tygodniach operacji zerwane grupy więzadeł potrzebowały znacznie więcej czasu, aby przejść przez równoważnię niż grupa pozorowana. Przed operacją długość kroku prawej tylnej stopy była porównywalna między trzema grupami myszy. Jednak 12 tygodni po operacji długość kroku była krótsza w grupie po przecięciu więzadeł niż w grupie pozorowanej.Przed zabiegiem czas reakcji stóp myszy na nocycepcję termiczną podczas aktywności jest podobny w trzech grupach myszy. Po operacji myszy w grupie z przecięciem więzadła wykazywały dłuższy czas reakcji w porównaniu z grupą pozorowaną. ASCJ prawej tylnej stopy w zerwanych grupach więzadeł wykazywał szorstkie powierzchnie, nagromadzenie osteofitów, zmiany zwyrodnieniowe.I znacznie wyższy udział objętości kości niż w grupie pozorowanej. Warstwa chrzęstna ASCJ w grupie przeciętej więzadła wykazała nieciągłość i zmniejszoną liczbę chondrocytów. Ponadto wyniki Malkin and Osteoarthritis Research Society International dotyczące myszy z amputacją więzadła były znacznie wyższe niż w grupie pozorowanej.Kolagen typu drugiego w warstwie chrząstki stawowej ASCJ prawej tylnej stopy grupy pozorowanej był bardziej jednorodny i wyższy niż w dwóch grupach myszy z zerwanymi więzadłami. Badanie to może być wykorzystane do diagnozy i leczenia niestabilności stawu skokowego oraz stanowić eksperymentalne odniesienie do klinicznego leczenia tej choroby.

a-mouse-model-of-ankle-subtalar-complex-joint-instability

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ten film demonstruje metodę generowania zapalenia stawów wywołanego adiuwantem w modelu mysim. Kompletny adiuwant Freunda (CFA) jest wstrzykiwany w staw skokowy myszy i obszary okołostawowe. CFA aktywuje układ odpornościowy, prowadząc do nacieku neutrofili i nasilenia stanu zapalnego.

Technika generowania mysiego modelu zapalenia stawów wywołanego adiuwantem

Źródło: Brakkee, E. M.,  i wsp. Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów. J. Vis. Exp. (2023). Ten film przedstawia procedurę generowania modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego szczura (TNT). Po odsłonięciu nerwu piszczelowego w tylnej nodze znieczulonego szczura, przeciąć nerw. Następnie utwórz tunel podskórny, przeciągnij przecięty nerw przez tunel i zszyj go na miejscu. W przypadku braku celu do reinerwacji, zdezorganizowane wyrostki...

Generowanie szczurzego modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego

Precyzyjna ocena reakcji na ból w neuropatycznym modelu zwierzęcym jest kluczowa dla zbadania patofizjologii chorób bólowych i opracowania nowych leków przeciwbólowych. Przedstawiamy czułą i obiektywną metodę określania funkcji sensorycznej tylnej łapy gryzonia za pomocą zautomatyzowanego systemu analizy chodu.

Zautomatyzowana analiza chodu u myszy z przewlekłym urazem zwężenia

Ten protokół opisuje mysi model chirurgii ortopedycznej, który był używany do badania mechanizmów pooperacyjnego zapalenia nerwów i zmian w zachowaniu, a w połączeniu z parabiozą, do badania regeneracji tkanek podczas starzenia.

Mysi model chirurgii ortopedycznej do badania pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych i regeneracji tkanek

Prezentujemy model osteogenezy rozproszenia kości piszczelowej myszy opracowany przy użyciu specjalnie wykonanego dystraktora. Wykorzystanie myszy jako celu analizy jest korzystne dla postępu badań.

Model osteogenezy rozpraszającej uwagę myszy

Obecny protokół ustanawia rygorystyczną i powtarzalną metodę ilościowego oznaczania zmian morfologicznych stawów, które towarzyszą chorobie zwyrodnieniowej stawów. Zastosowanie tego protokołu może być cenne w monitorowaniu postępu choroby i ocenie interwencji terapeutycznych w chorobie zwyrodnieniowej stawów.

Standaryzowana ocena histomorfometryczna choroby zwyrodnieniowej stawów w chirurgicznym modelu myszy

Opracowaliśmy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym myszy poprzez resekcję wyrostków kolczystych L3–L5 wraz z więzadłami nad- i międzykolcowymi oraz odłączeniem mięśni przykolcowych.

Mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa

Obecny protokół opisuje trójwymiarowe śledzenie/ocenę ruchu, aby zobrazować zmianę ruchu szczurów po ekspozycji na symulowane środowisko nieużywania.

Kompleksowe zrozumienie zmian chodu wywołanych bezczynnością u gryzoni

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Opisujemy precyzyjną dyssekcję układu nerwowego stomatogastrycznego z żołądka homara amerykańskiego (Homarus americanus).

Disekcja układu nerwowego stomatogastrycznego Homarus Americanus

Poznaj model niestabilności stawu skokowo-podskokowego u myszy poprzez przecięcie więzadeł. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów chorób stopy i ocenę chodu w ortopedii eksperymentalnej.

Mysi model złożonej niestabilności stawu skokowo-podskokowego

Przeglądaj więcej filmów