Name: Indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 9 s
Description: Poznaj technikę indukcji zwężenia cewki moczowej i przeszczepu śluzówki policzkowej u szczurów Wistar. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów molekularnych integracji przeszczepu oraz rozwój innowacyjnych terapii w urologii i medycynie regeneracyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy João Leitão, kierownikowi Katedry Radiologii w Centro Hospitalar Universitário Lisboa Norte, oraz Catii Fernandes, techniczce Radiologii Centro Hospitalar Universitário Lisboa Norte, za współpracę przy realizacji cewki moczowej.

Wszystkie procedury na zwierzętach były wykonywane zgodnie z dyrektywą 2010/63/UE. Procedury zostały zatwierdzone przez instytucjonalny Organ ds. Dobrostanu Zwierząt, licencjonowany przez DGAV, portugalski odpowiedni organ ochrony zwierząt (numer licencji 0421/000/000/2021). W niniejszym badaniu użyto samców szczurów Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) (400-500 g) w wieku 12-14 tygodni. Zwierzęta pozyskano z komercyjnego źródła (patrz Tabela materiałów).
1. Przygotowanie rozwiązań
<ol>
	<li>Roztwór znieczulający<ol>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 3 mL 2,3 mL medetomidyny (1 mg/mL; 0,715 mg/kg masy ciała) i przelej do probówki wirówki o pojemności 15 mL.</li>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 3 mL 1,55 mL fentanylu (0,05 mg/mL; 0,02 mg/kg masy ciała) i przelej do tej samej rurki wirówki o pojemności 15 mL.</li>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 10 mL 6,15 mL midazolamu (5 mg/mL; 9,5 mg/kg masy ciała) i przelej do tej samej probówki wirówki o pojemności 15 mL, tworząc roztwór znieczulający o pojemności 10 mL.</li>
		<li>Oznacz tubkę i przechowuj ją w temperaturze 4 °C w ciemności. UWAGA: Ta kombinacja znieczulających (medetomidyna, fentanyl i midazolam) zapewnia okno znieczulające do 3 godzin na zabieg chirurgiczny. Podanie atipamezolu i flumazenilu może odwrócić ten efekt.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Roztwór przeciwuspokajający<ol>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 1 mL 0,7 mL atipamezolu (5 mg/mL; 3,72 mg/kg masy ciała) i przelej do probówki wirówki o pojemności 15 mL.</li>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 10 mL 9,3 mL flumazenilu (0,1 mg/mL; 1,56 mg/kg masy ciała) i przelej do tej samej rurki wirówki o pojemności 15 mL, tworząc 10 ml roztwór przeciwsedacyjny.</li>
		<li>Oznacz tubkę i przechowuj ją w temperaturze 4 °C w ciemności.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozwiązania analgezji pooperacyjnej<ol>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 1 mL 0,5 mL karprofenu (50 mg/mL; 5 mg/kg masy ciała) i przelej do rurki wirówki o pojemności 15 mL.</li>
		<li>Dodaj 9,5 mL roztworu NaCl (0,9%), otrzymując 10 mL roztwór karprofenu.</li>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 1 mL 1 ml buprenorfiny (0,3 mg/mL; 0,01-0,05 mg/kg masy ciała) i przelej do rurki wirówki o pojemności 15 mL.</li>
		<li>Dodaj 9 mL roztworu NaCl (0,9%), otrzymując 10 mL roztwór buprenorfiny.</li>
		<li>Oznacz rurki i przechowuj je w temperaturze 4 °C w ciemności.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Antybiotyk okołooperacyjny<ol>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 2,5 mL 2,5 mL enrofloksacyny (25 mg/mL; 10 mg/kg masy ciała) i przelej do rurki wirówki o pojemności 15 mL.</li>
		<li>Dodaj 7,5 mL roztworu NaCl (0,9%), otrzymując roztwór enrofloksaciny o zawartości 10 mL.</li>
		<li>Oznacz tubkę i przechowuj ją w temperaturze 4 °C w ciemności. UWAGA: Szczegóły wszystkich odczynników do przygotowania powyższych roztworów są wymienione w Tabeli Materiałów.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Chirurgiczne wywołanie zwężenia cewki moczowej
UWAGA: Zabiegi chirurgiczne przeprowadzono za pomocą mikroskopu stereo (10x) (patrz Tabela materiałów).
<ol>
	<li>Przed użyciem sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne: ostrze skalpela (numer 11), szczypce ostre, nożyczki sprężynowe, szczypce chirurgiczne, uchwyt na igły okulistyczne, nożyczki chirurgiczne oraz uchwyt na igły. Używaj sterylnych wacików do czyszczenia pola operacyjnego.</li>
	<li>Napełnij strzykawkę roztworem znieczulającym przed trzymaniem szczura.</li>
	<li>Unieruchom zwierzę rurką lub ręcznikiem i unieś ogon, aby odsłonić odwłok.</li>
	<li>Trzymaj zwierzę w bezwładnym miejscu i wykonaj podanie wewnątrzotrzewnowego roztworu znieczulenia (przygotowanego w kroku 1.1).</li>
	<li>Sprawdź odruch cofania pedałów szczura, aby ocenić znieczulenie.</li>
	<li>Nałóż ochronny żel do obu oczu zwierzęcia. Wykonaj podskórne zastrzyk roztworu antybiotykowego (przygotowanego w kroku 1.1) w dawce 10 mg/kg masy ciała.</li>
	<li>Umieść szczura w pozycji grzbietowej leżącej na podgrzewanej podkładce i użyj mikroskopu sekcyjnego z powiększeniem 10x lub 20x, aby przeprowadzić zabieg chirurgiczny.</li>
	<li>Oczyść penisa i skórę brzucha povidon-jodem (100 mg/mL).</li>
	<li>Ręcznie cofnij napletek i umieść powierzchowny szew (szew 7.0; patrz Tabela materiałów) po grzbietowej stronie żołędzi prącia, aby wywierać trakcję na penisie, pozostawiając uchwyt na igłę, aby utrzymać penis w cofniętym miejscu.</li>
	<li>Umieść cewnik żylny o pojemności 22 g do cewnicy moczowej do cewnikowania za pomocą żelu smarującego.</li>
	<li>Za pomocą ostrza skalpela chirurgicznego (numer 11) wykonaj 1 cm podłużne nacięcie brzuszne w skórze prącia.</li>
	<li>Używając kleszczy spiczastych i nożyczek sprężynowych, rozcinaj warstwy tkanek prącia, aż odsłonię cewkę moczową na poziomie środkowej części trzonu.</li>
	<li>W przypadku urządzenia elektrokauteryjnego (patrz Tabela materiałów) należy podłączyć prąd o mocy 10 W, przez 1 s, w bocznych odcinkach cewki moczowej (w jednym miejscu po każdej stronie), brzusznie na wysokości środkowego trzonu penisa.</li>
	<li>Nacięcie zamknąć szwem 6.0 chłonnym (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Usuń cewnik cewkowy. Usuń szew trakcyjny penisa.</li>
	<li>Wykonaj podskórne zastrzyki analgezji: karprofen w dawce 5 mg/kg masy ciała oraz buprenorfinę w dawce 0,03 mg/kg masy ciała.</li>
	<li>Napełnij strzykawkę roztworem przeciwuspokajającym (przygotowanym w kroku 1.2) i z zwierzęciem w brzusznym dekubitusie przykryj luźną skórę, aby podać podskórny zastrzyk roztworu przeciwuspokajającym.</li>
</ol>
3. Zabieg chirurgiczny cewki cewkowej z użyciem przeszczepu błony śluzowej policzka policzkowego
UWAGA: Zabiegi chirurgiczne przeprowadzono za pomocą mikroskopu stereo (10x) (patrz Tabela materiałów).
<ol>
	<li>Sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne potrzebne do tej interwencji: szczypce ostre, nożyczki sprężynowe, uchwyt na igły okulistyczne, nożyczki chirurgiczne, uchwyt na igły, trzy kleszcze przeciwkomarowe oraz ostrze skalpela (numer 11). Użyj małych gąbeczek do czyszczenia pola operacyjnego.</li>
	<li>Podaj znieczulenie, antybiotyk, unieruchom i umieść zwierzę zgodnie z opisaną wcześniej procedurą (kroki 2.2-2.8).</li>
	<li>Oczyść błonę śluzową dolnej wargi, penisa oraz otaczającej skóry brzucha povidon-jodem (100 mg/mL).</li>
	<li>Umieść trzy szwy trwałe (7,0) na dolnej wardze, po obu stronach i w środku, a w każdym z nich pozostawij komara, aby cofnąć dolną wargę i odsłonić wewnętrzną błonę śluzową.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek sprężynowych i szczypiec spiczastych pobierz przeszczep o średnicy 4 mm wewnętrznej błony śluzowej dolnej wargi i umieść go w małym biorniku z bezpłodną solą fizjologiczną (0,9% NaCl).</li>
	<li>Uciskaj obszar dawcy gąbką na hemostazę.</li>
	<li>Usuń wcześniej założone szwy na dolnej wardze.</li>
	<li>Odsłonić penisa zgodnie z opisaniem wcześniej (krok 2.9).</li>
	<li>Umieść cewnik żylny o pojemności 22 g do cewnicy moczowej do cewnikowania za pomocą żelu smarującego.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj nacięcie obwodowe, podkoronalne i odciąż penisa od rękawiczek do nasady.</li>
	<li>Używając kleszczy spiczastych i nożyczek sprężynowych rozciąć pozostałe warstwy i odsłonić cewkę moczową.</li>
	<li>Używając ostrza skalpela chirurgicznego (numer 11) i nożyczek sprężynowych wykonaj podłużne nacięcie brzuszne, zaczynając 3 mm dalej od bruzdy koronnej w przedłużeniu o 4 mm, szpatulacje cewki moczowej na poziomie wcześniej wprowadzonego zwężenia (krok 2).</li>
	<li>Umieść dwa szwy z materiału 7.0, po jednym po każdej stronie łopatki, i połóż komara w każdym z nich, aby cofnąć cewkę moczową.</li>
	<li>Umieść dwa niechłonne szwy 7,0, po jednym na każdym końcu łopatki.</li>
	<li>Umieść przeszczep błony śluzowej policzka w formie onlay brzusznej tak, że strona śluzowa jest skierowana w stronę światła cewki moczowej.</li>
	<li>Przeprowadź jeden ze szwów przez koniec przeszczepu i wykonaj półelipsę z szewem biegnącym.</li>
	<li>Powtórz krok 3.15 i 3.16 z drugim szwem po drugiej stronie szczepu.</li>
	<li>Usuń cewnik cewkowy. Przesuń skórę prącia.</li>
	<li>Zamknąć nacięcie obwodowe, podkoronalne za pomocą przerywanego szwu 6,0 wchłanianego.</li>
	<li>Usuń szew trakcyjny penisa.</li>
	<li>Podaj środek przeciwbólowy, a następnie środek przeciwuspokajający, zgodnie z krokami 2.16-2.17.</li>
</ol>
4. Monitorowanie pooperacyjne
<ol>
	<li>Obserwuj szczury trzy do czterech razy na godzinę, potwierdzając ich powrót do zdrowia po znieczuleniu. Monitoruj oddychanie oraz ocenę odruchów pedałowych i ocznych.</li>
	<li>Podskórnie podawaj środek przeciwbólowy co 12 godzin przez 48 godzin. UWAGA: Karprofen podawano w dawce 1 mL/500 mg masy ciała, a buprenorfinę w dawce 0,5 mL/500 mg masy ciała (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Podawaj miękką karmę przez 48 godzin po każdym zabiegu i wodę ad libitum.</li>
	<li>Codziennie monitoruj szczury po operacji i rejestruj ich stan zdrowia oraz wygląd miejsca operacji. Oceniane objawy obejmują mimikę twarzy, wokalizacje, stan aktywności, wszelkie oznaki bólu, spożycie jedzenia i napojów, oddawanie moczu oraz krwawienie.</li>
</ol>
5. Ocena perfuzji krwi
UWAGA: Przepływ krwi mierzy się bezpośrednio przed indukcją zwężenia, bezpośrednio przed cewkową cewką moczową oraz bezpośrednio po cewce.
<ol>
	<li>Wykonaj laserowe obrazowanie perfuzyjne Dopplera.<ol>
		<li>Znieczulaj szczury za pomocą roztworu znieczulenia (krok 1.1).</li>
		<li>Połóż szczura na poduszce grzewczej o temperaturze 37 °C z trakcją prącia, jak opisano w kroku 2.9.</li>
		<li>Uruchom laserowy obrazowanie perfuzyjne Dopplera (patrz Tabela materiałów), aby uzyskać dane. Ustaw wcześniej obszar zainteresowania, który ma być odczytany przez wiązkę lasera.</li>
		<li>Stosuj środek uspokajający (krok 1.2), aby cofnąć znieczulenie.</li>
		<li>Za pomocą oprogramowania do analizy obrazów narysuj obszar zainteresowania (ROI) wokół obszaru penisa i rejestruj wartości strumienia w czasie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Ocena rentgenologiczna
UWAGA: Potwierdzenie indukcji zwężenia i rozwiązanie zwężenia po cewce moczowej potwierdza się za pomocą cewki wsteczowej. Ocena ta przeprowadza się 1 tydzień po indukcji zwężenia (przed cewkowodką) oraz 2 tygodnie po cewce.
<ol>
	<li>Wykonaj cewkę wsteczną z użyciem systemu angiografii monoplanowej (patrz Tabela materiałów).<ol>
		<li>Znieczulaj szczury za pomocą środka znieczulającego.</li>
		<li>Połóż zwierzęta na materacu angiograficznym w prawym skośnym dekubicie, z trakcją prącia, jak opisano w kroku 2.9.</li>
		<li>Skup wiązkę stożkową na okolicy miednicy zwierzęcia, w tym na penisie.</li>
		<li>Umieść cewnik żylny o pojemności 22 G, przesunięty o 2 mm w dalszą cewkę moczową.</li>
		<li>Rozpocznij instylizację 1 mL materiału rentgenologicznego jodu (stosunek 1:1 roztworu jopromidu 623 mg/mL i 0,9% NaCl) do cewki moczowej.</li>
		<li>Jednocześnie wykonaj zwykłą radiografię, aby zidentyfikować kontrast rentgenologiczny wypełniający lumen cewki moczowej oraz ocenić średnicę cewki moczowej.</li>
		<li>Po zakończeniu badania obrazowego należy przywrócić znieczulenie roztworem przeciwsedacyjnym.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Eutanazja
UWAGA: Eutanazja przeprowadza się 3 tygodnie po cewce moczowej (4 tygodnie po indukcji zwężenia), bezpośrednio po ostatniej ocenie perfuzji.
<ol>
	<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 2,5 mL 2 mL/kg pentobarbitalu sodu (400 mg/mL).</li>
	<li>Wykonaj iniekcję wewnątrzotrzewnowną roztworu, aby uśpić zwierzę.</li>
</ol>

<ol><li>Souza, G. F., Calado, A. A., Delcelo, R., Ortiz, V., Macedo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathological+evaluation+of+urethroplasty+with+dorsal+buccal+mucosa%3A+an+experimental+study+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22International+Brazilian+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Histopathological evaluation of urethroplasty with dorsal buccal mucosa: an experimental study in rabbits.</a> International Brazilian Journal of Urology. 34 (3), 345-354 (2008).</li>
<li>Andrich, D. E., Mundy, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urethral+strictures+and+their+surgical+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Urethral strictures and their surgical treatment.</a> BJU International. 86 (5), 571-580 (2000).</li>
<li>Bhargava, S., Chapple, C. R., Bullock, A. J., Layton, C., MacNeil, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+buccal+mucosa+for+substitution+urethroplasty%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered buccal mucosa for substitution urethroplasty.</a> BJU International. 93 (6), 807-811 (2004).</li>
<li>Fu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substitution+urethroplasty+for+anterior+urethral+stricture+repair%3A+comparison+between+lingual+mucosa+graft+and+pedicled+skin+flap%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Substitution urethroplasty for anterior urethral stricture repair: comparison between lingual mucosa graft and pedicled skin flap.</a> Scandinavian Journal of Urology. 51 (6), 479-483 (2017).</li>
<li>Blain, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+grafts+in+the+rat+model%3A+an+anatomic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Vascular grafts in the rat model: an anatomic study.</a> Microsurgery. 21 (3), 80-83 (2001).</li>
<li>Schmauss, D., Weinzierl, A., Schmauss, V., Harder, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+rodent+flap+models+in+experimental+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Common rodent flap models in experimental surgery.</a> European Surgical Research. 59 (3-4), 255-264 (2018).</li>
<li>You, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+orthotopic+renal+transplantation+model+for+renal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63464(2022).</li>
<li>Park, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balloon-expandable+biodegradable+stents+versus+self-expandable+metallic+stents%3A+a+comparison+study+of+stent-induced+tissue+hyperplasia+in+the+rat+urethra%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Balloon-expandable biodegradable stents versus self-expandable metallic stents: a comparison study of stent-induced tissue hyperplasia in the rat urethra.</a> Cardiovascular and Interventional Radiology. 42 (9), 1343-1351 (2019).</li>
<li>Martín-Cano, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+immunohistochemical+changes+in+the+rat+oral+mucosa+used+as+an+autologous+urethral+graft%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histological and immunohistochemical changes in the rat oral mucosa used as an autologous urethral graft.</a> Journal of Pediatric Surgery. 48 (7), 1557-1564 (2013).</li>
<li>Hofer, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+primary+urethral+wound+healing+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Analysis of primary urethral wound healing in the rat.</a> Urology. 84 (1), e1-7 (2014).</li>
<li>Tavukcu, H. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+platelet-rich+plasma+on+urethral+injury+model+of+male+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourology+and+Urodynamics%22%5BJournal%5D)">Protective effect of platelet-rich plasma on urethral injury model of male rats.</a> Neurourology and Urodynamics. 37 (4), 1286-1293 (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Cewkowoplastyka z przeszczepami błony śluzowej policzka jest ważnym fundamentem rekonstrukcji cewki moczowej. Jednak należy opracować innowacyjne procedury, aby zoptymalizować już opisane i wprowadzić nowe, takie jak materiały inżynieryjne tkankowe czy biologiczne przeszczepy, aby zmniejszyć powikłania i zachorowalność. Opublikowano kilka procedur mających na celu ustalenie modeli przedklinicznych i definiowanie technik chirurgicznych. Souza i in.1 przeprowadzili badanie obejmujące 12 nowozelandzk...

Rekonstrukcja cewki moczowej stanowi poważne wyzwanie dla chirurgów urologów w leczeniu urazów cewki moczowej w przypadku zwężeń, urazów lub wad wrodzonych1. Z zamiarem leczniczym, cewkowka jest leczeniem wybieranym przez większość pacjentów, przy długich (>2 cm) i przednich defektach cewki moczowej wymagających jakiejś formy substytucyjnej cewkimoczowej 2. Wiele tkanek było wykorzystywanych jako substytuty cewki moczowej, w tym przeszczepy skóry pełnej lub podziałowej grubości obszarów płciowych lub pozarodowych, błony śluzowej pęcherza moczowego lub rozpowszechnionej błony śluzowej policzkowej2. Przeszczepy błony śluzowej policznej mają kilka zalet, takich jak pochodzą z wilgotnego i bezwłosego środowiska, łatwość pobierania, odporność na infekcje, gruby nabłonek, mniejsze prawdopodobieństwo powstawania pseudo-uchyłka oraz cienka błonka umożliwiająca wczesną imbibicję i inoskulację3. W przeciwieństwie do płatów, przeszczepy nie mają ukrwienia, zależnie od łożyska naczyniowego biorcy, aby przeżyć4.
Modele zwierzęce przeszczepów lub płatów były szeroko wykorzystywane do opracowywania lub udoskonalania technik chirurgicznych, badania i zrozumienia fizjologii tkanek, mechanizmów leżących u podstaw oraz przyczyn niepowodzeń, a także oceny innowacyjnych strategii leczenia 5,6. Chociaż większe zwierzęta ułatwiają techniczne wykonanie, gryzonie, zwłaszcza szczury i myszy, są łatwiejsze w obsłudze i utrzymaniu, odporne na choroby, bardziej opłacalne oraz, co ważne, dysponują narzędziami do badania mechanizmów molekularnych, co jest kluczowe dla testowania innowacyjnych terapii 5,6. Opisano kilka modeli płatów i przeszczepów u szczurów z wykorzystaniem różnych tkanek, mianowicie skóry, kości, mięśni6, naczyń5, a nawet narządów stałych7. Jednak w modelach mysich prowadzone są rzadkie badania nad przeszczepami do rekonstrukcji cewki moczowej lub inżynierii tkankowej.
Niemniej jednak postępy w nauce translacyjnej opierają się na modelach zwierzęcych naśladujących choroby. Jak dotąd lokalne środowisko patofizjologiczne nie zostało poruszone, ponieważ rekonstrukcja cewki moczowej przeprowadza się bezpośrednio po jej zwężeniu. W niniejszym badaniu celem jest przeprowadzenie rekonstrukcji cewki moczowej z użyciem przeszczepu błony śluzowej policzka policzkowego w lokalnym środowisku patofizjologii. W tym celu zwężenie cewki moczowej zostało wywołane tydzień przed rekonstrukcją. Ten model eksperymentalny, stosowany na szczurach, pozwala testować innowacyjne terapie oraz badać ich mechanizmy molekularne i korzyści kliniczne w przyszłości.

<table><tbody><tr><td>Atipamezol</td><td>OrionPharma</td><td></td><td>ANTISEDAN (atipamezol) jest wskazany w celu odwrócenia działań uspokajających i przeciwbólowych.</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>RichterPharma</td><td></td><td>Buprenorfina jest pochodną opioidowego alkaloidu tebainy, która jest silniejszym (25-40 razy) i dłużej działającym środkiem przeciwbólowym niż morfina.</td></tr><tr><td>Carl Zeiss Opmi-1 FC Chirurgiczny Stereo Mikroskop</td><td>Carl Zeiss Microscopy, Niemcy</td><td></td><td>OPMI 1 FC od ZEISS symbolizuje jakość, precyzję i niezawodność. Ręczny system jest łatwy w obsłudze i zapewnia obraz wysokiej jakości dzięki legendarnej optyce ZEISS.</td></tr><tr><td>Karprofen</td><td>Zoetis</td><td></td><td>Karprofen to niesteroidowy lek przeciwzapalny (NLPZ) z klasy kwasu propionowego.</td></tr><tr><td>Cewnik 22 G. x 1''</td><td>B Braun</td><td>Introcan Safety</td><td>Cewnik dożylny z fluorowanego etylenpropylenu (FEP) o sztywniejszej konstrukcji dla dostępu tętniczym.</td></tr><tr><td>Enrofloksacyna</td><td>Bayer</td><td></td><td>Enrofloksacyna to antybiotyk zawierający fluorochinolon.</td></tr><tr><td>Fentanylu</td><td>Braun</td><td>3644960</td><td>Fentanyl to silny syntetyczny opioidowy środek przeciwbólowy.</td></tr><tr><td>Flumazenil</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Antagonista benzodiazepiny stosuje się do całkowitego lub częściowego odwrócenia działań uspokajających wywołanych przez benzodiazepiny.</td></tr><tr><td>Kautery wysokiej temperatury</td><td>Fiab</td><td>F7244</td><td>Jednorazowa kauteria, sterylna, w wysokiej temperaturze (1200 stopni i g; C), cienka końcówka 28 mm.</td></tr><tr><td>Żel Instillagel</td><td>Farco-pharma</td><td></td><td>Lubrykant na bazie celulozy o właściwościach miejscowego znieczulenia i dezynfekcji.</td></tr><tr><td>Jopromid</td><td>Bayer</td><td></td><td>Niejonowe medium kontrastowe z jodem.</td></tr><tr><td>System obrazowania laserowego Dopplera (obrazowanie perfuzyjne moorLDI2-HIR oraz dedykowane oprogramowanie)</td><td>MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, Wielka Brytania</td><td>5710</td><td>Modele angiogenezy wykorzystują obrazowanie laserowe Dopplera do oceny perfuzji krwi w kończynach tylnych, z których jedna jest podwiązana chirurgicznie. Dedykowane oprogramowanie do pomiarów i porównań pozwala na definiowanie obszarów zainteresowanych oceną przepływu krwi na kończynie niedokrwiennej i niedokrwiennej, aby ustalić "współczynnik reperfuzji", który można oceniać tak często, jak jest potrzebne, i przez kilka dni w tym samym temacie.</td></tr><tr><td>Żel do oczu Lubrithal</td><td>Dechra</td><td></td><td>Żel do oczu stosowany u zwierząt w celu zapobiegania suchości oczu podczas znieczulenia. Działanie nawilżające i nawilżające na rogówkę i spojówkę.</td></tr><tr><td>Szczury Wistar Han IGS (Crl:WI(Han)</td><td>Charles River Laboratories, Hiszpania</td><td></td><td>Dwunasto- do czternastotygodniowy wiek</td></tr><tr><td>Metedomidyna</td><td>Virbac</td><td>037/01/07RFVPT</td><td>Medetomidyna to syntetyczny lek stosowany jako środek znieczulający chirurgiczny.</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Labesfal</td><td></td><td>Leki benzodiazepiny stosuje się w znieczuleniu i sedacji zabiegowej.</td></tr><tr><td>System Monoplanowej Angiografii</td><td>Philips Medical Systems</td><td>Azurion 7 M20</td><td>Stacionarny, diagnostyczny fluoroskopowy system rentgenowski zaprojektowany specjalnie w celu optymalizacji możliwości użytkowników w wizualnej i ilościowej ocenie anatomii i funkcji naczyń krwionośnych serca, mózgu i innych narządów, a także układu limfatycznego.</td></tr><tr><td>Kleszcze przeciwko komarom</td><td>Henry Schein</td><td>102-4346</td><td>Kostka hemostatyczna Hartman-Mosquito zakrzywiona ze stali nierdzewnej o średnicy 3-1/2"</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły</td><td>Henry Schein</td><td>100-2570</td><td>Uchwyt na igły Mayo-Hegar, stal nierdzewna, 14 cm</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły oczne</td><td>Asico</td><td>AE-6143</td><td>Igły barranquer jest najbardziej delikatny bez zamka</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodowy</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Pentobarbital sodowy to sól sodowa pentobarbitalu stosowana do eutanazji.</td></tr><tr><td>Kleszcze spiczaste</td><td>Aesculap</td><td>BD335R</td><td>Mikrokleszcze, końcówka 0,30 mm</td></tr><tr><td>Polysorb 6.0</td><td>Medtronic (Covidien)</td><td>UL-101</td><td>Powłoka syntetyczna wchłaniająca miała na celu zmniejszenie reakcji zapalnej w tkankach, a następnie stopniowe otoczenie szwu włóknistą tkanką łączną.</td></tr><tr><td>Providone-jod</td><td>Mylan</td><td></td><td>Povidone-jod 10% to lek antyseptyczny, stosowany jako środek dezynfekujący przed i po operacji.</td></tr><tr><td>Ostrze skalpelowe n&ordm; 11</td><td>B Braun</td><td>BB511</td><td>Stal węglowa, sterylna</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>Henry Schein</td><td>600-4826</td><td>Nożyczki chirurgiczne 31 castroviejo</td></tr><tr><td>Szczypce chirurgiczne</td><td>Aesculap</td><td>BD33R</td><td>Mikrokleszcze, końcówka 0,20 mm</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Aesculap</td><td>MA873R</td><td>Mikro nożyczki do tęczówki, zakrzywione końcówki szap</td></tr><tr><td>SurgiPro 7.0</td><td>Medtronic (Coviden)</td><td>VP-702-X</td><td>Niewchłaniająca się jednofilamentowa szew polipropylenowy wskazany do stosowania w ogólnej ligacji tkanek miękkich.</td></tr></tbody></table>

indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura

Urethral Stricture Induction Followed by Buccal Mucosa Graft Urethroplasty in a Rat Model

Rekonstrukcja cewki moczowej jest ważną dziedziną specjalizacji urologów. Błona śluzowa policzna jest uważana za najlepszą opcję, gdy konieczne jest przeszczepienie cewki moczowej, choć w niektórych przypadkach jest to nieodpowiednie lub wymaga optymalizacji do naprawy danego zwężenia. Dlatego opracowanie innowacyjnych procedur i ocena ich potencjalnego sukcesu w modelach eksperymentalnych jest kluczowe, aby spełnić potrzeby kliniczne. W tym celu badanie opisuje protokół, w którym zwężenie cewki moczowej było indukowane przez elektrokauteryzację u szczurów Wistar. Rekonstrukcja cewki moczowej została wykonana tydzień później za pomocą przeszczepu błony śluzowej policzkowej, pobranej z dolnej wargi i umieszczonej w formie onlay brzusznej. Wsteczkowy cewkowy pomiar wykazał istotną poprawę średnicy cewki moczowej po cewce moczowej w porównaniu do wartości po indukcji zwężenia. Dodatkowo umiejscowienie przeszczepu oceniono za pomocą analizy perfuzji krwi za pomocą laserowego dopplera. Jak można się było spodziewać, ciemnoniebieski obszar odpowiadał nieunaczynionemu przeszczepowi błony śluzowej policzkowej. Procedura ta może skutecznie symulować normalny patofizjologiczny proces urazu cewki moczowej i modulacji tkanek, a także rekonstrukcję cewki moczowej za pomocą przeszczepu błony śluzowej policzkowej w sposób powtarzalny, i stanowić podstawę przyszłych badań opartych na inżynierii tkankowej lub przeszczepach cewki moczowej.

Łącznie 12 samców szczurów Wistar, ważących 400-500 g i w wieku 12-14 tygodni, zostało użytych do indukcji zwężenia cewki moczowej. Tydzieńpóźniej wykonano cewkę wsteczną (RUG1), co potwierdziło sukces tej techniki. Średnica cewki moczowej była mierzona w milimetrach na poziomie indukcji zwężania. Następnie wykonano cewkowoplastykę z przeszczepem błony śluzowej policzka policzkowej w dolnej części cewki moczowej szczura. Te same szczury poddane były drugiemu retrogradacyjnemu cewkowi (RUG2) 14 dni...

W obecnym protokole opracowano indukcję zwężenia cewki moczowej u szczurów Wistar, a następnie rekonstrukcję cewki moczowej za pomocą przeszczepu błony śluzowej policzkowej. Wykonano retrogradację cewki i laserową ocenę Dopplera, potwierdzając rekonstrukcję cewki moczowej (po utworzeniu zwężenia) oraz umieszczenie przeszczepu.

Indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura

Urethral reconstruction is an important area of expertise for urologists. The buccal mucosa is considered the best option when urethral grafting is ...

W tym protokole rekonstrukcja cewki moczowej z użyciem przeszczepu błony śluzowej jest po raz pierwszy rozwijana w lokalnym środowisku patofizjologicznym, co jest kluczowe dla naśladowania choroby. Ta technika pozwala nam opracowywać innowacyjne terapie oraz badać ich mechanizmy molekularne i korzyści kliniczne w sposób translacyjny. Na początek nałóż ochronny żel do oczu na oba oczy znieczulonego szczura.Umieść zwierzę w pozycji grzbietowej dekubitu na termoforze i umieść mikroskop sekcjonujący nad szczurem podczas zabiegu chirurgicznego. Po cofnięciu napletka penisa, grzbietowo załóż powierzchowny szew siedem-zero na gruczoły prącia. Zostaw uchwyt na igły, aby utrzymać penisa schowany.Włóż cewnik żylny o grubości 22 do cewnicy moczowej do cewnikowania za pomocą żelu smarującego. Wykonaj centymetrowe nacięcie brzuszne w skórze prącia za pomocą ostrza skalpela chirurgicznego. Rozciąć warstwy tkanek prącia za pomocą kleszczy i nożyczek sprężynowych aż cewka moczowa będzie odsłonięta na poziomie środkowej części trzonu.Należy podłączyć prąd za pomocą elektrokauteru po jednej stronie cewki moczowej i brzusznie przy środkowej części penisa. Zamknij nacięcie szewem biegającym o sześciu 00. Usuń cewnik cewki cewkowej i szew trakcyjny prącia.Umieść szczura w pozycji brzusznej dekubitusa i podaj podskórny zastrzyk roztworu przeciwuspokajającym. Umyj dolną wargę, błonę śluzową, penisa i skórę brzucha u znieczulonego szczura jodonem povidonowym. Umieść trzy szwy po siedem zero po obu stronach i na środku dolnej wargi.Umieść komara w każdym z nich, aby cofnąć wargę i odsłonić wewnętrzną błonę śluzową. Używając nożyczek sęsowych i szczypiec spiczastych, pobierz czteromilimetrowy przeszczep z wewnętrznej błony śluzowej policzka dolnej wargi. Przeszczep umieść w małym biosferze z bezpłodną solą fizjologiczną o stężeniu 0,9%.Skompresuj obszar dawcy gąbką. Usuń wcześniej założone szwy na dolnej wardze i odsłoń penisa. Umieść cewkę żyłową o wielkości 22 gauge do cewki moczowej w celu kauteryzacji za pomocą żelu smarującego.Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj nacięcie podkoronalne obwodowe i odciśnij penisa od rękawiczek do nasady. Rozciąć pozostałe warstwy, aby odsłonić cewkę moczową. Wykonaj czteromilimetrowe podłużne nacięcie brzuszne około trzech milimetrów od bruzdy wieńcowej, szpatulacje cewki moczowej na poziomie zwężenia.Umieść po dwa szewy typu 7-zero po każdej stronie łopatki. Zostaw komara w każdym z nich, aby cofnąć cewkę moczową. Na każdym końcu łopatki umieść dwa niewchłanialne szwy o średnicy 700.Umieść przeszczep błony śluzowej policzka w formie onlay brzusznej tak, że strona śluzowa jest skierowana w stronę światła cewki moczowej. Przeprowadź jeden ze szwów przez przeszczep i wykonaj półelipsę z szwem biegnącym. Usuń cewnik cewki cewkowej i przestaw przesuwać skórę prącia.Zamknąć nacięcie podkoronalne obwodowe za pomocą sześciu zero, wchłanialnego szwu przerwanego. Usuń szew trakcyjny prącia, a następnie podaj roztwór przeciwuspokajający, jak pokazano wcześniej. Szczur poddany indukcji zwężenia wykazał średnicę moczowowodu 0,92 milimetra, która poprawiła się do 1,59 milimetra dwa tygodnie po przeszczepie cewki moczowej.Średni przepływ krwi po cewce moczowej był istotnie zmniejszony w porównaniu ze zwierzętami sprzed cewki moczowej. Zbyt duży prąd może prowadzić do zamknięcia cewki moczowej. Przeszczep musi być umieszczony tak, aby błona śluzowa była skierowana do światła cewki moczowej, z wodoodpornym szwem przeciekowym, aby uniknąć przetoków.Można wykonać dowolne zabiegi cewki moczowej z użyciem przeszczepów, ocenić różne typy szczepów. Ten model eksperymentalny pozwala nam optymalizować wykorzystanie przeszczepów i badać nowe strategie terapeutyczne, takie jak materiały inżynieryjne tkankowe, które mają wpływ na badania translacyjne, aby dostosować je do potrzeb klinicznych.

urethral-stricture-induction-followed-buccal-mucosa-graft

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Mysi model nieodwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) jest prezentowany razem z modelem odwracalnego UUO, w którym niedrożność moczowodu jest łagodzona przez zespolenie przerwanego moczowodu z pęcherzem moczowym. Modele te umożliwiają badanie stanu zapalnego i bliznowacenia nerek, a także przebudowy tkanek.

Mysi model nieodwracalnej i odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

Tutaj prezentujemy skomplikowany i skuteczny protokół leczenia izolowanych krótkich opuszkowych lub tylnych zwężeń cewki moczowej z wycięciem oszczędzającym naczynia i pierwotnym zespoleniem.

Wycięcie oszczędzające naczynie i zespolenie pierwotne

Ten artykuł przedstawia metodę chirurgiczną z użyciem szypułkowej osłonki pochwy do leczenia długosegmentowego zwężenia cewki moczowej wynikającego z liszaja twardzinowego. Tunica vaginalis jest doskonałym substytutem cewki moczowej, prowadzącym do szybkiej rekonwalescencji pooperacyjnej pacjentów.

Plastyka cewki moczowej z osłonką pochwy z pedikulacją w leczeniu długoodcinkowego zwężenia przedniej cewki moczowej spowodowanego liszajem twardzinowym żołędzi prącia

Implanty inżynierii tkankowej do chirurgii rekonstrukcyjnej rzadko wychodzą poza próby przedkliniczne ze względu na pracochłonne hodowle ex vivo, które zawierają skomplikowane i kosztowne elementy rusztowania. W tym miejscu przedstawiamy jednoetapową procedurę przeznaczoną do odprowadzania moczu za pomocą dostępnego rusztowania rurkowego na bazie kolagenu zawierającego autologiczne mikroprzeszczepy.

Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

Obecny protokół opisuje krok po kroku, powtarzalny model jednostronnej niedrożności moczowodu.

Niedojrzały mysi model odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

Ten artykuł wyjaśnia nowy model zwierzęcy przeznaczony do testowania materiałów do przeszczepów podcewkowych. W tym modelu taśma siatkowa jest wszczepiana przez nacięcie pochwy u owiec, a zwierzęta są obserwowane przez okres trzech miesięcy. Model ten jest niezbędny, ponieważ stanowi podstawę do eksperymentalnych badań nad przeszczepami.

Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

Ten protokół pokazuje ablacje laserem Ho:YAG przezpęcherzową w celu stworzenia możliwie najbardziej powtarzalnego modelu szczura z przewlekłym zapaleniem szyi pęcherza moczowego do badania nad remodelacją włóknień indukowaną obrażeniami termicznymi i interwencjami terapeutycznymi.

Laserowa indukcja ściśnięcia szyjki pęcherza z zastosowaniem lasera Holmium:YAG w modelu szczura

Mysi model przerzutów do mózgu raka piersi jest tworzony za pomocą obrazowania ultradźwiękowego we wstrzyknięciu dosercowym komórek MDA-MB231/Br-GFP. Rozwój wieloogniskowych przerzutów wewnątrzczaszkowych monitorowano podłużnie za pomocą rezonansu magnetycznego 9,4 T o wysokiej rozdzielczości.

Iniekcja dosercowa pod kontrolą obrazowania ultrasonograficznego w celu opracowania mysiego modelu przerzutów raka piersi do mózgu, a następnie podłużnego rezonansu magnetycznego

Ostra uraz mózgu to poważny uraz, który do tej pory nie doczekał się odpowiedniego leczenia. Mikroskopia wielofotonowa pozwala na badanie podłużne procesu rozwoju ostrego urazu mózgu i sondowanie strategii terapeutycznych u gryzoni. W protokole przedstawiono dwa modele ostrego urazu mózgu badane za pomocą dwufotonowego obrazowania mózgu in vivo.

Ostry uraz mózgu u myszy, po którym następuje podłużne obrazowanie dwufotonowe

Aby poszerzyć naszą wiedzę na temat komórkowego i molekularnego tworzenia się nowotworów, niedawno opracowano mysi model TEVG. Przeszczepy wszczepiono jako przeszczepy z interpozycją żyły głównej podnerkowej u myszy C57BL/6. Model ten osiąga wyniki podobne do tych osiągniętych w naszym badaniu klinicznym, ale w znacznie krótszym czasie.

Implantacja przeszczepu interpozycji żyły głównej dolnej w modelu mysim

Poznaj technikę indukcji zwężenia cewki moczowej i przeszczepu śluzówki policzkowej u szczurów Wistar. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów molekularnych integracji przeszczepu oraz rozwój innowacyjnych terapii w urologii i medycynie regeneracyjnej.

Indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura

Przeglądaj więcej filmów