Name: Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-22T14:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Poznaj protokół ortotopowego przeszczepu wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii mikroCT do oceny drożności naczyń. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów uszkodzenia alloprzeszczepu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SMB jest wspierane przez grant Narodowego Instytutu Cukrzycy i Chorób Trawiennych i Nerek (NIDDK) R01DK1234750. BAW jest wspierany przez National Institutes of Health, National Heart, Lung and Blood Institute, grant R01HL143000.

Liver Transplantation in Mouse and Analyzing Allograft Patency

<ol><li>Rana, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+benefit+of+solid-organ+transplant+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Surgery%22%5BJournal%5D)">Survival benefit of solid-organ transplant in the United States.</a> JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).</li>
<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li>
<li>Nakano, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+cell-mediated+regulation+of+liver+ischemia-reperfusion+injury+and+liver+transplant+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Dendritic cell-mediated regulation of liver ischemia-reperfusion injury and liver transplant rejection.</a> Frontiers in Immunology. 12, 705465(2021).</li>
<li>Nakamura, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibiotic+pretreatment+alleviates+liver+transplant+damage+in+mice+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Antibiotic pretreatment alleviates liver transplant damage in mice and humans.</a> Journal of Clinical Investigation. 129 (8), 3420-3434 (2019).</li>
<li>Lee, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient-derived+Avatar+mouse+model+to+predict+the+liver+immune+homeostasis+of+long-term+stable+liver+transplant+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Patient-derived Avatar mouse model to predict the liver immune homeostasis of long-term stable liver transplant patients.</a> Frontiers in Immunology. 13, 817006(2022).</li>
<li>Li, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+proteomic+analyses+of+proinflammatory+cytokines+in+a+mouse+model+of+liver+transplant+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Oxidative+Medicine+and+Cellular+Longevity%22%5BJournal%5D)">Characterization and proteomic analyses of proinflammatory cytokines in a mouse model of liver transplant rejection.</a> Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2022, 5188584(2022).</li>
<li>Huang, D. R., Wu, Z. J., Zhu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+arterialization+of+orthotopic+liver+transplantation+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatobiliary+Pancreatic+Disease+International%22%5BJournal%5D)">Modified arterialization of orthotopic liver transplantation in a mouse model.</a> Hepatobiliary Pancreatic Disease International. 9 (3), 264-268 (2010).</li>
<li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nature Protocols. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li>
<li>Chen, X. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+complications+after+arterial+reconnection+in+a+rat+model+of+orthotopic+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visual+Experiments%22%5BJournal%5D)">Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation.</a> Journal of Visual Experiments. (165), e60628(2020).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+of+isolated+ex+vivo+lung+perfusion+in+a+rat+model%3A+lessons+learned+from+developing+a+rat+EVLP+program%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visual+Experiments%22%5BJournal%5D)">Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program.</a> Journal of Visual Experiments. (96), e52309(2015).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).</li>
<li>Lee, Y. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+lung+transplantation+model+of+warm+ischemia%2Freperfusion+injury%3A+optimizations+to+improve+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visual+Experiments%22%5BJournal%5D)">A rat lung transplantation model of warm ischemia/reperfusion injury: optimizations to improve outcomes.</a> Journal of Visual Experiments. (176), e62445(2021).</li>
<li>Di Martino, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+follow-up+after+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Imaging follow-up after liver transplantation.</a> British Journal of Radiology. 89 (1064), 20151025(2016).</li>
<li>Vardar, B. U., Dupuis, C. S., Goldstein, A. J., Vardar, Z., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonographic+evaluation+of+patients+with+abnormal+liver+function+tests+in+the+emergency+department%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonography%22%5BJournal%5D)">Ultrasonographic evaluation of patients with abnormal liver function tests in the emergency department.</a> Ultrasonography. 41 (2), 243-262 (2022).</li>
<li>Marx, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging.+Animal+models%3A+live+and+in+color%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Imaging. Animal models: live and in color.</a> Science. 302 (5652), 1880-1882 (2003).</li>
<li>Maehara, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+microcomputed+tomography+study+of+the+3D+microangioarchitecture+of+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22European+Radiology%22%5BJournal%5D)">Experimental microcomputed tomography study of the 3D microangioarchitecture of tumors.</a> European Radiology. 13 (7), 1559-1565 (2003).</li>
<li>Garcia-Sanz, A., Rodriguez-Barbero, A., Bentley, M. D., Ritman, E. L., Romero, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+microcomputed+tomography+of+renal+vasculature+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional microcomputed tomography of renal vasculature in rats.</a> Hypertension. 31, 440-444 (1998).</li>
<li>Badea, C., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-CT+with+respiratory+and+cardiac+gating%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Physics%22%5BJournal%5D)">Micro-CT with respiratory and cardiac gating.</a> Medical Physics. 31 (12), 3324-3329 (2004).</li>
<li>Ma, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+hemodynamics+in+a+rat+model+of+liver+cirrhosis+with+precancerous+lesions+using+multislice+spiral+CT+perfusion+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Assessment of hemodynamics in a rat model of liver cirrhosis with precancerous lesions using multislice spiral CT perfusion imaging.</a> BioMed Research International. 2013, 813174(2013).</li>
<li>Mannheim, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+small+animal+CT+contrast+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+and+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Comparison of small animal CT contrast agents.</a> Contrast Media and Molecular Imaging. 11 (4), 272-284 (2016).</li>
<li>Rothe, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+of+contrast+enhancement+by+micro-CT+with+dedicated+contrast+agents+in+normal+mice+and+mice+with+hepatocellular+carcinoma%3A+comparison+of+one+iodinated+and+two+nanoparticle-based+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Academic+Radiology%22%5BJournal%5D)">Time course of contrast enhancement by micro-CT with dedicated contrast agents in normal mice and mice with hepatocellular carcinoma: comparison of one iodinated and two nanoparticle-based agents.</a> Academic Radiology. 22 (2), 169-178 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

OLT u gryzoni został dobrze opisany w literaturze 2,8. Aby wykonać tę wymagającą technicznie procedurę, często wymagane jest kilka lat mikrochirurgii (lub chirurgii w ogóle), ponieważ wymaga to solidnego zrozumienia anatomii i umiejętności technicznych. Opracowując ten model, napotkaliśmy kilka problemów technicznych związanych z zespoleniami. Szczególnie w przypadku zespolenia PV często trudno jest ustabilizować żyłę do zespolenia. Odkryliśmy, że założenie jednego lub dwóch szwów (preferencja chirurga) pomaga w ułatwieniu zakładania mankietów. Należy zauważyć, że założenie większej liczby szwów podtrzymujących wydłuża czas operacji.
Dodatkowo SHIVC znajduje się głęboko w jamie brzusznej i trudno jest założyć na niego zacisk, aby zapewnić odpowiednią ekspozycję. Odkryliśmy, że jeśli mysz jest zrelaksowana w swojej powściągliwości tak bardzo, jak to możliwe, zwiększy to elastyczność żyły. Ostatecznie to od chirurga będzie zależało, czy wraz z praktyką określi właściwe umiejscowienie. Co więcej, w przypadku zespolenia CBD, przewód jest ponownie bardzo delikatny. Założenie szwów podtrzymujących w celu ustabilizowania przewodu może być trudne, a być może umieszczenie go na małym kawałku gazy pomoże w jego stabilizacji. Wreszcie, ponieważ wszystkie małe ssaki są wyjątkowo delikatne pod względem czasu znieczulenia, ważne jest, aby wykonać operację tak szybko, jak to możliwe. Idealne czasy operacji są następujące: 1) operacja dawcy, 45-60 min; 2) przygotowanie tylnego stołu, 15 min; 3) obsługa odbiornika, 60-80 min. Praktyka pomoże w zmniejszeniu marnotrawstwa ruchu.
Wraz z postępem modeli zwierzęcych rozwinęła się również zdolność do oceny skuteczności interwencji badawczych. Mikrotomografia komputerowa została po raz pierwszy wykorzystana do prowadzenia badań nad układem naczyniowym u szczurów pod koniec lat 90. Istnieje wiele wyzwań związanych z wykonywaniem dokładnych i przejrzystych badań angiografii mikrotomografii komputerowej u gryzoni. Jednak większość wyzwań wynika z krótkich cykli serca i oddychania tych ssaków. Można temu zaradzić poprzez zastosowanie krótkich ekspozycji w celu ograniczenia artefaktów ruchu, a także wyższych współczynników fluencji fotonów18. Ogólnie rzecz biorąc, stwierdziliśmy, że zastosowanie bramkowania serca, a także dostosowanie stężeń izofluranu w celu zmniejszenia częstości oddechów, dało najwyraźniejsze obrazy. Odkryliśmy również, że zastosowanie specyficznego dla gryzoni czasu kontrastu dla określonych faz: fazy tętniczej wątroby, fazy wrotno-żylnej i fazy opóźnionej również poprawiło wizualizację19. Zastosowanie kontrastu ExiTron nano 12000 ma kilka zalet i może poprawić ogólną jakość obrazu. Oferuje najsilniejsze wzmocnienie kontrastu w wątrobie20 i krwi21. Kolejną zaletą jest to, że kontrast jest obecny w wątrobie do 120 godzin po pierwszym wstrzyknięciu, co może zmniejszyć związane z tym działanie toksyczne na wątrobę, ponieważ potrzeba mniej kontrastu, jeśli wymagane są wielokrotne skany20.
Ponadto, ponieważ skany są wykonywane z myszą uspokojoną izofluranem, wzmocnienie kontrastu nie zmienia się wraz z tą zmianą fizjologii20. Dzięki zastosowaniu tych technik obrazowania i kontrastu ExiTron możliwa jest wyraźna ocena udanych zespoleń w OLT. Mikrotomografia komputerowa pozwala na nieinwazyjną ocenę alloprzeszczepów in vivo przez dłuższy czas. Protokół ten zmniejsza liczbę zwierząt, które muszą zostać uśmiercone w celu oceny zespoleń naczyniowych i daje możliwość studiowania terapii przez kilka tygodni i ich wpływu na układ naczyniowy.
Ograniczenia Należy zauważyć, że chociaż przeprowadzono wiele zmian w modelu OLT w celu udoskonalenia jego techniki, wizualizacja zespoleń za pomocą mikrotomografii komputerowej jest nadal procesem w toku. Co więcej, mysi OLT oferuje unikalny wgląd w medycynę transplantacyjną. Nie jest to jednak model obejmujący, ponieważ trudno jest utrzymać te myszy przy życiu dłużej niż 1 tydzień. Należy również wykorzystać dodatkowe modele przeszczepów w celu dalszego uzasadnienia eksperymentów przedklinicznych.
Wnioski W ciągu ostatniej dekady nastąpił gwałtowny postęp w dziedzinie mikrotomografii komputerowej, dostarczając naukowcom nieocenionych nowych narzędzi w dziedzinie modeli zwierzęcych i transplantacji. W przyszłości bardziej szczegółowe obrazowanie 3D zapewni dalszy wgląd w badania i odkrycia.

Transplantacja jest jedyną skuteczną terapią w końcowym stadium choroby wątroby. Niezaprzeczalnie korzyści z przeszczepu wątroby są doskonałe, z medianą przeżycia wynoszącą 11,6 roku w porównaniu z 3,1 roku na liście oczekujących1. Istnieją jednak istotne ograniczenia, które ograniczają szerokie zastosowanie transplantacji wątroby, a przede wszystkim brak odpowiednich, wysokiej jakości narządów od dawców. Poszerzenie puli narządów dawców będzie zatem wymagało innowacyjnych strategii, które pozwolą na stosowanie przeszczepów allogennych obecnie uznawanych za nieodpowiednie, zwiększając margines bezpieczeństwa przy przeszczepieniu. Dlatego, aby poprawić dostęp do przeszczepu wątroby, konieczne jest przeprowadzenie badań przedklinicznych na małych zwierzętach.
Szczególnie ważne dla badań transplantacyjnych są modele transplantacji in vivo. Ortotopowy przeszczep wątroby u myszy (OLT) istnieje od prawie 30 lat2 i ma kluczowe znaczenie dla badania wielu aspektów transplantacji, w tym charakterystyki odpowiedzi immunologicznej, uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego, ostrego odrzucenia, efektów terapeutycznych nowych leków i długoterminowego przeżycia3,4,5,6,7. Wykorzystanie myszy do badania transplantacji jest niezbędne, ponieważ pozwala na wykorzystanie transgenicznych linii myszy do badania wpływu określonych szlaków molekularnych na wyniki przeszczepu. Ustalone protokoły przeszczepiania wątroby u myszy zostały dobrze opisane wcześniej8,9.
Istnieje wiele metod zespoleń dla żyły głównej dolnej i nadwątrobowej (IVC), żyły wrotnej (PV) i wspólnego przewodu żółciowego (CBD). Zazwyczaj opierają się one na zespoleniu ręki lub zmodyfikowanej technice mankietu naczyniowego, podobnej do przeszczepu płuc u myszy10,11,12. Ważnym krokiem w długoterminowym badaniu i przeżywalności myszy biorców, a także w opracowaniu trwałego programu przeszczepu wątroby u myszy, jest możliwość oceny tych krytycznych zespoleń. Metody obrazowania w celu oceny drożności przeszczepu allogenicznego wątroby często opierają się na ultrasonografii i tomografii komputerowej (CT) w warunkach klinicznych13,14. Tomografia komputerowa ma wyraźną przewagę nad ultrasonografią, ponieważ może oferować widoki całego brzucha, obejmując każde zespolenie, chociaż uzyskanie tych widoków za pomocą ultradźwięków może być szczególnie trudne u małych zwierząt. Poświęcono wiele badań i zasobów na opracowanie dokładnej mikrotomografii komputerowej w celu ulepszenia badań na zwierzętach i informacji, które możemy zebrać z tych modeli urazów i chorób15,16. Poniżej opisujemy protokół ortotopowego przeszczepu wątroby myszy (<silna klasa="xfig">Ryc. 1) i pokrótce opisujemy protokół mikrotomografii komputerowej do oceny drożności przeszczepu allogenicznego i trwałości zespoleń.

<table><tbody><tr><td>#11 Blade</td><td>Fisher Scientific</td><td>3120030</td><td></td></tr><tr><td>4-0 szew jedwabny</td><td>Surgical Specialties Corp.</td><td>SP116</td><td></td></tr><tr><td>6-0 szew nylonowy</td><td>AD Chirurgiczny</td> szew nylonowy <td>S-N618R13</td><td></td></tr><tr><td>7-0</td><td>AD Chirurgiczny</td> szew nylonowy <td>S-N718SP13</td><td></td></tr><tr><td>8-0</td><td>AD Chirurgiczny</td><td>XXS-N807T6</td><td></td></tr><tr><td>10-0 szew nylonowy</td><td>AD Chirurgiczny</td><td>M-N510R19-B</td><td></td></tr><tr><td>20 G Angiocath</td><td>Boundtree</td><td>602032D</td><td></td></tr><tr><td>30 G Igła</td><td>Med Igły</td><td>BD-305106</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (enrofloksacyna) Tabletki antybakteryjne</td><td>Elanco</td><td>NA</td><td></td></tr>, <tr><td>Bovie Chang-A-Tip High Temp Cauterizer</td><td>USA Materiały medyczne i chirurgiczne</td><td>BM-DEL1</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk do żył Bulldog 1 1/8</td><td>Ambler Surgical USA</td><td>18-181</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J myszy&nbsp;</td><td>Jackson Labs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Mikro preparujące nożyczki sprężynowe</td><td>Sklep chirurgiczny Roboz</td><td>RS-5668</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 - Drobne kleszcze</td><td>Precyzyjne narzędzia naukowe</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Kleszcze</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>11252-50</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Medical #5/45 Kleszcze - kątowe 45&deg;</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>11253-25</td><td></td></tr><tr><td>ExiTron nano 12000</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130&nbsp;-&nbsp; 095&nbsp;-&nbsp; 698</td><td>CT środek kontrastowy&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Narzędzia do nauki pięknej</td><td>11027-12</td><td></td></tr><tr><td>Hemostat Halsted-Mosquito</td><td>Roboz Chirurgiczny</td><td>RS-7112</td><td></td></tr><tr><td>heparyna</td><td>Fresnius Lab, Jezioro Zuryskie, IL</td><td>C504701</td><td></td></tr><tr><td>histydyna-trypotofan-ketoglutaran&nbsp;</td><td>Apteka uniwersytecka</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Izolowany pojemnik</td><td>YETI</td><td>ROADIE 24 HARD COOLER</td><td>https://www.yeti.com/coolers/hard-coolers/roadie/10022350000.html</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care</td><td>NDC 66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>ketamina</td><td>Hikma Pharmaceuticals PLC</td><td>NDC 0413-9505-10</td><td></td></tr><tr><td>Mirco Serrefines</td><td>Narzędzia do nauki o nagodzeniu</td><td>18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Mysz Sonda temperatury doodbytnicy</td><td>WPI Inc</td><td>UCHWYT NA</td> IGŁĘ/KLESZCZE NA <td></td></tr><tr><td>proste</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>PE10 Rurki&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>BD 427400</td><td></td></tr><tr><td>perfadex</td><td>XVIVO Perfusion AB</td><td>REF99450</td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-MSTAT-RT</td><td></td></tr><tr><td>Puralube&nbsp; Maść okulistyczna</td><td>Dechra</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>sól fizjologiczna</td><td>PP Pharmaceuticals LLC</td><td>NDC 63323-186-10</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>14090-11</td><td></td></tr><tr><td>Ograniczenie małych myszy &ndash; 1" średnica wewnętrzna</td><td>Pro Lab Corp</td><td>MH-100</td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite System znieczulenia małych zwierząt</td><td>Kent scientific</td><td>SS-MVG-Module</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td>M500-N z OHS</td><td></td></tr><tr><td>U-CTHR</td><td>MI Labs</td><td>NA</td><td>Oprogramowanie do tomografii komputerowej</td></tr><tr><td>Vannas-Tubingen Nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>ksylazyna</td><td>Korn Pharmaceuticals Corp</td><td>NDC 59399-110-20</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Yasagil</td><td>Aesculap</td><td>FT351T</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Yasagil</td><td>Aesculap</td><td>FT261T</td><td></td></tr><tr><td>Aplikator zaciskowy Yasagil</td><td>Aesculap</td><td>FT484T</td><td></td></tr></tbody></table>

udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Successful Orthotopic Liver Transplantation in Mice Utilizing Microcomputed Tomography Angiography

Angiografia tomografii mikrokomputerowej (microCT) jest nieocenionym źródłem informacji dla badaczy. Nowe postępy w tej technologii pozwoliły na uzyskanie wysokiej jakości obrazów mikrokrążenia i są narzędziami o wysokiej wierności w dziedzinie transplantacji narządów. W tym modelu ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy, mikrotomografia komputerowa daje możliwość oceny zespolenia przeszczepu allogenicznego w czasie rzeczywistym i ma dodatkową zaletę w postaci braku konieczności poświęcania badanych zwierząt. Wybór kontrastu, a także ustawień akwizycji obrazu, tworzą obraz w wysokiej rozdzielczości, który dostarcza badaczom bezcennych informacji. Pozwala to na ocenę technicznych aspektów procedury, a także potencjalną ocenę różnych terapii w dłuższym okresie czasu. W tym protokole szczegółowo opisujemy model OLT u myszy w sposób krokowy, a na koniec opisujemy protokół mikrotomografii komputerowej, który może zapewnić wysokiej jakości obrazy, które pomagają naukowcom w dogłębnej analizie przeszczepu narządów litych. Udostępniamy przewodnik krok po kroku dotyczący przeszczepu wątroby u myszy, a także pokrótce omawiamy protokół oceny drożności przeszczepu za pomocą angiografii mikroCT.

W przypadku badaczy, którzy nie są chirurgami, nie znają anatomii lub nie czują się pewnie w interpretacji wyników radiologicznych, właściwa analiza obrazu powinna być przeprowadzona przez personel z odpowiednim przeszkoleniem. Powodzenie OLT u myszy zostało zaprezentowane w powyższym protokole. Ponadto, aby poprawić parametry badania i uzyskać informację zwrotną w czasie rzeczywistym o sukcesie przeszczepu, a także wyeliminować konieczność przeprowadzania nekropsji, można zastosować angiografię mikroCT w celu uzyskania dokładnych i wyraźnych obrazów. Reprezentatywne obrazy zamieszczono w niniejszym opracowaniu (Rysunek 11). Reprezentatywne obrazy nieudanej anastomozy in vivo przedstawiono na Rysunku 12.
Osoby znające anatomię i układ naczyniowy wątroby mogą dostrzec drożne anastomozy żylne żyły głównej dolnej (IVC). W niektórych przypadkach można również zwizualizować żyłę wrotna, co w tym modelu jest ułatwione dzięki zastosowaniu mankietu na żyłę wrotną. Obserwacja otwartych anastomoz świadczy o sukcesie technicznym operacji. Dodatkowo rekonstrukcja 3D tych obrazów może dostarczyć badaczom dodatkowych informacji oraz bardziej szczegółowego obrazu anatomii naczyniowej. Przy zastosowaniu powyższego modelu śmiertelność w kohorcie myszy poddanych OLT wynosi ~40-45%.
<img alt="Schemat anatomii wątroby i obraz chirurgiczny; żyła wrotna, przewód żółciowy, wewnątrz-wątrobowe zespolenie żyły głównej dolnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Przegląd ortotopowego przeszczepienia wątroby. (A) Rysunek przedstawiający cztery różne zespolenia: i) zespolenie żyły głównej dolnej powyżej wątroby, ii) zespolenie żyły głównej dolnej poniżej wątroby, iii) zespolenie żyły wrotnej, iv) zespolenie wspólnego przewodu żółciowego. Każda strzałka wskazuje względne miejsce nacięcia naczynia lub przewodu – żyła główna dolna powyżej wątroby (krok protokołu 2.13), żyła główna dolna poniżej wątroby (krok protokołu 2.11), żyła wrotna (krok protokołu 2.10) oraz wspólny przewód żółciowy (krok protokołu 2.7). (B) Schemat zespoleń in vivo. Pasek skali = 2 mm. Skrót: IVC = żyła główna dolna. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Zestaw instrumentów chirurgicznych, w tym pęsety, nożyczki, needle holdery, pęsety; używane w chirurgii." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Narzędzia chirurgiczne stosowane w operacjach. (A) precyzyjna pęseta 45°, (B-E) pęsety precyzyjne, (F) zakrzywiony needle holder/pęseta, (G) pęseta prosta, (H) aplikator zacisków naczyniowych, (I) kleszczyki hemostatyczne, (J) needle holder, (K) urządzenie do elektrokoagulacji, (L) ostrze nr 11, (M) retraktor brzuszny, (N,O) mikronozyczki, (P) nożyczki precyzyjne, (Q) nożyczki chirurgiczne, (R,S) zaciski Yasargila, (T) zacisk typu bulldog do żył, (U) mikrozacisk naczyniowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Urządzenia mikrochirurgiczne: mankiet żyły wrotnej i stent przewodu żółciowego, pasek skali 3,5 mm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Mankiet żyły wrotnej i stent przewodu żółciowego. Obraz ex vivo stentów i mankietów przed użyciem. Pasek skali = 3,5 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat procedury stentowania przewodu żółciowego; ustawienie chirurgiczne dla połączenia wątroby z dwunastnicą w badaniu eksperymentalnym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figura 4"> 
Figura 4: Stentowanie wspólnego przewodu żółciowego podczas operacji dawcy. (A) Wprowadzanie stentu do wspólnego przewodu żółciowego. (B) Stent przewodu żółciowego zabezpieczony wewnątrz przewodu. Pasek skali = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Schemat anatomii wątroby z podwątrobową IVC i mankietem żyły wrotnej w układzie eksperymentalnym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Zakładanie mankietu żyły wrotnej podczas przygotowania allograftu wątroby na stole operacyjnym. (A) Przewlekanie żyły wrotnej przez mankiet żylny. (B) Wywinięta żyła na mankiecie. Pasek skali = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Technika chirurgiczna z mankietem żyły wrotnej w mikrochirurgii; szczegółowy obraz procedury." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Anastomoza żyły wrotnej podczas operacji biorcy. (A) Wprowadzanie mankietu żylnego do żyły wrotnej biorcy. (B) Anastomoza żyły wrotnej zabezpieczona szwem. Pasek skali = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig06large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Technika anastomozy chirurgicznej; oznakowany przepona, anastomoza SIVVC; proces chirurgii medycznej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7: Anastomoza nadwątrobna IVC podczas operacji biorcy. (A) Ściana tylna anastomozy jest kompletna. (B) Zakończona anastomoza SHIVC. Pasek skali = 2 mm. Skróty: IVC = żyła główna dolna; SHIVC = nadwątrobna IVC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna, anastomoza żył wątrobowych, zbliżenie, technika medyczna, połączenie naczyniowe." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig08.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Anastomoza IVC podwątrobowa podczas operacji biorcy. (A) Ściana tylna anastomozy jest kompletna. (B) Zakończona anastomoza IHIVC. Pasek skali = 2 mm. Skróty: IVC = żyła główna dolna; IHIVC = IVC podwątrobowa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig08large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Umieszczenie stentu przewodu żółciowego; schemat mikrochirurgiczny; połączenie organów; wątroba, nerka, PV, IHV." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig09.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 9"> 
Rycina 9: Anastomoza wspólnego przewodu żółciowego podczas operacji biorcy. (A) Umieszczanie stentu przewodu żółciowego wewnątrz wspólnego przewodu żółciowego biorcy. (B) Zabezpieczenie anastomozy przewodu żółciowego. Pasek skali = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig09large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Układ MRI zwierzęcego; eksperyment obrazowy z myszą w pojemniku do analizy rezonansu magnetycznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig10.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 10"> 
Rysunek 10: Przygotowanie zwierzęcia do mikroangiografii microCT u myszy. (A) Iniekcja do ogonowej żyły myszy w celu podania kontrastu. (B) Mysz przesuwana przez urządzenie microCT. Skrót: microCT = mikrotomografia komputerowa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig10large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Obrazy z tomografii komputerowej pokazujące anatomię wątroby z zaznaczoną żyłą wrotną (PV) i żyłą główną dolną (IVC)." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig11.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 11"> 
Rycina 11: Reprezentatywne obrazy przedstawiające mikroangiografię CT w celu oceny drożności allograftu. (A,B) Kontrast jest widoczny w całej IVC, co świadczy o drożności anastomos w odcinku nad- i podwątrobowym. (C) Kontrast w żyle wrotnej, ponownie potwierdzający drożność. (D) Rekonstrukcja 3D naczyń krwionośnych. Skróty: microCT = mikrotomografia komputerowa; IVC = żyła główna dolna; PV = żyła wrotna. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig11large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Obrazy anastomozy chirurgicznej: zniekształcenie żyły wrotnej, krwotok z sIVC, dołączono wskaźniki skali." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65537/65537fig12.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 12"> 
Rysunek 12: Reprezentatywne obrazy przedstawiające nieudane anastomozy in vivo. (A) Nieudana anastomoza żyły wrotnej z powodu zniekształcenia żyły, co skutkowało brakiem przepływu krwi. (B) Nieudana anastomoza nadwątrobowego odcinka żyły głównej dolnej (sIVC) z powodu nadmiernego krwawienia. Pasek skali = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65537/65537fig12large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

W tym protokole omawiamy implementację modelu udanego ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy. Dodatkowo omówiono adiuwanty do dalszej analizy drożności przeszczepu allogenicznego po udanym OLT u myszy, w szczególności z wykorzystaniem skanów tomografii mikrokomputerowej (microCT).

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Microcomputed tomography (microCT) angiography is an invaluable resource to researchers. New advances in this technology have allowed for high-quality ...

Transplantacja jest często jedyną skuteczną terapią w końcowym stadium choroby narządów. Aby zrozumieć złożone mechanizmy nieodłącznie związane z uszkodzeniem po przeszczepieniu wątroby, opracowano solidne modele przeszczepów małych zwierząt, aby podsumować fizjologię i patofizjologię uszkodzenia przeszczepu allogenicznego. Konieczne będzie opracowanie innowacyjnych strategii w celu dogłębnego zbadania szlaków mechanistycznych zaangażowanych w uszkodzenie tkanek obserwowane podczas przeszczepiania oraz w celu poszerzenia puli dawców.Wykorzystanie myszy do badania transplantacji jest niezbędne, ponieważ pozwala na wykorzystanie edytowanych genów i transgenicznych linii myszy do badania roli określonych szlaków molekularnych w patofizjologii uszkodzenia przeszczepu allogenicznego. Istnieje wiele wyzwań technicznych związanych z przeszczepem wątroby u myszy, w tym mała średnica zespolenia naczyniowego i wynikające z tego ryzyko zakrzepicy prowadzącej do niewydolności przeszczepu allogenicznego. Chociaż zastosowano wiele technologii, takich jak angiografia ultrasonograficzna, tomografia mikrokomputerowa ma zalety, w tym możliwość uzyskania obrazów o wysokiej rozdzielczości zespolenia naczyniowego w całej jamie brzusznej.Badania te można przeprowadzać podłużnie w celu oceny drożności naczyń krwionośnych i obfitości wątroby w czasie. Istnieje wiele wyzwań związanych z wykonywaniem dokładnych i wyraźnych badań angiografii mikro CT u gryzoni. Odkryliśmy, że zastosowanie bramkowania serca i dostosowanie stężeń fluoru ISO w celu zmniejszenia częstości oddechów daje najwyraźniejsze obrazy.Odkryliśmy również, że wykorzystanie czasu kontrastu specyficznego dla gryzoni dla określonych faz również poprawiło wizualizację. Na początek umieść znieczuloną mysz dawcy pod mikroskopem o dużej mocy. Za pomocą nożyczek wykonaj laparotomię w linii środkowej od wyrostka mieczykowatego do syntezy łonowej.Następnie wykonaj poprzeczne nacięcie poniżej żeber, aby stworzyć wzór przypominający krzyż. Po cofnięciu wyrostka mieczykowatego wypatroszyć jelita i umieścić je na mokrej gąbce z gazy po lewej stronie jamy brzusznej. Aby zmobilizować wątrobę, oddziel ją od wszystkich przyczepów więzadłowych.Po odsłonięciu właściwej tętnicy wątrobowej lub PHA, za pomocą zakrzywionych kleszczy, zeszkieletuj ją. Po podwiązaniu PHA należy rozciąć całą długość wspólnego przewodu żółciowego lub CBD. Włóż stent do przewodu żółciowego do CBD i zabezpiecz go nylonowym szwem 10-0.Następnie podwiązaj dystalny aspekt CBD. Za pomocą mokrej gąbki z gazy cofnij prawy płat wątroby w kierunku mieczykowatego i odsłoń żyłę główną dolną lub IVC. Zmobilizuj wewnątrzwątrobową żyłę główną dolną lub IHIVC z dala od przestrzeni zaotrzewnowej i kauteryzuj prawą żyłę nadnercza.Po wypreparowaniu i podwiązaniu prawej tętnicy nerkowej i żyły należy przeciąć obie i pozostałe przyczepy więzadłowe. Po usunięciu prawej nerki wstrzyknąć 0,5 mililitra zimnego roztworu ketoglutaranu tryptofanu histydyny ze 100 jednostkami heparyny przez żyłę wrotną lub PV. Po jednej minucie od wstrzyknięcia należy przeciąć żyłę wrotną górną nad żyłą śledzionową i żyłą krezkową górną. Aby wykonać perfuzję wątroby, powoli wstrzyknij zimny roztwór konserwujący ketoglutaran tryptofanu histydyny do IHIVC, aż płyn pochodzący z PV będzie czysty.Umieść mikrozacisk lub cienki szew na IHIVC tuż nad prawą żyłą nerkową i przeciąć nieco niżej od zacisku. Gdy CBD zostanie przecięte dystalnie do stentu, zidentyfikuj i podwiąż przewód torbielowaty za pomocą nylonowego szwu 10-O. Za pomocą kleszczy chwyć kopułę pęcherzyka żółciowego i za pomocą nożyczek sprężynowych przeciąć przewód torbielowaty powyżej szwu, aby zakończyć cholecystektomię.Cofnij wątrobę dolnie, aby odsłonić żyłę główną nadwątrobową dolną lub SHIVC i przeciąć ją. Zachowanie odpowiedniej długości zespolenia u myszy biorcy. Po usunięciu dodatkowych przyczepów więzadłowych umieść wątrobę w zimnej soli fizjologicznej.Po goleniu i zdezynfekowaniu miejsca operacyjnego znieczulonej myszy biorcy, należy zastosować laparotomię w linii środkowej, aby odsłonić właściwą tętnicę wątrobową lub PHA. Po mobilizacji wątroby podwiązaj lewe naczynia przeponowe i okołoprzełykowe za pomocą nylonowego szwu 10-0. Następnie cofnij wątrobę niżej i wypreparuj żyłę główną nadwątrobową dolną lub SHIVC z zaotrzewnowej.Cofnij wątrobę wyżej i wypreparuj żyłę główną podwątrobową dolną lub IHIVC z zaotrzewnowej. Następnie podwiąż prawą żyłę nadnerczy i odsłoń wnękę wątroby. Podwiązywać PHA za pomocą nylonowego szwu 10-0.Wyciąć wspólny przewód żółciowy lub CBD z żyły wrotnej lub PV i podwiązać go szwem 7-0 w pobliżu rozwidlenia, tworząc odpowiednią przestrzeń dla zespolenia CBD. Po zaciśnięciu IHIVC tymczasowo podwiązać PV za pomocą szwu 7-0. Za pomocą igły o rozmiarze 30 przepłucz 0,5 mililitra soli fizjologicznej heparyny do natywnej żyły wrotnej wątroby.Po zaciśnięciu SHIVC i IHIVC przeciąć natywne SHIVC, IHIVC, PV i wszelkie pozostałe przyczepy więzadłowe do natywnej wątroby biorcy. Umieścić alloprzeszczep wątroby dawcy w jamie brzusznej i cofnąć wnękę alloprzeszczepu dawcy, aby odsłonić PV. Po przepłukaniu dawcy i natywnej PV należy wprowadzić wcześniej wykonany mankiet PV dawcy do światła PV wątroby biorcy. Po zabezpieczeniu zespolenia należy wykonać zespolenie szyte ręcznie za pomocą nici nylonowego 10-0 z dawcą i rodzimym SHIVC. Na koniec całkowite zespolenie ściany górnej.Następnie usuń szew podwiązany PV, a następnie zaciski naczyniowe z SHIVC, aby rozpocząć reperfuzję. Wykonaj ręcznie szyte zespolenie dla IHIVC, jak pokazano dla SHIVC. Po zakończeniu rekonstrukcji należy usunąć mikrozacisk lub szew z IHIVC w celu reperfuzji.Po wykonaniu duktotomii należy wprowadzić stent CBD dawcy do światła CBD biorcy i zabezpieczyć zespolenie szwem 10-0. Na początek użyj taśmy, aby przymocować podkładkę EKG do lewej, prawej i prawej tylnej kończyny znieczulonej myszy z przeszczepioną wątrobą. Aby zapewnić prawidłowe zespoły QRS na karcie ustawień źródła, wybierz EKG jako przewód sprawdzania źródła do logiki i wybierz odprowadzenie, które oferuje najwyraźniejszą krzywą EKG.Na karcie ustawień wyzwalacza upewnij się, że kanał A jest zaznaczony, a następnie wybierz żądane wyjście i wybierz parametry wyzwalacza kanału A. Następnie na karcie ustawień wyświetlacza dostosuj ustawienia wyświetlania, aby uzyskać wyraźny sygnał view. Weź pole obok EKG ustawionego na 500.Ustaw prezentowane parametry obrazowania. Upewnij się, że próg EKG jest poniżej wartości histerezy i powyżej szczytu odcinka ST. Po umieszczeniu myszy w skanerze naciśnij Aktualizuj obraz.Następnie uzyskaj zdjęcie rentgenowskie myszy zwiadowczej, aby wybrać odpowiednie pole view i pokrycie skanu anatomicznego. W celu wykonania akwizycji obrazu angiografii mikro CT należy ustawić prezentowane parametry. Aby zrekonstruować obrazy mikrotomografii komputerowej, prześlij obraz i ustaw niebieskie paski tak, aby znajdowały się okrakiem na anatomicznym obszarze zainteresowania.Otwórz ekran narzędzia do rekonstrukcji i wybierz plik danych do odtworzenia. Włącz kontur głośności zainteresowania, aby zoptymalizować granicę obrazu. Następnie wybierz rozmiar woksela 40 mikronów, filtr do projektora ręcznego i filtr objętościowy Gaussa 80 mikronów.Wybierz opcję Podgląd plasterka, aby zmniejszyć rozmiar pliku i określić pole widzenia na podstawie konturu objętości zainteresowania. Następnie przeprowadź koelodowanie obrazu rentgenowskiego, aby usunąć niechcianą przestrzeń lub obszary. Przejdź do sekcji Zaawansowane i kliknij opcję Bramkowanie oparte na obrazie.Wybierz 10 faz bramkowania serca. Zaktualizuj nazwę pliku, a następnie naciśnij przycisk rekonstrukcji woluminu. Na koniec zmień nazwę pliku, aby uwzględnić opcje parametrów i wybierz rekonstrukcję woluminu.Udana angiografia mikrotomografii komputerowej dostarcza szczegółowych informacji na temat zespolenia naczyniowego. Kontrast widziany przez IVC i PV świadczy o drożności zespolenia nadwątrobowego i wewnątrzwątrobowego. Dodatkowo, rekonstrukcja 3D udanych mikrotomografii komputerowych dostarcza szczegółowych informacji na temat anatomii naczyń krwionośnych.

successful-orthotopic-liver-transplantation-mice-utilizing

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Opisujemy technikę, w której fragment aorty brzusznej myszy jest przeszczepiany ortotopowo tuż poniżej tętnic nerkowych u biorcy allogenicznego lub syngenicznego. Technika ta może być przydatna w badaniach, w których za korzystne uznaje się przeszczepienie dużych tętnic o jednolitym rozmiarze.

Ortotopowy przeszczep aorty u myszy do badań nad chorobami naczyniowymi

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Ortotopowe modele myszy z przerzutowym czerniakiem błony naczyniowej oka ludzkiej wątroby zostały stworzone przy użyciu technik chirurgicznej implantacji ortotopowej z technikami wstrzykiwania kawałków guza pochodzących od pacjenta i igieł z hodowanymi ludzkimi liniami komórkowymi czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej.

Generowanie ortotopowej platformy ksenoprzeszczepu ludzkiego czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej wątroby u myszy z niedoborem odporności

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia ortotopowych ksenoprzeszczepów raka wątrobowokomórkowego z podwiązaniem tętnicy wątrobowej i bez niej oraz wykonywania nieinwazyjnego obrazowania hipoksji guza za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) przy użyciu [18F]Fluoromisonidazolu ([18F]FMISO) i [18F]Fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG).

Nieinwazyjne obrazowanie PET/MR w ortotopowym mysim modelu raka wątrobowokomórkowego

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Ten protokół dostarcza informacji technicznych dotyczących rekonstrukcji naczyń krwionośnych przy użyciu techniki mankietowej w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy.

Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Przeszczep cienkiego jelita stał się uznaną opcją terapeutyczną dla pacjentów z nieodwracalną niewydolnością jelit. Nasz eksperymentalny model ortotopowego przeszczepu cienkiego jelita u szczurów służy jako niezawodne narzędzie do badania podstawowych procesów immunologicznych i zapalnych, które komplikują transplantację jelita.

Ortotopowe przeszczepianie jelita cienkiego u szczurów

Poznaj protokół ortotopowego przeszczepu wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii mikroCT do oceny drożności naczyń. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów uszkodzenia alloprzeszczepu.

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Przeglądaj więcej filmów