Name: Ablacja gałek ocznych w celu zwiększenia dojrzewania jajników u krabów błotnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 28 s
Description: Poznaj metodę ablacji gałek ocznych u krabów błotnych w celu przyspieszenia dojrzewania jajników. Techniki kauteryzacji i chirurgiczne skutecznie indukują dojrzałość bez wpływu na przeżywalność zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Ministerstwo Edukacji, Malezja, w ramach programu Higher Institution Centre of Excellence (HICoE), Malezja, akredytowane przy Instytucie Akwakultury Tropikalnej i Rybołówstwa, Universiti Malaysia Terengganu (Vot No. 63933 & Vot No. 56048). Dziękujemy za wsparcie ze strony Universiti Malaysia Terengganu i Sayap Jaya Sdn. Bhd. za pośrednictwem grantu badawczego partnerstwa prywatnego (Vot. Nr 55377). Przyznano mu również stanowisko adiunkta akademickiego na Universiti Sains Malaysia dla Khor Waiho i Hanafiah Fazhan.

Niniejszy protokół jest zgodny z Malezyjskim Kodeksem Praktyki w Zakresie Opieki i Wykorzystania Zwierząt do Celów Naukowych, opracowanym przez Laboratory Animal Science Association of Malaysia. Uśmiercenie próbek eksperymentalnych przeprowadzono zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, wersja z 1978 r.). Samoski kraby błotne przed osiągnięciem dojrzałości płciowej (pomarańczowy krab błotny S. olivacea) zostały pozyskane z lokalnego targu (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) na obszarach Setiu Wetlands w Malezji. Gatunek kraba błotnego zidentyfikowano na podstawie cech morfologicznych1.
1. Pobieranie i dezynfekcja próbek
<ol>
	<li>Zbierz zdrowe, aktywne, niedojrzałe samice krabów błotnych (Rysunek 1). 
	UWAGA: Niedojrzałe samice krabów mają trójkątne, jasne klapy odwbrzusza oraz szerokość karapaksu (CW) w zakresie 80−85 mm.</li>
	<li>Umyj kraby chlorowaną wodą z kranu (wodą słodką), aby usunąć zanieczyszczenia i pasożyty osmofilne.</li>
	<li>Namocz kraby w 150 ppm formaldehydu w wodzie o zasoleniu 20 ppt przez 30 min.</li>
	<li>Podczas obróbki formaldehydem zapewnij ciągłe i łagodne napowietrzanie za pomocą kamieni napowietrzających. Źródłem napowietrzania może być centralna linia napowietrzająca lub pompa napowietrzająca do akwarium.</li>
	<li>Umyj kraby płynącą wodą morską, aby usunąć wszelkie pozostałości formaldehydu.</li>
</ol>
<img alt="Schemat anatomii porównawczej niedojrzałych i dojrzałych osobników samic kraba, skala 20 mm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65039/65039fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Morfologia odwłoka samic krabów błotnych wykorzystywana do identyfikacji etapów dojrzewania płciowego.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65039/65039fig01large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
2. Aklimatyzacja
<ol>
	<li>Przenieś każdą zdezynfekowaną samicę do osobnego okrągłego zbiornika o pojemności 32 L.</li>
	<li>Hoduj samice przez 3 dni w zasoleniu 20 ppt, kontynuując karmienie dwa razy dziennie (rano o 09:00 i wieczorem o 20:00) posiekanymi rybami morskimi w ilości około 4%−5% masy ciała kraba.</li>
	<li>Przed porannym karmieniem usuń nadmiar i niezjedzoną karmę za pomocą syfonu.</li>
	<li>Codziennie wymieniaj 10% wody morskiej w zbiornikach hodowlanych (20 ppt).</li>
</ol>
3. Indukowanie linienia w celu osiągnięcia dojrzałości płciowej
<ol>
	<li>Odciąć wszystkie odnóża z wyjątkiem odnóży pływakowych za pomocą wysterylizowanych nożyczek.
	<ol>
		<li>Schwytać kraba za pomocą siatki i ostrożnie go przytrzymać. Najpierw odciąć obie chelipedy, a następnie odnóża chodzone w drugim stawie za pomocą nożyczek. Krab automatycznie dokona autotomii uszkodzonych wyrostków. Znieczulenie nie jest wymagane przy autotomii kończyn.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Bezpośrednio po autotomii kończyn przemyć kraba w wodzie słodkiej.</li>
	<li>Przenieść 개 개 pojedynczo kraby po autotomii kończyn do perforowanych plastikowych koszyków (28 cm L x 22 cm W x 7 cm H) i umieścić je w zbiorniku z włókna szklanego (305 cm L x 120 cm W x 60 cm H). 
	UWAGA: Dwa koszyki można związać i spiąć ze sobą. Górny koszyk służy jako pokrywa, aby krab nie mógł wydostać się z koszyka.</li>
	<li>Użyć recyrkulacyjnego systemu akwakultury (RAS) z zasoleniem 20 ppt i głębokością wody co najmniej 10 cm, aby zapewnić całkowite zanurzenie plastikowego koszyka.</li>
	<li>Kontynuować karmienie samicy kraba po autotomii kończyn siekanymi rybami morskimi dwa razy dziennie w ilości 5%−7% masy ciała kraba.</li>
	<li>Hodować kraby do osiągnięcia dojrzałości płciowej poprzez linienie (35 dni). 
	​UWAGA: Indukowane linienie można pominąć w przypadku komercyjnego dojrzewania jajników i produkcji nasiennej z dzikich, dojrzałych samic krabów błotnych. Pobrane z natury dojrzałe samice muszą zostać zaklimatyzowane, a następnie poddane bezpośrednio znieczuleniu szokiem termicznym i następującej po nim ablacji oczu.</li>
</ol>
4. Znieczulenie
<ol>
	<li>Wybierz dojrzale płciowo samice z ciemną, owalną klapą brzuszną i CW &gt;86 mm (Rysunek 1).</li>
	<li>Wychwyć kraby za pomocą sieci podbieraka i przechowuj je indywidualnie w małych akwariach w celu podania znieczulenia.</li>
	<li>Po 5 min okresie aklimatyzacji dodaj do każdego akwarium 2-fenoksyetanol (2-PE) w stężeniu 2 mL/L i pozostaw na 15 min do przeprowadzenia znieczulenia.</li>
	<li>Upewnij się, że kraby są w pełni znieczulone, stwierdzając brak ruchów spontanicznych.</li>
</ol>
5. Ablacja szypułki oka
<ol>
	<li>Technika kauteryzacji
	<ol>
		<li>Wszystkie procedury należy przeprowadzać na stole w otwartej przestrzeni.</li>
		<li>Należy użyć niklowo-stalowego pręta metalowego o płaskim zakończeniu (np. śrubokręta) z drewnianą lub plastikową rękojeścią, a następnie owinąć rękojeść mokrym bawełnianym ręcznikiem.</li>
		<li>Dwie chirurgiczne pęsety ze stali nierdzewnej należy wysterylizować w autoklawie.</li>
		<li>Należy przygotować 70% etanol w butelce z rozpylaczem i trzymać go z dala od wszelkich źródeł ognia, takich jak palnik i rozgrzany do czerwoności śrubokręt. Należy przygotować ręczniki papierowe. 
		UWAGA: Etanol jest wysoce łatwopalny. Należy zachować bezpieczną odległość od źródeł ognia.</li>
		<li>Palnik należy bezpiecznie podłączyć do butli z gazem (butanem). 
		OSTRZEŻENIE: Należy przestrzegać instrukcji obsługi palnika i butli z gazem. Przed podłączeniem do butli z gazem należy upewnić się, że palnik jest wyłączony. Należy przeczytać i przestrzegać wszystkich środków ostrożności przeciwpożarowych wymienionych na butli z gazem.</li>
		<li>Należy założyć grube bawełniane rękawice, aby uniknąć poparzeń gorącymi przedmiotami.</li>
		<li>Koniec pręta metalowego należy poddać działaniu ognia z palnika, aż metal rozgrzeje się do jasnoczerwonego koloru.</li>
		<li>Znieczulonego kraba należy przykryć mokrym bawełnianym ręcznikiem. 
		UWAGA: Należy przykryć czułki kraba, aby uniknąć niepotrzebnych uszkodzeń.</li>
		<li>Jedno oko kraba należy uchwycić wysterylizowaną pęsetą. 
		UWAGA: Przed pierwszym użyciem pęsetę należy wysterylizować w autoklawie, a przy kolejnych krabach dezynfekować za pomocą 70% etanolu.</li>
		<li>Rozgrzany do czerwoności płaski koniec metalowy należy przyłożyć do oka kraba i lekko docisnąć przez około 10−15 s, aż gałka oczna zmieni kolor na pomarańczowy lub czerwono-pomarańczowy. Podczas tego kroku należy zachować ostrożność, aby nie uszkodzić sąsiednich struktur. 
		UWAGA: Do wykonania ablacji gałki ocznej metodą kauteryzacji potrzebne są dwie osoby: jedna do przytrzymania kraba, a druga do przeprowadzenia procedury ablacji.</li>
		<li>Pęsetę należy zdezynfekować 70% etanolem w sprayu, aby zapobiec kontaminacji krzyżowej między krabami. 
		UWAGA: Krok ten należy wykonać dopiero po odczekaniu co najmniej 5 min od zakończenia procedury ablacji gałki ocznej, aby upewnić się, że pęseta ostygła przed dezynfekcją 70% etanolem, co zapobiega potencjalnym zagrożeniom pożarowym.</li>
		<li>Po wykonaniu ablacji gałek ocznych u wszystkich krabów, gorący niklowo-stalowy pręt (śrubokręt) należy zanurzyć w wodzie z kranu.</li>
		<li>Przed ponownym użyciem ręcznik należy zdezynfekować. Aby zaoszczędzić czas, można użyć kilku ręczników. 
		UWAGA: Ręcznik należy wypłukać wodą z kranu, a następnie zanurzyć w wodzie chlorowanej o stężeniu 30 ppm na 5 min. Następnie ręcznik należy ponownie wypłukać wodą z kranu i zanurzyć w roztworze tiosiarczanu sodu o stężeniu 1 g/L.</li>
		<li>Po wyłączeniu palnik należy odłożyć w bezpieczne miejsce i odczekać, aż osiągnie temperaturę otoczenia (około 30 min) przed odłączeniem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Technika chirurgiczna
	<ol>
		<li>Procedurę należy przeprowadzać w dobrze wentylowanym pomieszczeniu.</li>
		<li>Dwie nożyczki chirurgiczne i pęsetę należy wysterylizować w autoklawie.</li>
		<li>Do szklanego zlewki o pojemności 100 mL należy nalać 50 mL 70% etanolu.</li>
		<li>Należy założyć grube bawełniane rękawice.</li>
		<li>Należy przytrzymać znieczulonego kraba i przykryć go mokrym bawełnianym ręcznikiem.</li>
		<li>Jedno oko kraba należy uchwycić wysterylizowaną pęsetą.</li>
		<li>Gałkę oczną należy szybko odciąć za pomocą wysterylizowanych nożyczek chirurgicznych. 
		UWAGA: Z rannego miejsca kraba może wyciekać hemolimfa.</li>
		<li>Po każdym użyciu nożyczki i pęsetę należy zanurzyć w 70% etanolu, a następnie osuszyć ręcznikiem papierowym przed ponownym użyciem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Opieka poznieczuleniowa
<ol>
	<li>Przygotować przefiltrowaną wodę morską o zasoleniu 20 ppt i przechowywać ją w zbiorniku nadstawczym z ciągłym napowietrzaniem.</li>
	<li>Podłączyć elastyczny przewód do zbiornika nadstawczego, aby umożliwić grawitacyjny przepływ wody.</li>
	<li>Niezwłocznie po ablacji oczu umieścić kraba w koszyku i poddać go działaniu płynącej wody morskiej (temperatura otoczenia: 28 °C) doprowadzanej ze zbiornika nadstawczego.</li>
	<li>Utrzymywać przepływ wody morskiej i monitorować kraba, aż zacznie poruszać się spontanicznie, co wskazuje na wybudzenie z anestezji. 
	UWAGA: Wodę morską można przygotować w zbiorniku naziemnym, a do zapewnienia przepływu wody użyć pompy zanurzeniowej.</li>
	<li>Przechowywać kraby indywidualnie w akwarium z napowietrzoną wodą morską o zasoleniu 20 ppt przez 30 min w celu dalszej obserwacji. 
	UWAGA: Wybudzone kraby będą hodowane indywidualnie w kolejnym procesie hodowli stada rodzicielskiego.</li>
</ol>
7. Obserwacja dojrzewania jajników
<ol>
	<li>Hodowla producentów
	<ol>
		<li>Przenieść dojrzałe kraby do indywidualnych okrągłych zbiorników o pojemności 32 L.</li>
		<li>Kontynuować karmienie posiekanymi rybami morskimi (zamrożonymi w −20 °C) dwa razy dziennie (rano o 09:00 i wieczorem o 20:00), usuwając niezjedzoną karmę przed porannym karmieniem.</li>
		<li>Hodować producentów indywidualnie przez 30 dni przy zasoleniu 20 ppt.</li>
		<li>Usuwać odchody i codziennie wymieniać 10% wody morskiej (20 ppt).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Disekcja
	<ol>
		<li>Oczyścić tackę sekcyjną, nożyczki i pęsetę 70% etanolem.</li>
		<li>Zanurzyć samice indywidualnie w roztworze 2-PE w celu przeprowadzenia anestezji metodą immersyjną.</li>
		<li>Losowo wybrać nowo dojrzałe samice (po linieniu samic przeddojrzałych), które nie przeszły ablacji oczu, aby potwierdzić stopnie rozwoju ich gonad.</li>
		<li>Uśmiercić indywidualnie wszystkie doświadczalne samice po ablacji oczu i określić stopnie dojrzewania gonad. Zniszczyć zwoje piersiowe kraba za pomocą ostrego, sterylnego szydła. Zdjąć najpierw górny pancerz, a następnie usunąć hepatopankreas, aby odsłonić jajnik. Obserwować kolor jajnika i określić stopień jego dojrzałości (Rysunek 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identyfikacja stopni dojrzewania jajników
	<ol>
		<li>Obserwować kolor jajnika gołym okiem lub pod stereomikroskopem.</li>
		<li>Określić stopnie dojrzewania jajników na podstawie zabarwienia30: (i) niedojrzałe (stopień 1) mają kolor półprzezroczysty lub kremowo-biały; (ii) wczesna faza dojrzewania (stopień 2) wykazuje kolor od bladego do jasnożółtego; (iii) faza przeddojrzewania (stopień 3) wykazuje kolor od żółtego do jasnopomarańczowego; oraz (iv) pełna dojrzałość (stopień 4) wykazuje kolor od ciemnopomarańczowego do czerwonawego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Żaden z autorów nie pozostaje w konflikcie interesów.

Protokół ten został opracowany do ablacji gałki ocznej kraba błotnego, Scylla spp., i może być stosowany jako skuteczna metoda indukowania dojrzewania gonad. Protokół ten można łatwo powielić w celu komercyjnego dojrzewania jajników krabów błotnych i można go wdrożyć w celu skrócenia okresu utajenia (czasu od jednego tarła do drugiego) w produkcji nasion kraba błotnego.
Ablacja gałek ocznych skorupiaków (tj. krewetek słodkowodnych, krewetek morskich) jest zwykle wykonywana w celu wywo...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/65039">Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs</a>. The Introduction, Protocol, Discussion and References were&#160;updated.

Erratum: Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs

Wszystkie cztery gatunki krabów błotnych należące do rodzaju Scylla są komercyjnie ważnymi gatunkami skorupiaków w akwakulturze1,2. Wzrost skorupiaków, w tym krabów błotnych, i ich transformacja z fazy przedwczesnej (poddorosłej lub pokwitaniowej) do fazy dojrzałej płciowo (dorosłej) następuje w procesie linienia, który obejmuje okresowe zrzucanie starszych i mniejszych egzoszkieletów. Szerokość karapaksu (CW), chelipede i morfologie płatów brzusznych są szeroko stosowane do określania dojrzałości płciowej Scylla spp. 3,4,5. Proces linienia jest regulowany przez działanie różnych hormonów i wymaga ogromnej ilości energii6. Oprócz normalnego procesu linienia, utrata kończyn, dobrowolna lub wywołana czynnikami zewnętrznymi, przyspiesza linienie krabów bez wpływu na ich przeżywalność7,8,9. Dlatego autotomia kończyn jest powszechnie stosowana do indukcji linienia w branży hodowli krabów błotnych o miękkiej skorupie7,9.
Jednostronna lub obustronna ablacja gałek ocznych jest najbardziej popularna wśród krewetek słodkowodnych i morskich do dojrzewania gonad i produkcji nasion10,11,12,13. Typowe techniki ablacji gałki ocznej u skorupiaków obejmują: (i) podwiązanie u podstawy łodygi oka za pomocą ciągu14,15; (ii) kauteryzacja gałki ocznej za pomocą gorących kleszczy lub urządzeń do elektrokoagulacji<klasa SUP = "xref">16; (iii) usunięcie lub bezpośrednie uszczypnięcie łodygi oka w celu pozostawienia otwartej rany12; oraz (iv) usunięcie zawartości gałki ocznej przez nacięcie po przecięciu dystalnej części oka za pomocą brzytwy17. Narządy X łodygi ocznej są ważnymi narządami endokrynnymi u skorupiaków, ponieważ regulują hormony hiperglikemiczne skorupiaków (CHH), hormony hamujące linienie (MIH) i hormony hamujące witellogenezę (VIH)6,18,19,20,21,22. Narządy X łodygi gałki ocznej (lub kompleks gruczołu zatokowego) syntetyzują i uwalniają hormony hamujące gonady (GIH), znane również jako hormony hamujące witellogenezę (VIH), należące do rodziny hormonów neuropeptydowych6. Jednostronna lub obustronna ablacja gałek ocznych zmniejsza syntezę GIH, co skutkuje dominacją hormonów stymulujących (tj. hormonów stymulujących gonady, GSH) i przyspieszeniem procesu dojrzewania jajników u skorupiaków23,24,25,26. Bez wpływu GIH po ablacji gałki ocznej, samice skorupiaków poświęcają swoją energię na rozwój jajników27. Stwierdzono, że jednostronna ablacja gałek ocznych jest wystarczająca do indukcji dojrzewania jajników u skorupiaków11 i że ablacja oczu krewetek i krabów może się zregenerować po kilku linieniach28. W Scylla spp. odnotowano cztery etapy rozwoju jajników: i) niedojrzałe (etap 1), ii) wczesne dojrzewanie (etap 2), iii) przeddojrzewanie (etap 3) oraz iv) w pełni dojrzałe (stadium 4) 29,30. Niedojrzałe stadium jajnika występuje u niedojrzałych samic. Po okresie dojrzewania linienia i krycia niedojrzały jajnik zaczyna się rozwijać i ostatecznie dojrzewa (etap-4) przed tarłem31.
Protokół ablacji gałek ocznych jest niezbędny do rozwoju stada lęgowego krabów błotnych i produkcji nasion. Na światowym rynku spożywczym konsumenci preferują dojrzałe kraby błotne z w pełni dojrzałymi jajnikami (stadium 4), a nie kraby o wyższej zawartości mięśni, a zatem mają wyższą wartość handlową, nawet wyższą niż duże samce. Nie ma pełnego protokołu ablacji gałek ocznych krabów błotnych. Protokół ablacji gałek ocznych w tej pracy minimalizuje stres dzięki użyciu w pełni znieczulonych krabów i minimalizuje obrażenia fizyczne personelu spowodowane ukąszeniami krabów. Ten protokół jest łatwy i opłacalny. W tym miejscu przedstawiamy protokół ablacji gałki ocznej Scylla spp., który może indukować dojrzewanie gonady. Przetestowano dwie techniki ablacji gałki ocznej (kauteryzację i chirurgię) i porównano ich skuteczność w oparciu o tempo rozwoju gonad samic krabów błotnych.

<table><tbody><tr><td>Rura napowietrzająca&nbsp;</td><td>Ming Yu Three</td><td>N/A</td><td>akwarium i sklep zoologiczny</td></tr><tr><td>Airstone</td><td>Ming Yu Three</td><td>N/A</td><td>akwarium i sklep zoologiczny</td></tr><tr><td>Autoklaw</td><td>HIRAYAMA MANUFACTURING CORPORATION</td><td>N/A</td><td>MADE IN JAPAN</td></tr><tr><td>Proszek wybielający (Hi-Chlon 70%)</td><td>Nippon Soda Co., Ltd, Japonia</td><td>N/A</td> N<td>/A</td></tr><tr><td>Palnik przedmuchowy&nbsp;</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Zbiornik okrągły (32L)</td><td>BEST PLASTIC INDUSTRY SDN. BHD.&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Bawełniane rękawiczki do rąk (grube)&nbsp;</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td> N<td>/A</td></tr><tr><td>Ręcznik bawełniany</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Termometr cyfrowy</td><td>Hanna</td><td>Instrument HI9814</td><td>Hanna&nbsp; Instrumenty&nbsp; GroLine Hydroponics Wodoodporny pH / EC / TDS / Temp. Przenośny miernik HI9814</td></tr><tr><td>Cyfrowa suwmiarka z noniuszem</td><td>INSIZE Co., Ltd.</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Taca sekcyjna</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>Nie dotyczy</td><td>Centrum Badawcze Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Butelka z zakraplaczem/Plastikowe pipety Kroplomierz</td><td>Shopee Malezja</td><td>NIE</td><td>DOTYCZY</td></tr><tr><td>NIE DOTYCZY Etanol 70%</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>033361.M1</td><td>Rozcieńczony do 70% przy użyciu podwójnie destylowanej wody</td></tr><tr><td>Zbiornik z włókna szklanego (1 tona)</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>Nie dotyczy</td><td>Centrum Badawcze Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Drobny piasek</td><td>NIE</td><td>DOTYCZY Nie dotyczy</td><td>zebrano z plaży morskiej Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Apteczki pierwszej pomocy</td><td>Watsons Malezja</td><td>Nie</td><td></td></tr> dotyczy <tr><td>Nie dotyczy Pręt metalowy ze stali niklowej z płaską główką (śrubokręt)</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Formaldehyde</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>119690010</td><td></td></tr><tr><td>Butla gazowa (butan) do palnika</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Zapalniczka gazowa (długa głowica)</td><td>MR D.I.Y. Group</td><td>Berhad N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Szklana zlewka (100 mL))</td><td>Corning Life Sciences</td><td>1000-100</td><td></td></tr><tr><td>Worek na lód&nbsp;</td><td>Watsons Malaysia</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Perforowane kosze plastikowe&nbsp;</td><td>Eco-Shop Marketing Sdn. Bhd.</td><td>Nie</td> dotyczy Nie <td>dotyczy Rura</td></tr><tr><td>PVC 15 mm</td><td>Bina Plastic Industries Sdn Bhd (HQ)</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Refraktometr</td><td>ATAGO CO., LTD.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lodówka</td><td>Sharp Corporation Japan</td> N<td>/A</td><td>Zamrażarka skrzyniowa SHARP 110L - SJC 118</td></tr><tr><td>Siatka czerpakowa</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td></td><td>N/A</td></tr><tr><td>Seawater</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>Nie dotyczy</td><td>Centrum Badawczego Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Rura syfonowa</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td> N<td>/A</td></tr><tr><td>Butelka z rozpylaczem</td><td>Mr. DIY Sdn Bhd</td><td>N/A</td> N<td>/A</td></tr><tr><td>Kleszczyki chirurgiczne ze stali nierdzewnej&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td> N<td>/A</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne ze stali nierdzewnej&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Zatapialna pompa wodna&nbsp;</td><td>Model AS</td><td>N/A</td><td>: Astro 4000</td></tr><tr><td>Nalewka z roztworu jodu&nbsp; (Jod powidonu)</td><td>Farmasi Fajr Sdn Bhd</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Bibułka&nbsp;</td><td>N / A</td><td>N / A</td><td></td></tr><tr><td>Przezroczyste akwarium z tworzywa sztucznego</td><td>Ming Yu Three</td><td>N/A</td><td>akwarium i sklep zoologiczny</td></tr><tr><td>Wodoodporny stół</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Centrum Badawcze Universiti Malaysia Terengganu</td></tr></tbody></table>

ablacja gałek ocznych w celu zwiększenia dojrzewania jajników u krabów błotnych

Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs

Kraby błotne (Scylla spp.) to komercyjnie ważne gatunki skorupiaków, które można znaleźć w całym regionie Indo-Zachodniego Pacyfiku. Podczas hodowli indukcja dojrzewania jajników jest ważna, aby zaspokoić popyt konsumentów na dojrzałe kraby błotne i przyspieszyć produkcję nasion. Ablacja gałek ocznych jest skutecznym narzędziem wspomagającym dojrzewanie jajników u krabów błotnych. Nie ma jednak standardowego protokołu ablacji gałek ocznych krabów błotnych. W tym badaniu opisano dwie techniki ablacji gałki ocznej: kauteryzację (użycie gorącego metalu do ablacji łodygi oka znieczulonego kraba) i chirurgię (usunięcie łodygi oka za pomocą nożyczek chirurgicznych). Przed ablacją gałek ocznych dojrzałe płciowo samice (CW > 86 mm) znieczulono za pomocą worka z lodem (-20 °C) z wodą morską. Gdy temperatura wody osiągnęła 4 °C, worek z lodem został wyjęty z wody. Płynąca woda morska (temperatura otoczenia: 28 °C) była używana do rekonwalescencji po znieczuleniu bezpośrednio po ablacji gałki ocznej. Śmiertelność nie wystąpiła w trakcie ani po procesie ablacji gałki ocznej. Przedstawiony tutaj protokół ablacji gałek ocznych przyspieszył dojrzewanie jajników krabów błotnych.

Dojrzewanie gonad 
Kremowobiałe tkanki jajników (jajniki niedojrzałe, stadium 1) stwierdzono u 100% sekcjonowanych samic (n = 6) przed przeprowadzeniem ablacji oczościebelek (Rycina 2). Wskaźnik dojrzewania gonad u samic krabów po ablacji oczościebelek (n = 63; 31 samic poddanych technice kauteryzacji i 32 samic poddanych technice chirurgicznej) był wyższy w porównaniu do samic krabów, którym nie przeprowadzono ablacji oczościebelek (n = 31), po 30 dniach indywidualnego c...

Na znieczulonych samicach krabów przeprowadzono dwa protokoły ablacji gałki ocznej (tj. kauteryzacja i styl <span="rozmiar czcionki: 14px;">podejścia chirurgiczne). Ablacja gałek ocznych krabów błotnych przyspieszyła dojrzewanie jajników, nie zmniejszając przy tym przeżywalności.

Ablacja gałek ocznych w celu zwiększenia dojrzewania jajników u krabów błotnych

Mud crabs (Scylla spp.) are commercially important crustacean species that can be found throughout the Indo-West Pacific region. During culture, the ...

Opisany protokół minimalizuje stres podczas ablacji gałki ocznej krabów błotnych, zmniejszając w ten sposób śmiertelność z powodu ablacji gałki ocznej. Oszczędność czasu jest kluczem do zminimalizowania stresu u zwierząt. Upewnij się, że wszystko jest przygotowane przed wykonaniem zabiegu.Zacznij od umycia zdrowych, aktywnych i przedwcześnie urodzonych samic krabów błotnych chlorowaną wodą z kranu, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia i pasożyty. Namocz kraby w formaldehydzie przez 30 minut. Zapewnić ciągłe i delikatne napowietrzanie kamieniami napowietrzającymi podczas zabiegu z formaldehydem.Następnie użyj płynącej wody morskiej do umycia krabów, aby usunąć wszelkie pozostałości formaldehydu. Aby przeprowadzić kauteryzację łodygi oka kraba, zacznij od podgrzania końcówki metalowego pręta za pomocą lampy lutowniczej, aż pręt stanie się jaskrawoczerwony. Przykryj znieczulonego kraba mokrym bawełnianym ręcznikiem i przytrzymaj jedno oko kraba wysterylizowanymi kleszczami.Dociśnij rozgrzaną do czerwoności metalową końcówkę do oka kraba przez około 10 do 15 sekund, aż łodyga oka zmieni kolor na pomarańczowy lub czerwonawo-pomarańczowy. Zdezynfekuj kleszcze 70% etanolem i wyczyść je sterylną bibułą, aby upewnić się, że nie dojdzie do zanieczyszczenia krzyżowego między krabami. Po wykonaniu ablacji na wszystkich krabach zanurz metalowy pręt w wodzie z kranu.Aby wykonać ablację chirurgiczną, przytrzymaj znieczulonego kraba za pomocą grubych bawełnianych rękawiczek i przykryj go mokrym bawełnianym ręcznikiem. Użyj sterylnych kleszczy, aby przytrzymać jedno oko kraba i szybko odetnij łodygę oka nożyczkami chirurgicznymi. Po operacji przygotuj zbiornik napowietrzny z filtrowaną wodą morską w ilości 20 części na tysiąc z ciągłym napowietrzaniem.Podłącz elastyczną rurę do zbiornika, aby uzyskać grawitacyjny przepływ wody. Umieść kraba w koszu i poddaj go działaniu płynącej wody morskiej ze zbiornika nad głową. Monitoruj kraba pod płynącą wodą morską, aż będzie mógł poruszać się spontanicznie.Umieść kraby pojedynczo w innym akwarium z wodą morską na 30 minut w celu dalszej obserwacji. Losowo wybierz nowo dojrzałe samice, które nie przeszły ablacji gałki ocznej. Po usunięciu górnego pancerza i wątrobowo-rdzeniowych obserwuj i identyfikuj etap dojrzewania jajnika kraba.Etapy dojrzewania jajników można zidentyfikować na podstawie ich ubarwienia, przy czym niedojrzałe stadium pierwsze jest półprzezroczyste lub kremowobiałe, wczesne stadium dojrzewania drugie jest bladożółte do jasnożółtego, stadium przeddojrzałe trzecie jest żółte do jasnopomarańczowego, a w pełni dojrzałe stadium czwarte ma kolor od ciemnopomarańczowego do czerwonawego. Tempo dojrzewania gonad było wyższe u samic z ablacją oczu w porównaniu z tymi, które nie zostały poddane ablacji. Najwyższy odsetek jajników w stadium trzecim stwierdzono u samic krabów z ablacją oczu.Jednoczynnikowa analiza wariancji wykazała istotne różnice między eksperymentalnymi etapami dojrzewania jajników samic krabów. W grupie kontrolnej występowało większe występowanie niedojrzałych samic krabów w porównaniu z grupami, które uległy ablacji. Tylko grupy, które uległy ablacji, były w stanie wyprodukować samice krabów w czwartym stadium z niedojrzałego stadium 30 dni po leczeniu.Ważne jest, aby upewnić się, że łodyga oczna kraba błotnego została całkowicie usunięta po kauteryzacji lub technice chirurgicznej. Ablacja łodyg ocznych pozwala hodowcom skorupiaków na łatwe wywołanie dojrzewania jajników i linienia. Pozwala to również naukowcom na dalsze badania roli gałki ocznej w regulacji rozmnażania krabów błotnych.

eyestalk-ablation-to-increase-ovarian-maturation-in-mud-crabs

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Procedura zapłodnienia oocytów Xenopus metodą transferu do gospodarza.

Zapłodnienie oocytów Xenopus metodą transferu do gospodarza

Obuzd Parhyale hawaiensis jest obiecującym organizmem modelowym do badań embriologii skorupiaków oraz porównawczego rozwoju i ewolucji stawonogówów. Protokół ten opisuje metodę ręcznego usuwania pojedynczych blastomerów z zarodków Parhyale we wczesnym stadium rozszczepienia.

Ablacja pojedynczej komórki z ośmiokomórkowych zarodków skorupiaka z rodziny Amphipod Parhyale hawaiensis

Opisujemy metody manipulowania niedojrzałymi oocytami Xenopus laevis, dojrzewania in vitro oocytów do komórek jajowych oraz docytoplazmatycznego wstrzykiwania plemników. Protokół ten umożliwia degradację niektórych białek matczynych i nadekspresję genów będących przedmiotem zainteresowania podczas zapłodnienia, a zatem jest cenny dla badania ról określonych czynników we wczesnym rozwoju embrionalnym.

Manipulacja i dojrzewanie in vitro oocytów Xenopus laevis, a następnie docytoplazmatyczna iniekcja plemnika w celu zbadania rozwoju embrionalnego

Opisujemy system oocytów i czapeczek zwierzęcych Xenopus do klonowania ekspresji genów zdolnych do wywołania odpowiedzi w kompetentnej ektodermie i omawiamy techniki późniejszej analizy takich genów. System ten jest przydatny w funkcjonalnej identyfikacji szerokiej gamy produktów genowych.

Klonowanie funkcjonalne przy użyciu systemu ekspresji oocytów Xenopus

Badania biologii dostarczają cennych informacji na temat procesów reprodukcyjnych, fizjologicznych, embriologicznych i rozwojowych, które napędzają organizmy wielu grup taksonomicznych. W tym miejscu przedstawiamy obszerny przewodnik po różnych metodologiach, które można wykorzystać do badania kontroli i monitorowania jajników u.

Techniki rozrodu do monitorowania i kontroli jajników u

Ten protokół opisuje podejścia do wykrywania i ilościowego oznaczania dużych zagregowań i/lub organelli (~4 μm) wytwarzanych przez komórki C. elegans w postaci egzoferów związanych z błoną. Opisujemy szczepy, warunki wzrostu, kryteria punktacji, czas i rozważania mikroskopowe potrzebne do ułatwienia sekcji tego mechanizmu wydalania gruzu.

Ilościowe podejścia do oceny in vivo agregatów neuronalnych i ekstruzji organelli w dużych pęcherzykach egzoferyjnych u C. elegans

Ten protokół opisuje budowę taniego systemu mikroiniekcji, jego stereotaktyczne wszczepianie w głębokie struktury mózgu oraz procedurę czasowych mikroiniekcji tetrodotoksyny u szczurów przytomnych i nieskrępowanych. Celem jest ujawnienie udziału struktur podwzgórza w regulacji owulacji poprzez hamowanie ich aktywności neuronalnej.

Odkrywanie roli dyskretnych obszarów mózgu szczura w regulacji owulacji poprzez odwracalną inaktywację za pomocą mikroiniekcji tetrodotoksyny

Przedstawiono zoptymalizowany protokół, który umożliwia wyczerpanie cytoplazmatycznych centrów organizowania mikrotubul w oocytach myszy podczas metafazy I za pomocą lasera femtosekundowego bliskiej podczerwieni.

Wielofotonowa ablacja laserowa cytoplazmatycznych centrów organizowania mikrotubul w oocytach myszy

Protokół demonstruje prostą i łatwą metodę sekcji, odpowiednią dla dzikich wędrownych samic owadów schwytanych za pomocą pułapek z reflektorami. Technika ta może znacznie wyjaśnić ten sam gatunek, porównując obie tkanki rozrodcze, a mianowicie worek godowy i rozwój jajników samic owadów typu dzikiego.

Sekcja i klasyfikacja rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego

Ten protokół ustanawia metody ekstrakcji i ilościowego określania reakcji na lotny feromon płciowy w C. elegans, zapewniając narzędzia do badania komunikacji chemicznej i trajektorii nawigacji.

Lotna ekstrakcja feromonów płciowych i test chemoatrakcji w Caenorhabditis elegans

Tutaj prezentujemy protokoły i narzędzia do wizualizacji wapnia podczas zapłodnienia i wczesnej embriogenezy za pomocą genetycznie kodowanego reportera wapnia wyrażonego w linii zarodkowej modelowego nicienia C. elegans.

Wizualizacja in vivo stanów przejściowych wapnia podczas nawożenia i wczesnego rozwoju C. elegans

Poznaj metodę ablacji gałek ocznych u krabów błotnych w celu przyspieszenia dojrzewania jajników. Techniki kauteryzacji i chirurgiczne skutecznie indukują dojrzałość bez wpływu na przeżywalność zwierząt.

Ablacja gałek ocznych w celu zwiększenia dojrzewania jajników u krabów błotnych

Przeglądaj więcej filmów