Name: Protokół pułapka-szczepienie-uwolnienie dla szczepienia skunksów i dodatkowych nosicieli wścieklizny przeciwko wściekliźnie (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T12:20:00.000+00:00
Duration: 4 min 10 s
Description: Poznaj metodę pułapka-szczepienie-uwolnienie dla szczepienia skunksów przeciwko wściekliźnie bez immobilizacji chemicznej. Protokół zapewnia bezpieczeństwo obsługi dzięki odpowiedniemu sprzętowi ochronnemu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcą podziękować Coconino County Health Services, szczególnie Sabrina Kelley, za ułatwienie wdrożenia kwarantanny przeciwko wściekliźnie. Dodatkowo autorzy chcą wyrazić uznanie dla Dennisa Slate i Richarda Chipmana za ułatwienie programu TVR oraz dla Tada Theimera za porady dotyczące puszczania pułapek. Projekt był w całości finansowany przez US Department of Agriculture, Animal and Plant Health Inspection Service, Wildlife Services oraz Narodowy Program Przeciwdziałania Wściekliźnie.

Bezpieczne obchodzenie się i pielęgnacja zwierząt przedstawione w tym protokole zgodne są ze standardami ustanowionymi przez APHIS Wildlife Services.
1. Protokół szczepień
<ol>
	<li>Przygotowanie
	<ol>
		<li>Założenie EPP, w tym osłony na twarz/gogle, rękawiczki nitrylowe i kombinezon.</li>
		<li>Wyjęcie pary numerowanych oznaczeń uszu z opakowania, aby oznaczyć schwytane zwierzę. Zapisanie numerów oznaczeń na karcie danych i umieszczenie ich w zamykanym woreczku z tworzywa sztucznego opatrzonego numerem oznaczenia, aby zachować je bezpiecznie i zorganizowane, aż będą gotowe do rozmieszczenia.</li>
		<li>Cicho i spokojnie podejście do pułapki. Jeśli schwytano skunksa, użycie kawałka plandeki, worków jutowych lub folii plastikowej do zakrycia pułapki i zabezpieczenia się przed ewentualnym rozpyleniem skunksa.</li>
		<li>Ostrożne owinięcie osłony wokół pułapki i użycie stalowej sprężyny do zamocowania jej na pułapce. Osłona nie jest wymagana w przypadku jenotów czy lisów.</li>
		<li>Ostrożne umieszczenie pułapki na jej końcu z drzwiczkami skierowanymi w górę (w kierunku nieba).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Szczepienia
	<ol>
		<li>Gdy schwytane zwierzę przemieści się na dno pułapki, otworzenie drzwiczek i umieszczenie drewnianego tłoczka wewnątrz pułapki na ciele zwierzęcia.</li>
		<li>Nalotanie delikatnej presji na zwierzę, aby zapobiec jego swobodnemu ruchowi. Użycie mechanicznej immobilizacji, aby bezpiecznie zaszczepić i oznaczyć zwierzę.</li>
		<li>Pobranie szczepionki przeciwko wściekliźnie z chłodnicy i włożenie odpowiedniej dawki (1 mL) do strzykawki 3 mL. Umieszczenie oznaczeń uszu w torebce na zwierzę w łatwo dostępnym miejscu.</li>
		<li>Ostrożne odsunięcie osłony wokół pułapki, aby znaleźć miejsce do podania szczepionki.</li>
		<li>Ostrożne włożenie igły do mięśnia tylnej nogi zwierzęcia i płynne wciśnięcie tłoczka, aby podać szczepionkę przeciwko wściekliźnie.</li>
		<li>Utylizacja użytej strzykawki w pojemniku na ostre przedmioty.</li>
		<li>Umieszczenie pułapki tak, aby uszy były dostępne i włożenie jednego metalowego oznaczenia ucha w żłobek lokalizacyjny na szczypcach.</li>
		<li>Umieszczenie otwartego końca oznaczenia ucha nad uchem i nałożenie równomiernej i delikatnej presji, aż uchwyty szczypiec się zatrzyma. Powtórzenie sekwencji na drugim uchu.</li>
		<li>Z pułapką na końcu, usunięcie tłoczka, zamknięcie drzwiczek pułapki i przymocowanie zaczepu końcowego skali ręcznej do pułapki. Delikatne uniesienie pułapki i utrzymanie jej w miejscu. Zapisanie wagi pułapki i zwierzęcia na karcie danych.</li>
		<li>Ułożenie pułapki płasko i ustalenie osłony, aby nie była już owinięta wokół pułapki, ale leżała na wierzchu pułapki.</li>
		<li>Delikatne uniesienie pułapki z ziemi za pomocą uchwytu i umieszczenie ręcznego lusterka pod pułapką. Użycie odbicia zwierzęcia w lustrze, aby określić płeć zwierzęcia. Zapisanie na karcie danych. 
		​UWAGA: Lustro nie jest konieczne do określenia płci lisa czy jenota.</li>
		<li>Szacowanie wieku zwierzęcia na dorosłego lub młodego. Zapisanie na karcie danych.</li>
		<li>Zakończenie wypełniania karty danych. Metalowa teczka z obszarem do przechowywania najlepiej chroni arkusze w niesprzyjającej pogodzie i utrzymuje je w jednym miejscu podczas sesji schwytywania.</li>
		<li>Użycie metalowej zaciskającej klamry do utrzymania drzwiczek pułapki w otwartej pozycji. Powolne oddalanie się i pozostawienie zwierzęcia do opuszczenia pułapki bez presji.</li>
		<li>Gdy zwierzę opuszczy pułapkę, ponowne ważenie pustej pułapki, upewniając się, że klipsy i osłona ochronna pozostają z nią. Odejmowanie tej wagi od wagi zapisanej wcześniej, aby obliczyć wagę zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Rosatte, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+raccoon+rabies+from+Wolfe+Island%2C+Ontario%3A+animal+density+and+movements%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Wildlife+Diseases%22%5BJournal%5D)">The elimination of raccoon rabies from Wolfe Island, Ontario: animal density and movements.</a> Journal of Wildlife Diseases. 43 (2), 242-250 (2007).</li>
<li>Marston, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+a+rabies+virus+host+shift+event+reveals+within-host+viral+dynamics+in+a+new+host%5BTitle%5D)+AND+%22Virus+Evolution%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of a rabies virus host shift event reveals within-host viral dynamics in a new host.</a> Virus Evolution. 3 (2), vex038(2017).</li>
<li>Freuling, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+fox+rabies+from+Europe%3A+determinants+of+success+and+lessons+for+the+future%5BTitle%5D)+AND+%22Philosophical+Transactions+of+the+Royal+Society+B%3A+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">The elimination of fox rabies from Europe: determinants of success and lessons for the future.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 368, 20120142(2013).</li>
<li>Slate, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+rabies+vaccination+in+North+America%3A+opportunities%2C+complexities%2C+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Neglected+Tropical+Diseases%22%5BJournal%5D)">Oral rabies vaccination in North America: opportunities, complexities, and challenges.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 3 (12), e549-e549 (2009).</li>
<li>Wohlers, A., Lankau, E. W., Oertli, E. H., Maki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+to+controlling+rabies+in+skunk+populations+using+oral+rabies+vaccination%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+and+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Challenges to controlling rabies in skunk populations using oral rabies vaccination: A review.</a> Zoonoses and Public Health. 65 (4), 373-385 (2018).</li>
<li>Sterner, R. T., Meltzer, M. I., Shwiff, S. A., Slate, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tactics+and+economics+of+wildlife+oral+rabies+vaccination%2C+Canada+and+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerging+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Tactics and economics of wildlife oral rabies vaccination, Canada and the United States.</a> Emerging Infectious Diseases. 15 (8), 1176-1184 (2009).</li>
<li>Elmore, S. A., Chipman, R. B., Slate, D., Huyvaert, K. P., VerCauteren, K. C., Gilbert, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+and+modeling+approaches+for+controlling+raccoon+rabies%3A+The+road+to+elimination%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Neglected+Tropical+Diseases%22%5BJournal%5D)">Management and modeling approaches for controlling raccoon rabies: The road to elimination.</a> PLOS Neglected Tropical Diseases. 11, e0005579(2017).</li>
<li>Kuzmin, I. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+inferences+suggest+multiple+host+shifts+of+rabies+viruses+from+bats+to+mesocarnivores+in+Arizona+during+2001-2009%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Molecular inferences suggest multiple host shifts of rabies viruses from bats to mesocarnivores in Arizona during 2001-2009.</a> PLoS Pathogens. 8 (6), e1002786(2012).</li>
<li>Shwiff, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+and+indirect+costs+of+rabies+exposure%3A+a+retrospective+study+in+southern+California+%281998-2002%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Wildlife+Diseases%22%5BJournal%5D)">Direct and indirect costs of rabies exposure: a retrospective study in southern California (1998-2002).</a> Journal of Wildlife Diseases. 43 (2), 251-257 (2007).</li>
<li>Shwiff, S. A., Elser, J. L., Ernst, K. H., Shwiff, S. S., Anderson, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cost-benefit+analysis+of+controlling+rabies%3A+placing+economics+at+the+heart+of+rabies+control+to+focus+political+will%5BTitle%5D)+AND+%22OIE+Scientific+and+Technical+Review%22%5BJournal%5D)">Cost-benefit analysis of controlling rabies: placing economics at the heart of rabies control to focus political will.</a> OIE Scientific and Technical Review. 37 (2), 681-689 (2018).</li>
<li>Rosatte, R. C., Power, M. J., Machines, C. D., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trap-vaccinate-release+and+oral+vaccination+for+rabies+control+in+urban+skunks%2C+raccoons+and+foxes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Wildlife+Diseases%22%5BJournal%5D)">Trap-vaccinate-release and oral vaccination for rabies control in urban skunks, raccoons and foxes.</a> Journal of Wildlife Diseases. 28 (4), 562-571 (1992).</li>
<li>Slavinski, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trap-vaccinate-release+program+to+control+raccoon+rabies%2C+New+York%2C+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Emerging+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Trap-vaccinate-release program to control raccoon rabies, New York, USA.</a> Emerging Infectious Diseases. 18 (7), 1170-1172 (2012).</li>
<li>Rosatte, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+control+of+raccoon+rabies+in+Ontario+Canada%3A+Proactive+and+reactive+tactics%2C+1994-2007%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Wildlife+Diseases%22%5BJournal%5D)">The control of raccoon rabies in Ontario Canada: Proactive and reactive tactics, 1994-2007.</a> Journal of Wildlife Diseases. 45 (3), 772-784 (2009).</li>
<li>Rosatte, R. C., Howard, D. R., Campbell, J. B., Maclnnes, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramuscular+vaccination+of+skunks+and+raccoons+against+rabies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Wildlife+Diseases%22%5BJournal%5D)">Intramuscular vaccination of skunks and raccoons against rabies.</a> Journal of Wildlife Diseases. 26 (2), 225-230 (1990).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia. Odniesienie na tej stronie do jakiegokolwiek konkretnego produktu komercyjnego, procesu lub usługi, lub użycie jakiejkolwiek nazwy handlowej, firmy lub korporacji ma na celu dostarczenie informacji i wygodę dla publiczności i nie stanowi poparcia, rekomendacji ani faworyzowania przez Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych.

Centers for Disease Control and Prevention szacuje, że około 55 000 Amerykanów otrzymuje profilaktykę poekspozycyjną (PEP) każdego roku, przy czym średni koszt za każde narażenie wynosi około 3600$9. Głównymi wpływami ekonomicznymi związanymi z wścieklizną są koszty związane z zarządzaniem chorobą oraz leczeniem w celu zapobiegania zgonom ludzi po ekspozycji. Kluczem do zmniejszenia problemów zdrowotnych i wpływów ekonomicznych jest skuteczne szczepienie lądowych gatunków rezerwuarów10. Program TVR jest narzędziem zarządzania do interwencji w przypadku wybuchów chorób zagrażających zdrowiu ludzi, zwierząt domowych i dzikiej przyrody. TVR jest najskuteczniejszy w radzeniu sobie z małymi wybuchami wścieklizny, ponieważ jest bardzo kosztowny i wymagający pracy na większych skalach krajobrazowych6. Pomimo tych niedogodności, TVR jest cenny jako narzędzie do zarządzania wścieklizną, które wielokrotnie okazało się skuteczne w powstrzymaniu rozprzestrzeniania się choroby poprzez szczepienie gatunków rezerwuarów11,12. Protokół TVR przedstawiony w niniejszej publikacji jest odpowiedzią na wybuchy wścieklizny w mieście Flagstaff w Arizonie, które doświadczyło powtarzających się dużych wybuchów RABV u populacji borsuków pręgowanych od 2001 roku8. Ten program TVR był oparty na badaniu TVR przeprowadzonym przez Rosatte, w którym borsuki i szopraki były szczepione przeciwko wściekliźnie drogą śródmięśniową w Ontario metropolitalnym13. Ten protokół dotyczył tego, jak bezpiecznie i skutecznie szczepić schwytane borsuki pręgowane i inne mezokarniwore.
Jednym z najważniejszych kroków w tym protokole jest bezpieczne unieruchomienie zwierzęcia. Zwierzę musi być bezpieczne, ale siła unieruchomienia nie powinna w żaden sposób uszkodzić zwierzęcia. Właściwe unieruchomienie zapewnia, że zwierzę otrzyma pełną dawkę szczepionki (1 ml), uniemożliwiając mu ściągnięcie się podczas wstrzyknięcia. Ponadto bezpieczne zwierzę nie jest w stanie ukąsić i drasnąć narzędzi używanych do zakładania znaczników w uszach. Pomaga to zmniejszyć stres wywierany na każde zwierzę, skracając czas potrzebny na przetworzenie każdego zwierzęcia.
Jednym z wyzwań, które napotkaliśmy, było szczepienie i zakładanie znaczników usznych borsukom schwytanymi w dużych pułapkach (25 cm x 30 cm x 81 cm). Proces ten może być trudny, ponieważ daje borsukom więcej miejsca, aby ściągnąć się ze stron pułapki i poza zasięgiem narzędzi. Problem ten był jeszcze bardziej widoczny, gdy schwytano młode borsuki. W tych sytuacjach wymagało to pewnej modyfikacji naszej techniki przetwarzania. W takich sytuacjach używaliśmy drewnianego tłoka do małych pułapek, aby uwięzić borsuka w rogu pułapki i przetwarzać je od góry przez otwór drzwi. Umożliwiło to przetworzenie borsuków, ale nadal okazało się to trudne.
Dokumentowaliśmy schwytanie borsuków we wszystkich trzech rozmiarach pułapek. Schwytanie szopraki było dokumentowane w średnich i dużych pułapkach, a szare lisy były schwytane wyłącznie w dużych pułapkach. Istnieje tendencja, aby niektóre zwierzęta przyzwyczaiły się do pułapek i były często ponownie schwytywane. Ciągłe przenoszenie pułapek do nowych lokalizacji pomaga zminimalizować ponowne schwytania i daje możliwość schwytania i zaszczepienia nowych osobników na terenie krajobrazu.
Jedną z ograniczeń TVR jest wielkość obszaru, który można skutecznie leczyć. W dużych operacjach zarządzania wścieklizną TVR jest często stosowany w połączeniu z ORV w celu pokrycia dużych obszarów krajobrazu. TVR sam w sobie pokrywa znacznie mniejszy obszar i jest najlepiej wykorzystywany w obszarach miejskich jako szybka reakcja na nagłe wydarzenia lub, w naszym przypadku, radzenie sobie z wybuchami wścieklizny w populacjach borsuków. Wysiłki TVR mogą okazać się kosztowne, z oszacowaniami na poziomie 625,00 $ za km2 traktowanego12. Koszt te może znacznie się różnić, ponieważ większe obszary wymagają więcej personelu i sprzętu, co następnie zwiększa koszty.
Poprzednie prace wykazały, że inokulacja 1 ml szczepionki przeciw wściekliźnie była skuteczna w stymulowaniu produkcji przeciwciał przeciw wściekliźnie u mezokarniworów14. Istnieje kilka prac opartych na TVR, które wspominają o szczepieniu zwierząt1,12,13,14, ale nie mogliśmy znaleźć żadnych opublikowanych artykułów oferujących szczegółowe wyjaśnienie protokołu podawania szczepionki. Dlatego nie mogliśmy porównać protokołu oferowanego w niniejszej publikacji z istniejącymi metodami. Materiały i metody udostępnione w tej publikacji pozwolą zespołom terenowym na dostarczenie precyzyjnych, skutecznych szczepień populacjom dzikich zwierząt. Ten protokół okazał się skute

Wirus wścieklizny (RABV) to śmiercionośna choroba zakaźna, która ma wpływ na zdrowie ludzi w skali globalnej. Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) informuje, że co roku umiera około 59 000 osób, głównie w krajach azjatyckich i afrykańskich. Ponadto co roku 29 milionów osób otrzymuje szczepionkę po ekspozycji z powodu ugryzienia przez zwierzę. Wpływ na populacje dzikich zwierząt nie może być dokładnie zmierzony, ale populacje dzikich zwierząt mogą doświadczać wysokich wskaźników śmiertelności podczas zdarzeń epidemiologicznych, gdy warunki geoprzestrzenne są sprzyjające. Rosatte doniósł, że populacja jenotów (Procyon lotor) na 124 km kwadratowych (48 mil kwadratowych) spadła o około 71% w miesiącach po zgłoszonym wybuchu RABV1.
Kontrola i zarządzanie RABV są niezbędne dla ochrony zdrowia ludzi, zwierząt domowych i podatnych populacji dzikich zwierząt. Ponieważ wszystkie ssaki są podatne na RABV, z czasem RABV przystosował się do kilku gatunków ssaków, które obecnie pełnią funkcję rezerwuarów. Te gatunki żywicieli i ich związane warianty zasiedlają zazwyczaj określone regiony geograficzne. W obrębie tych regionów zdarza się przedostawanie się do nierezerwuarowych żywicieli (przekazanie międzygatunkowe), ale w większości przypadków zakażone gatunki nierezerwuarowe nie przenoszą infekcji na inne osobniki w populacji. Przemieszczenie się żywiciela to rzadkie zdarzenie, w którym wirus z powodzeniem przystosował się do nowego żywiciela. Wydarzenia te są najniebezpieczniejsze, ponieważ mogą wpływać na rozprzestrzenianie się RABV i podważać wszelkie wysiłki w zakresie zarządzania RABV2.
W Ameryce Północnej wysiłki w zakresie zarządzania RABV koncentrują się na kilku konkretnych gatunkach rezerwuarów z dzikich zwierząt lądowych. Programy oralnej szczepionki przeciwko wściekliźnie (ORV) okazały się skuteczne w zarządzaniu wściekliźną na dużych skalach krajobrazu. ORV wykorzystuje rozmieszczenie powietrzne i ręczne małych przynęt zawierających oralną szczepionkę przeciwko RABV. Te przynęty są rozprowadzane na terenie; każde dzikie zwierzę, które napotka te paczki, dostaje szczepionkę przeciwko RABV doustnie, gdy wgryzie się w nie. Zastosowanie ORV było istotne w kontrolowaniu RABV u lisa rudego (Vulpes vulpes) w Europie3, RABV u jenotów w Kanadzie oraz RABV u kojotów (Canis latrans) i jenotów w Stanach Zjednoczonych4. Przynęty ORV okazały się być cennym narzędziem w programach zarządzania RABV, ponieważ mogą być wdrażane na rozległych obszarach krajobrazu i zmniejszają liczbę personelu potrzebnego w programach zarządzania. Jedną z wad programu ORV jest jego nieskuteczność w skutecznej szczepieniu gatunków skuńsów. Nieodpowiednie przyjęcie szczepionki z obecnych paczek ORV wydaje się być obecną przeszkodą dla skuteczności ORV w dzikich populacjach skuńsów w terenie5.
Trapping-vaccinate-release (TVR) to alternatywne narzędzie zarządzania wściekliźną, które jest czasami używane jednocześnie z ORV. Celem TVR jest zwiększenie liczby osób zaszczepionych przeciwko wściekliźnie w populacji. Ponieważ wymaga ono pracyochłonnego łapania zwierząt i jest droższe niż ORV na kilometr kwadratowy6, TVR jest przeprowadzane na znacznie mniejszą skalę niż ORV i często jest stosowane w obszarach miejskich, gdzie istnieje wiele wyzwań dla ORV7.
Trapping-vaccinate-release skuńsów w Stanach Zjednoczonych było skuteczne w Flagstaff w Arizonie wielokrotnie. Od 2001 roku Flagstaff doświadczył wielokrotnych wybuchów wariantu RABV u nietoperzy wielkich (Eptesicus fuscus) w populacjach skuńsów pasiastych (Mephitis mephitis)8. W latach 2001-2011 (w wielu osobnych wysiłkach TVR prowadzonych przez Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Służbę Inspekcji Zdrowia Zwierząt i Roślin, Służby Ochrony Dzikich Zwierząt), 842 zwierzęta zostały schwytane, zaszczepione i wypuszczone, w tym 753 skuńsy pasiaste (Dane z schwytanych zwierząt Służby Ochrony Dzikich Zwierząt). Każdy wysiłek powstrzymał wybuchy wścieklizny u nietoperzy w skuńsach. W 2021 roku to zjawisko przekazania międzygatunkowego miało miejsce ponownie, gdy w dwóch mocno zurbanizowanych regionach Flagstaff potwierdzono obecność skuńsów pasiastych z wścieklizną. Służby Ochrony Dzikich Zwierząt natychmiast skoordynowały i rozpoczęły program TVR w tych obszarach w celu powstrzymania wybuchu we współpracy z Departamentem Zdrowia Publicznego Coconino i kilkoma agencjami państwowymi. Celem niniejszej publikacji jest bezpieczne przedstawienie kroków programu TVR ukierunkowanego na skuńsy.
Wyposażenie potrzebne do schwytania i zaszczepienia jest następujące:
Wyposażenie terenowe TVR 
Szczegółowa lista wszystkiego sprzętu użytego może być znaleziona w załączonym pliku Tab

<table><tbody><tr><td>#8 x 1-1/2 in. R4 Multi-Purpose Star Drive Flat Head Screw (110 per Pack)</td><td>Home Depot</td><td>96085</td><td>Używane do mocowania podstawy do pręta tłoka</td></tr><tr><td>#8 x 1-1/4 in. #2 Phillips, Wafer-Head Wood Screw (100-Pack)</td><td>Home Depot</td><td>SD8X1.25-R</td><td>Używane do mocowania znaku pułapki do pala</td></tr><tr><td>2&nbsp; in. x 2 in. x 8 ft. Furring Strip Board Lumber</td><td>Home Depot</td><td>75800593</td><td>Pręt do tłoka</td></tr><tr><td>20 G&nbsp; x 1.5 " needle</td><td>Kendall monoject</td><td>8881</td><td>Używane do szczepienia zwierząt</td></tr><tr><td>3 mL syringe</td><td>Kendall monoject</td><td>513934</td><td>Używane do szczepienia zwierząt</td></tr><tr><td>48 oz. Steel Drilling Hammer</td><td>Home Depot</td><td>MRF3LB</td><td>Używane do wbijania pala ze znakiem pułapki w ziemię</td></tr><tr><td>7-1/4 in. x 140-Tooth OSB/Plywood Circular Saw Blade</td><td>Home Depot</td><td>A07140A</td><td>Ostrza do piły okrągłej do cięcia sklejki</td></tr><tr><td>Aluminum Clipboard - Top Opening, Letter</td><td>ULINE</td><td>S-20173</td><td>Używane do zapisywania i przechowywania kart danych</td></tr><tr><td>Circular saw</td><td>Home Depot</td><td>CSB144LZK</td><td>Używane do cięcia drewna do wykonania tłoka</td></tr><tr><td>Cold Packs - 6 oz</td><td>ULINE</td><td>S-9902</td><td>Używane do regulacji temperatury szczepionki</td></tr><tr><td>Dish soap</td><td>ULINE</td><td>S-9975</td><td>Używane do czyszczenia pułapek</td></tr><tr><td>Dupont Tyvek&nbsp;protective clothing</td><td>ULINE</td><td>S-11495</td><td>Używane do ochrony personelu przed sprayem skunksa. Rozmiar zależy od wielkości personelu. Możesz również użyć kombinezonu bez kaptura S-9636.</td></tr><tr><td>Handheld GPS unit</td><td>Garmin</td><td>ETrex 32X</td><td>Używane do rejestrowania lokalizacji pułapki i złowionych zwierząt</td></tr><tr><td>Handheld mirror 6 in. x 7 in.</td><td>Walmart</td><td>Equate</td><td>Używane do określenia płci zwierzęcia</td></tr><tr><td>Headlamp</td><td>Home Depot</td><td>HDB32EH</td><td>Do sprawdzania pułapek przed wschodem słońca</td></tr><tr><td>Jar of peanut butter</td><td>Walmart</td><td>40 oz jar</td><td>Nabiał na pułapkę na skunksy.&nbsp;</td></tr><tr><td>Live trap for skunks</td><td>Tomahawk</td><td>103</td><td>Używane do łapania skunksów</td></tr><tr><td>Live trap for skunks and other carnivores</td><td>Tomahawk</td><td>205; 602</td><td>Używane do łapania skunksów i innych drapieżników</td></tr><tr><td>Nitrile gloves</td><td>ULINE</td><td>S-14179</td><td>Używane do ochrony personelu przed patogenami. Rozmiar i użycie pudrowanych lub bez pudru zależy od wyboru personelu.</td></tr><tr><td>ONE+ 18 V Cordless 3/8 in. Drill/Driver Kit with 1.5 Ah Battery, Charger, Hand Tools, Accessories, and Tool Bag</td><td>Home Depot</td><td>PCL201K1SB</td><td>Używane do montażu znaków na palach</td></tr><tr><td>Paper Mate Profile 8 pk Ballpoint Pens 1.4 mm Bold Tip Black</td><td>Staples</td><td>2095460</td><td>Używane do zapisywania na kartach danych</td></tr><tr><td>Rabies trapping sign 9 in. x 12 in.</td><td>FedEx Office</td><td>NA</td><td>Do mocowania do pala w pobliżu lokalizacji pułapki</td></tr><tr><td>Rabies vaccine</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>Imrab&reg;</td><td>1 mL na zwierzę; https://www.boehringer-ingelheim.com/animal-health/companion-animals-products/rabisin-imrab#:~:text=Rabisin%C2%AE%20%2F%20Imrab%C2%AE%20is,signs%20due%20to%20rabies%20infection.</td></tr><tr><td>Rabies warning sign 4 in. x 6 in.</td><td>FedEx Office</td><td>NA</td><td>Do mocowania na szczycie pułapki</td></tr><tr><td>Raccoon and fox ear tag</td><td>National Band and Tag Company</td><td>1005-3</td><td>Oznaczenia uszne dla szopów i lisów</td></tr><tr><td>Raccoon and fox ear tag</td><td>National Band and Tag Company</td><td>1005s3</td><td>Zaciskarki do uszu do przymocowania oznaczeń usznych do szopów i lisów</td></tr><tr><td>Refresh 6-Pack Lunch Cooler</td><td>4imprint.com</td><td>155149</td><td>Używane do przenoszenia szczepionki w terenie</td></tr><tr><td>Roll of plastic sheeting 12 ft. x 400 ft.</td><td>3M</td><td>6723</td><td>Używane do uspokojenia zwierzęcia i ochrony personelu</td></tr><tr><td>Safety goggles or disposible face shield</td><td>ULINE</td><td>S-24607</td><td>Używane do ochrony twarzy personelu przed sprayem skunksa i patogenami.</td></tr><tr><td>Sanded Plywood (Common: 1/2 in. x 2 ft. x 4 ft.; Actual: 0.451 in. x 23.75 in. x 47.75 in.)</td><td>Home Depot</td><td>300896</td><td>Podstawa do tłoka</td></tr><tr><td>Scale 55 lb x 0.5 oz</td><td>Brecknell</td><td>Model 816965007486</td><td>Używane do ważenia klatki i zwierzęcia</td></tr><tr><td>Sharpie Black Fine Tip Permanent Marker 1 pk</td><td>Ace Hardware</td><td>35010</td><td>Używane do etykietowania torebek na kanapki</td></tr><tr><td>Sharps Container - 1 Quart</td><td>ULINE</td><td>S-15307</td><td>Do przechowywania zużytych strzykawek</td></tr><tr><td>Skunk ear tag</td><td>National Band and Tag Company</td><td>1005-1</td><td>Oznaczenia uszne dla skunksów</td></tr><tr><td>Skunk ear tag applicator</td><td>National Band and Tag Company</td><td>1005s1&nbsp;</td><td>Zaciskarki do uszu do przymocowania oznaczeń usznych do skunksów</td></tr><tr><td>Tap water</td><td>NA</td><td></td><td>Używane do czyszczenia pułapek</td></tr><tr><td>Trap line wire</td><td>Minnesota Trap Line Products, INC</td><td>11GA-01</td><td>Drut do pułapki do przymocowania znaku do pułapki https://www.minntrapprod.com/Snares/departments/577/</td></tr><tr><td>Universal Forest 48 in. x 1 in. x 2 in. Wood Grade Stake 24 pk</td><td>Ace Hardware</td><td>5606413</td><td>Pal dla znaku pułapki&nbsp;</td></tr><tr><td>XM Series 3 in. Capacity Steel Spring Clamp with Handles and Tips, 3-1/3 in. Throat Depth</td><td>Home Depot</td><td>XM7</td><td>Używane do przymocowania folii plastikowej do pułapki lub do utrzymania otwartego drzwi pułapki</td></tr><tr><td>Ziploc Sandwich

protokół pułapka-szczepienie-uwolnienie dla szczepienia skunksów i dodatkowych nosicieli wścieklizny przeciwko wściekliźnie

A Trap-Vaccinate-Release Protocol for Immunization of Skunks and Additional Rabies Vectors Against Rabies

Oralne szczepienie dzikich zwierząt przeciwko wściekliźnie poprzez dystrybucję przynęt zawierających szczepionkę jest szeroko stosowane jako narzędzie zarządzania w Europie i Ameryce Północnej. Przez ostatnie kilka dekad, udane programy ukierunkowane na ważne rezerwuary, w tym kojoty, lisy, jenoty i szopraki, były wykorzystywane do zapobiegania i kontroli. Jednak inne gatunki (np. skunksy) lub niektóre siedliska (np. miejskie) mogą być mniej przystosowane do oralnego szczepienia, co wymaga rozważenia dodatkowych strategii. Metoda schwytania-szczepienia-uwolnienia (TVR) jest jedną z alternatywnych metod, która wymaga użycia żywych pułapek do schwytania ukierunkowanych dzikich zwierząt. Pułapki są rozmieszczane wzdłuż siatek w odpowiednich, dostępnych siedliskach. Schwytane zwierzęta są identyfikowane poprzez oznaczenie, szczepione doustnie za pomocą inaktywowanej komercyjnej szczepionki, rozdzielane według płci, wieku, ważone i uwalniane w miejscu schwytania. Od 2001 roku w Flagstaff w Arizonie wykryto transmisję wirusa wścieklizny między gatunkami od nietoperzy do drapieżników średnich, takich jak skunksy. Przez ostatnie dwadzieścia lat TVR była stosowana jako bezpieczna i skuteczna metoda zapobiegania i kontroli wścieklizny podczas takich zdarzeń w tej regionie.

Zaimplementowaliśmy technikę zarządzania RABV opartą na lądzie, zwaną TVR, aby zapobiec wybuchom RABV w mieście Flagstaff w stanie Arizona (Rysunek 2). Celem tego projektu nie była ocena skuteczności TVR, ale raczej reakcja na sytuację awaryjną polegająca na szczepieniu mezokarniowów wewnątrz obszarów kwarantanny RABV i minimalizowanie zagrożeń dla zdrowia publicznego. Od sierpnia 2021 do grudnia 2021 roku kilka chorych pasiastych skuńsów zostało zgłoszonych na policję Flagstaff i kontrolę zwierząt w Flagstaff; te skuńsy zostały następnie zabite i przebadane pod kątem RABV. Martwe skuńsy zgłaszane przez ludność w tym okresie były również przekazywane do badań. Łącznie 16 pasiastych skuńsów przebadanych na RABV nietoperza wielkiego brązowego, 4 na zachodzie Flagstaff i 12 na wschodzie Flagstaff. W odpowiedzi na to, na początku grudnia 2021 roku rozpoczęliśmy wysiłki TVR i udokumentowaliśmy następujące sukcesy szczepień. Na zachodzie Flagstaff zaszczepiliśmy 27 pasiastych skuńsów, 3 lisy srebrne i 4 jenoty. Dodatkowo, ponownie złapaliśmy pasiaste skuńsy 37 razy. Na wschodzie Flagstaff zaszczepiliśmy 106 pasiastych skuńsów i 2 jenoty. Dodatkowo, ponownie złapaliśmy pasiaste skuńsy 110 razy. Wysiłki pułapkowe były kontynuowane przez cały 2022 rok. W tym okresie, żadnych skuńsów przebadanych na RABV nie wykryto na żadnym z obszarów pułapkowania. We wrześniu i październiku 2022 roku, 3 wściekłe skuńsy zostały wykryte w dzielnicy na południu Flagstaff (Rysunek 3). Natychmiast skoordynowaliśmy i rozpoczęliśmy TVR w tym nowym obszarze, gdzie zaszczepiliśmy 22 pasiaste skuńsy, 1 skuńsa nosorożca i 10 jenotów. Ponownie złapaliśmy 34 pasiaste skuńsy i 1 skuńsa nosorożca. Pułapkowanie na południu Flagstaff rozpoczęło się pod koniec lipca i trwało przez resztę 2022 roku. W kolejnych miesiącach, żadnych dodatkowych wściekłych skuńsów nie wykryto na południu Flagstaff. Dodatkowe 15 skuńsów zostało złapanych przez lokalne firmy zwalczające szkodniki poza obszarami TVR. Skoordynowaliśmy z firmami zwalczającymi szkodniki szczepienia zwierząt przed ich uwolnieniem.
Programy zarządzania takie jak TVR są skuteczne w kontrolowaniu RABV, ponieważ zmniejszają liczbę podatnych na niego osobników w populacji dzikich zwierząt. Przedstawione tu wyniki (Tabela 1) pokazują, jak skuteczny i udany jest protokół szczepień dzikich zwierząt przeciwko RABV. Jak zauważyliśmy, nie zaobserwowaliśmy żadnych nowych przypadków RABV po wdrożeniu TVR. (Rysunek 4) TVR ma wyraźną zaletę bezpośredniego wstrzyknięcia szczepionki do schwytanych zwierząt. W przeciwieństwie do tego, ORV nie może zagwarantować, że celowe dzikie zwierzęta przyjmą losowo rozprowadzane przynęty. TVR gwarantuje, że każde schwytane zwierzę zostanie zaszczepione szczepionką. Ocena skuteczności tych zaszczepionych zwierząt w zatrzymaniu rozprzestrzeniania się RABV jest trudna, ale gdy próbujemy subiektywnie analizować wyniki, możemy stwierdzić, że wszelkie zagrożenia dla zdrowia publicznego są zmniejszone przez posiadanie 190 w pełni zaszczepionych mezokarniowów w tych miejskich obszarach.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">Rok</td>
			<td rowspan="2">Noce pułapkowe</td>
			<td rowspan="2">Łącznie schwytanych</td>
			<td>Pasiaste skuńsy</td>
			<td>Jenoty</td>
			<td>Lisy srebrne</td>
			<td>Skuńs nosorożec</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T (V)</td>
			<td>T (V)</td>
			<td>T (V)</td>
			<td>T (V)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2021 (Gru)</td>
			<td>180</td>
			<td>4</td>
			<td>4 (4)</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>0(0)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2022</td>
			<td>5,343</td>
			<td>367</td>
			<td>346 (166)</td>
			<td>16 (16)</td>
			<td>3 (3)</td>
			<td>2 (1)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Łącznie</td>
			<td>5,523</td>
			<td>371</td>
			<td>350 (170)</td>
			<td>16 (16)</td>
			<td>3 (3)</td>
			<td>2 (1)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Mezokarniowory zaszczepione przeciwko RABV podczas operacji TVR w Flagstaff w Arizonie, w latach 2021-2022. T = łączna liczba zwierząt schwytanych, V = liczba różnych osobników zaszczepionych i zwolnionych.
<img alt="Rysunek 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65117/65117fig01.jpg" /> 
Rysunek 1: Rozmiary pułapek i tłoczków. (Lewo) Najmniejsza pułapka 7 cali x 7 cali x 24 cali, (Środek) średnia 9 cali x 9 cali x

Przedstawiamy tutaj protokół mający na celu zademonstrowanie bezpiecznych technik pułapkowanie-szczepienie-uwalnianie (TVR) dla drapieżników podatnych na wściekliznę.

Protokół pułapka-szczepienie-uwolnienie dla szczepienia skunksów i dodatkowych nosicieli wścieklizny przeciwko wściekliźnie

Oral vaccination of wildlife against rabies via the distribution of vaccine-laden baits is used widely as a management tool in Europe and North America. ...

Ten protokół jest istotny, ponieważ zapewnia szczegółową metodologię szczepienia i opatrywania uszu skunksów bez użycia chemicznego uspokojenia. Metoda łapanki-szczepienia-uwolnienia jest wykorzystywana jako intensywna, skoncentrowana strategia zarządzania, najczęściej w połączeniu z innymi metodami, aby powstrzymać rozprzestrzenianie się wścieklizny i lokalnie ją eliminować w populacjach drapieżników. Na początek zakłada się sprzęt ochronny, w tym osłonę twarzy lub gogle, rękawice z nitrylowej gumy i kombinezon.Wyjmij parę numerowanych opasek do uszu z opakowania i zapisz numery opasek na karcie danych. Umieść odeski w zamykanym woreczku z plastiku, oznaczonym numerem odeski. Podejdź do pułapki cicho i spokojnie.Jeśli skunks został złowiony, użyj plandeki, worka jutowego lub plastikowej folii, aby przykryć pułapkę i osłonić się przed ewentualnym spryskaniem skunksa. Następnie zabezpiecz osłonę na pułapce za pomocą stalowego zaciskacza sprężynowego. Umieść pułapkę na końcu z drzwiami skierowanymi w górę.Gdy złowiony zwierzak znajdzie się na dnie pułapki, otwórz drzwi i umieść drewniany tłok wewnątrz pułapki na ciele zwierzaka. Następnie wyjmij szczepionkę przeciw wściekliźnie z chłodni i zasuń jeden mililitr szczepionki do trzymililitrowej strzykawki. Ostrożnie cofnij osłonę wokół pułapki, aby zlokalizować miejsce do podania szczepionki.Włóż igłę do tylnej nogi zwierzaka i płynnie naciśnij tłok, aby podać szczepionkę. Wyrzuć użytą strzykawkę do pojemnika na ostre przedmioty. Po pozycjonowaniu pułapki pod kątem dostępu do uszu, umieść jedną metalową odeskę do uszu w rowku lokalizacyjnym na szczypcach.Następnie, umieść otwarty koniec odeski na uchu i wywierz delikatną presję, aż uchwyty szczypiec się zatrzyma. Przy pułapce na końcu, wyjmij tłok i zamknij drzwi pułapki. Przymocuj hak zawieszki do ręcznej wagi do pułapki.Delikatnie unieś pułapkę i przytrzymaj ją na miejscu. Zapisz wagę pułapki i zwierzaka na karcie danych. Po położeniu pułapki na ziemi, zdejmij owiniętą osłonę i umieść ją na szczycie pułapki.Podnieś pułapkę i umieść lustro pod nią. Korzystając z odbicia zwierzaka w lustrze, określ płeć zwierzaka i zapisz to na karcie danych. Następnie, na podstawie wielkości ciała, oszacuj wiek zwierzaka jako dorosłego lub młodego i zapisz to na karcie danych.Używając metalowej zacisk, utrzymaj drzwi pułapki w otwartej pozycji i pozwól zwierzakowi opuścić pułapkę bez presji. Na koniec,zważ pustą pułapkę, upewniając się, że zaciski i osłona ochronna pozostają z nią. Odejmij tę wartość od wagi zarejestrowanej wcześniej, aby obliczyć wagę zwierzaka.Metoda łapanki-szczepienia-uwolnienia okazała się skuteczna w kontrolowaniu wirusa wścieklizny poprzez zmniejszenie populacji zwierząt dziko żyjących podatnych na tę chorobę. Po wdrożeniu metody łapanki-szczepienia-uwolnienia nie zaobserwowano nowych przypadków wścieklizny, co pokazuje skuteczność protokołu. Podczas pracy z potencjalnymi gatunkami nosicielskimi wirusa wścieklizny, ważne jest stosowanie odpowiednich środków ochrony osobistej i nigdy nie narażać siebie na ryzyko ugryzienia lub porysowania.Postępując zgodnie z protokołem szczepień, możemy wykorzystać dane od ponownie złowionych osobników, aby udokumentować współczynnik ponownego złowienia i oszacować lokalne gęstości populacji. Wdrożenie programów łapanki-szczepienia-uwolnienia doprowadziło do badań nad wścieklizną u zwierząt dziko żyjących i projektów zarządzania adaptacyjnego w celu poprawy pokrycia szczepień w grupach docelowych i eliminacji wariantów wścieklizny w celu osiągnięcia celów zarządzania.

a-trap-vaccinate-release-protocol-for-immunization-skunks-additional

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Zaoferowaliśmy mangustom placebo doustne przynęty przeciwko wściekliźnie z kwasem etylowym lub metylowym jofenoksynowym jako biomarkerem i zweryfikowaliśmy wykorzystanie przynęty za pomocą nowatorskiej metody chromatografii cieczowej z tandemową spektrometrią mas (LC-MS/MS).

Analiza analogów kwasu jofenoksynowego w małych surowicach mangusty indyjskiej (Herpestes auropunctatus) do stosowania jako doustny marker biologiczny szczepienia przeciwko wściekliźnie

Bezpośredni szybki test immunohistochemiczny (DRIT) stanowi uznaną przez Światową Organizację Zdrowia Zwierząt i Światową Organizację Zdrowia (OIE/WHO) alternatywę dla testu na przeciwciała fluorescencyjne (DFA) do diagnozowania wścieklizny. Test ten pozwala na zastosowania w terenie, które można wykonać w ciągu około 1 godziny po pobraniu wycisków mózgu za pomocą mikroskopii świetlnej.

Wzmocniony nadzór nad wścieklizną za pomocą bezpośredniego szybkiego testu immunohistochemicznego

Ten protokół wprowadza standardową procedurę laboratoryjną do testowania diagnostycznego antygenów wirusa lyssa u nietoperzy na Tajwanie.

Standardowa procedura operacyjna nadzoru populacji nietoperzy na Tajwanie pod kątem wirusa Lyssa

Reakcja łańcuchowa polimerazy z odwrotną transkrypcją w pan-lyssavirus została opracowana w celu wykrywania wszystkich znanych lyssawirusów. Walidacja z wykorzystaniem próbek mózgu różnych gatunków zwierząt pod kątem wścieklizny wykazała, że metoda ta ma czułość i swoistość równoważną złotemu standardowi testu na przeciwciała fluorescencyjne i może być stosowana do rutynowej diagnostyki wścieklizny.

Ocena uniwersalnej zagnieżdżonej reakcji łańcuchowej polimerazy z odwrotną transkrypcją w celu wykrycia lyssawirusów

Tutaj opisujemy pośrednie wychwytywanie immunologiczne metodą ELISA w celu określenia zawartości immunogennej glikoproteiny w szczepionkach przeciwko wściekliźnie. Ten test wykorzystuje neutralizujące przeciwciało monoklonalne (mAb-D1) rozpoznające trimery glikoproteiny. Jest to alternatywa dla testu NIH in vivo w celu śledzenia spójności siły działania szczepionki podczas produkcji.

Test ELISA in vitro do oceny siły działania szczepionki przeciwko wściekliźnie

Ten RT-PCR w czasie rzeczywistym wykorzystujący barwnik interkalacyjny dsDNA jest odpowiedni do diagnozowania infekcji wirusem lyssa. Metoda rozpoczyna się od ekstrakcji RNA z próbek przedubojowych lub pośmiertnych z podejrzeniem wścieklizny, szczegółowo opisując przygotowanie mieszanki wzorcowej, dodanie RNA, ustawienie maszyny w czasie rzeczywistym i prawidłową interpretację wyników.

Pan-lyssavirus RT-PCR w czasie rzeczywistym do diagnozowania wścieklizny

Przedstawiamy kompletny protokół do pośmiertnej diagnozy wścieklizny zwierząt w warunkach polowych przy użyciu szybkiego immunochromatograficznego testu diagnostycznego (RIDT), od pobrania próbki z biopsji mózgu do ostatecznej interpretacji. Opisujemy również dalsze zastosowania urządzenia do analizy molekularnej i genotypowania wirusów.

Terenowy pośmiertny szybki immunochromatograficzny test diagnostyczny wścieklizny do zastosowań o ograniczonych zasobach z dalszymi zastosowaniami molekularnymi

Ten protokół przedstawia oparte na qRT-PCR podejście do określania liczby kopii genu nukleoproteiny (N) wirusa wścieklizny w różnych strukturach anatomicznych mózgu bydlęcego za pomocą transkrypcji in vitro.

Kwantyfikacja wirusa wścieklizny w różnych strukturach mózgu bydła

Ta metoda opisuje enkapsulację antygenu wścieklizny w biodegradowalne mikrocząstki polimerowe o właściwościach strukturalnych i materiałowych, które umożliwiają pulsacyjne uwalnianie po określonym opóźnieniu. Test immunoenzymatyczny (ELISA) oceny antygenu pobranego z rdzenia cząstki potwierdza obecność nienaruszonej glikoproteiny wirusa wścieklizny trimerycznej w wyniku wytwarzania cząstek.

Wytwarzanie pulsacyjnych mikrocząstek polimerowych zamykających antygen wścieklizny

Tutaj prezentujemy szybki i ekonomiczny proces charakteryzowania genomów wirusa wścieklizny (RABV) za pomocą technologii nanoporowej. Przepływ pracy ma na celu wsparcie nadzoru opartego na genomice na poziomie lokalnym, dostarczając informacji na temat krążących linii RABV i ich umiejscowienia w regionalnych filogenezach w celu ukierunkowania środków kontroli wścieklizny.

Sekwencjonowanie całego genomu w celu szybkiej charakterystyki wirusa wścieklizny przy użyciu technologii nanoporowej

Protokół ten demonstruje test reakcji łańcuchowej odwrotnej transkrypcji i polimerazy (RT-PCR) pan-lizawirusa LN34 w czasie rzeczywistym od pobierania tkanek do interpretacji wyników, w tym aktualizacje sekwencji primerów i formuł poprawiających wydajność testu dla niektórych lizawirusów i zalegowców niezwiązanych z wścieklizną. Demonstrujemy także konfigurację testu dla multipleksowanego formatu LN34 z pojedynczym dołkiem (LN34M).

Diagnostyka pośmiertna wścieklizny u zwierząt za pomocą zaktualizowanego, multipleksowanego testu LN34 w czasie rzeczywistym reakcji łańcuchowej odwrotnej transkrypcji i polimerazy

Poznaj metodę pułapka-szczepienie-uwolnienie dla szczepienia skunksów przeciwko wściekliźnie bez immobilizacji chemicznej. Protokół zapewnia bezpieczeństwo obsługi dzięki odpowiedniemu sprzętowi ochronnemu.

Protokół pułapka-szczepienie-uwolnienie dla szczepienia skunksów i dodatkowych nosicieli wścieklizny przeciwko wściekliźnie

Przeglądaj więcej filmów