Name: Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-06T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Poznaj model transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów do badania bólu neuropatycznego. Ta metoda umożliwia niezależną ocenę bólu nerwiaka i uogólnionego bólu mechanicznego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Sabine Versteeg za pomoc podczas mikrochirurgii oraz Anji van der Sar i Trudy Oosterveld-Romijn z Powszechnego Laboratorium Zwierząt (Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) za pomoc w przygotowaniu mikroskopu i sali operacyjnej oraz opiece nad zwierzętami.
To badanie zostało sfinansowane przez Axogen.

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z IVD (Instantie voor Dierenwelzijn Utrecht) oraz wytycznymi dotyczącymi badań na zwierzętach, numer projektu AVD1150020198824.
1. Podstawowe pomiary von Freya
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy wykonać pomiary podstawowe zgodnie z procedurą badania von Freya, opisaną poniżej w sekcji 5 i 6.</li>
</ol>
2. Znieczulenie i przygotowanie
UWAGA: To badanie zostało przeprowadzone na 15 samcach szczurów Sprague Dawley, które miały 12 tygodni.
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzęta przez indukcję 5% izofluranem i utrzymać znieczulenie 2%-3% izofluranem. 
	UWAGA: Leczenie podtrzymujące 2% izofluranem zwykle skutkuje wystarczającym znieczuleniem i spontanicznym oddechem, bez konieczności intubacji tchawicy lub wentylacji mechanicznej.</li>
	<li>Sprawdź odruchy zwierząt, szczypiąc stopę pęsetą. Zanim przejdziesz dalej, upewnij się, że zwierzę nie reaguje. Ogol pole operacyjne od kolana do kostki golarką elektryczną i nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Wstrzyknąć 0,5 mg/kg przeciwbólowego karprofenu podskórnie w okolicę brzucha.</li>
	<li>Połóż znieczulonego szczura na plecach z głową w lewo lub w prawo, a nogą, która ma być operowana, w pobliżu chirurga. Wyegzorotuj dolną tylną kończynę tak, aby kostka przyśrodkowa była skierowana do góry. Umieść szczura pod stereoskopowym mikroskopem chirurgicznym z 6-krotnym powiększeniem.</li>
	<li>Zdezynfekuj ogolony obszar trzema naprzemiennymi rundami peelingu na bazie jodu, a następnie alkoholem. Umieść sterylny arkusz z otworem operacyjnym na nodze, tak aby widoczne było tylko pole operacyjne. Upewnij się, że te sterylne warunki są zachowane podczas operacji.</li>
</ol>
3. Chirurgia
<ol>
	<li>Umieść mały bawełniany wacik poniżej kostki, aby utrzymać pole operacyjne w poziomie. Zlokalizuj kolano i delikatnie wykonaj podłużne nacięcie o długości 1-2 cm za pomocą skalpela po przyśrodkowej stronie tylnej łapy od połowy łydki do kostki. W razie potrzeby otwórz skórę i podskórne dalej za pomocą mikronożyczek, aż warstwy mięśni będą widoczne.</li>
	<li>Zidentyfikuj powierzchowny pęczek nerwowo-naczyniowy jako dwa lub trzy białe i grubszą fioletowo-czerwoną linię, czasami z niewielkimi odgałęzieniami, które mogą swobodnie poruszać się po warstwach mięśni. Za pomocą elektrokoagulacji (patrz Tabela materiałów) należy skrzepnąć wszelkie aktywne krwawienia lub sączące się w polu operacyjnym. Uważaj, aby nie uszkodzić pęczka nerwowo-naczyniowego.</li>
	<li>Tępo rozetnij powięź między mięśniami brzuchatymi łydki, tuż za powierzchownym pęczkiem nerwowo-naczyniowym 3,2. Pomiędzy powięzią mięśni znajduje się nerw piszczelowy. Nerw piszczelowy jest około trzy razy większy niż nerw powierzchowny w pęczku nerwowo-naczyniowym. Użyj kości piszczelowej jako dodatkowego punktu orientacyjnego (nerw piszczelowy leży tuż za kością piszczelową).</li>
	<li>Zidentyfikuj nerw piszczelowy i jego rozwidlenie. 
	UWAGA: Rozwidlenie jest zwykle widoczne z jaśniejszą linią biegnącą wzdłuż nerwu.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj nerw piszczelowy z otaczających go wiązek naczyniowych. Wykonaj sekcję, tępo przesuwając nerw piszczelowy i przecinając odsłoniętą tkankę, która wykazuje pewne rozciągnięcie podczas poruszania nerwem piszczelowym. 
	UWAGA: Jeśli nerw piszczelowy jest przyczepiony do krzyżujących się żył po rozwarstwieniu, żyły te mogą ulec koagulacji w celu odsłonięcia całego nerwu piszczelowego. Uważaj, aby nie skoagulować samej wiązki piszczelowej.</li>
	<li>Odsłoń nerw piszczelowy proksymalnie, aż zniknie pod krzyżującą się warstwą mięśni. W tym momencie nerw piszczelowy wydaje się zanurzać głębiej w tylnej łapie w kierunku kolana. Odsłoń nerw piszczelowy dystalnie aż do kostki. 
	UWAGA: Gdy nerw piszczelowy jest odsłonięty bardziej dystalnie, ilość krzyżujących się włókien kolagenowych (tj. włókien prostopadłych do kierunku włókien nerwowych) wzrośnie. Te włókna kolagenowe muszą zostać przecięte, aby zapewnić wystarczającą długość do transpozycji nerwu piszczelowego.
	<ol>
		<li>Kiedy cały nerw piszczelowy jest odsłonięty, umieść warstwy mięśni z powrotem, aby uniknąć odwodnienia nerwu. Jeśli nerw odwadnia się (tj. staje się bardziej sztywny, matowy i pomarszczony), a pokrycie warstwami mięśni nie wystarcza, dodaj krople soli fizjologicznej, aby go nawodnić.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą narzędzia do mikrochirurgii, najlepiej uchwytu do mikroigieł, wypreparuj skórę piszczelową z podskórnej warstwy mięśniowej w celu wykonania podskórnego tunelu. Aby to zrobić, przytrzymaj skórę do góry i wepchnij końcówkę w tkankę, równolegle do skóry. Upewnij się, że koniec tunelu znajduje się przedpiszczelowo lub bardziej bocznie, aby zapewnić łatwy dostęp do obszaru do badania nerwiaka.</li>
	<li>Zwiększyć stężenie izofluranu do 5%. Wróć do nerwu piszczelowego i odsłoń go (tj. wróć do miejsca opisanego w kroku 3.6). Przetnij nerw piszczelowy (tj. obie gałęzie podeszwowe) na najbardziej dystalnym poziomie w pobliżu kostki. Zmniejsz izofluran do normalnego poziomu 2%-3%.</li>
	<li>Zmień powiększenie mikroskopu na 10x lub 16x. Zidentyfikuj epineurium nerwu piszczelowego proksymalnie do cięcia wykonanego w kroku 3.8 lub, w przypadku bardziej proksymalnej bifurkacji nerwu piszczelowego, zidentyfikuj epineurium zarówno przyśrodkowej, jak i bocznej gałęzi podeszwowej proksymalnie do cięcia w kroku 3.8. 
	UWAGA: Epineurium jest bielsze i mocniejsze w porównaniu z włóknami nerwowymi w środku, które są bardziej żółte i miękkie.</li>
	<li>Ostrożnie umieść 8-0 nylonowy szew (patrz Tabela materiałów) przez epineurium bliższego końca nerwu, ostrożnie przytrzymując epineurium pęsetą i umieszczając igłę między nerwem a epineurium z ugryzieniem około 0,5 mm. Przeciągnąć szew i ugryźć igłą podskórnie na końcu tunelu podskórnego wykonanego w kroku 3.7. Zrób węzeł, który przetransponuje nerw bocznie do tunelu podskórnego. 
	UWAGA: Jeśli obie gałęzie podeszwowe mają wspólne epineurium, jeden szew powinien wystarczyć. Jeśli obie gałęzie podeszwowe mają własne epineurium, każde epineurium powinno być utrwalone indywidualnie. Unikaj umieszczania szwu przez skórę; Naprawiaj go tylko podskórnie.</li>
	<li>Umieść grubszy szew o ciemnym kolorze (najlepiej niebieski lub szew 4-0) równo z utrwalonym końcem nerwu, nie wnikając w skórę. Upewnij się, że szew jest widoczny z zewnątrz skóry. Sprawdź, czy nerw pozostaje na swoim miejscu po poruszeniu łapą i mięśniami. Odetnij końce szwu nieco dłuższym końcem szwu na 4-0 niż na 8-0 szew.</li>
	<li>Zmień powiększenie mikroskopu z powrotem na 6x. Zamknij skórę szwami śródnaskórkowymi za pomocą 8-0 zszyj i delikatnie oczyść skórę 0,9% NaCl za pomocą bawełnianego wacika.</li>
</ol>
4. Leczenie pooperacyjne
<ol>
	<li>Umieść szczura w czystej klatce pod ręcznikiem papierowym w wygodnej pozycji. Jeśli w pomieszczeniu jest zimno, umieść poduszkę grzewczą pod częścią klatki (tylko pod częścią klatki, ponieważ zwierzę powinno być w stanie uciec przed ciepłem w razie potrzeby). Zapewnij łatwy dostęp do jedzenia i wody.</li>
	<li>Nie pozostawiaj szczura po operacji bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek. Szczur może wrócić do towarzystwa innych zwierząt, gdy w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia po operacji. Dzieje się tak zwykle po 1 godzinie, gdy szczur wykazuje normalny wzorzec chodzenia i zachowanie.</li>
	<li>Po 24 godzinach i 48 godzinach od zabiegu należy podać dawkę 0,5 mg/kg karprofenu podskórnie (okolica brzucha) w celu leczenia bólu pooperacyjnego.</li>
</ol>
5. Von Frey testuje podeszwową stronę tylnych łap
UWAGA: Test von Freya (krok 5 i 6) jest wykonywany przed operacją (dla pomiaru wyjściowego) i od 3 dni po operacji.
<ol>
	<li>Umieść szczury w dolnych klatkach z drutu siatkowego na 1 tydzień przed pomiarem wyjściowym lub 2 tygodnie przed operacją, aby zapewnić aklimatyzację do środowiska testowego.</li>
	<li>Zacznij od pomiarów wyjściowych co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem. Upewnij się, że trzy niezależne pomiary bazowe są wykonywane w różnych dniach.</li>
	<li>Sprawdź, czy szczury są spokojne w dolnych klatkach z siatki. Nałożyć serię monofili Von Freya ze skalą logarytmiczną prostopadłą do powierzchni podeszwowej tylnej łapy.
	<ol>
		<li>W celu stymulacji nerwu łydkowego (nadwrażliwość) należy nałożyć żyłkę na boczną stronę w pobliżu granicy włosa. Unikaj dotykania podnóżków, ponieważ są one bardziej wrażliwe.</li>
		<li>Aby pobudzić nerw piszczelowy (niedowrażliwość), nałóż żyłkę na środek podeszwowej powierzchni tylnej łapy. Jeśli żyłka zostanie nałożona w najbardziej przyśrodkowym obszarze, może to również stymulować nerw odpiszczelowy, gałąź nerwu udowego (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1). Unikaj dotykania podnóżków.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zacznij od żyłki o gramaturze 4 g. Przyłóż wystarczającą siłę do żyłki, aby włosy się zginały i utrzymywały przez 3 s, a następnie sprawdź reakcje zwierzęcia na żyłkę. Pozytywną reakcją jest nagłe wycofanie łapy, nagłe wzdrygnięcie się, nagłe lizanie łapy lub wokalizacja. W niektórych przypadkach szczur porusza się i próbuje znaleźć/zaatakować żyłkę.</li>
	<li>Wybierz następną żyłkę w zależności od reakcji na bodziec metodą góra-dół23. Na przykład, jeśli szczur zareaguje, stymuluj następnie za pomocą 2 g żyłki; Jeśli szczur nie zareaguje, stymuluj za pomocą żyłki 6 g i tak dalej. W sumie zastosuj 5-10 bodźców w zależności od reakcji.</li>
</ol>
6. Badanie von Freya w miejscu nerwiaka
<ol>
	<li>Ze zwierzętami należy obchodzić się codziennie przez co najmniej 5-7 dni przed rozpoczęciem leczenia lub 2 tygodnie przed zabiegiem chirurgicznym. Upewnij się, że zwierzęta są trzymane zgodnie z opisem w kroku 6.2, tak aby czuły się komfortowo w tej pozycji.</li>
	<li>Trzymaj szczury z nosem skierowanym w stronę fałdu łokciowego. Jeśli szczur jest trzymany w prawej ręce, jego lewa tylna łapa powinna swobodnie zwisać między prawym kciukiem a palcem wskazującym (pierwsza przestrzeń sieciowa). Jeśli szczur jest trzymany w lewej ręce, jego prawa tylna łapa powinna swobodnie zwisać między lewym kciukiem a palcem wskazującym.</li>
	<li>Zacznij od pomiarów wyjściowych co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem. Upewnij się, że trzy niezależne pomiary bazowe są wykonywane w różnych dniach.</li>
	<li>Sprawdź, czy szczury są spokojne i wygodne podczas trzymania. Na linii podstawowej delikatnie umieść 15 g żyłki na powierzchni piszczelowej odsłoniętej tylnej łapy. Po zabiegu należy umieścić żyłkę 15 g na widocznym szwie (np. w miejscu nerwiaka). Przyłóż wystarczającą siłę do żyłki, aby włosy się zginały i przytrzymaj przez 1 s.
	<ol>
		<li>Rejestruj reakcję na każdy bodziec. Opcje reakcji obejmują brak reakcji, powolne wycofanie, szybkie wycofanie i wokalizację. Zapisz odpowiedź jako 0 punktów za brak reakcji i jeden punkt za powolne wycofanie, szybkie wycofanie lub wokalizację.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórzyć pięć skupisk po pięć aplikacji monofilamentu, z odstępem 2-3 s między każdym zastosowaniem i 2-3 minutami lub więcej między pięcioma skupiskami. W sumie każda tylna łapa powinna mieć 25 aplikacji żyłki z nagranymi odpowiedziami.</li>
</ol>
7. Pobieranie próbek do badań histologicznych i preparacji
UWAGA: Badanie histologiczne jest wykonywane 12 tygodni po pierwszej operacji.
<ol>
	<li>Wywołać znieczulenie i przygotować zwierzęta zgodnie z opisem w krokach 2.2, 2.3 i 2.4.</li>
	<li>Delikatnie wykonaj nacięcie o długości 2-3 cm za pomocą skalpela nad blizną, która powstała w wyniku początkowej operacji, ale uważaj, aby nie ciąć zbyt głęboko, ponieważ nerw jest umieszczony powierzchownie.</li>
	<li>Określ położenie nerwiaka, ostrożnie wypreparuj nerwiaka i nerw z otaczającej tkanki bliznowatej, a następnie umieść pobranego nerwiaka w utrwalaczu. Aby ocenić morfologię nerwiaka, tkanka jest korzystnie zanurzona wzdłużnie w parafinie lub żywicy epoksydowej, zgodnie z opisem Tork i wsp.18.</li>
	<li>Po pobraniu tkanki szczury należy poddać eutanazji w znieczuleniu końcowym (5% izofluranu) poprzez nakłucie serca lub ścięcie głowy. 
	UWAGA: Zaleca się, aby przed zabiciem szczurów najpierw pobrać nerwiaka, ponieważ wtedy łatwiej jest odróżnić nerwiaka od otaczającej go tkanki in vivo.</li>
</ol>

<ol><li>Stokvis, A., vander Avoort, D. J., van Neck, J. W., Hovius, S. E., Coert, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+management+of+neuroma+pain%3A+a+prospective+follow-up+study%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Surgical management of neuroma pain: a prospective follow-up study.</a> Pain. 151 (3), 862-869 (2010).</li>
<li>Domeshek, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+treatment+of+neuromas+improves+patient-reported+pain%2C+depression%2C+and+quality+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Surgical treatment of neuromas improves patient-reported pain, depression, and quality of life.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (2), 407-418 (2017).</li>
<li>Lame, I. E., Peters, M. L., Vlaeyen, J. W., Kleef, M., Patijn, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quality+of+life+in+chronic+pain+is+more+associated+with+beliefs+about+pain%2C+than+with+pain+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pain%22%5BJournal%5D)">Quality of life in chronic pain is more associated with beliefs about pain, than with pain intensity.</a> European Journal of Pain. 9 (1), 15-24 (2005).</li>
<li>Koch, H., Haas, F., Hubmer, M., Rappl, T., Scharnagl, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+painful+neuroma+by+resection+and+nerve+stump+transplantation+into+a+vein%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Treatment of painful neuroma by resection and nerve stump transplantation into a vein.</a> Annals of Plastic Surgery. 51 (1), 45-50 (2003).</li>
<li>Fisher, G. T., Boswick, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroma+formation+following+digital+amputations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Trauma%22%5BJournal%5D)">Neuroma formation following digital amputations.</a> Journal of Trauma. 23 (2), 136-142 (1983).</li>
<li>Bowen, J. B., Ruter, D., Wee, C., West, J., Valerio, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+muscle+reinnervation+technique+in+below-knee+amputation%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Targeted muscle reinnervation technique in below-knee amputation.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (1), 309-312 (2019).</li>
<li>Jensen, T. S., Krebs, B., Nielsen, J., Rasmussen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phantom+limb%2C+phantom+pain+and+stump+pain+in+amputees+during+the+first+6+months+following+limb+amputation%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Phantom limb, phantom pain and stump pain in amputees during the first 6 months following limb amputation.</a> Pain. 17 (3), 243-256 (1983).</li>
<li>Woo, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+peripheral+nerve+interfaces+for+the+treatment+of+postamputation+neuroma+pain%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Global+Open%22%5BJournal%5D)">Regenerative peripheral nerve interfaces for the treatment of postamputation neuroma pain: a pilot study.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 4 (12), 1038(2016).</li>
<li>Arnold, D. M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnostic+criteria+for+symptomatic+neuroma%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Diagnostic criteria for symptomatic neuroma.</a> Annals of Plastic Surgery. 82 (4), 420-427 (2019).</li>
<li>Liedgens, H., Obradovic, M., De Courcy, J., Holbrook, T., Jakubanis, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+burden+of+illness+study+for+neuropathic+pain+in+Europe%5BTitle%5D)+AND+%22Clinicoeconomics+and+Outcomes+Research%22%5BJournal%5D)">A burden of illness study for neuropathic pain in Europe.</a> Clinicoeconomics and Outcomes Research. 8, 113-126 (2016).</li>
<li>Langley, P. C., Van Litsenburg, C., Cappelleri, J. C., Carroll, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+burden+associated+with+neuropathic+pain+in+Western+Europe%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Economics%22%5BJournal%5D)">The burden associated with neuropathic pain in Western Europe.</a> Journal of Medical Economics. 16 (1), 85-95 (2013).</li>
<li>Dworkin, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interpreting+the+clinical+importance+of+group+differences+in+chronic+pain+clinical+trials%3A+IMMPACT+recommendations%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Interpreting the clinical importance of group differences in chronic pain clinical trials: IMMPACT recommendations.</a> Pain. 146 (3), 238-244 (2009).</li>
<li>Mackinnon, S. E., Dellon, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Results+of+treatment+of+recurrent+dorsoradial+wrist+neuromas%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Results of treatment of recurrent dorsoradial wrist neuromas.</a> Annals of Plastic Surgery. 19 (1), 54-61 (1987).</li>
<li>Harden, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neuropathic+pain.+Mechanisms%2C+diagnosis%2C+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologist%22%5BJournal%5D)">Chronic neuropathic pain. Mechanisms, diagnosis, and treatment.</a> Neurologist. 11 (2), 111-122 (2005).</li>
<li>Poppler, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+interventions+for+the+treatment+of+painful+neuroma%3A+a+comparative+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Surgical interventions for the treatment of painful neuroma: a comparative meta-analysis.</a> Pain. 159 (2), 214-223 (2018).</li>
<li>Eberlin, K. R., Ducic, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+algorithm+for+neuroma+management%3A+a+changing+treatment+paradigm%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Global+Open%22%5BJournal%5D)">Surgical algorithm for neuroma management: a changing treatment paradigm.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 6 (10), 1952(2018).</li>
<li>Dorsi, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tibial+neuroma+transposition+%28TNT%29+model+of+neuroma+pain+and+hyperalgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">The tibial neuroma transposition (TNT) model of neuroma pain and hyperalgesia.</a> Pain. 134 (3), 320-334 (2008).</li>
<li>Tork, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+a+porcine+small+intestine+submucosa+nerve+cap+for+prevention+of+neuromas+and+associated+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Application of a porcine small intestine submucosa nerve cap for prevention of neuromas and associated pain.</a> Tissue Engineering Part A. 26 (9-10), 503-511 (2020).</li>
<li>Miyazaki, R., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+efficacy+of+morphine%2C+pregabalin%2C+gabapentin%2C+and+duloxetine+on+mechanical+allodynia+is+different+from+that+on+neuroma+pain+in+the+rat+neuropathic+pain+model%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+and+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The efficacy of morphine, pregabalin, gabapentin, and duloxetine on mechanical allodynia is different from that on neuroma pain in the rat neuropathic pain model.</a> Anesthesia and Analgesia. 115 (1), 182-188 (2012).</li>
<li>Tian, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swimming+training+reduces+neuroma+pain+by+regulating+neurotrophins%5BTitle%5D)+AND+%22Medicine+and+Science+in+Sports+Exercise%22%5BJournal%5D)">Swimming training reduces neuroma pain by regulating neurotrophins.</a> Medicine and Science in Sports Exercise. 50 (1), 54-61 (2018).</li>
<li>Decosterd, I., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spared+nerve+injury%3A+an+animal+model+of+persistent+peripheral+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.</a> Pain. 87 (2), 149-158 (2000).</li>
<li>Poublon, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+anatomical+relationship+of+the+superficial+radial+nerve+and+the+lateral+antebrachial+cutaneous+nerve%3A+A+possible+factor+in+persistent+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plastic%2C+Reconstructive+and+Aesthetic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The anatomical relationship of the superficial radial nerve and the lateral antebrachial cutaneous nerve: A possible factor in persistent neuropathic pain.</a> Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 68 (2), 237-242 (2015).</li>
<li>Dixon, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+analysis+of+experimental+observations%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Pharmacology+and+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Efficient analysis of experimental observations.</a> Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 20 (1), 441-462 (1980).</li>
<li>Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+constriction+of+the+sciatic+nerve+and+pain+hypersensitivity+testing+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (61), e3393(2012).</li>
</ol>

Autorzy informują, że nie mają konfliktu interesów. Chociaż te prace badawcze były częściowo finansowane przez Axogen, firma nie miała wpływu na realizację badania i na jego wyniki.

Kluczowe etapy protokołu 
Model TNT polega na przecięciu nerwu piszczelowego i jego lateralnej oraz podskórnej transplantacji w miejsce przedpiszczelowe, aby umożliwić badanie wrażliwości neuromy oprócz hiperalgezji podeszwowej w obrębie nerwu suralnego. W modelu TNT kluczowe jest, aby miejsce położenia neuromy było widoczne dla badaczy. Dlatego preferowany jest szczep szczurów albinotycznych, ponieważ podskórne szwy są łatwo widoczne przez skórę, a kolor nici chirurgicznej powinien być najlepiej ciem...

Każda rana, począwszy od prostych ran szarpanych, a skończywszy na amputacji całej kończyny, towarzyszy różnym stopniom uszkodzenia nerwów obwodowych. Takie uszkodzenie nerwów może prowadzić do powstania nerwiaka, zdezorganizowanego splątania kiełkujących włókien nerwowych. Nerwiaki stają się bolesne u 8%-30% pacjentów, poważnie wpływając na jakość ich życia1,2,3,4,5. Po amputacji kończyny ból nerwiaka rozwija się u 50% pacjentów6,7,8. Zgłaszane objawy obejmują tkliwość, spontaniczny ból, allodynię, hiperalgezję oraz nadwrażliwość mechaniczną lub termiczną w obszarze unerwionym9. Jeśli nie jest odpowiednio leczony w ciągu 1 roku, ból nerwiaka może przekształcić się w przewlekły stan bólu, powodując wysokie obciążenie społeczne i związane z tym koszty medyczne10,11,12,13,14. Ze względu na słabą skuteczność obecnych interwencji farmakologicznych, ból nerwiaka jest preferowany do leczenia poprzez chirurgiczne usunięcie bolesnego nerwiaka, a nerw jest leczony różnymi technikami chirurgicznymi, zgodnie z opisem w literaturze15. Ważne jest, aby pamiętać, że całkowite ustąpienie bólu jest rzadkie, ból często pogarsza się z czasem, a 40% pacjentów nie odnosi korzyści z operacji, co wskazuje, że potrzebne są nowe metody leczenia1,16.
Ustandaryzowany szczurzy model bólu nerwiaka pomaga w zrozumieniu mechanizmów, które napędzają ból nerwiaka, i może pomóc w identyfikacji nowych metod leczenia lub ocenie już istniejących, stosowanych w klinice. Model transpozycji nerwiaka piszczelowego (TNT) został po raz pierwszy opisany przez Dorsi i in. w 2008 roku17 i był używany przez różne grupy badawcze18,19,20. Ogólnym celem tej metody jest możliwość przetestowania różnych technik leczenia bólu nerwiaka. Przewagą modelu w porównaniu np. z modelem SNI (Spared nerve injury) 21, jest to, że pozwala on na badanie allodynii w miejscu nerwiaka. Dzieje się tak, ponieważ model polega na transpozycji zakończenia nerwu proksymalnego nerwu piszczelowego do podskórnej pozycji piszczelowej, gdzie można go sondować za pomocą żyłek von Freya. Ponadto allodynia rozwija się na podeszwowej powierzchni tylnej łapy unerwionej przez nienaruszony nerw łydkowy, który można ocenić niezależnie od bólu nerwiaka u tego samego zwierzęcia. Jest to podobne do objawów bólu nerwiaka u pacjentów, gdzie uporczywy ból neuropatyczny po usunięciu bolesnego nerwiaka jest czasami spowodowany przez sąsiednie nerwy22. Co więcej, allodynia nad przeciętym nerwem z nerwiakiem jest inną modalnością bólu niż allodynia nad nienaruszonym sąsiednim nerwem. Model ten ułatwia tym samym ocenę wpływu nowych terapii zarówno na allodynię obecną w miejscu nerwiaka, jak i na bardziej rozpowszechniony ból neuropatyczny badany na podeszwowej powierzchni tylnej łapy. Ponieważ operacja wykonywana w celu stworzenia modelu TNT może być trudna, w niniejszym artykule omówiono procedurę, która ma pomóc badaczom wdrażającym model w ich placówce.

<table><tbody><tr><td>Oprzyrządowanie Aesthesio</td><td>Linton 514007</td><td>aż do 514015</td><td>0,6 g aż do 15 g monofile</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Lokalna apteka weterynaryjna</td><td>n/a</td><td>Lokalna apteka weterynaryjna robi rozcieńczanie kaprofenu</td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td>Nobamed</td><td>974255</td><td></td></tr><tr><td>Elektrokoagulacja</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td>Interchema BV</td><td></td><td></td>400406</tr><tr><td>Ethilon 4.0</td><td>Johnson & Johnson</td><td>1854G</td><td>WAŻNE: kolor powinien być niebieski lub</td></tr><tr><td>Ethilon 8.0</td><td>Johnson & Johnson</td><td>BV130-5</td><td></td></tr><tr><td>Isoflo, isoflurane Zoetis</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Siatkowe klatki dolne</td><td>StoeltingCo</td><td>57816 i 57824</td><td></td></tr><tr><td>Mikro kleszcze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Mikrouchwyt na igły&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>12076-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>15019-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikro pęsety</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>Trademed</td><td>H7 1000-FRE</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igły</td><td>Fine Science Tools</td><td>12004-16</td><td></td></tr><tr><td>Maść okulistyczna&nbsp;</td><td>Lokalna apteka weterynaryjna</td><td>n/a</td><td>Lokalna apteka weterynaryjna produkuje maść okulistyczną</td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-12</td><td></td></tr><tr><td>Stereoskopowy mikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td>A60 F</td><td></td></tr><tr><td>Sterylny arkusz z otworem</td><td>Evercare OneMed</td><td>1555-01</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze chirurgiczne nr.15</td><td>Narzędzia do nauki pięknej</td><td>10015-00</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>11617-12</td><td></td></tr></tbody></table>

chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów

Surgery and Behavioral Testing in the Tibial Neuroma Transposition Model in Rats

Transpozycja nerwiaka piszczelowego (TNT) to model szczurzy, w którym allodynia w miejscu nerwu piszczelowego może być niezależnie oceniana od allodynii na podeszwowej powierzchni tylnej łapy unerwionej przez nienaruszony nerw łydkowy. Ten model TNT jest odpowiedni do testowania terapii bólu nerwiaka, takich jak potencjalna wyższość niektórych terapii chirurgicznych, które są już stosowane w klinice, lub do oceny nowych leków i ich wpływu na obie metody bólu u tego samego zwierzęcia. W tym modelu w nerwie piszczelowym wykonuje się zmianę dystalną (neurotmesis), a koniec nerwu bliższego jest transponowany i mocowany podskórnie i piszczelowo, aby umożliwić ocenę miejsca nerwiaka za pomocą 15 g żyłki Von Freya. Aby ocenić allynię nad nerwem łydkowym, monofile Von Freya można stosować metodą góra-dół na podeszwowym bocznym obszarze tylnej łapy. Po przecięciu nerwu piszczelowego nadwrażliwość mechaniczna rozwija się w miejscu nerwiaka w ciągu 1 tygodnia po zabiegu i utrzymuje się co najmniej do 12 tygodni po zabiegu. Allodynia na unerwionej powierzchni podeszwowej trawy rozwija się w ciągu 3 tygodni po operacji w porównaniu z kończyną przeciwległą. W 12 tygodniu nerwiak tworzy się na bliższym końcu przeciętego nerwu piszczelowego, na co wskazuje dyspersja i wirowanie aksonów. W przypadku operacji na modelu TNT należy wykonać wiele krytycznych kroków (mikro)chirurgicznych i zaleca się pewną praktykę chirurgiczną w znieczuleniu terminalnym. W porównaniu z innymi modelami bólu neuropatycznego, takimi jak model oszczędzonego uszkodzenia nerwu, allodynia nad miejscem nerwu może być niezależnie testowana na podstawie nadwrażliwości nerwu łydkowego w modelu TNT. Jednak miejsce nerwiaka można przetestować tylko u szczurów, a nie u myszy. Wskazówki i wskazówki zawarte w tym protokole mogą pomóc grupom badawczym zajmującym się bólem w skutecznym wdrożeniu modelu TNT w swojej placówce.

Ocena w miejscu powstania neuroma wykazała zwiększoną wrażliwość na aplikację monofilamentu von Frey o wartości 15 g. W punkcie wyjściowym szczury zazwyczaj reagowały na 10%-15% (± 13%) z 25 aplikacji monofilamentu 15 g. Częstotliwość odpowiedzi wzrosła do 45%-50% (± 24%) 1 tydzień po zabiegu TNT. Po stronie przeciwległej liczba odpowiedzi po operacji była zbliżona do wartości wyjściowych (Ryc. 2A). Około 20% szczurów nie rozwinęło bolesnego neuroma; częstość odpowiedzi nie wzrosła w porówna...

Ten protokół opisuje model transpozycji nerwiaka piszczelowego, który pociąga za sobą uszkodzenie nerwu piszczelowego z późniejszą transpozycją końca nerwu proksymalnego w kierunku podskórnej pozycji przedpiszczelowej lub bocznej. Testy behawioralne bólu nerwiaka i hiperalgezji podeszwowej określa się ilościowo przy użyciu monofili von Freya.

Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów

The tibial neuroma transposition (TNT) is a rat model in which allodynia at the neuroma site (tibial nerve) can be independently evaluated from allodynia ...

Ta metoda pomaga znaleźć lepsze metody leczenia bólu nerwiaka. Zaletą tej techniki jest to, że można mierzyć zarówno ból nerwiaka, jak i ból uogólniony niezależnie w tym samym modelu powtórzenia. Model TNT jest szczególnie przydatny do badania bólu nerwiaka, ponieważ sam nerwiak może być mechanicznie stymulowany za pomocą monofili von Freya.Zacznij od umieszczenia znieczulonego szczura na plecach z głową w lewo lub w prawo. Umieść nogę, która ma być operowana, w pobliżu chirurga. Wyegzorotuj dolną kończynę tylną tak, aby kostka przyśrodkowa była skierowana do góry.Przed umieszczeniem szczura pod stereoskopowym mikroskopem chirurgicznym z 6-krotnym powiększeniem, zdezynfekuj ogolony obszar za pomocą co najmniej trzech naprzemiennych rund peelingu na bazie jodu i alkoholu. Zlokalizuj kolano i delikatnie wykonaj podłużne nacięcie o długości od dwóch do trzech centymetrów nad przyśrodkową stroną tylnej łapy od połowy łydki do kostki za pomocą skalpela. W razie potrzeby otwórz skórę i tkankę podskórną dalej za pomocą mikronożyczek, aż warstwy mięśni będą widoczne.Zidentyfikuj powierzchowny pęczek nerwowo-naczyniowy jako dwie do trzech białych, fioletowych lub czerwonych linii, które mogą swobodnie poruszać się po warstwach mięśni. Utrzymuj pęczek nerwowo-naczyniowy w stanie nienaruszonym. Wypreparuj tył z tej wiązki.Następnie przeprowadź sekcję, aby otworzyć powięź między mięśniami brzuchatymi łydki. Pomiędzy powięzią mięśni można znaleźć głębszy pęczek nerwowo-naczyniowy z nerwem piszczelowym, który jest około trzy razy większy niż powierzchowny pęczek nerwowo-naczyniowy. Użyj kości piszczelowej jako dodatkowego punktu orientacyjnego, ponieważ nerw piszczelowy leci tuż za kością piszczelową.Aby wypreparować nerw piszczelowy z otaczających go wiązek naczyniowych, tępo przesuń nerw piszczelowy i przetnij odsłoniętą tkankę, która wykazuje pewne rozciągnięcie podczas poruszania nerwem piszczelowym. Po odsłonięciu całego nerwu piszczelowego umieść warstwy mięśni z powrotem, aby uniknąć odwodnienia nerwu do momentu rozwarstwienia skóry piszczelowej od mięśnia podskórnego. Aby wypreparować skórę piszczelową z podskórnej warstwy mięśniowej i wykonać podskórny tunel, przytrzymaj skórę do góry i wepchnij końcówkę w tkankę równoległą do skóry za pomocą narzędzia mikrochirurgicznego.Upewnij się, że koniec tunelu znajduje się przedpiszczelowo lub bocznie, aby ułatwić dostęp do obszaru do badania nerwiaka. Po przecięciu nerwu piszczelowego na dystalnym końcu w pobliżu kostki zmień powiększenie mikroskopu na 10x lub 16x i zidentyfikuj epineurium nerwu piszczelowego proksymalnie do nacięcia wykonanego w pobliżu kostki. Lub, w przypadku bardziej proksymalnego rozwidlenia nerwu piszczelowego, zidentyfikuj epineurium zarówno przyśrodkowych, jak i bocznych gałęzi sadzarki proksymalnie do nacięcia wykonanego w pobliżu kostki.Ostrożnie umieść 8-0 Nylonowy szew przez epineurium bliższego końca nerwu, przytrzymując epineurium pęsetą i umieszczając igłę między nerwem a epineurium z ugryzieniem około 0,5 milimetra. Ugryź igłą podskórnie na końcu tunelu podskórnego i pociągnij szew, aby przetransponować nerw bocznie do tunelu podskórnego. Zamocuj szew, robiąc węzeł.Umieść grubszy szew 4-0 o ciemnym kolorze zaczerwienionym do utrwalonego końca nerwu bez wnikania w skórę. Upewnij się, że szew jest widoczny na zewnątrz skóry. Sprawdź, czy nerw pozostaje na swoim miejscu po poruszeniu łapą i mięśniami.Odetnij końce szwu nieco dłuższym końcem szwu na 4-0, a następnie na 8-0 szew. Zmień powiększenie mikroskopu z powrotem na 6x i zamknij skórę szwami śródnaskórkowymi za pomocą 8-0 szew. Delikatnie oczyść skórę 0,9% chlorkiem sodu za pomocą bawełnianego wacika.Jeśli w pomieszczeniu jest zimno, umieść poduszkę grzewczą pod częścią czystej klatki i umieść szczura w klatce pod ręcznikiem papierowym w wygodnej pozycji. Zapewnij łatwy dostęp do jedzenia i wody. Aby pobudzić sterylny nerw do nadwrażliwości, nałóż żyłkę na boczną stronę blisko granicy włosów, nie dotykając opuszków stóp.Aby stymulować nerw piszczelowy pod kątem nadwrażliwości, nałóż żyłkę na środek powierzchni sadzarki tylnej łapy. W celu zbadania miejsca nerwiaka trzymaj szczury z nosem skierowanym w stronę fałdu łokciowego. Jeśli szczur jest trzymany w prawej ręce, jego lewa tylna łapa powinna swobodnie zwisać między prawym kciukiem a palcem wskazującym.Po sprawdzeniu, czy szczur jest spokojny i wygodny podczas trzymania, na linii bazowej delikatnie umieść 15-gramową żyłkę na powierzchni piszczelowej odsłoniętej tylnej łapy. Po zabiegu umieść 15-gramową żyłkę na widocznym szwie i przyłóż do żyłki wystarczającą siłę, aby zgiąć włosy i przytrzymać je przez jedną sekundę. Von Frey z miejsca zajmującego się nerwiakiem wykazał, że na początku badania szczury reagowały na 10% do 15% zastosowań 15-gramowej żyłki.Tydzień po operacji transpozycji nerwiaka piszczelowego odsetek odpowiedzi wzrósł z 45% do 50%Po stronie przeciwnej odpowiedzi po operacji były podobne do wartości wyjściowej. U około 20% szczurów nie rozwinął się bolesny nerwiak, a odsetek odpowiedzi nie wzrósł w porównaniu z wartością wyjściową. Pod koniec przeciętego i przetransponowanego kikuta nerwu piszczelowego 12 tygodni po operacji u wszystkich szczurów rozwinął się nerwiak.Przecięcie nerwu piszczelowego zmniejszyło wrażliwość mechaniczną w środkowej części tylnej łapy po stronie sadzarki, unerwionej przez nerw piszczelowy. Niedowrażliwość obecna po tygodniu od zabiegu była istotnie różna od strony przeciwnej i wartości wyjściowej od trzech tygodni po operacji i utrzymywała się do 12 tygodni po operacji. W bocznej części tylnej łapy po stronie sadzarki, unerwionej przez nienaruszony nerw łydkowy, szczury rozwinęły znacząco różną nadwrażliwość mechaniczną od strony przeciwnej i linii wyjściowej od tygodnia po operacji.Utrzymywał się przez 12 tygodni po zabiegu. W przypadku łapy przeciwległej wrażliwość mechaniczna nie była zaburzona w porównaniu z wartością wyjściową w obszarach unerwionych przez nerw łydkowy lub piszczelowy. Pamiętaj, aby utworzyć off-length nerwu piszczelowego, aby uzyskać zakres ruchu dla transpozycji bocznej.Pamiętaj również, aby oznaczyć to miejsce nerwiaka ciemnym szwem.

surgery-behavioral-testing-tibial-neuroma-transposition-model

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Brakkee, E. M.,  i wsp. Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów. J. Vis. Exp. (2023). Ten film przedstawia procedurę generowania modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego szczura (TNT). Po odsłonięciu nerwu piszczelowego w tylnej nodze znieczulonego szczura, przeciąć nerw. Następnie utwórz tunel podskórny, przeciągnij przecięty nerw przez tunel i zszyj go na miejscu. W przypadku braku celu do reinerwacji, zdezorganizowane wyrostki...

Generowanie szczurzego modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego

Model przecięcia nerwu piszczelowego jest dobrze tolerowanym, sprawdzonym i powtarzalnym modelem zaniku mięśni szkieletowych. Modelowy protokół chirurgiczny został opisany i zademonstrowany na myszach C57Black6.

Przecięcie nerwu piszczelowego - standaryzowany model atrofii mięśni szkieletowych wywołanej denerwacją u myszy

Droga korowo-rdzeniowa, jeden z głównych dróg sensomotorycznych, może być jednostronnie uszkodzony w pniu mózgu gryzonia w celu przetestowania terapii indukujących neuroplastyczność dla ośrodkowego układu nerwowego. Ten zabieg chirurgiczny ("piramidotomia") i oceny pooperacyjne są opisane w niniejszym protokole.

Jednostronna piramidotomia drogi korowo-rdzeniowej u szczurów w celu oceny terapii indukujących neuroplastyczność

Wykazaliśmy, że wszczepienie mikroelektrody w korze ruchowej szczurów powoduje natychmiastowe i trwałe deficyty motoryczne. Proponowane tutaj metody obejmują operację wszczepienia mikroelektrod i trzy zadania behawioralne gryzoni w celu wyjaśnienia potencjalnych zmian w funkcji motorycznej małej lub dużej spowodowanej uszkodzeniem kory ruchowej spowodowanym implantacją.

Testy behawioralne gryzoni w celu oceny deficytów funkcjonalnych spowodowanych implantacją mikroelektrod w korze ruchowej szczura

Ten protokół przedstawia solidny, powtarzalny model unaczynionego kompozytowego allotransplantu (VCA) nastawiony na jednoczesne badanie immunologii i funkcjonalnego odzyskiwania. Czas zainwestowany w skrupulatną technikę przeszczepu ortotopowego prawej kończyny tylnej w połowie uda z ręcznie szytymi zespoleniami naczyniowymi i koaaptacją neuronalną daje możliwość badania funkcjonalnej regeneracji.

Kolejny krok: ortotopowy model przeszczepu kończyn tylnych z koaaptacją neuronalną w celu maksymalizacji powrotu do sprawności u szczura

Udostępniamy protokół oceny zachowań motorycznych za pomocą baterii testów behawioralnych u szczurów po urazie zmiażdżenia nerwu kulszowego.

Wieloczynnikowa ocena zachowań motorycznych u szczurów po jednostronnym urazie zmiażdżenia nerwu kulszowego

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Ten protokół pokazuje, jak wykonać amputację poniżej kolana u szczurów i natychmiast przeprowadzić ukierunkowaną reinnerwację mięśni (iTMR), aby zbadać strategie leczenia i zapobiegania bólowi związanemu z amputacją oraz lepiej zrozumieć mechanizmy bólu związane z amputacją.

Model ćwiczeniowy amputacji kończyny dolnej szczura poniżej kolana i natychmiastowa ingerencja mięśniowa

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

Procedura ta demonstruje transport poprzeczny kory piszczelowej u szczurów, umożliwiając wizualizację i analizę rewaskularyzacji podczas niedokrwienia kończyny.

Model szczura transportu poprzecznego kory piszczelowej do leczenia niedokrwienia kończyn dolnych

Poznaj model transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów do badania bólu neuropatycznego. Ta metoda umożliwia niezależną ocenę bólu nerwiaka i uogólnionego bólu mechanicznego.

Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów

Przeglądaj więcej filmów