Name: Przeciwbólowe działanie tuiny na modele szczurów z kompresją bólu zwoju korzenia grzbietowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-14T13:50:00.000+00:00
Duration: 5 min 49 s
Description: Poznaj metodę terapii Tuina w leczeniu przewlekłego bólu na modelu szczurów z kompresją zwoju korzenia grzbietowego. Oceniaj skuteczność analgezyki poprzez testy behawioralne i badania histopatologiczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez ShanghaiCritical Clinical Specialties ConstructionProject(Numer grantu: Shslczdzk04001); program żeglarski Szanghajskiej Komisji Nauki i Technologii (numer grantu:22YF1444300); Projekty w ramach budżetu Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Szanghaju (numer grantu: 2021LK091).

Ta praca została przeprowadzona w Laboratorium Bólu Instytutu Neurobiologii na Uniwersytecie Fudan. Eksperymenty zostały zatwierdzone i ściśle przestrzegały wytycznych dotyczących ochrony zwierząt laboratoryjnych ustanowionych przez Międzynarodowe Stowarzyszenie Badań nad Bólem (LASP) dla wszystkich zabiegów chirurgicznych i obchodzenia się ze zwierzętami. Do niniejszego badania wykorzystano szczury Sprague-Dawley (SD) klasy czystej, składające się z 32 samców w wieku od 40 do 50 dni, o średniej wadze 220 ± 1,38 g. Szczury te zostały pozyskane z Centrum Zwierząt Doświadczalnych Akademii Nauk Przyrodniczych w Szanghaju, Chińskiej Akademii Nauk. Zwierzęta były pod odpowiednią opieką i trzymane w dedykowanym pomieszczeniu z niezależną wentylacją, regulowaną temperaturą (22 ± 1 °C) i wilgotnością (40%-50%). Szczury miały dostęp do odpowiedniej ilości pożywienia i wody w swoich klatkach. W pomieszczeniu dla zwierząt laboratoryjnych obowiązywał 12-godzinny cykl światła i ciemności, aby utrzymać regularność rytmu dobowego szczurów, a wyznaczony personel regularnie wymieniał wyściółkę. Zdjęcie rentgenowskie wykonano na Wydziale Radiologii Szpitala Zintegrowanej Tradycyjnej Medycyny Chińskiej i Zachodniej Yueyang, afiliowanego przy Uniwersytecie Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Szanghaju.
1. Uczestnicy badania i grupowanie
<ol>
	<li>Przypisz 32 szczury do czterech grup: naiwne (kontrola), pozorowane (operacja pozorowana), CCD (przewlekła kompresja zwoju korzenia grzbietowego) i CCD + Tuina (8 szczurów / grupa). Szczury miały swobodny dostęp do pożywienia i wody w obiektach dla zwierząt. 
	UWAGA: Szczury naiwne nie miały interwencji, podczas gdy grupa pozorowana przeszła ten sam zabieg chirurgiczny, co szczury z grupy CCD, ale bez pozostawiania pręta ze stali nierdzewnej w kształcie litery "L" w otworze międzykręgowym L4 i L5. Szczury w grupie CCD przeszły całkowitą przewlekłą operację modelu ucisku zwoju korzenia grzbietowego. Szczury w grupie CCD + Tuina otrzymywały terapię Tuina począwszy od czwartego dnia po operacji CCD.</li>
</ol>
2. Ustanawianie modelu zwierzęcego
<ol>
	<li>Podawać izofluoran w celu znieczulenia szczurów. Gdy szczury stracą przytomność (brak odruchu machania ogonem lub odruchu zginania nóg), zgol włosy w obszarze operacyjnym za pomocą brzytwy. 
	UWAGA: Leki przeciwbólowe zastosowano 15 minut przed operacją, a szczurom wstrzyknięto podskórnie tramadol 20 mg/kg.</li>
	<li>Zabezpiecz szczura na piankowej desce (patrz Tabela materiałów) i użyj gumek, aby zabezpieczyć jego kończyny i siekacze. Przetrzyj przygotowany obszar sterylnym preparatem na przemian z alkoholem i jodem przez co najmniej 3 cykle.</li>
	<li>Włóż sondę w kształcie litery "L" (patrz Tabela materiałów).
	<ol>
		<li>Za pomocą nożyczek wykonaj 2-3 cm nacięcie przez skórę, powięź powierzchowną i powięź głęboką warstwa po warstwie. Najpierw zlokalizuj przedni górny kręgosłup biodrowy, który odpowiada piątemu kręgosłupowi lędźwiowemu. Następnie kolejno zlokalizuj trzeci i czwarty wyrostek kolczysty.</li>
		<li>Zaciśnij wyrostek kolczysty za pomocą kleszczy zębatych i podnieś go, aby nożyczki znalazły się blisko prawej strony wyrostka kolczystego i przetnij mięsień przyczepiony do prawej strony wyrostka kolczystego.</li>
		<li>Następnie tępo rozetnij mięsień przyczepiony do zewnętrznej powierzchni płytki kręgowej, aż pojawi się opór po prawej stronie. Występ to staw jarzmowo-guzowy. Podobnie tępo wypreparuj mięsień i powięź na stawie jarzmowo-mięśniowym. 
		UWAGA: Wyrostek poprzeczny wskazujący kierunek głowy szczura zostanie najpierw dotknięty w dolnej zewnętrznej przedniej części stawu zygapofizyjnego. Poniżej wyrostka poprzecznego znajduje się otwór międzykręgowy, który jest wypełniony korzeniami nerwowymi i otaczającymi tkankami miękkimi i zwykle nie jest łatwy do znalezienia.</li>
		<li>Najpierw użyj sondy w kształcie litery "L", aby określić położenie otworu międzykręgowego, a następnie użyj pręta ze stali nierdzewnej w kształcie litery "L" (który musi być wykonany o średnicy 0,4 mm i długości 4 mm), aby wprowadzić go do otworu międzykręgowego.</li>
		<li>Jeśli zwój korzenia grzbietowego zostanie pomyślnie ściśnięty, szczur będzie wykazywał ruch ogonem i odruch zgięcia nóg. Włóż pręt ze stali nierdzewnej do czwartego i piątego otworu międzykręgowego odcinka lędźwiowego. Następnie zszyj (3-0, patrz tabela materiałów) mięsień, powięź i skórę warstwa po warstwie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść szczura w pudełku termostatycznym, aż się obudzi. Po przebudzeniu obserwuj, czy funkcja prawej tylnej kończyny szczura jest normalna. Jeśli występuje przeciąganie, oznacza to, że operacja uszkodziła nerwy ruchowe i szczura należy wyrzucić. Jeśli funkcja prawej tylnej kończyny jest normalna, szczura można wykorzystać i umieścić w klatce do karmienia.</li>
</ol>
3. Terapia Tuina
<ol>
	<li>Stwórz komfortowe środowisko: przed rozpoczęciem terapii Tuina zaaklimatyzuj szczura w uwięzi przez 30 minut, aby mógł się przystosować (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). To urządzenie może całkowicie odsłonić udo szczura i unieruchomić je, ułatwiając manewry Tuina (patrz Tabela Materiałów). 
	UWAGA: Temperatura w gabinecie zabiegowym powinna być utrzymywana w granicach 22-26 °C, a wilgotność powinna wynosić 40%-50%.</li>
	<li>Standaryzacja Tuina: upewnij się, że terapeuci noszą bezprzewodowe nakładki na palce, które mogą monitorować ciśnienie i częstotliwość Tuiny oraz dostarczać dane zwrotne w czasie rzeczywistym. Najpierw poćwicz Tuinę z danymi zwrotnymi tulei na palce, dostosowując siłę do 5 N i częstotliwość do 2 Hz. Następnie wykonuj te same manewry na szczurach, utrzymując stałą siłę i częstotliwość przez cały czas trwania procedury (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
	UWAGA: Na podstawie naszych poprzednich prac, obliczona optymalna siła nacisku wynosi 5 N (szczegółowe informacje można znaleźć w sekcji Dyskusja).</li>
	<li>Zidentyfikuj punkt akupunktury: wybierz mięsień brzuchaty łydki prawej kończyny tylnej jako obszar Tuina szczura, na styku dwóch głów mięśnia brzuchatego łydki, w przybliżeniu w miejscu BL5714.</li>
	<li>Wykonaj Tuinę: upewnij się, że terapeuta jest skierowany w stronę tylnej części uda szczura i trzyma prawą tylną kończynę szczura prawą kończyną górną. Ustaw kciuk pionowo na akupunkcie BL57 i upewnij się, że przedramię i palce wywierają siłę, aby wykonać rytmiczny ruch obrotowy w małym zakresie, wywierając nacisk 5 N (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3).</li>
	<li>Podczas zabiegu upewnij się, że siła i częstotliwość sprzężenia zwrotnego manipulacji odpowiadają ustawionym wartościom. Interwencję należy rozpocząć od czwartego dnia po zabiegu, przy czym Tuina wykonuje się raz dziennie przez 15 minut, nieprzerwanie przez 18 dni.</li>
</ol>
4. Testy behawioralne na ból
UWAGA: Testy behawioralne zostały przeprowadzone przed modelowaniem, po modelowaniu, w dniu interwencji 1, w dniu interwencji 3, w dniu interwencji 7, w dniu interwencji 14, w dniu interwencji w 17 i w dniu interwencji w 21. dniu.
<ol>
	<li>Wykonaj próg odpowiedzi na stymulację mechaniczną (próg wycofania łapy, PWT), wykonując poniższe czynności (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4).
	<ol>
		<li>Użyj metody von Freya, aby przetestować próg odpowiedzi na stymulację mechaniczną w łapach szczurów. Umieść szczury w przezroczystej komorze ze szkła hartowanego o wymiarach 20 cm × 10 cm × 20 cm, która została umieszczona na stojaku z metalowej siatki z otworami 10 mm × 10 mm na wysokości 40 cm. Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 23 ± 2 °C, a otoczenie jest ciche.</li>
		<li>Zmierz mechaniczny próg wycofania za pomocą elektronicznych włókien Von Freya (patrz tabela materiałów). Stymuluj środek stopy szczura, aż zacznie się zauważalnie poruszać, na przykład podnosząc nogę lub unikając jej. Maszyna automatycznie rejestruje maksymalną wartość ciśnienia (N).</li>
		<li>Odczekaj 15 s lub dłużej przed ponownym stymulowaniem tego samego szczura. Utrzymuj każdą stymulację poniżej 5 sekund, aby zapobiec uczuleniu dotykowemu w łapach szczura. Powtórzyć badanie pięć razy, aż trzy kolejne pomiary będą się różnić o mniej niż 10 N.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj opóźnienie wycofania łapy (PWL) w odpowiedzi na stymulację termiczną (<silna klasa="xfig">Rysunek 5).
	<ol>
		<li>Oceń PWL za pomocą metody Hargreavesa15,16. Umieść szczury w małej komorze wykonanej z przezroczystego szkła hartowanego o wymiarach 20 cm x 10 cm x 20 cm, z przezroczystą szklaną pokrywą z otworem wentylacyjnym. Podgrzej środkową część szklanej pokrywy do 45 °C za pomocą płyty grzewczej, aż osiągnie stabilną temperaturę.</li>
		<li>Podczas fazy testów behawioralnych aklimatyzuj szczury w laboratorium behawioralnym przez co najmniej 2 godziny każdego dnia, aby zminimalizować wpływ czynników środowiskowych na wyniki testów.</li>
		<li>Przed formalnym testem umieść szczury w laboratorium behawioralnym na 30 minut, aby umożliwić im przystosowanie się do środowiska i zmniejszenie zakłóceń.</li>
		<li>Podgrzej płytę grzewczą do 45 °C i umieść tylne kończyny szczura na płycie grzewczej.</li>
		<li>Opóźnienie wycofania łapy (PWL) zdefiniowano jako czas od rozpoczęcia ogrzewania do pojawienia się odruchu wycofania łapy w odpowiedzi na stymulację termiczną. W każdym teście przetestuj tę samą tylną kończynę trzy razy z rzędu i średnią wartość, aby uzyskać opóźnienie odpowiedzi tej tylnej kończyny. Po przetestowaniu wróć szczury do ich klatek w celu karmienia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Perfuzja
<ol>
	<li>Przygotowanie: wcześniej przygotuj 0,9% roztwór soli fizjologicznej i 4% roztwór paraformaldehydu. Umieścić roztwór soli w piekarniku nastawionym na stałą temperaturę 37 °C, a roztwór paraformaldehydu przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C do późniejszego użycia.</li>
	<li>Wykonaj znieczulenie i ustal dostęp.
	<ol>
		<li>Zacznij od wstrzyknięcia 25% uretanu (0,6 ml/100 g, patrz tabela materiałów) do jamy brzusznej szczura w celu wywołania głębokiego znieczulenia. Poczekaj, aż nie zaobserwuje się odruchu skrętnego palca, rogówki lub skrętu. Zamocuj szczura na płycie piankowej.</li>
		<li>Przetnij kość piersiową nożyczkami i otwórz skórę i powięź warstwa po warstwie. Przetnij przeponę i odetnij żebra po obu stronach, aby całkowicie odsłonić serce. Ostrożnie oddziel osierdzie. Oddziel płuca od serca.</li>
		<li>Użyj kleszczy, aby pociągnąć i odsłonić aortę, przyciągając serce do siebie. Ustaw igłę, lewą komorę i aortę w linii prostej i w tej samej płaszczyźnie poziomej. Następnie włóż igłę z lewej komory do aorty, aż igła będzie widoczna wewnątrz aorty.</li>
		<li>Użyj kleszczy, aby zacisnąć aortę i igłę wewnątrz aorty, a następnie rozciąć lewy przedsionek nożyczkami. W tym czasie z lewego przedsionka wytryśnie duża ilość krwi. Otwórz zawór roztworu soli fizjologicznej i podłącz wstrzykiwanie soli fizjologicznej do perffuzji roztworu soli o temperaturze 37 °C, w sumie około 150-200 ml.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu perfuzji soli fizjologicznej przejść na 4% roztwór paraformaldehydu i przelać na 4% roztwór paraformaldehydu w sumie około 400 ml w temperaturze 4 °C. Rozpoczynając perfuzję paraformaldehydu, chwyć przednie zęby szczura jedną parą kleszczy i pociągnij je do przodu, jednocześnie trzymając ogon jedną ręką i ciągnąc go do tyłu, co jest korzystne dla pełnego wyprostowania kręgosłupa i zwiększenia otworu międzykręgowego w celu ułatwienia pobierania próbek DRG.</li>
	<li>Podczas perfuzji wątroba, krezka i sieć większa szczura stopniowo bledną, aż wątroba stanie się sztywna. Następnie zwolnij natężenie przepływu i dostosuj je do około 2 kropli na sekundę, aż cały paraformaldehyd zostanie uodporniony.</li>
</ol>
6. Kolekcja ganglionu korzenia grzbietowego
UWAGA: Po perfuzji szybko odetnij odcinek lędźwiowy kręgosłupa szczura. Zlokalizuj otwór międzykręgowy L5 i L4, łącząc najwyższe punkty grzebienia biodrowego po obu stronach z wyrostkiem kolczystym lędźwiowym L5 za pomocą tej metody pozycjonowania i usuń ganglion korzenia grzbietowego z otworu międzykręgowego. Konkretna metoda zbierania jest następująca:
<ol>
	<li>Od wejścia do kanału kręgowego (piersiowego kanału kręgowego) włóż nożyczki do kanału kręgowego i odetnij blaszkę po obu stronach, aż wszystkie blaszki będą mogły zostać całkowicie usunięte, odsłaniając cały kanał kręgowy. 
	UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić rdzenia kręgowego i korzeni nerwowych na zewnątrz kanału kręgowego podczas przecinania blaszek.</li>
	<li>Ostrożnie usuń rdzeń kręgowy i więzadło podłużne tylne. Oddziel oponę twardą przymocowaną do wewnętrznego otworu otworu międzykręgowego.</li>
	<li>Użyj kleszczyków okulistycznych, aby zacisnąć i wyciągnąć zwój korzenia grzbietowego, który ma kształt perły i jest lekko żółtawy. 
	UWAGA: Ze względu na kruchość i słabą wytrzymałość tkanki nerwowej, podczas wyciągania ganglionu korzenia grzbietowego należy uchwycić siłę i kierunek ciągnięcia i nie używać brutalnej siły.</li>
	<li>Podczas wyciągania zwoju korzenia grzbietowego należy wcześniej oczyścić otaczające tkanki miękkie, w tym oponę twardą i pajęczynówkę, aby ułatwić płynne ciągnięcie zwoju korzenia grzbietowego.</li>
	<li>Umieść ganglion korzenia grzbietowego na papierze chłonnym, odetnij akson ostrzem i oczyść naczynia krwionośne na powierzchni zwoju korzenia grzbietowego.</li>
	<li>Po przycięciu zważyć zwój korzenia grzbietowego i zanurzyć go w 4% roztworze paraformaldehydu o stężeniu 4% i temperaturze 4 °C na wystarczający czas, zwykle około 2-4 godzin, a następnie przenieść zwój korzenia grzbietowego do 10%, 20% i 30% roztworu sacharozy PB (4 °C) przygotowanego wcześniej w celu stopniowego odwodnienia.</li>
</ol>
7. Kriosekcja
<ol>
	<li>Zacznij od umieszczenia zwoju korzenia grzbietowego w roztworze 0,01 M PBS. Potrząsaj nimi przez 10 minut, a następnie zmyj roztwór sacharozy. Ostrożnie przytnij włókna aksonów obu segmentów zwojów korzenia grzbietowego. Wyczyść głowicę zamrażającą kriosekcji i dodaj do niej związek o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Umieść głowicę zamrażającą na powierzchni metalowej skorupy zawierającej ciekły azot, poczekaj, aż tkanka zamarznie, usuń ją i przytnij na płasko. Następnie umieść głowicę zamrażającą na podstawie krajalnicy. Grubość plastrów zwojów korzenia grzbietowego powinna wynosić 15 mm. Ułóż pokrojone cienkie kawałki w drewnianym pudełku w kolejności i przechowuj je w lodówce o temperaturze -20 °C, z dala od światła.</li>
</ol>
8. Barwienie hematoksyliną i eozyną
<ol>
	<li>Umieść sekcje na 2 minuty w ksylenie i odwadniaj je w szeregu alkoholi, w tym 100%, 95%, 80% i 70% przez 2 minuty każdy. Następnie umieść skrawki na 2 minuty w wodzie destylowanej, 1 minutę w hematoksylinie, wykonaj 5 minut płukania wodą z kranu i przeprowadzaj różnicowanie w 1% roztworze alkoholu soli przez 30 s, a następnie 30 s w nasyconym węglanie litu.</li>
	<li>Następnie umieść plastry po 2 minuty w wodzie destylowanej i wodzie z kranu, 5 minut w roztworze eozyny (0,5%), szybkie płukanie przez 1 minutę w wodzie destylowanej, dwie rundy po 2 minuty każda w 95% i 100% alkoholu, 30 s w 100% ksylenie z dodatkiem wodorowęglanu sodu, trzy rundy po 3 minuty każda w ksylenie, a na koniec uszczelnić neutralnym balsamem (patrz Tabela materiałów).</li>
</ol>

Standardized Tuina Protocol for Rat DRG Compression Model

<ol><li>Vos, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((national+incidence%2C+prevalence%2C+and+years+lived+with+disability+for+328+diseases+and+injuries+for+195+countries%2C+1990-2016%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2016%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016.</a> The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).</li>
<li>Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lumbar+Disc+Herniation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Reviews+in+Musculoskeletal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lumbar Disc Herniation.</a> Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 10 (4), 507-516 (2017).</li>
<li>Stochkendahl, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((National+Clinical+Guidelines+for+non-surgical+treatment+of+patients+with+recent+onset+low+back+pain+or+lumbar+radiculopathy%5BTitle%5D)+AND+%22European+Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy.</a> European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).</li>
<li>Bostelmann, R., Steiger, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comment+on+%26%2334%3BAn+evidence-based+clinical+guideline+for+the+diagnosis+and+treatment+of+lumbar+disc+herniation+with+radiculopathy%26%2334%5BTitle%5D)+AND+%22The+Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">Comment on &#34;An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy&#34.</a> The Spine Journal. 14 (9), 2273(2014).</li>
<li>Tang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+bone-setting+massage+combined+with+acupuncture+and+moxibustion+on+simple+lumbar+disc+herniation+and+its+effect+on+pain+and+sensory+disorder+of+lower+limbs%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Archives+of+Traditional+Chinese+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs.</a> Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).</li>
<li>Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+root+ganglion+compression+as+an+animal+model+of+sciatica+and+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain.</a> Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).</li>
<li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+studying+the+etiology+and+treatment+of+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%3A+Official+Publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain.</a> Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).</li>
<li>Zhao, X. -y, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+Tuina+on+the+expression+of+TNF-%CE%B1%2CIL-6%2CTGF-%CE%B21+and+CTGF+in+the+degenerative+tissue+of+rabbits%E2%80%B2lumbar+intervertebral+disc%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chengdu+Medical+College%22%5BJournal%5D)">Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc.</a> Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).</li>
<li>Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+GABA+and+GABAAR+in+analgesic+loop+of+CCI+rats+by+pressing+manipulation+based+on+%26%2334%3BTaking+Tenderness+as+Acupoints%26%2334%3B+theory%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Shanghai+University+of+Traditional+Chinese+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on &#34;Taking Tenderness as Acupoints&#34; theory.</a> Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).</li>
<li>Long, B. -cal, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analgesic+effect+of+massage+on+rats+with+neuropathic+pain+and+its+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Guangxi+Medical+Journal%22%5BJournal%5D)">Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism.</a> Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).</li>
<li>Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tui+Na+%28or+Tuina%29+massage%3A+A+minireview+of+pertinent+literature%2C+1970-2017%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Complementary+and+Alternative+Medical+Research%22%5BJournal%5D)">Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017.</a> Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).</li>
<li>Au, D. W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+acupressure+on+anxiety%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Acupuncture+in+Medicine%3A+Journal+of+the+British+Medical+Acupuncture+Society%22%5BJournal%5D)">Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis.</a> Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).</li>
<li>Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupressure+improves+the+postoperative+comfort+of+gastric+cancer+patients%3A+A+randomised+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Complementary+Therapies+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial.</a> Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).</li>
<li>Wu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+interconnection+between+acupoint+%26%2334%3BCh%C3%A9ngsh%C4%81n+%28BL57%29%26%2334%3B+and+sciatic+nerve+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Acupuncture+-+Moxibustion%22%5BJournal%5D)">Neural interconnection between acupoint &#34;Chéngshān (BL57)&#34; and sciatic nerve in the rat.</a> World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).</li>
<li>Banik, R. K., Kabadi, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+Hargreaves+method+for+assessing+threshold+temperatures+for+heat+nociception%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroscience+methods%22%5BJournal%5D)">A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception.</a> Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).</li>
<li>Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+Thermal+pain+sensation+in+rats+and+mice+using+the+hargreaves+test%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test.</a> Bio-protocol. 7 (16), e2506(2017).</li>
<li>Randall, L. O., Selitto, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+measurement+of+analgesic+activity+on+inflamed+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+Internationales+De+Pharmacodynamie+Et+De+Therapie%22%5BJournal%5D)">A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue.</a> Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).</li>
<li>Yan, J. -t <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYan%2C+J-t+%22Science+of+Tuina%22">Science of Tuina</a>. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).</li>
<li>Himes, B. T., Tessler, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Death+of+some+dorsal+root+ganglion+neurons+and+plasticity+of+others+following+sciatic+nerve+section+in+adult+and+neonatal+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats.</a> The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Nasza grupa badawcza przeprowadziła odpowiednie badania nad parametrami manipulacji Tuina we wczesnym stadium. Po pierwsze, ważne jest, aby ustawić intensywność siły do manipulacji Tuina. W klinicznej Tuinie praktycy dostosowują intensywność siły zgodnie ze swoim doświadczeniem i subiektywnymi odczuciami pacjentów, osiągając najlepszy efekt Tuiny poprzez komunikację. Nie jest to jednak możliwe w eksperymentach na zwierzętach. W eksperymentach na zwierzętach "próg odpowiedzi" jest używany do określenia intensywności manip...

W warunkach klinicznych, często obserwuje się neurologiczny patologiczny ból spowodowany uciskiem korzenia nerwowego z różnych powodów. Najbardziej typową postacią tego bólu neuropatycznego jest przepuklina dysku lędźwiowego (LDH), która często jest uporczywa, nawracająca i trudna do wyleczenia. Około 9% światowej populacji jest dotkniętych LDH, co prowadzi do znacznych obciążeń społecznych i ekonomicznych1. Częstość występowania tego typu bólu neuropatycznego wzrasta z roku na rok, z tendencją do młodszych pacjentów, ze względu na zmiany w produkcji i stylu życia ludzi2. Pomimo stosowania niesteroidowych leków przeciwbólowych nie można całkowicie złagodzić objawów u pacjentów. W rezultacie coraz większe zainteresowanie cieszą się alternatywnymi terapiami, takimi jak Tuina, w leczeniu bólu spowodowanego przez LDH.
Terapia Tuina, forma leczenia zachowawczego LDH, jest szeroko zalecana w różnych wytycznych praktyki klinicznej na całym świecie w celu zapobiegania i leczenia bólu dolnej części pleców3,4. Badania wykazały, że Tuina może znacznie obniżyć poziom czynników zapalnych, takich jak IL-6 w surowicy i czynnik martwicy nowotworów alfa (TNF-α) u pacjentów z LDH, jednocześnie poprawiając ból pacjentów i upośledzenie funkcji odcinka lędźwiowego5. Jednak konkretny mechanizm stojący za działaniem przeciwbólowym terapii Tuina pozostaje niejasny.
Modele zwierzęce są cennym narzędziem do badania bólu neuropatycznego spowodowanego przez LDH6. Pozwalają one na pomiary behawioralne w celu oceny skuteczności terapii Tuina i dostarczają próbek patologicznej fizjologii LDH. Na przykład próbki ze zwojów korzenia grzbietowego w udzie można pobrać w celu zweryfikowania zmian w komórkach zwoju korzenia grzbietowego. Przewlekła kompresja modelu zwoju korzenia grzbietowego (CCD) jest powszechnie stosowana do oceny patologicznej fizjologii LDH, ponieważ powoduje uszkodzenie morfologii komórek zwoju korzenia grzbietowego, które są zgodne ze zmianami patologicznymi obserwowanymi w klinicznych przypadkach ucisku nerwów spowodowanego przepukliną dysku7.
Wielu uczonych przeprowadziło kilka eksperymentów na zwierzętach dotyczących analgezji akupresury8,9,10. Jednak wykonując operacje akupresury na modelach zwierzęcych, często naśladują one ludzką akupresurę. Na efekt terapeutyczny akupresury mają wpływ takie czynniki, jak wielkość, częstotliwość i kierunek przyłożonej siły11,12,13. Jeśli w eksperymencie brakuje ujednoliconego standardu akupresury, takiego jak siła, częstotliwość i czas trwania operacji, może to spowodować pewne odchylenia w wynikach eksperymentu. W artykule przedstawiono zestaw planów leczenia akupresury opartych na charakterystyce szczurów z CCD i promuje rozwój standaryzowanych operacji akupresury w modelach zwierzęcych.

<table><tbody><tr><td>Pręt ze stali nierdzewnej "L" (4 mm długości i 0,4 mm średnicy)</td> <td>ręcznie robiony</td><td>/</td><td>Do modeli CCD</td></tr><tr><td>Aparatura pomiarowa ALMEMO</td><td>ahlborn</td><td>2450-1</td><td>Test mechanicznego progu wycofania</td></tr><tr><td>Krajalnica o stałej temperaturze CM-1900</td><td>Leica</td><td>1491950C1US</td><td>Do produkcji próbek</td></tr><tr><td>Środek dezynfekujący (jod) 100 ml / butelka</td><td>LIRCON/Shandong Lilkang</td><td>/</td><td>Do dezynfekcji</td></tr><tr><td>Jednorazowa sterylna strzykawka 5 ml</td><td>Shanghai Misha Wa Medical Industry</td><td>/</td><td>Do wstrzykiwań</td></tr><tr><td>Mikroskop elektronowy CX-31</td><td>Olympus, Japonia</td><td>BJ002318</td><td>Do obserwacji próbki</td></tr><tr><td>Zapisy nacisku na palec</td><td>Suzhou Changxian Technologia optoelektroniczna</td><td>CX1003w</td><td>Do manipulacji Tuina</td></tr><tr><td>Płyta piankowa (35 cm x 20 cm)</td><td>ręcznie robione</td><td>/</td><td>Jest to nasz domowy aparat do mocowania szczurów</td></tr><tr><td>MERSILK W2512</td><td>Johnson & Johnson</td><td>/</td><td>Do szwu tkankowego</td></tr><tr><td>Neutralny balsam</td><td>Sinopharm Odczynnik chemiczny</td><td>10004160</td><td>Do produkcji próbek</td></tr><tr><td>paraformaldehyd</td><td>Chiński narodowy odczynnik chemiczny</td><td></td>/<td>Do produkcji próbek</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3761</td><td>Do znieczulenia szczurów</td></tr><tr><td>Aparatura do badania podeszwowego (metoda Hargreavesa) dla myszy i szczurów</td><td>IITC Life Nauka</td><td>/</td><td>Opóźnienie wycofania łapy</td></tr><tr><td>Precyzyjna waga elektroniczna do eksperymentu JY3002</td><td>Shanghai Precision Scientific Instrument</td><td>/</td><td>Ważenie szczura</td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia włosów szczura</td><td>Philips</td><td>HP6341/00</td><td>Golenie futra szczura</td></tr><tr><td>Ogranicznik dla szczurów</td><td>Uniwersytet Tongji (wykonany samodzielnie)</td><td>/</td><td>Jest to domowy aparat wyprodukowany przez Uniwersytet Tongji, który może skutecznie unieruchomić szczury i całkowicie odsłonić ich tylne kończyny.</td></tr><tr><td>Tissue-Tek&nbsp;O.C.T. Compound</td><td>SAKURA</td><td>4583</td><td>Do produkcji próbek</td></tr><tr><td>Uratan</td><td>China National Chemical Reodczynnik</td><td></td>/<td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>detektora rentgenowskiego szczura XR-600</td><td>Dongguan Kaso Electronic Technology</td><td>/</td><td>Badanie modeli CCD</td></tr><tr><td>ksylen</td><td>Shanghai Sinopharm Group</td><td>100092</td><td>Do produkcji próbek</td></tr></tbody></table>

przeciwbólowe działanie tuiny na modele szczurów z kompresją bólu zwoju korzenia grzbietowego

Analgesic Effect of Tuina on Rat Models with Compression of the Dorsal Root Ganglion Pain

Ból neuropatyczny jest powszechnym stanem, który dotyka 6,9%-10% populacji i wynika z uszkodzenia nerwów z powodu różnych etiologii, takich jak przepuklina dysku lędźwiowego, zwężenie kanału kręgowego i zwężenie otworu międzykręgowego. Chociaż Tuina, tradycyjna chińska terapia manualna, wykazała działanie przeciwbólowe w praktyce klinicznej w leczeniu bólu neuropatycznego, leżące u jej podstaw mechanizmy neurobiologiczne pozostają niejasne. Modele zwierzęce są niezbędne do wyjaśnienia podstawowych zasad Tuina. W tym badaniu proponujemy ustandaryzowany protokół Tuina dla szczurów z uciskiem zwoju korzenia grzbietowego (DRG), który polega na wywołaniu kompresji DRG poprzez włożenie pręta ze stali nierdzewnej do otworu międzykręgowego, wykonanie manipulacji Tuina z określonymi parametrami lokalizacji, intensywności i częstotliwości w kontrolowanym środowisku oraz ocena behawioralnych i histopatologicznych wyników leczenia Tuina. W artykule omówiono również potencjalne implikacje kliniczne i ograniczenia badania oraz zasugerowano kierunki przyszłych badań nad Tuiną.

Terapia Tuina może pomóc w obniżeniu progów stymulacji mechanicznej i termicznej u szczurów wywołanych modelowaniem CCD 
Po 17 dniach terapii Tuina zaobserwowano istotną różnicę w progach PWT między szczurami z CCD poddanymi terapii Tuina a nieleczoną grupą CCD (P = 0,021, &lt;0,05) (Rysunek 6 i Tabela 1).
Szczury w grupie CCD poddane terapii Tuina wykazały poprawę progu bólowego od początku leczenia, a istotna różnica...

Ten artykuł przedstawia manipulację w leczeniu przewlekłego ucisku zwoju korzenia grzbietowego u szczurów za pomocą terapii Tuina, wraz z metodą oceny jej skuteczności na podstawie zachowania bólu i wyników histopatologicznych.

Przeciwbólowe działanie tuiny na modele szczurów z kompresją bólu zwoju korzenia grzbietowego

Neuropathic pain is a prevalent condition that affects 6.9%-10% of the population and results from nerve damage due to various etiologies, such as lumbar ...

Analgezja Tuina jest szeroko stosowana w praktyce klinicznej. Nasze badania koncentrują się na mechanizmie działania przeciwbólowego leku Tuina i badają, w jaki sposób lek Tuina osiąga efekt przeciwbólowy. Osiągnięcie standaryzacji w Trinie jest obecnie najważniejszą przeszkodą.Na skuteczność leku Tuina wpływa kilka czynników, takich jak obszar zabiegu, rodzaj, intensywność i częstotliwość. Obecny protokół jest zoptymalizowany w dwóch aspektach w oparciu o wcześniejsze badania. Po pierwsze, siła i częstotliwość operacji pchania i utrzymywania były wyróżniające się i kontrolowane przez miażdżące siły świecenia.Po drugie, wyniki badań obrazowych i behawioralnych zwierząt zostały zintegrowane w celu oceny wyników modelowania. Aby ustalić model zwierzęcy, zacznij od zabezpieczenia znieczulonego szczura na piankowej desce, mocując jego kończyny i siekacze za pomocą gumek. Przetrzyj przygotowany obszar wacikiem nasączonym 75% alkoholem.Następnie użyj nożyczek, aby wykonać dwu- lub trzycentymetrowe nacięcie przez skórę, powięź powierzchowną i powięź głęboką warstwa po warstwie. Zlokalizuj przedni górny kręgosłup biodrowy, a następnie trzeci i czwarty wyrostek kolczysty. Zaciśnij wyrostek kolczysty za pomocą kleszczy zębatych i podnieś go, aby nożyczki znalazły się blisko prawej strony wyrostka kolczystego.Przetnij mięsień przyczepiony do prawej strony wyrostka kolczystego. Następnie tępo wypreparuj mięsień przyczepiony do zewnętrznej powierzchni płytki kręgowej, aż poczujesz opór. Podobnie tępo rozetnij mięsień i powięź na stawie jarzmowo-guzowym.Użyj sondy w kształcie litery L, aby zlokalizować otwór międzykręgowy. Następnie włóż pręt ze stali nierdzewnej w kształcie litery L do czwartego i piątego odcinka lędźwiowego otworu międzykręgowego. Przystąp do zszywania mięśni, powięzi i skóry warstwa po warstwie za pomocą szwów 3-0.Umieść szczura w pudełku termostatycznym, aż się obudzi, i obserwuj funkcję prawej tylnej kończyny szczura, aby zapewnić normalność. Aby ustandaryzować terapię Tuina, najpierw przećwicz Tunia, korzystając z danych zwrotnych z tulei na palec, dostosowując siłę do pięciu niutonów i częstotliwość do dwóch herców. Następnie wykonuj Tuinę na unieruchomionych szczurach, utrzymując stałą siłę i częstotliwość.Zidentyfikuj punkt akupunkturowy, wybierając mięsień brzuchaty łydki prawej kończyny tylnej na styku jej dwóch głów, w przybliżeniu na BL57. Wykonaj Tuinę, ustawiając kciuk pionowo na punkcie akupunkturowym BL57 i poruszając się rytmicznymi ruchami obrotowymi w małym zakresie, wywierając nacisk pięciu niutonów. Po 17 dniach leczenia produktem Tuina zaobserwowano istotną różnicę w progach wycofania łap między szczurami z CCD otrzymującymi terapię Tuina a grupą nieleczoną CCD.Szczury w grupie CCD otrzymującej terapię Tuina wykazały poprawę progu bólu od początku leczenia. Progi bólu termicznego różniły się znacznie między grupą CCD a grupą Tuina od 14 dnia. Aby przeprowadzić test Von Freya, zacznij od umieszczenia szczurów w przezroczystej komorze ze szkła hartowanego na stojaku z metalowej siatki drucianej na wysokości 40 centymetrów.Następnie zmierz mechaniczny próg wycofania za pomocą włókien elektronicznych Von Freya. Stymuluj stopę szczura, aż zareaguje zauważalnie, na przykład podnosząc nogę lub unikając jej. Aby ocenić opóźnienie wycofania łapy lub PWL za pomocą metody Hargreavesa, skup się na środku stopy szczura i naciśnij przycisk Start.Monitoruj szczura pod kątem zachowań, takich jak cofanie stopy lub lizanie łapy, i ponownie naciśnij przycisk Start, aby zarejestrować czas. Wykonać badanie na tej samej kończynie tylnej trzy razy z rzędu. Po 17 dniach leczenia produktem Tuina zaobserwowano istotną różnicę w progach wycofania łap między szczurami z CCD otrzymującymi terapię Tuina a grupą nieleczoną CCD.Szczury w grupie CCD otrzymującej terapię Tuina wykazały poprawę progu bólu od początku leczenia. Progi bólu termicznego różniły się znacznie między grupą CCD a grupą Tuina od 14 dnia.

analgesic-effect-tuina-on-rat-models-with-compression-dorsal-root

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

To badanie rozwija skuteczny i powtarzalny protokół Tuina do leczenia zamrożonego barku, opracowany na modelu szczurzym. Takie podejście pomoże w zbadaniu metody leczenia zamrożonych ramion terapią Tuina.

Tuina w modelu zamrożonego szczura barkowego: wydajny i powtarzalny protokół

Przedstawiamy protokół manipulacji Tuina wykonywanej na szczurach z chorobą zwyrodnieniową stawu kolanowego wywołaną gipsem. Na podstawie wstępnych wyników zasugerowano, że skuteczność metody zależy od zmniejszenia stanu zapalnego i utraty chrząstki.

Manipulacja Tuina w celu zmniejszenia stanu zapalnego i utraty chrząstki u szczurów z chorobą zwyrodnieniową stawu kolanowego

Prezentujemy protokół wykorzystujący symulator manipulacji tuina do przeprowadzenia terapii tuina "Three-Manipulation and Three-Acupoint" dla szczurów z niewielkimi przewlekłymi urazami zwężeniowymi i oceny skutecznych punktów czasowych przeciwbólowych tuiny w ciągu 24 godzin, testując zmiany bólu poprzez analizę behawioralną i zmiany w ekspresji czynnika zapalnego za pomocą testu immunoenzymatycznego.

Charakterystyka zmian bólowych u szczurów z uszkodzeniem nerwów w ciągu 24 godzin po jednorazowej interwencji Tuina

Ten protokół opisuje metody interwencji Tuina w szczurzym modelu choroby zwyrodnieniowej stawu kolanowego (KOA) wywołanym wstrzyknięciem monojodooctanu sodu, który stanowi punkt odniesienia dla zastosowania Tuina w modelach zwierzęcych KOA. Protokół ten bada również skuteczny mechanizm Tuina dla KOA, a wyniki pomogą promować jego zastosowanie.

Interwencja Tuina w szczurzym modelu choroby zwyrodnieniowej stawu kolanowego wywołanym wstrzyknięciem monojodooctanu sodu

Ten artykuł demonstruje zabiegi chirurgiczne refluksu żołądkowo-przełykowego u myszy. Modele te są przydatnymi narzędziami do badań nad mechanizmami i leczeniem choroby refluksowej przełyku, a potencjalnie również choroby Barretta i raka przełyku.

Modele chirurgiczne refluksu gastroezofagoidalnego z użyciem myszy

To badanie demonstruje technikę tworzenia minimalnie inwazyjnego i łatwego do odtworzenia modelu niedokrwienia rdzenia kręgowego u szczurów. Różne stopnie deficytu motorycznego kończyn tylnych mogą być wytwarzane przez kontrolowanie czasu zgryzu aorty.

Powtarzalny deficyt motoryczny po niedrożności aorty w szczurzym modelu niedokrwienia rdzenia kręgowego

Opisany jest podstawowy protokół oceny toksyczności substancji chemicznych u zwierzęcia modelowego, Caenorhabditis elegans. Metoda ta jest wygodna i przydatna przy opracowywaniu farmaceutyków, a także przy ocenie ryzyka związanego z różnymi zanieczyszczeniami środowiska.

Pomiar wpływu substancji chemicznych na wzrost i rozmnażanie Caenorhabditis elegans

Prezentowany tutaj jest protokół pobierania próbek ludzkiej tkanki kosmków łożyskowych, a następnie izolacji cytotrofoblastów do pierwotnej hodowli komórek. Leczenie trofoblastów TNFα podsumowuje stan zapalny w środowisku wewnątrzmacicznym otyłości i ułatwia odkrycie celów molekularnych regulowanych przez stan zapalny w łożyskach z otyłością matczyną.

Podstawowy model ludzkiego trofoblastu do badania wpływu stanu zapalnego związanego z otyłością matki na regulację autofagii w łożysku

Opracowaliśmy wywołaną miarę bólu stawów i połączyliśmy ją ze standardową metodą pomiaru spontanicznego bólu w różnych mysich modelach chemicznie wywołanego zapalenia stawów. Miary te są czułe i powtarzalne dla różnych rodzajów bólu stawów.

Spontaniczne i wywołane pomiary bólu w mysich modelach jednostawowego bólu kolana

Tutaj prezentujemy metodę walidacji iniekcji do żył ogonowych u szczurów poprzez wykorzystanie danych obrazowania fluorescencji w bliskiej podczerwieni z barwników włączonych do środków lub sond biologicznych. Ogon jest obrazowany przed i po iniekcji, sygnał fluorescencyjny jest określany ilościowo i dokonywana jest ocena jakości iniekcji.

Nowa najlepsza praktyka walidacji iniekcji do żył ogonowych u szczurów za pomocą środków znakowanych w bliskiej podczerwieni

Poznaj metodę terapii Tuina w leczeniu przewlekłego bólu na modelu szczurów z kompresją zwoju korzenia grzbietowego. Oceniaj skuteczność analgezyki poprzez testy behawioralne i badania histopatologiczne.

Przeciwbólowe działanie tuiny na modele szczurów z kompresją bólu zwoju korzenia grzbietowego

Przeglądaj więcej filmów