-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

PL

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Biopharma

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
<<<<<<< HEAD
K12 Schools
Biopharma
=======
K12 Schools
>>>>>>> dee1fd4 (fixed header link)

Language

pl_PL

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Neuroscience
Przyżyciowe obrazowanie ekspresji białek fluorescencyjnych u myszy z urazowym uszkodzeniem mózgu ...
Przyżyciowe obrazowanie ekspresji białek fluorescencyjnych u myszy z urazowym uszkodzeniem mózgu ...
JoVE Journal
Neuroscience
A subscription to JoVE is required to view this content.  Sign in or start your free trial.
JoVE Journal Neuroscience
Intravital Imaging of Fluorescent Protein Expression in Mice with a Closed-Skull Traumatic Brain Injury and Cranial Window Using a Two-Photon Microscope

Przyżyciowe obrazowanie ekspresji białek fluorescencyjnych u myszy z urazowym uszkodzeniem mózgu i okienkiem czaszkowym przy użyciu mikroskopu dwufotonowego

Full Text
1,618 Views
08:25 min
April 21, 2023

DOI: 10.3791/64701-v

Jianjun Zhong1,2, Georgia Gunner3, Nils Henninger1, Dorothy P. Schafer3, Daryl A. Bosco1

1Department of Neurology,University of Massachusetts Chan Medical School, 2Department of Neurosurgery,The First Affiliated Hospital of Chongqing Medical University, 3Department of Neurobiology,University of Massachusetts Chan Medical School

AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This study demonstrates a method for visualizing the neuronal response to mechanical stress following traumatic brain injury (TBI) in a live mouse model. It details the implantation of a cranial window to facilitate intravital imaging of EGFP-expressing neurons using two-photon microscopy, enabling tracking of the neuronal response over time.

Key Study Components

Area of Science

  • Neuroscience
  • Traumatic Brain Injury
  • Imaging Techniques

Background

  • Traumatic brain injury (TBI) leads to significant neuronal changes.
  • Monitoring neuronal responses during acute and chronic phases is crucial for understanding TBI effects.
  • Two-photon microscopy allows for deep imaging in live tissues.
  • EGFP expression helps in tracking specific neuronal populations.

Purpose of Study

  • To visualize and quantify neuronal responses to mechanical stress in a live mouse model following TBI.
  • To provide insights into the effects of TBI on neuronal function over time.
  • To establish a protocol for changing gene targets to study various proteins in different cell types.

Methods Used

  • Two-photon microscopy for imaging neuronal responses.
  • Use of mice for in vivo experimentation with induced traumatic brain injury.
  • Detailed surgical protocol for cranial window implantation to provide accessibility for imaging.
  • Stable positioning and preparation techniques were emphasized to minimize damage during procedures.

Main Results

  • The technique allows for real-time monitoring of neuronal behavior following TBI.
  • Responses observed in EGFP-expressing neurons illustrate alterations in excitability following mechanical injury.
  • Data showing continuity in responses both acutely and chronically demonstrates the lasting effects of TBI on neuronal integrity.

Conclusions

  • This study establishes a valuable tool for exploring the dynamic responses of neurons to traumatic injury in vivo.
  • It enables investigation into specific molecular changes related to TBI over time, potentially leading to better understanding and treatment strategies.
  • The findings have implications for neuronal plasticity and recovery mechanisms following injury.

Frequently Asked Questions

What advantages does the cranial window provide?
The cranial window allows for non-invasive imaging of neuronal activity in real-time, enabling continuous observation of changes after traumatic brain injury.
How is traumatic brain injury induced in the model?
TBI is induced by a specific impact at marked coordinates on the mouse's skull, utilizing a device that delivers a controlled mechanical force.
What imaging outcomes can be expected?
The study allows monitoring of the neuronal response, specifically focusing on changes in excitability and EGFP expression levels after injury.
Can this method be adapted for other proteins?
Yes, the protocol can be adjusted by changing the gene of interest and the viral promoter to study different proteins in various neuronal types.
What are some key limitations of this approach?
Limitations may include the need for precise surgical techniques and potential variability in injury response based on individual animal factors.

To badanie demonstruje dostarczanie powtarzających się urazowych uszkodzeń mózgu myszom i jednoczesne wszczepienie okna czaszkowego do późniejszego przyżyciowego obrazowania EGFP wyrażonego przez neuron za pomocą mikroskopii dwufotonowej.

Nasz protokół zapewnia sposób wizualizacji reakcji neuronalnej na stres mechaniczny u żywej myszy, co może dostarczyć bezpośrednich dowodów na to, jak urazowe uszkodzenie mózgu wpływa na mózg. Technika ta może monitorować białko docelowe w tym samym miejscu mózgu u tego samego zwierzęcia zarówno w ostrej, jak i przewlekłej fazie po urazowym uszkodzeniu mózgu. Interesujący nas gen i promotor wirusa mogą być odpowiednio zmienione w celu zbadania innych białek w określonych typach komórek w mózgu.

Na początek nałóż maść okulistyczną na znieczulone oczy myszy. Usuń włosy z czubka głowy, przycinając je zwykłymi nożyczkami. Po ustanowieniu nacięcia linii środkowej o długości od 12 do 15 milimetrów, wytnij skórę nad lewą i prawą półkulą czaszki za pomocą nożyczek sprężynowych z zakrzywioną końcówką.

Po odsłonięciu czaszki usuń okostną, delikatnie pocierając ją sterylnym aplikatorem z bawełnianą końcówką i spłukując sterylną solą fizjologiczną. Po wysuszeniu obszaru czaszki zaznacz miejsce uderzenia Traumatic Brain Injury (TBI) we współrzędnych 2,5 milimetra za bregmą i dwa milimetry w bok od szwu strzałkowego w prawo. Szybko wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej i połóż głowę na poduszce buforowej pod urządzeniem TBI.

Dopasuj końcówkę impaktora do zaznaczonego miejsca uderzenia. Podnieś metalową kolumnę, ciągnąc nylonowy sznurek na uwięzi 15 centymetrów nad głową myszy, a następnie zwolnij go, pozwalając ciężarkowi swobodnie opaść na pręt przetwornika, który styka się z górną częścią czaszki w miejscu TBI. Umieść znieczuloną głowę myszy na stereotaktycznej ramie trzymanej pod mikroskopem operacyjnym.

Delikatnie i powoli nawiercić powierzchnię czaszki za pomocą wiertła z węglika spiekanego FG4 przy niskiej prędkości wirnika, aby usunąć pozostałą okostną i stworzyć szorstką powierzchnię czaszki, tak aby cement dentystyczny bezpiecznie wiązał się z czaszką. Użyj soli fizjologicznej, aby przepłukać i usunąć pył kostny z powierzchni czaszki. Aby oddzielić mięśnie boczne od czaszki, około pięciu milimetrów za okiem, gdzie znajduje się szew łączący czaszkę ciemieniową i skroniową, delikatnie włóż cienkie zamknięte końcówki i delikatnie przesuwaj zamknięte końcówki w kierunku tylnym, aż do szwu lambdoidalnego.

Oddziel mięśnie boczne po stronie, po której nastąpi implantacja okna czaszki. Zmyj zanieczyszczenia z pola operacyjnego za pomocą soli fizjologicznej i osusz obszar gazą. Aby wszczepić słupek głowy, zaznacz punkt środkowy 2,5 milimetra za bregmą i 1,5 milimetra od szwu strzałkowego na prawej półkuli za pomocą markera i suwmiarki chirurgicznej.

Następnie odrysuj obwód kraniotomii na czystej i suchej czaszce. Poluzuj nausznik i obróć głowę tak, aby płaszczyzna kraniotomii była idealnie pozioma, a następnie ponownie dokręć nausznik. Użyj drewnianego patyczka aplikatora z bawełnianą końcówką, aby dodać dwie małe krople superglue do przedniej i tylnej krawędzi słupka głównego.

Umieść tytanowy słupek głowy nad środkiem kraniotomii i szybko wyreguluj go tak, aby spoczywał w tej samej płaszczyźnie, w której zostanie wszczepione okno czaszki. Lekko dociśnij, aż superglue wyschnie, co zwykle trwa około 30 sekund. Przygotuj cement dentystyczny we wstępnie schłodzonym naczyniu ceramicznym, dokładnie mieszając 300 miligramów proszku cementowego, sześć kropli płynu QuickBase i jedną kroplę katalizatora.

Szybko nałóż dużą ilość mieszanki cementu dentystycznego na zewnętrzny obwód wyznaczonego obwodu i przykryj odsłoniętą powierzchnię kości. Nie należy jednak zakrywać miejsca kraniotomii. Zwolnij pałąk na ucho i przymocuj słupek głowy do metalowej ramy, aby upewnić się, że głowa jest stabilna do precyzyjnego wiercenia wzdłuż zaznaczonego obwodu kraniotomii.

Aby wykonać kraniotomię, użyj suwmiarki chirurgicznej, aby sprawdzić średnicę zaznaczonego koła, jak pokazano wcześniej, i wyreguluj w razie potrzeby, tak aby okienko czaszki ściśle przylegało do kraniotomii. Za pomocą elektrycznej wiertarki dentystycznej wytrawić i rozcieńczyć czaszkę wzdłuż zewnętrznej strony zaznaczonego okręgu za pomocą wiertła z węglika spiekanego FG4, które tworzy ścieżkę, w której można przerzedzić czaszkę. Przepłukać obszar solą fizjologiczną, aby zmyć pył kostny.

Kontynuuj rozrzedzanie czaszki za pomocą wiertła z węglika spiekanego FG 1/4, aż czaszka stanie się cienka jak papier i przezroczysta. Okresowo przerywaj wiercenie i ponownie przepłucz cały obszar sterylną solą fizjologiczną, aby zmniejszyć nagrzewanie się wiertła i zmyć pył kostny. Zakończ przerzedzanie czaszki za pomocą wiertła z węglika spiekanego EF4 i kontynuuj przerzedzanie i wiercenie w pozostałej części czaszki wzdłuż toru.

Włóż kleszczyki o grubości 0,5 milimetra z cienką końcówką przez pęknięte miejsce i delikatnie podnieś płat kostny do góry, nie wciskając leżącego pod spodem mózgu. Po usunięciu płata kostnego należy przepłukać obszar kraniotomii solą fizjologiczną. Za pomocą zakrzywionych kleszczy chirurgicznych delikatnie usuń widoczną pajęczynówkę.

Użyj kleszczy chirurgicznych z prostą końcówką, aby podnieść sterylne szklane okienko z trzymilimetrową szklaną szkiełkiem pokrywy skierowaną w dół. Umieść i wyreguluj szklane okienko nad miejscem kraniotomii, aby upewnić się, że okienko może ściśle przylegać do krawędzi kraniotomii. Pięciomilimetrowe szklane szkiełko nakrywkowe znajduje się na górze.

Przygotuj cement dentystyczny, jak pokazano wcześniej, i odczekaj około sześciu minut, aż cement stanie się pastowaty i gęsty. Czekając, aż cement stanie się pastowaty i gęsty, przyłóż odpowiednią siłę nacisku na okno za pomocą manipulatora stereotaktycznego, aby sprawdzić, czy czaszka może bezpiecznie i szczelnie zetknąć się ze szklaną szybą. Użyj regulowanego, precyzyjnego pędzelka z aplikatorem, aby dodać niewielką ilość cementu wzdłuż krawędzi okna, aby uszczelnić szklane okno czaszką.

Odczekaj około 10 minut, aby cement całkowicie wyschł, a następnie delikatnie zwolnij i wyjmij manipulator nad oknem. Zakończ, przycinając cement dentystyczny za pomocą wiertła dentystycznego z wiertłem z węglika spiekanego FG4, jeśli nadmiar cementu zakrywa okno. Po około czterech godzinach od operacji przeprowadzono obrazowanie dwufotonowe, w którym na powierzchownym poziomie naczyń krwionośnych wydawała się, a na głębokim poziomie około 400 mikrometrów ekspresja białka EGFP była rozprowadzona po całym ciele komórki.

Po tygodniu i czterech miesiącach od TBI, wzorzec unaczynienia zaobserwowany w punkcie czasu zero dnia został wykorzystany jako odniesienie do zlokalizowania tego samego regionu obrazowania. Wzorzec unaczynienia jest podobny do tego w dniu zero. Podobnie, ekspresję EGFP wykryto w całym ciele komórki.

Intensywność fluorescencji w dniu zero i po czterech miesiącach była podobna zarówno na poziomie powierzchownym, jak i głębszym. Jednak intensywność fluorescencji po jednym tygodniu była niższa niż w dniu zero i czterech miesiącach, prawdopodobnie z powodu represji translacyjnej zgłoszonej dla innych modeli TBI. Bardzo ważne jest, aby zachować najwyższą ostrożność podczas wykonywania etapu kraniotomii, aby uniknąć uszkodzenia tkanki mózgowej.

Nie wkładaj końcówki wiertła do mózgu. Korzystając z tej techniki, naukowcy mogą wizualizować różne białka będące przedmiotem zainteresowania w tej samej komórce wzdłużnie w różnych fazach po TBI, dostarczając informacji na temat lokalizacji, ekspresji i rozpuszczalności tego białka w mózgu ssaków po urazie.

View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos

Sign In Start Free Trial

Explore More Videos

Obrazowanie przyżyciowe ekspresja białek fluorescencyjnych urazowe uszkodzenie mózgu okno czaszkowe mikroskop dwufotonowy odpowiedź neuronalna stres mechaniczny żywa mysz gen zainteresowania promotor wirusa miejsce uderzenia TBI rama stereotaktyczna mikroskop chirurgiczny powierzchnia czaszki cement dentystyczny mięśnie boczne implantacja okna czaszki

Related Videos

Dostarczenie urazowego uszkodzenia mózgu do mózgu myszy

02:14

Dostarczenie urazowego uszkodzenia mózgu do mózgu myszy

Related Videos

689 Views

Obrazowanie fluorescencyjne dynamiki neuroimmunologicznej za pomocą implantu czaszki

04:02

Obrazowanie fluorescencyjne dynamiki neuroimmunologicznej za pomocą implantu czaszki

Related Videos

523 Views

Mikroskopia dwufotonowa do obrazowania in vivo mikrokrążenia mózgu myszy

02:58

Mikroskopia dwufotonowa do obrazowania in vivo mikrokrążenia mózgu myszy

Related Videos

632 Views

In vivo (in vivo) Dwufotonowe obrazowanie zależnych od doświadczenia zmian molekularnych w neuronach korowych

10:07

In vivo (in vivo) Dwufotonowe obrazowanie zależnych od doświadczenia zmian molekularnych w neuronach korowych

Related Videos

22.2K Views

Ortotopowy mysi model glejaka wielopostaciowego utrzymujący fizyczne ograniczenia miąższu mózgu i nadający się do przyżyciowej mikroskopii dwufotonowej

09:52

Ortotopowy mysi model glejaka wielopostaciowego utrzymujący fizyczne ograniczenia miąższu mózgu i nadający się do przyżyciowej mikroskopii dwufotonowej

Related Videos

21K Views

Dwufotonowe obrazowanie in vivo kolców dendrytycznych w korze myszy przy użyciu preparatu z rozrzedzoną czaszką

09:53

Dwufotonowe obrazowanie in vivo kolców dendrytycznych w korze myszy przy użyciu preparatu z rozrzedzoną czaszką

Related Videos

18.7K Views

Ostry uraz mózgu u myszy, po którym następuje podłużne obrazowanie dwufotonowe

11:14

Ostry uraz mózgu u myszy, po którym następuje podłużne obrazowanie dwufotonowe

Related Videos

12.9K Views

Przyżyciowe obrazowanie interakcji aksonalnych z mikroglejem i makrofagami w urazie zmiażdżenia kolumny grzbietowej myszy

08:43

Przyżyciowe obrazowanie interakcji aksonalnych z mikroglejem i makrofagami w urazie zmiażdżenia kolumny grzbietowej myszy

Related Videos

11.8K Views

Jednoczesne dwufotonowe obrazowanie in vivo wejść synaptycznych i celów postsynaptycznych w korze zaśledzinowej myszy

16:45

Jednoczesne dwufotonowe obrazowanie in vivo wejść synaptycznych i celów postsynaptycznych w korze zaśledzinowej myszy

Related Videos

12K Views

Obrazowanie in vivo transportu płynu mózgowo-rdzeniowego przez nienaruszoną czaszkę myszy za pomocą makroskopii fluorescencyjnej

06:22

Obrazowanie in vivo transportu płynu mózgowo-rdzeniowego przez nienaruszoną czaszkę myszy za pomocą makroskopii fluorescencyjnej

Related Videos

14.6K Views

JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
  • Biopharma
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code