Name: Techniki obsługi i znakowania do wszczepiania młodocianych American Shad za pomocą nowego mikroprzekaźnika akustycznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-14T12:40:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Naucz się technik obsługi i znakowania młodocianych American shad przy użyciu nowego mikroprzekaźnika akustycznego. Metoda zapewnia wysoką przeżywalność i retencję znacznika w badaniach terenowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane przez Biuro Technologii Wodnych Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych (DOE). Badania laboratoryjne przeprowadzono w PNNL, który jest eksploatowany przez Battelle dla DOE w ramach umowy DE-AC05-76RL01830. Autorzy chcieliby podziękować Danie McCoskey i Timowi Welchowi z DOE, Ericowi Francavilla, Ryanowi Harnishowi, Huidong Li, Stephanie Liss, Brianowi Masonowi, Megan Nims, Brettowi Pflugrathowi i Ashlynn Tate z PNNL za pomoc w badaniu i manuskrypcie, a także Korpusowi Inżynieryjnemu Armii Stanów Zjednoczonych i Komisji Rybołówstwa Morskiego Stanów Pacyfiku za ich pomoc w zebraniu młodocianych ryb.

PNNL jest akredytowany przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care. Z amerykańskimi shad obchodzono się zgodnie z federalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych11, a protokoły naszego badania zostały przeprowadzone zgodnie i zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt PNNL.
1. Przygotowanie zbiornika odzysku po znakowaniu
<ol>
	<li>Gdy słonawa słona woda (7,5 ppt) nie jest łatwo dostępna, użyj statycznego systemu do przechowywania shad z odpowiednim napowietrzeniem i cyrkulacją przez 1-2 dni przed uwolnieniem (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>W statycznym, okrągłym zbiorniku zainstaluj system podnośnika powietrznego, aby zapewnić napowietrzanie. Podłącz rurę PVC z boku zbiornika tak, aby trójnik znajdował się na górze, drugi trójnik znajdował się w pobliżu środka, a ekranowana złączka była wkręcona na spód rury.</li>
	<li>Następnie podłącz kamień napowietrzający do przewodu sprężonego powietrza i umieść kamień napowietrzający na dnie rury w pobliżu ekranu. 
	UWAGA: Ekran zapobiega przedostawaniu się ryb do systemu transportu powietrznego.</li>
	<li>Napełnij zbiornik świeżą wodą, aż port wyjściowy (środkowy trójnik z PVC) podnośnika powietrznego będzie zanurzony mniej więcej do połowy. Następnie zakręć wodę.
	<ol>
		<li>Następnie włącz i zwiększ dopływ powietrza, aż napowietrzona woda wychodząca z portu stworzy kierunkowy przepływ, w którym ryba może się zorientować.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dodaj komercyjną sól morską, aby uzyskać 7,5 ppt słonawego roztworu słonej wody i mieszaj, aż się rozpuści.</li>
</ol>
2. Przygotowanie wiadra ze źródłem ryb morskich i roztworu znieczulającego ze słoną wodą
<ol>
	<li>Odmierz 7,5 g soli morskiej na każde 0,5 l wody i rozpuść w wiadrze. 
	UWAGA: W kroku 3.5 dodaje się równą objętość słodkiej wody zawierającej shad, aby uzyskać końcowe stężenie 7.5 ppt.</li>
	<li>W innym wiadrze odmierz i rozpuść 7,5 g soli morskiej na każdy litr wody.
	<ol>
		<li>Dodać 120 mg metanosulfonianu trikainy (MS-222) buforowanego 120 mg wodorowęglanu sodu na litr słonej wody.</li>
		<li>Dodaj dodatkowe powietrze do wiader znieczulających.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Zbiór shad z przeniesieniem wody do wody do słonawej słonej wody
<ol>
	<li>Częściowo napełnij kolejne wiadro świeżą wodą i umieść je bokiem w zbiorniku źródłowym do wstępnego znakowania.</li>
	<li>Użyj siatki lub ręki, aby delikatnie poprowadzić rybę, aby wpłynęła do wiadra.</li>
	<li>Gdy w wiadrze znajdzie się odpowiednia liczba ryb, obróć wiadro do góry i zabezpiecz je perforowaną pokrywką.</li>
	<li>Wylej nadmiar wody przez pokrywkę, utrzymując rybę zawartą w docelowej ilości słodkiej wody (tj. połowie objętości ostatniego wiadra ze źródłem słonej wody o stężeniu 7,5 ppt).</li>
	<li>Delikatnie wlej shad i słodką wodę do wiadra ze źródłem słonej wody przygotowanego w kroku 2.1. 
	UWAGA: Końcowe zasolenie wyniesie 7,5 ppt.</li>
	<li>Dostarczyć dodatkowe powietrze do wstępnie oznakowanego wiadra ze źródłem ryb za pomocą pompy powietrza akwariowego i kamienia napowietrzającego, aby utrzymać rozpuszczony tlen na akceptowalnym poziomie (>idealne jest nasycenie 90%).</li>
</ol>
4. Implantacja nadajnika akustycznego w shad
<ol>
	<li>Zdezynfekuj nadajniki w 70% etanolu przez 20 minut i spłucz sterylną wodą przed użyciem.</li>
	<li>Za pomocą siatki zanurzeniowej o gładkich, bardzo drobnych oczkach (~0,4 mm) nawiąż siatkę z wiadra źródłowego do wiadra ze środkiem znieczulającym. Shad powinien stracić równowagę i odruchy rdzeniowe w ciągu ~2-3 min, w zależności od temperatury wody i innych parametrów jakości wody.</li>
	<li>Po pełnym znieczuleniu do etapu czwartego12, użyj dłoni w rękawiczce, aby delikatnie umieścić rybę na mokrej tablicy pomiarowej, aby uzyskać jej długość.</li>
	<li>Przenieś rybę do wypełnionej wodą łodzi wagowej na tarowanej wadze, aby uzyskać jej wagę.</li>
	<li>Zapisz długość i wagę, akustyczny kod znacznika i wszelkie uwagi dotyczące stanu ryby przed znakowaniem, takie jak utrata łuski lub krwotok.</li>
	<li>Umieść rybę w pojemniku transferowym wypełnionym znieczulającą słoną wodą i dostarcz ją wraz z nadajnikiem akustycznym do chirurga ryb.</li>
	<li>Umieść rybę lewą stroną do dołu, na mokrej, wodoodpornej podkładce piankowej przygotowanej z rowkiem w kształcie litery V (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 2A). 
	UWAGA: Rowek w kształcie litery V zapobiega zbytniemu ślizganiu się ryby podczas zabiegu i umożliwia gromadzenie się wody wokół pyska ryby, dzięki czemu może ona aktywnie pobierać wodę przez skrzela.</li>
	<li>Dostarczyć świeżą wodę do pyska ryby za pomocą rurki przymocowanej do grawitacyjnie zasilanego zbiornika wodnego.</li>
	<li>Używając zdezynfekowanego lub zupełnie nowego ostrza chirurgicznego ze stali nierdzewnej #11, wykonaj nacięcie pionowo o długości 3 mm między miomerami w pobliżu dystalnego końca płetwy piersiowej.</li>
	<li>W razie potrzeby usuń łuskę na końcówce ostrza, jeśli zasłania skórę ryby.
	<ol>
		<li>Ostrożnie włóż nadajnik do nacięcia i popchnij go do tyłu, aż cały tag spocznie w jamie ciała (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
		<li>W razie potrzeby użyj końca skalpela (lub kleszczyków z cienką końcówką), aby ostrożnie całkowicie włożyć zawieszkę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść oznakowaną rybę w małym pojemniku ze słoną wodą o stężeniu 7,5 ppt z napowietrzeniem, aby ryba mogła dojść do siebie po znieczuleniu.</li>
	<li>Gdy ryba odzyska równowagę, należy przeprowadzić transfer woda-woda z pojemnika do odzysku do zbiornika po znakowaniu zawierającego 7,5 ppt słonej wody.</li>
	<li>Pozwól oznakowanym rybom zregenerować się w słonej wodzie przez 1-2 dni przed wypuszczeniem.</li>
</ol>

<ol><li>Dadswell, M. J., Rulifson, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrotidal+estuaries%3A+A+region+of+collision+between+migratory+marine+animals+and+tidal+power+development%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Journal+of+the+Linnean+Society%22%5BJournal%5D)">Macrotidal estuaries: A region of collision between migratory marine animals and tidal power development.</a> Biological Journal of the Linnean Society. 51, 93-113 (1994).</li>
<li>Limburg, K. E., Waldman, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dramatic+declines+in+North+Atlantic+diadromous+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22BioScience%22%5BJournal%5D)">Dramatic declines in North Atlantic diadromous fishes.</a> BioScience. 59, 955-965 (2009).</li>
<li>Castro-Santos, T., Mulligan, K. B., Kieffer, M., Haro, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+plunge+pool+configuration+on+downstream+passage+survival+of+juvenile+blueback+herring%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture+and+Fisheries%22%5BJournal%5D)">Effects of plunge pool configuration on downstream passage survival of juvenile blueback herring.</a> Aquaculture and Fisheries. 6 (2), 135-143 (2021).</li>
<li>Dubois, R. B., Gloss, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mortality+of+juvenile+American+shad+and+striped+bass+passed+through+Ossberger+crossflow+turbines+at+a+small-scale+hydroelectric+site%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Mortality of juvenile American shad and striped bass passed through Ossberger crossflow turbines at a small-scale hydroelectric site.</a> North American Journal of Fisheries Management. 13 (1), 178-185 (1993).</li>
<li>Pflugrath, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+susceptibility+of+Juvenile+American+shad+to+rapid+decompression+and+fluid+shear+exposure+associated+with+simulated+hydroturbine+passage%5BTitle%5D)+AND+%22Water%22%5BJournal%5D)">The susceptibility of Juvenile American shad to rapid decompression and fluid shear exposure associated with simulated hydroturbine passage.</a> Water. 12 (2), 586(2020).</li>
<li>Brown, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+the+maximum+tag+burden+for+implantation+of+acoustic+transmitters+in+juvenile+Chinook+salmon%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">An evaluation of the maximum tag burden for implantation of acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon.</a> North American Journal of Fisheries Management. 30 (2), 499-505 (2010).</li>
<li>Skalski, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Status+after+5+years+of+survival+compliance+testing+in+the+Federal+Columbia+River+Power+System+%28FCRPS%29%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Status after 5 years of survival compliance testing in the Federal Columbia River Power System (FCRPS).</a> North American Journal of Fisheries Management. 36 (4), 720-730 (2016).</li>
<li>Raquel, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+handling+and+trucking+on+chinook+salmon%2C+striped+bass%2C+American+shad%2C+steelhead+trout%2C+threadfin+shad%2C+and+white+catfish+salvaged+at+the+John+E.+Skinner+delta+fish+protective+facility+%28Vol.+19%29%5BTitle%5D)+AND+%22Interagency+Ecological+Study+Program+for+the+Sacramento-San+Joaquin+Estuary%22%5BJournal%5D)">Effects of handling and trucking on chinook salmon, striped bass, American shad, steelhead trout, threadfin shad, and white catfish salvaged at the John E. Skinner delta fish protective facility (Vol. 19).</a> Interagency Ecological Study Program for the Sacramento-San Joaquin Estuary. , (1989).</li>
<li>Kleinschmidt, G., Sullivan, E. Aquacoustics. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relicensing+Study+3.3.3.+Evaluate+downstream+passage+of+juvenile+American+Shad.+Interim+Study+Report%3A+Northfield+Mountain+Pumped+Storage+Project+%28No.+2485%29+and+Turners+Falls+Hydroelectric+Project+%28No.+2485%29+and+Turners+Falls+Hydroelectric+Project+%28No.+1889%29%5BTitle%5D)+AND+%22FirstLight%22%5BJournal%5D)">Relicensing Study 3.3.3. Evaluate downstream passage of juvenile American Shad. Interim Study Report: Northfield Mountain Pumped Storage Project (No. 2485) and Turners Falls Hydroelectric Project (No. 2485) and Turners Falls Hydroelectric Project (No. 1889).</a> FirstLight. , (2016).</li>
<li>Heisey, P. G., Mathur, D., Rineer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+tag-recapture+technique+for+estimating+turbine+passage+survival%3A+application+to+young-of-the-year+American+shad+%28Alosa+sapidissima%29%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Fisheries+and+Aquatic+Sciences%22%5BJournal%5D)">A reliable tag-recapture technique for estimating turbine passage survival: application to young-of-the-year American shad (Alosa sapidissima).</a> Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 49, 1826-1834 (1992).</li>
<li>National Research Council. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals.%3A+Eighth+Edition%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.: Eighth Edition</a>. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Summerfelt, R. C., Smith, L. C. Anesthesia, surgery, and related techniques. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSummerfelt%2C+RC+%22Methods+for+Fish+Biology%22">Methods for Fish Biology</a>. Schreck, C. B., Moyle, P. B. , 213-263 (1990).</li>
<li>Bailey, M. M., Isely, J. J., Bridges, W. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Movement+and+population+size+of+American+shad+near+a+low-head+lock+and+dam%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+American+Fisheries+Society%22%5BJournal%5D)">Movement and population size of American shad near a low-head lock and dam.</a> Transactions of the American Fisheries Society. 133 (2), 300-308 (2004).</li>
<li>Grote, A. B., Bailey, M. M., Zydlewski, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Movements+and+demography+of+spawning+American+Shad+in+the+Penobscot+River%2C+Maine%2C+prior+to+dam+removal%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+American+Fisheries+Society%22%5BJournal%5D)">Movements and demography of spawning American Shad in the Penobscot River, Maine, prior to dam removal.</a> Transactions of the American Fisheries Society. 143 (2), 552-563 (2014).</li>
<li>Harris, J. E., Hightower, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Movement+patterns+of+American+shad+transported+upstream+of+dams+on+the+Roanoke+River%2C+North+Carolina+and+Virginia%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Movement patterns of American shad transported upstream of dams on the Roanoke River, North Carolina and Virginia.</a> North American Journal of Fisheries Management. 31 (2), 240-256 (2011).</li>
<li>Bolland, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refinement+of+acoustic-tagging+protocol+for+twaite+shad+Alosa+fallax+%28Lac%C3%A9p%C3%A8de%29%2C+a+species+sensitive+to+handling+and+sedation%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research%22%5BJournal%5D)">Refinement of acoustic-tagging protocol for twaite shad Alosa fallax (Lacépède), a species sensitive to handling and sedation.</a> Fisheries Research. 212, 183-187 (2019).</li>
<li>Gahagan, B. I., Bailey, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+implantation+of+acoustic+tags+in+American+Shad+to+resolve+riverine+and+marine+restoration+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Coastal+Fisheries%22%5BJournal%5D)">Surgical implantation of acoustic tags in American Shad to resolve riverine and marine restoration challenges.</a> Marine and Coastal Fisheries. 12 (5), 272-289 (2020).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Potrzeba zbadania przemieszczania się młodocianych amerykańskich shadów wokół elektrowni wodnych skłoniła do opracowania protokołu postępowania i znakowania w celu poprawy przeżywalności oznakowanych shadów. W PNNL pierwsze próby wszczepienia młodemu shad nowatorskiego nadajnika akustycznego, bez użycia słonej wody, zakończyły się 100% śmiertelnością w ciągu 24 godzin. Kolejny, starannie opracowany protokół postępowania i znakowania wykazał, że shad amerykański może być wszczepiony za pomocą mikroprzekaźnika akustycznego i przetrzymywany przez długi czas w warunkach laboratoryjnych z wysokim wskaźnikiem przeżycia (81,5%). Zminimalizowanie obchodzenia się z wodą i użycie słonawej słonej wody przed i po znakowaniu miało zasadnicze znaczenie dla powodzenia znakowania młodych amerykańskich shadów.
We wstępnej ocenie shad o wielkości zaledwie 50 mm został oznaczony atrapą nadajnika przy użyciu czterech metod implantacji. Znakowanie żołądka, jedna z najczęstszych metod znakowania dorosłych 13,14,15, przyniosło obiecujące wyniki podczas testów pilotażowych, ale miało dużą częstość utraty znacznika podczas wstępnej oceny. Implantacja przez nacięcie miednicy została z powodzeniem wykorzystana do badania ruchów shad dorosłych Twaite16, a przyczepy grzbietowe zostały wykorzystane do krótkoterminowego monitorowania młodocianych shad amerykańskich10. Niedawno, implantacja znacznika przez nacięcie piersiowe została wykorzystana do zbadania długoterminowych ruchów dorosłych ryb zarówno w środowisku rzecznym, jak i morskim17. We wstępnej ocenie w PNNL lokalizacja nacięcia piersiowego wypadła lepiej niż trzy inne oceniane lokalizacje, a 7-dniowe przeżycie po znakowaniu wyniosło ponad 90%.
Ogólnie rzecz biorąc, wyniki tych ocen wykazały, że przeżycie oznakowanego shad było porównywalne z przeżyciem nieoznakowanego shad po upływie czasu pracy baterii nadajnika akustycznego, który ma wynosić ~30 dni z sygnałem akustycznym przesyłanym co 5 sekund.
Ten projekt nadajnika i protokół znakowania są bardzo obiecujące w badaniu małych, wrażliwych i zagrożonych gatunków ryb, takich jak shad amerykański, w zastosowaniach terenowych, umożliwiając naukowcom uzyskanie cennych informacji na temat ruchów ryb w pobliżu elektrowni wodnych. Na przykład ta technika znakowania zostanie wykorzystana w nadchodzącej aplikacji terenowej do badania zachowania oznakowanych akustycznie młodocianych ryb, gdy zbliżają się do przelewu i elektrowni wodnej. Wyniki uzyskane dzięki badaniom w rzece mogą przyczynić się do lepszego podejmowania decyzji dotyczących zarządzania w tych obiektach i mogą pomóc w ochronie gatunków przez cały okres ich młodego życia. Przyszłe badania powinny ocenić skuteczność tej procedury znakowania i śledzenia ryb przepływowych w warunkach polowych. Ponadto techniki te można łatwo zastosować do implantacji ryb lub innych wrażliwych gatunków za pomocą znaczników pasywnego zintegrowanego transpondera (PIT), które mogą zapewnić długoterminowe monitorowanie przez całą historię ich życia.

Amerykański shad (Alosa sapidissima) to anadromiczny gatunek ryby, który pochodzi ze wschodniego wybrzeża Stanów Zjednoczonych. Zmniejszona dostępność siedlisk i wzmożony rozwój zapór wodnych spowodowały spadek populacji shad w ich rodzimym zasięgu1,2. Młodociane shad i inne alozyny, podczas migracji do oceanu, mogą być szczególnie podatne na urazy i śmiertelność podczas przechodzenia przez struktury hydroelektryczne3,4,5. Zrozumienie wskaźników przechodzenia i przeżywalności młodocianych ryb w zaporach wodnych ma kluczowe znaczenie dla informowania o ponownym licencjonowaniu tych obiektów, a także dla działań na rzecz odbudowy gatunku. Brakuje jednak skutecznych technik znakowania w celu oceny szybkości przejścia i przeżywalności amerykańskich ryb podczas migracji do oceanu. Shad oznaczony nadajnikami do badań telemetrycznych powinien być reprezentatywny dla nieoznakowanej populacji wnioskowania i nie powinien mieć negatywnego wpływu tagu ani procesu tagowania6,7.
Aby pomóc poprawić zdolność śledzenia młodocianych ryb, Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) opracowało nowy akustyczny mikroprzekaźnik do badania amerykańskich gatunków ryb o podobnych typach ciała o strukturze kompresji. Jednym z powszechnych wyzwań związanych z badaniem amerykańskich shad i innych alosyn jest ich wrażliwość na obchodzenie się, transport i znakowanie w porównaniu z innymi gatunkami. Na przykład Raquel i in.8 stwierdzili, że śmiertelność podczas transportu i transportu ciężarowego była konsekwentnie wyższa w przypadku młodocianych ryb amerykańskich niż w przypadku pozostałych pięciu gatunków młodych ryb w ich badaniu. Spośród kilku opublikowanych badań, w których oceniano wysiłki mające na celu znakowanie młodocianych amerykańskich shadów, odnotowano szeroki zakres przeżywalności, od zaledwie 2% po 7 dniach9 do 100% po 48 godzinach po otagowaniu10 i bardzo niewiele informacji na temat długoterminowego przeżycia i retencji nadajnika dla oznakowanych młodocianych shad jest dostępnych.
Wyzwania związane z udanym obchodzeniem się i oznaczaniem wrażliwych gatunków, takich jak shad amerykański, rzuciły światło na luki w wiedzy na temat ich migracji, zachowania i wykorzystania siedlisk. Możliwość śledzenia ruchu przez zapory wodne znacznie pogłębiłaby zrozumienie wskaźników przepływu i przeżywalności amerykańskich ryb. Pomogłoby to w podejmowaniu świadomych decyzji dotyczących zarządzania istniejącymi elektrowniami wodnymi oraz nowatorskich projektów systemów, które minimalizują wpływ na gatunki ryb i etapy życia, które nie były wcześniej badane. Wraz z rozwojem nowej technologii nadajników, zrozumienie wpływu nadajnika i procesu znakowania jest niezbędne do zminimalizowania stronniczości i dokładnej oceny przejścia i przeżycia. Celem tego badania była ocena 60-dniowego przeżycia młodocianych amerykańskich shad oznakowanych za pomocą nowego akustycznego mikroprzekaźnika oraz zapewnienie protokołu postępowania i znakowania, który zmniejszyłby negatywny wpływ znakowania na shad, czyniąc je w ten sposób bardziej porównywalnymi z ich nieoznakowanymi odpowiednikami.

<table><tbody><tr><td>Ostrze chirurgiczne ze stali nierdzewnej #11</td><td>Exel</td><td>29502</td><td>zakupione w Med-Vet International; brak prawdziwych preferencji dla dostawcy ostrzy</td></tr> <tr><td>#11 ostrza chirurgicznego ze stali nierdzewnej</td><td>Miltex</td><td>MIL4-311</td><td>zakupionego od Med-Vet International; brak prawdziwych preferencji dla dostawcy ostrzy</td></tr><tr><td>Wiadro o pojemności 2 galonów</td><td>Leaktite</td><td>#2GL Nadajnik akustyczny z białego wiadra</td><td></td></tr><tr><td>do amerykańskiego shad</td><td>Pacific Northest National Laboratory</td><td>Zgłoszony do opatentowania</td><td>BattelleIPID: 32500</td></tr><tr><td>kamień napowietrzający</td><td>Pompa</td> powietrza do akwarium <td>Pentair AS3</td><td></td></tr><tr><td>Miernik tlenu rozpuszczonego</td><td>Tetra</td> Whisper <td></td> Etanol YSI ProODO lub ProSolo <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td> Siatka o drobnych oczkach Decon Laboratories 2805HC Niebieska wstążka ABLEC8 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>zbiornik do przechowywania ryb</td><td>Reiff Manufacturing</td><td>NA</td><td>okrągły zbiornik akwakultury</td></tr><tr><td>piankowy klęcznik ogrodowy</td><td>Tommyco</td><td>12003</td><td></td></tr><tr><td>plastikowy pojemnik do przechowywania</td><td>Ziploc</td><td>wycofany; Pojemnik 8 uncji z pokrywką</td><td></td></tr><tr><td>Cement PVC</td><td>Rura PVC Oatey</td><td>30821</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Rura Charlotte</td><td>Harmonogram PVC 40</td><td>Średnica 2 "</td></tr><tr><td>Podkład PVC</td><td>Oatey</td><td>30757</td><td></td></tr><tr><td>Trójnik</td><td>PVC Charlotte Pipe</td><td>NA</td><td>2" PVC Harmonogram 40 S x S x S Trójnik</td></tr><tr><td>sól morska</td><td>InstantOcean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr> rurka <tr><td>silikonowa 3/16"</td><td>Rurka Pentair</td><td>tp30s</td><td>do dostarczania wody podczas znakowania</td></tr><tr><td>wodorowęglan sodu</td><td>Fisher Chemical</td><td>S233-500</td><td></td></tr><tr><td>sterylna woda</td><td>Woda NA</td><td>NA</td><td>jest sterylizowana za pomocą autoklawu</td></tr><tr><td>rurki metanosulfonianu trikainy</td><td>Syndel USA</td><td>15650</td><td></td></tr><tr><td>do linii lotniczych</td><td>Hydromaxx</td><td>1403038050</td><td></td></tr></tbody></table>

techniki obsługi i znakowania do wszczepiania młodocianych american shad za pomocą nowego mikroprzekaźnika akustycznego

Handling and Tagging Techniques for Implanting Juvenile American Shad with a New Acoustic Microtransmitter

Wykorzystanie technik telemetrycznych do lepszego zrozumienia zachowania i przetrwania młodych amerykańskich shad (Alosa sapidissima), podczas ich migracji przez systemy hydroenergetyczne, było wyzwaniem, ponieważ shad jest powszechnie znany z tego, że jest szczególnie wrażliwy na obchodzenie się z nimi. Celem tego badania było opracowanie protokołu znakowania przy użyciu nowego, akustycznego mikroprzekaźnika, który minimalizuje szkodliwe skutki procesu znakowania i maksymalizuje przeżywalność młodych amerykańskich shadów po znakowaniu. Ograniczenie obchodzenia się z wodą i stosowanie słonawej słonej wody (7,5 części na tysiąc) przed i po znakowaniu poprawiło przeżywalność osób oznakowanych przy użyciu prostej metody implantacji klatki piersiowej. Protokół ten zapewnia szczegółową, krok po kroku procedurę znakowania młodocianych krów za pomocą nadajników akustycznych. Ryby oznakowane przy użyciu tej procedury i trzymane w laboratorium przez 60 dni miały 81,5% wskaźnik przeżycia, w porównaniu do 70% w przypadku ich nieoznakowanych odpowiedników. Skuteczne praktyki znakowania i obchodzenia się z nimi opracowane w tym badaniu mogą zostać zastosowane do terenowych badań telemetrycznych młodocianych ryb i innych wrażliwych gatunków.

Przeprowadzono dwie serie ocen znakowania w celu zbadania skuteczności znakowania młodzieńczych osobników alosy – wstępne próby w 2020 roku oraz długoterminowe badanie utrzymania w 2021 roku. Wstępne oceny laboratoryjne przeprowadzono w PNNL w listopadzie 2020 roku, aby określić preferowaną metodę implantacji nowatorskiego mikroprzekaźnika akustycznego u alosy amerykańskiej. Prototypowe konstrukcje przekaźników (n = 4, P1-P4) zestawiono z różnymi miejscami znakowania (żołądkowym, piersiowym, brzusznym i grzbietowym), co dało łącznie 4 unikalne warianty połączenia przekaźnika akustycznego z miejscem znakowania (n = 40 ryb na wariant, Tabela 1). Wszystkie ryby testowe zostały losowo przypisane do wariantu i zbiornika utrzymaniowego. Ryby testowe przetrzymywano w 2 zbiornikach utrzymaniowych z równą liczbą ryb z każdego wariantu (tj. 20 ryb na wariant) w każdym zbiorniku przez 14 dni. Przez pierwsze 2 dni oceny alosy przebywały w słonawej wodzie (7,5 ppt), aby mogły dojść do siebie po znakowaniu i manipulacjach. Następnie, na pozostały okres oceny, zbiorniki przełączono na przepływową wodę słodką.
W ocenie wstępnej oznakowane ryby oraz kontrole z odciętą płetwą miały długość widlicową w zakresie 50-80 mm. Przeżywalność młodych osobników alosy oraz retencja znaczników były najwyższe u ryb, u których implantację wykonano poprzez nacięcie w okolicy płetwy piersiowej, w porównaniu z innymi technikami znakowania (Rysunek 3). Dodatkowe oceny pilotażowe wykazały również, że techniki postępowania, takie jak przenoszenie z wody do wody oraz utrzymywanie ryb w słonawej wodzie przed i po zdarzeniach stresowych, takich jak znakowanie, miały kluczowe znaczenie dla zwiększenia wskaźników przeżywalności.
Wykorzystując skuteczne protokoły znakowania i obchodzenia się z rybami opracowane podczas wstępnej oceny, w 2021 roku w PNNL przeprowadzono badanie laboratoryjne w celu oceny długoterminowej przeżywalności (60 d) oraz retencji znaczników u młodocianych alosy amerykańskiej, którym wszczepiono nadajniki akustyczne metodą nacięcia w okolicy piersiowej. W ocenie długoterminowej zastosowano atrapy nadajników P5 (Ryc. 4), które stanowią ulepszony prototyp o kształcie i rozmiarze zbliżonym do modelu P1 użytego we wstępnej ocenie. Średnie wymiary i masa atrapy znacznika P5 wynosiły 7,6 mm długości × 2,3 mm średnicy, a masa w powietrzu 0,058 g (odchylenie standardowe 0,002 g), co skutkowało obciążeniem znacznikiem &lt;1%. Prototyp nadajnika akustycznego z komponentami funkcjonalnymi (Ryc. 4) ma wymiary 7,6 mm długości x 2,0 mm średnicy i masę w powietrzu 0,050 g.
Młode osobniki alosy amerykańskiej wykorzystane w ocenie długoterminowej były utrzymywane w niewoli przez 4 miesiące do momentu rozpoczęcia testów. Choć eksperyment został zaprojektowany tak, aby w dwóch zbiornikach przez okres 60 dni utrzymywano równą liczbę ryb w grupie badanej i kontrolnej, liczba pozostałych osobników alosy w momencie znakowania była niska. W związku z tym do grupy badanej (znakowanej) losowo przydzielono więcej ryb niż do grupy kontrolnej, aby lepiej zrozumieć długoterminową skuteczność techniki znakowania alosy. W każdym z dwóch zbiorników znajdowało się 27 ryb z grupy badanej oraz 9 lub 10 ryb z grupy kontrolnej. Jednakże, ponieważ przeżywalność w zbiorniku A (13,8%) była znacznie gorsza niż w zbiorniku B (78,4%; dokładny test Fishera, p &lt; 0,001), a w obrębie każdego zbiornika nie stwierdzono różnic w przeżywalności między grupą znakowaną a kontrolną, w niniejszym opracowaniu uwzględniono wyłącznie wyniki dla zbiornika B.
Alose amerykańskie (długość widlicowa 69-105 mm; masa 3,9-11,7 g) zostały albo oznakowane nadajnikiem P5 za pomocą nacięcia piersiowego (n = 27), albo przypisane do grupy kontrolnej (n = 10). Ryby kontrolne poddano tym samym procedurom, w tym umieszczeniu na podkładce chirurgicznej przez ok. 20 s, jednak nie wykonano u nich cięcia płetwy ani nacięcia, i nie wszczepiono nadajnika. Po oznakowaniu obie grupy traktowane przetrzymywano w słonawej wodzie (7,5 ppt) przez 1 dzień, a następnie przeniesiono do wody rzecznej w systemie przepływowym na pozostały czas badania. Przeżywalność po 60 dniach wyniosła 81,5% dla grupy oznakowanej i 70% dla nieoznakowanej grupy kontrolnej (Rycina 5). Przeżywalność oznakowanych ryb w tej ocenie została zdefiniowana jako zarówno przeżycie, jak i utrzymanie nadajnika, ponieważ w badaniu telemetrycznym nie można odróżnić wypadnięcia nadajnika od zdarzenia śmiertelnego. Nie stwierdzono istotnej różnicy w przeżywalności między dwiema grupami (dokładny test Fishera, P = 0,884); jednak moc wykrywania różnic wyniosła 38,4% ze względu na małą liczebność prób. Mimo że moc wykrywania różnic między grupami była niska, wyniki długoterminowej oceny pokazują, że ten protokół obsługi i oznakowania może być z umiarkowanym sukcesem stosowany do wszczepiania nadajników akustycznych u alosy amerykańskiej.
<img alt="Schemat systemu akwakultury, konfiguracja zbiornika dla ryb, przepływ wody, recyrkulacyjna akwakultura, hodowla ryb." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Zbiornik rekonwalescencyjny po znakowaniu, wypełniony słonawą wodą morską. System airlift dostarcza tlen do statycznego zbiornika. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Układ do sekcji ryby, pokazujący badanie fizjologiczne, proces laboratoryjny z pipetą i rękawiczkami." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig2v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Implantacja nadajnika akustycznego u młodego osobnika alosy amerykańskiej. Młoda alosa amerykańska (A) z nacięciem w okolicy piersiowej oraz (B) z wprowadzonym w nacięcie atrapią nadajnika P5. Należy zauważyć, że pysk alosy jest częściowo zanurzony w wodzie wypływającej z niebieskiego przewodu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres analizy przeżywalności; wpływ znakowania na przeżywalność w ciągu 14 dni; metody żołądkowa, piersiowa, miedniczna." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig3v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Procent przeżywalności podczas wstępnej 14-dniowej oceny w jednej grupie kontrolnej nieznakowanej oraz czterech znakowanych grupach młodzieńczych osobników alosy amerykańskiej. Obróbki znakowania obejmowały cztery miejsca aplikacji nadajników (żołądkowe, piersiowe, miedniczne i grzbietowe), z których każde zostało sparowane z unikalnym prototypem nadajnika (P1-P4). Przeżywalność znakowanych ryb definiowano jako przeżycie oraz utrzymanie nadajnika. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Nadajnik akustyczny, porównanie z atrapy tagu z linijką dla skali; analiza badań urządzenia do śledzenia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Nadajniki akustyczne i atrapy do znakowania młodocianych alosy amerykańskiej. (A) Funkcjonalny mikrotransmiter akustyczny oraz (B) prototyp nadajnika atrapy P5, który był wykorzystywany w 60-dniowym badaniu przeżywalności laboratoryjnej. Należy zwrócić uwagę, że cyfry 4-7 na linijce oznaczają centymetry. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres analizy przeżywalności porównujący grupę Pectoral P5 z oznakowanymi osobnikami względem nieoznakowanych kontroli w czasie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65694/65694fig5v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Procent przeżywalności alosy amerykańskiej w trakcie długoterminowego, 60-dniowego badania w warunkach utrzymania. Młode osobniki alosy były albo nieoznakowane (Untagged Controls; linia ciągła), albo oznakowane (Tagged [Pectoral P5]; linia przerywana) za pomocą atrapy nadajnika. Przeżywalność grupy oznakowanej definiowano jako przeżycie osobników oraz utrzymanie się znacznika. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65694/65694fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always" style="font-size: 12px;">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">Typ znacznika</td>
			<td rowspan="2">Lokalizacja znacznika</td>
			<td rowspan="2">N</td>
			<td colspan="2">Długość widliczna (mm)</td>
			<td rowspan="2">Średnia masa znacznika (SD; g)</td>
			<td rowspan="2">Obciążenie znacznikiem (%)</td>
			<td rowspan="2">Przeżywalność (%)</td>
			<td rowspan="2">Średni czas znakowania/zaciskania (s)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zakres</td>
			<td>Średnia (SD) </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1</td>
			<td>Żołądkowa</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 76</td>
			<td>60 (6.0)</td>
			<td>0.058 (0.003)</td>
			<td>1.5 - 5.2</td>
			<td>45</td>
			<td>12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P2</td>
			<td>Piersiowa</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 78</td>
			<td>60 (7.3)</td>
			<td>0.039 (0.001)</td>
			<td>1.0 - 3.2</td>
			<td>80</td>
			<td>23</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P3</td>
			<td>Brzuszna</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 70</td>
			<td>58 (5.3)</td>
			<td>0.039 (0.001)</td>
			<td>1.0 - 4.1</td>
			<td>55</td>
			<td>26</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P4</td>
			<td>Grzbietowa</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 80</td>
			<td>61 (6.8)</td>
			<td>0.088 (0.004)</td>
			<td>0</td>
			<td>60</td>
			<td>57</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kontrola</td>
			<td>ND (Zacisk)</td>
			<td>40</td>
			<td>50 - 80</td>
			<td>59 (5.7)</td>
			<td>ND</td>
			<td>0</td>
			<td>92.5</td>
			<td>14</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1:Informacje dotyczące znakowania i przeżywalności alosy amerykańskiej z wszczepionymi nadajnikami prototypowymi (P1-P4) lub znakowanej poprzez wycięcie fragmentów górnej i dolnej płetwy ogonowej (Kontrola) w ramach wstępnej oceny. Lokalizacja nadajnika dla grupy kontrolnej jest nie dotyczy (NA), ponieważ ryby te otrzymały jedynie wycięcia płetw (Clip). Należy zauważyć, że typ nadajnika P4 posiadał konstrukcję o neutralnej wyporności. Odchylenie standardowe (SD) średniej podano w nawiasach.

Ten artykuł zawiera szczegółową procedurę optymalnych praktyk obsługi i wszczepienia mikroprzekaźnika akustycznego do młodocianych amerykańskich shadów. Wyniki naszego badania laboratoryjnego sugerują, że te techniki znakowania mogą być stosowane w badaniach terenowych młodocianych amerykańskich shad z wysokim prawdopodobieństwem przeżycia.

Techniki obsługi i znakowania do wszczepiania młodocianych American Shad za pomocą nowego mikroprzekaźnika akustycznego

The use of telemetry techniques to better understand the behavior and survival of juvenile American shad (Alosa sapidissima), as they migrate through ...

1 Ryby amerykańskie są endogennym gatunkiem ryb 2<v>pochodzącym ze wschodnich Stanów Zjednoczonych i Kanady, 3 gdzie liczebność spada z powodu kilku czynników. 4 Ryby te są znane z tego, że są gatunkiem wrażliwym na obchodzenie się z nimi, 6 i bardzo niewiele badań nad znakowaniem zakończyło się sukcesem 7 w badaniu ich zachowania i przeżywalności 8 bez obserwowania wysokich wskaźników śmiertelności. 9 Aby pomóc w badaniu krótkotrwałych ruchów 10 małych i 11 naukowców z Pacific Northwest National Laboratory 12 opracowało nowy miniaturowy nadajnik akustyczny 13 i oceniło wiele etapów procesu znakowania, 14 w tym zbieranie ryb, transport, 15 trzymanie, znakowanie i odzyskiwanie po znakowaniu.16 Ogólnym celem tego badania było opracowanie protokołu 17 do znakowania młodocianych amerykańskich shadów, 18 za pomocą nadajnika akustycznego 19, który zminimalizowałby szkodliwe skutki obchodzenia się z nimi 20 i zmaksymalizował przeżycie po znakowaniu. 21 Chociaż nie pochodzą z północno-zachodniego Pacyfiku, 22 amerykańskie shad stały się bardzo liczne w tym regionie. 23 Młodociane shad wykorzystane w tym badaniu zostały zebrane 24 z obiektu obejścia ryb 25 na zaporze hydroelektrycznej na rzeki Lower Columbia, 26 i przetransportowany do naszego laboratorium badań wodnych.27 Zalecaną techniką 28 do znakowania młodocianych amerykańskich shad jest nacięcie piersiowe 29 z implantacją wewnętrznego nadajnika akustycznego, 30 bez użycia szwów do zamknięcia rany. 31 Ta technika implantacji może być wykonana 32 w czasie krótszym niż 30 sekund, ma wysoki wskaźnik retencji znacznika, 33 i umożliwia szybkie gojenie się rany. 34 Inne techniki, które pomogły zminimalizować stres 35 i radzić sobie ze śmiertelnością, obejmowały 36 stosowanie transferów woda-woda 37 oraz trzymanie ryb w słonawej słonej wodzie, 38 zarówno przed, jak i po znakowaniu.39 Gdy słonawa słona woda<v>40 nie jest łatwo dostępna, 41 należy użyć statycznego systemu do przechowywania shad 42 z odpowiednim napowietrzeniem i cyrkulacją, 43 przez jeden do dwóch dni przed uwolnieniem. 44 W statycznym zbiorniku okrągłym 45 zainstalować system transportu powietrznego, aby zapewnić napowietrzanie. 46 Podłączyć rurę PVC tak, aby litera T znajdowała się na górze, 47 kolejny T znajduje się pośrodku, 48 a ekranowana złączka jest wkręcona 49 na spód rury.50 Następnie podłączyć kamień napowietrzający do przewodu sprężonego powietrza, 51 i umieścić kamień napowietrzający na dnie rury 52 w pobliżu ekranu. 53 Sito uniemożliwia rybom przepłynięcie 54 do systemu transportu powietrznego. 55 Napełnić zbiornik świeżą wodą 56 do momentu, gdy otwór wyjściowy windy powietrznej 57 będzie zanurzony mniej więcej do połowy.58 Następnie zakręć dopływ wody. 59 Następnie włącz dopływ powietrza 60, aż napowietrzona woda wychodząca z portu utworzy 61-kierunkowy przepływ dla ryb. 62 Dodaj komercyjną sól morską, aby uzyskać 63 roztwór słonawej słonawej wody o stężeniu 7,5 części na tysiąc, 64 i mieszaj aż do rozpuszczenia.65 Przed pobraniem ryb ze zbiornika 66 przygotuj wiadro ze słoną wodą. 67 Odmierz 7,5 grama soli morskiej 68 na każde 0,5 litra wody. 69 Użyj dłoni w rękawiczce, aby rozpuścić sól w wiadrze.70 Zauważ, że w kroku trzecim, 71 dodaje się równą objętość słodkiej wody zawierającej shad 72, aby uzyskać końcowe stężenie 7,5 PPT. 73 W innym wiadrze 74 odmierz i rozpuść 7,5 grama soli morskiej 75 na każdy litr wody, 76 następnie dodaj 120 gramów metanosulfonianu trikainy 77 buforowanej 120 miligramami wodorowęglanu sodu 78 na litr słonej wody. 79 Dodaj dodatkowe powietrze do wiader znieczulających.80 Następnie częściowo napełnij kolejne wiadro świeżą wodą 81 i umieść je bokiem w zbiorniku źródłowym, do którego wstępnie się oznakowano, 82 i za pomocą sieci lub ręki delikatnie poprowadź shad 83, aby wpłynął do wiadra. 84 Gdy odpowiednia liczba ryb znajdzie się w wiadrze, 85 obróć wiadro do góry i zabezpiecz je perforowaną pokrywką. 86 Wylej nadmiar wody przez pokrywkę, 87 trzymanie ryb w 88 w docelowej ilości słodkiej wody.89 Delikatnie wlej shad i świeżą wodę 90 do wiadra ze źródłem słonej wody przygotowanego w kroku drugim. 91 Uwaga, końcowe zasolenie wyniesie 7,5 PPT. 92 Dostarczyć dodatkowe powietrze 93 do wstępnie oznaczonego wiadra ze źródłem ryb 94 za pomocą pompy powietrza akwariowego i kamienia napowietrzającego 95, aby utrzymać rozpuszczony tlen na akceptowalnym poziomie.96 Dezynfekować nadajniki w 70% etanolu przez 20 minut, 97 i spłukać sterylną wodą przed użyciem. 98 Następnie, używając siatki do zanurzania o gładkich, bardzo drobnych oczkach, 99 nasiać rybę z wiadra źródłowego 100 i do wiadra znieczulającego. 101 Shad powinien stracić równowagę i odruchy rdzeniowe 102 w ciągu około dwóch do trzech minut.103 Po całkowitym znieczuleniu, za pomocą dłoni w rękawiczce 104 delikatnie ułożyć rybę na mokrej tablicy pomiarowej 105, aby uzyskać jej długość. 106 Przenieść rybę do wypełnionej wodą łodzi o wadze 107 na rozdartej wadze, aby uzyskać jej wagę. 108 Długość i waga zapisu, akustyczny kod znacznika, 109 oraz wszelkie uwagi dotyczące stanu ryby przed znakowaniem, 110, takich jak utrata kamienia lub krwotok.111 Następnie umieścić rybę w pojemniku transferowym 112 wypełnionym znieczulającą słoną wodą 113 i dostarczyć ją wraz z nadajnikiem akustycznym 114 do chirurga ryb. 115 Umieścić rybę lewą stroną do dołu 116 na mokrej, wodoodpornej podkładce piankowej 117 przygotowanej z rowkiem w kształcie litery V. 118 Doprowadzać świeżą wodę do pyska ryby 119 za pomocą rurki podłączonej do grawitacyjnie zasilanego zbiornika wodnego.120 Używając zdezynfekowanego ostrza chirurgicznego ze stali nierdzewnej 121 lub nowiutkiego ostrza chirurgicznego o numerze 11, 122 wykonaj trzymilimetrowe nacięcie, 123 pionowo, między miomerami 124 w pobliżu dystalnego końca płetwy piersiowej. 125 Ostrożnie włóż nadajnik do nacięcia, 126 i popchnij go do tyłu 127, aż cała zawieszka spocznie w jamie ciała. 128 W razie potrzeby, Użyj końca skalpela, 129 lub kleszczyków z cienką końcówką, aby ostrożnie całkowicie włożyć zawieszkę.130 Następnie umieścić oznakowane ryby w małym pojemniku 131 zawierającym 7,5 PPT słonej wody z napowietrzeniem, 132, aby ryba mogła dojść do siebie po znieczuleniu. 133 Gdy ryby odzyskają równowagę, 134 należy dokonać transferu woda-woda z pojemnika regeneracyjnego 135 do zbiornika po znakowaniu zawierającego słoną wodę. 136 Pozwolić oznakowanym rybom dojść do siebie w słonej wodzie 137 przez jeden do dwóch dni przed uwolnieniem.138 Oceny laboratoryjne wykazały 139, że przeżywalność młodych ryb i zachowanie znaczników były najwyższe 140, gdy rybom wszczepiono 141 miejsce nacięcia piersiowego, 142 w porównaniu z innymi technikami znakowania 143, które obejmowały wprowadzenie żołądka, 144 nacięcie miednicy i przyczep grzbietowy. 145 Przeżywalność oznakowanych ryb w tej ocenie zdefiniowano 146 zarówno jako przeżycie, jak i zatrzymanie znacznika, 147 Ponieważ wydalenie znacznika nie może być odróżnione 148 od zdarzenia śmiertelności w badaniu telemetrycznym. 149 Rysunek ten przedstawia atrapę nadajnika P 5 używaną 150 w ocenach laboratoryjnych, 151 oraz prototyp nadajnika akustycznego 152 z funkcjonalnymi komponentami.153 Ostateczny prototyp nadajnika ma 154 około 7,6 milimetra długości, 155 2,0 milimetra średnicy, 156 i ma wagę i powietrze około 50 miligramów. 157 Rysunek ten ilustruje 60-dniowe przeżycie 158 dla jednego zbiornika młodocianych shad 159 oznakowanych nadajnikiem P5, 160 w porównaniu z nieoznakowaną grupą kontrolną. 161 60-dniowe przeżycie wynosiło 81,5% dla grupy oznakowanej, 162 i 70%dla nieoznaczonych elementów sterujących.163 Nie było statystycznej różnicy w przeżywalności 164 między obiema grupami, 165 jednak zdolność do wykrycia różnicy wynosiła 38,4%166 Opracowaliśmy szczegółowy protokół postępowania i znakowania<v>167, który będzie przydatny w badaniu małych, 168 wrażliwych i zagrożonych gatunków ryb, takich jak shad amerykański. 169 Stwierdziliśmy, że zminimalizowanie obchodzenia się z wodą 170 i stosowanie słonawej słonej wody przed i po znakowaniu 171 poprawiło przeżywalność tych ryb. 172 Plik Wyniki tych ocen pokazują, że przeżycie oznakowanego Shad było porównywalne 174 do przeżycia nieoznakowanego Shad, poza czasem 175 żywotności baterii nadajnika akustycznego, 176, który ma wynosić około 30 dni 177 z pięciosekundowym interwałem ping.178 Technologia ta pozwoli naukowcom<v>179 na uzyskanie cennych informacji na temat zachowania młodocianych ryb 180 w pobliżu elektrowni wodnych, 181 i określenie wskaźników przeżywalności w zależności od trasy. 182 Wyniki uzyskane z badań inRiver mogą lepiej informować 183 decyzje dotyczące zarządzania w tych obiektach, 184 w celu poprawy wskaźników przejścia i przeżywalności młodych ryb. 185 Ponadto techniki te można łatwo przenieść 186 do wszczepiania shad za pomocą pasywnych zintegrowanych znaczników transponderowych, 187, które mogą zapewnić długoterminowe monitorowanie 188 przez cały okres ich życia.

handling-tagging-techniques-for-implanting-juvenile-american-shad

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Transport retrogradny barwnika fluorescencyjnego pozwala na oznakowanie subpopulacji neuronów na podstawie projekcji anatomicznej. Oznakowane aksony mogą być celowane wizualnie in vivo, co umożliwia rejestrację pozakomórkową z zidentyfikowanych aksonów. Technika ta ułatwia rejestrację w przypadkach, gdy neurony nie mogą zostać oznakowane poprzez manipulacje genetyczne lub gdy ich izolacja za pomocą „ślepych” metod in vivo jest utrudniona.

Retrogradne znakowanie fluorescencyjne umożliwia ukierunkowaną zewnątrzkomórkową rejestrację pojedynczych jednostek z zidentyfikowanych neuronów in vivo

Film demonstruje długoterminowe, ciągłe monitorowanie elektroencefalografii (EEG) u młodych gryzoni za pomocą bezprzewodowego systemu nadajników. Nadajnik zawiera dwie elektrody rejestrujące i jedną elektrodę odniesienia sięgającą do powierzchni mózgu. Po umieszczeniu szczeniaka w komorze rejestracyjnej, EEG może być stale monitorowane przez cały okres rozwoju szczeniaka do dorosłości.

Długotrwały ciągły monitoring elektroencefalograficzny u młodego gryzonia

Tutaj demonstrujemy użycie bezprzewodowej technologii umożliwiającej elektroencefalogram (EEG) w modelach chorób ludzkich noworodków gryzoni. Dzięki telemetrii nie ma obciążających połączeń, co pozwala na naturalne zachowania.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Transgeniczne manipulacje i edycja genomu są kluczowe dla funkcjonalnego testowania ról genów i elementów cis-regulatorowych. W tym miejscu przedstawiono szczegółowy protokół mikroiniekcji w celu generowania modyfikacji genomowych (w tym fluorescencyjnych konstruktów transgenów reporterowych za pośrednictwem Tol2, TALEN-ów i CRISPR) dla wyłaniającej się ryby modelowej, ciernika trójkolcowego.

Mikroiniekcja do transgenezy i edycji genomu u cierników trójgrzbietowych

Ten artykuł opisuje nowatorski protokół, który łączy farmakologiczne manipulacje pamięcią i telemetrią radiową w celu udokumentowania i ilościowego określenia roli poznania w nawigacji.

Wykorzystanie manipulacji farmakologicznej i precyzyjnej telemetrii radiowej do badania poznania przestrzennego u zwierząt żyjących na wolności

Opisano szereg podstawowych metod umożliwiających badanie ekologii reprodukcyjnej ryb trzymanych w akwariach. Są to przydatne protokoły do zbierania ryb za pomocą SCUBA, transportu żywych ryb i obserwacji zachowań reprodukcyjnych dziko żyjących ryb trzymanych w akwariach.

Podstawowe metody badania ekologii rozrodu ryb w akwariach

Ten artykuł ilustruje procedurę wszczepienia mikroakustycznego znacznika młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu. Nasza aplikacja opiera się na badaniach laboratoryjnych, które wskazują, że znaczniki akustyczne mogą być z powodzeniem wszczepiane bez widocznego wpływu na zdolność pływania lub przeżywalność oraz minimalnej utraty znaczników.

Wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu

Prezentowana jest nowatorska technika bezprzewodowa do rejestrowania zewnątrzkomórkowych sygnałów nerwowych z mózgu swobodnie pływających złotych rybek. Urządzenie rejestrujące składa się z dwóch tetrod, mikronapędu, rejestratora danych neuronowych i wodoodpornej obudowy. Wszystkie części są wykonywane na zamówienie, z wyjątkiem rejestratora danych i jego złącza.

Bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb

Przedstawiono protokół projektowania i produkcji znaczników balonowych do odzyskiwania ryb sensorowych i żywych ryb, co pozwala na ocenę ich stanu fizycznego i wydajności biologicznej w konstrukcjach hydraulicznych. Metoda optymalizuje wydajność znacznika balonu, biorąc pod uwagę takie czynniki, jak objętość balonu, czasy napełniania/opróżniania, dobór składników i charakterystyka wstrzykiwanej wody.

Technika produkcji przywieszek balonowych do odzyskiwania ryb z czujnikami i żywych ryb

Ten protokół przedstawia metody tworzenia, dołączania i śledzenia znaczników radarowych harmonicznych dla owadów.

Harmoniczne znaczniki radarowe do śledzenia owadów: lekkie, tanie i dostępne

Naucz się technik obsługi i znakowania młodocianych American shad przy użyciu nowego mikroprzekaźnika akustycznego. Metoda zapewnia wysoką przeżywalność i retencję znacznika w badaniach terenowych.

Techniki obsługi i znakowania do wszczepiania młodocianych American Shad za pomocą nowego mikroprzekaźnika akustycznego

Przeglądaj więcej filmów