Name: Mysi model eksplantatu kończyn tylnych do badania mechanobiologii uderzenia ścięgna Achillesa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-08T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 19 s
Description: Odkryj mechanobiologię ucisku ścięgna Achillesa w eksplantatach kończyn tylnych myszy. Ta metoda pozwala badać wieloosiowe wzorce naprężeń i zmiany włóknistej chrząstki w kontrolowanych warunkach in vitro.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy są wdzięczni za wsparcie i pomoc udzieloną przez Jeffa Foxa i Vidyę Venkatramani z University of Rochester Center for Musculoskeletal Research's Histology, Biochemistry, and Molecular Imaging (HBMI) Core, finansowane częściowo przez P30AR06965. Dodatkowo autorzy chcieliby podziękować Centrum Mikroskopii Świetlnej i Nanoskopii (CALMN) w Centrum Medycznym Uniwersytetu w Rochester za pomoc w mikroskopii wielofotonowej. Badanie to zostało sfinansowane przez R01 AR070765 i R01 AR070765-04S1, a także 1R35GM147054 i 1R01AR082349.

Understanding Tendon Impingement &#8211; Murine Explant Model for Studying Mechanobiology

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Eksperymentalna platforma eksplantacyjna mysiej kończyny tylnej w połączeniu z protokołem hodowli tkankowej opisanym w tym badaniu stanowi odpowiedni model do badania mechanobiologii powstawania chrząstki włóknistej napędzanej uderzeniem w przyczepie ścięgna Achillesa. Użyteczność tego modelu eksplantacji jest wykazana przez reprezentatywne wyniki, które wskazują na utrzymanie żywotności komórek przy jednoczesnej znaczącej i niejednorodnej przestrzennie zmianie zabarwienia błękitem toluidyny po 7 dniach uderzenia statycz...

Wiele ścięgien, w tym ścięgno Achillesa i ścięgna stożka rotatorów, doświadcza uszkodzenia kości z powodu normalnego ułożenia anatomicznego1,2,3,4. Uderzenie ścięgna generuje odkształcenie ściskające skierowane poprzecznie do osi włókna podłużnego5,6,7. Regiony uderzenia ścięgna wykazują unikalny fenotyp chrząstki włóknistej, w którym skurczone, okrągłe komórki (fibrochondrocyty) są osadzone w zdezorganizowanej sieci kolagenowej ze znacznie zwiększoną zawartością glikozaminoglikanu (GAG)2,3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24. Wcześniejsze badania sugerują, że zróżnicowane środowisko mechaniczne wytwarzane przez uderzenie ścięgna podtrzymuje tę bogatą w GAG matrycę, napędzając odkładanie się dużych agregujących proteoglikanów, w szczególności aggrekanu, chociaż mechanizmy leżące u podstaw są niejasne1,3,12,13,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38, 39. Podczas gdy chrząstka włóknista jest normalną cechą w uszkodzonych obszarach zdrowych ścięgien, nieprawidłowy metabolizm proteoglikanów związany z nadmiernym tworzeniem się chrząstki włóknistej jest cechą charakterystyczną tendinopatii, powszechnej i wyniszczającej choroby, która nieproporcjonalnie często pojawia się w przewlekle uszkodzonych ścięgnach1,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49. W związku z tym uderzenie ścięgna jest klinicznie uznawane za ważny czynnik zewnętrzny powodujący kilka najczęstszych tendinopatii, w tym chorobę stożka rotatorów i przyczepową tendinopatię Achillesa (IAT)50,51,52. Obecnie leczenie tendinopatii jest nieskuteczne. Na przykład około 47% pacjentów z IAT wymaga interwencji chirurgicznej po nieudanym leczeniu zachowawczym, ze zmiennymi wynikami pooperacyjnymi53,54,55,56. Pomimo pozornego związku między uderzeniem a tendinopatią, mechanizmy mechanobiologiczne, za pomocą których komórki w uszkodzonym ścięgnie wyczuwają i reagują na swoje środowisko mechaniczne, są słabo opisane, co zaciemnia zrozumienie patogenezy tendinopatii i skutkuje nieodpowiednim leczeniem.
Modele eksplantacji są użytecznymi narzędziami w badaniach mechanobiologii ścięgien57,58. Pierwszym krokiem w kierunku zrozumienia mechanobiologii uderzeń ścięgien było kilka wcześniejszych badań dotyczących odpowiedzi komórkowej po zastosowaniu prostej jednoosiowej kompresji do komórek lub wyciętych eksplantatów ścięgien27,29,30,31,32,33,34,39. Jednak komórki in vitro nie mają matryc zewnątrzkomórkowych i okołokomórkowych, które ułatwiają przenoszenie szczepów, sekwestrują ważne czynniki wzrostu i cytokiny uwalniane przez deformację mechaniczną oraz dostarczają substratu dla ogniskowych kompleksów adhezyjnych, które odgrywają rolę w mechanotransdukcji57,59. Ponadto zarówno badania in vitro, jak i wycięte eksplantaty nie są w stanie podsumować wieloosiowego środowiska naprężeń mechanicznych generowanego przez uderzenie ścięgna in vivo, które zależy od cech anatomicznych obszaru uderzenia5,6. W kontekście uszkodzonego przyczepu ścięgna Achillesa obejmuje to otaczające tkanki, takie jak kaletka zapięta i poduszeczka tłuszczowa Kagera60,61,62,63. I odwrotnie, modele in vivo uderzenia ścięgna 25,28,36,37,38,64,65,66 pozwalają na minimalną kontrolę nad wielkością i częstotliwością obciążenia przyłożonego bezpośrednio do ścięgna, co jest dobrze rozpoznanym Ograniczenie modeli in vivo do badania mechanobiologii ścięgien 57,58,67,68,69,70. Biorąc pod uwagę wyzwania związane z pomiarem naprężeń ścięgien in vivo, wewnętrzne środowisko odkształceń generowane w tych modelach jest często słabo scharakteryzowane.
W tym manuskrypcie prezentujemy niestandardową platformę eksperymentalną, która odtwarza uderzenie przyczepu ścięgna Achillesa w kość piętową w obrębie całych eksplantatów kończyn tylnych myszy która, w połączeniu z tym protokołem hodowli tkankowej, utrzymuje żywotność przez 7 dni w hodowli eksplantatów i pozwala na badanie biologicznych następstw uderzenia ścięgna. Platforma jest zbudowana na drukowanej w 3D bazie kwasu polimlekowego (PLA), która stanowi podstawę do mocowania uchwytów i wydrukowanej w 3D wkładki zmniejszającej objętość PLA. Uchwyty służą do zaciskania górnej części nogi i kolana proksymalnie do połączenia mięśniowo-ścięgnistego Achillesa z ogonową częścią kończyny tylnej skierowaną do góry, umożliwiając obrazowanie ścięgna Achillesa od góry za pomocą sondy ultradźwiękowej lub mikroskopu odwróconego (<klasa silna = "xfig">Ryc. 1A). Wkładka zmniejszająca objętość przesuwa się po ścieżce na podłożu i zmniejsza wymaganą objętość pożywki do hodowli tkankowych. Pleciona linka owinięta wokół tylnej łapy jest wyprowadzana z platformy przy użyciu konstrukcji podstawy i wydrukowanego w 3D klipsa PLA. Pociągając za sznurek, tylna łapa jest zgięta grzbietowo, a przyczep ścięgna Achillesa uderza w kość piętową, co powoduje podwyższone poprzeczne naprężenie ściskające5,6 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Platforma jest umieszczona w akrylowej wannie, która utrzymuje eksplantaty kończyn tylnych zanurzone w pożywce do hodowli tkankowych. Przymocowanie napiętego sznurka na zewnątrz wanny za pomocą taśmy klejącej utrzymuje zgięcie grzbietowe kostki, powodując statyczne uderzenie przyczepu ścięgna Achillesa. Pliki CAD dla komponentów drukowanych w 3D są dostępne w wielu formatach (plik uzupełniający 1), co pozwala na import do szeregu komercyjnych i bezpłatnych programów CAD typu open source w celu modyfikacji w celu dostosowania do potrzeb eksperymentalnych. Jeśli dostęp do drukarek 3D nie jest dostępny do produkcji, pliki CAD mogą zostać dostarczone do usług druku 3D online, które wydrukują i wyślą części po niskich kosztach.
Co ważne, kompleks mięśniowo-mięśniowo-mięśniowo-ścięgnisty Achillesa obejmuje zarówno staw kolanowy, jak i skokowy71,72,73. W konsekwencji na naprężenie rozciągające ścięgna Achillesa wpływa zgięcie kolana. Wyprost kolana powoduje napięcie ścięgna Achillesa, podczas gdy zgięcie kolana zmniejsza napięcie. Najpierw prostując kolano, a następnie biernie zginając grzbietowo kostkę, naprężenia ściskające w miejscu wkłucia mogą być nakładane na naprężenia rozciągające. I odwrotnie, poprzez bierne zginanie grzbietowe kostki przy zgiętym kolanie, naprężenie rozciągające jest zmniejszone, a odkształcenie ściskające pozostaje. Obecny protokół bada trzy takie warunki. 1) W przypadku uderzenia statycznego stopa jest zgięta grzbietowo pod kątem < 110 ° w stosunku do kości piszczelowej, aby uderzyć w przyczep, z kolanem zgiętym w celu zmniejszenia napięcia. 2) W przypadku podstawowej grupy napięcia kostka jest wyprostowana powyżej 145 ° zgięcia grzbietowego z wyprostowanym kolanem, generując głównie naprężenie rozciągające przy przyczepie. 3) W przypadku grupy nieobciążonej eksplantaty hoduje się na szalce Petriego z kolanem i kostką w neutralnych pozycjach przy braku obciążenia przyłożonego zewnętrznie. Kąty, o których mowa powyżej, są mierzone fotograficznie względem układu współrzędnych, w którym stopa i kość piszczelowa są równoległe pod kątem 180° i prostopadłe pod kątem 90°.
Kluczowe kroki protokołu obejmują: 1) preparację eksplantatów kończyn tylnych oraz staranne usunięcie skóry i ścięgna podeszwowego; 2) hodowla eksplantatów po 48-godzinnej obróbce wstępnej deksametazonu; 3) sekcje tkanek i barwienie histologiczne; oraz 4) analiza obrazu barwnego w celu oceny tworzenia się chrząstki włóknistej. Po rozbiorzeniu, każdy eksplant kończyny tylnej jest wstępnie traktowany przez 48 godzin w pożywkach hodowlanych uzupełnionych deksametazonem74. Przeciwległe kończyny każdej myszy są przypisywane do oddzielnych grup eksperymentalnych w celu porównania parami, co pomaga kontrolować zmienność biologiczną. Po wstępnej obróbce, eksplantaty umieszcza się na platformach, jak opisano powyżej, i hoduje przez kolejne 7 dni (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B). Dodatkowych porównań dokonuje się z grupą poddaną działaniu substancji (dzień 0), w której eksplantaty są usuwane natychmiast po 48-godzinnym zabiegu wstępnym.
Po wyprowadzeniu eksplantatu, tylne kończyny są przycinane, formalina utrwalane, odwapniane i zatapiane w parafinie. Szeregowe cięcie w orientacji strzałkowej zapewnia wizualizację ścięgna Achillesa od połączenia mięśniowo-ścięgnistego do przyczepu kości piętowej, umożliwiając jednocześnie śledzenie głębokości przekroju przez całe ścięgno. Końcowe znakowanie dUTP X-nick za pośrednictwem końcowej deoksynukleotydylotransferazy (TdT) służy do wizualizacji uszkodzeń DNA wtórnych do apoptozy i oceny żywotności. Histologia błękitu toluidynowego i niestandardowa analiza obrazu koloru są wykonywane w celu ilościowego określenia zmian w barwieniu GAG. Wycinki tkanek barwione na niebiesko toluidyną są następnie wykorzystywane do obrazowania SHG w celu scharakteryzowania zmian w organizacji włókien kolażu (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B).
Dostarczone reprezentatywne wyniki sugerują zmienione zabarwienie histologiczne matrycy bogatej w GAG i dezorganizację zewnątrzkomórkowej sieci kolagenowej wygenerowaną przez 7 dni statycznego uderzenia w model. Model ten można wykorzystać do zbadania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw zmian włóknisto-chrzęstnych spowodowanych uderzeniem.

<table><tbody><tr><td>Podkłady chłonne</td><td>VWR</td><td>82020-845</td><td>Do preparacji stołowej</td></tr><tr><td>Wanna akrylowa</td><td>Źródło Jeden</td><td>X001G46CB1</td><td>Zawiera platformę eksplantacyjną zanurzoną w pożywce hodowlanej</td></tr><tr><td>Pojemnik na autoklaw</td><td>Thermo Scientific</td><td>13-361-20</td><td>Używany jako wtórne zabezpieczenie, mieści dwie platformy</td></tr><tr><td>Baza</td> <td>-</td><td></td> <td>wydrukowana w 3D z plików CAD dostarczonych jako pliki uzupełniające</td></tr><tr><td>Plecionka</td><td>testowa KastKing</td><td>30lb</td><td>Służy do owijania wokół łapy i nakładania zgięcia grzbietowego kostki</td></tr><tr><td>Klips</td> <td>-</td><td></td> <td>wydrukowany w 3D z plików CAD dostarczonych jako pliki uzupełniające</td></tr><tr><td>Szkło osłonowe</td><td>Fisherbrand</td><td>12-541-034</td><td>Prostokątne, nr 2, 50 mm x 24 mm</td></tr><tr><td>Cytoseal XYL</td><td>VWR</td><td>8312-4</td><td>Nośniki montażowe na bazie ksylenu do szkiełek nakrywkowych Niebieska tkanka barwiona toluidyną Sekcje</td></tr><tr><td>Deksametazon</td><td>MP Biomedical LLC</td><td>194561</td><td>CAS#50-02-2</td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek (DMSO), bezwodny</td><td>Invitrogen firmy ThermoFisher</td><td>D12345</td><td>CAS#67-68-5, służy do rozpuszczania deksametazonu w stężonych roztworach podstawowych</td></tr><tr><td>Taśma dwustronna</td><td>Scotch Brand</td><td>34-8724-5195-9</td><td>Do mocowania papieru ściernego do płyt dociskowych</td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium (1X DMEM)</td><td>Gibco firmy ThermoFisher</td><td>11965092</td><td>wysoka zawartość glukozy, (-) pirogronian, (+) glutamina</td></tr><tr><td>EDTA sól tetrasodowa dwuwodna</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>J15700. A1</td><td>CAS # 10378-23-1, służy do wytwarzania 14% roztworu EDTA do odkamieniania próbek</td></tr><tr><td>Etanol, 200 proof</td><td>Thermo Scientific</td><td>T038181000</td><td>CAS#64-17-5, 1 L zapas</td></tr><tr><td>Piankowe podkładki do biopsji</td><td>Leica</td><td>3801000</td><td>Używany z kasetami do obróbki, pomaga utrzymać stawy skokowe w pożądanej pozycji podczas mocowania i odwapniania</td></tr><tr><td>Kleszcze, #SS Standard Inox</td><td>Dumont</td><td>11203-23</td><td>Prosty, gładki, drobny końcówki</td></tr><tr><td>Kleszcze, Micro-Adson 4,75"</td><td>Fisherbrand</td><td>13-820-073</td><td>Proste, cienkie końcówki z ząbkowanymi zębami</td></tr><tr><td>Papier ścierny granat, ziarnistość 50-D</td><td>Norton</td><td>M600060 01518</td><td>Lub inny papier ścierny o grubej ziarnistości</td></tr><tr><td>Lodowaty kwas octowy</td><td>Fisher Chemical</td><td>A38S-500</td><td>CAS # 64-19-7, do regulacji pH buforu octanu sodu stosowanego do histologii błękitu toluidyny, a także 14% roztworu odwapniającego EDTA</td></tr><tr><td>Uchwyty</td><td>ADMET</td><td>GV-100NT-A4</td><td>Imadło ze stali nierdzewnej Uchwyty, i sprężyny opisane w protokole są dołączone</td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe samoprzylepne Histobond</td><td>VWR</td><td>16005-108</td><td>Strzałkowe sekcje kończyn tylnych niezawodnie przylegają do tych szkiełek we wszystkich protokołach barwienia</td></tr><tr><td>Zestaw do wykrywania śmierci komórek in situ, test TMR Red</td><td>Roche</td><td>12156792910</td><td>TUNEL</td></tr><tr><td>Taśma do etykietowania</td><td>Fisherbrand</td><td>15-959</td><td>Lub dowolna inna preferowana taśma do etykietowania</td></tr><tr><td>Kwas L-askorbinowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4544-100G</td><td>CAS#50-81-7, do formułowania pożywek Neutralna</td></tr><tr><td>buforowana formalina, 10%</td><td>Leica</td><td>3800600</td><td>Do utrwalania próbki, zapas 5 galonów</td></tr><tr><td>Szalki Petriego Nunc</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7741-1CS</td><td>Średnica 100 mm x wysokość 25 mm, utrzymuj eksplantaty zanurzone w 70 ml pożywki hodowlanej, jak opisano w protokole</td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna (100X)</td><td>Gibco firmy ThermoFisher</td><td>15140122</td><td>Dodaj 5 ml do 500 ml 1X DMEM dla 1% v/v (1X) stężenia roboczego</td></tr><tr><td>Kwas polimlekowy (PLA) 1,75 mm</td><td></td> <td>Hatchbox-Wybierz</td> <td>średnicę filamentu kompatybilną z Twoją wytłaczarką do drukarki 3D, w kolorze do wyboru.</td></tr><tr><td>Kasety obróbcze</td><td>Leica</td><td>3802631</td><td>Do utrwalania, odwapniania i zatapiania parafiny</td></tr><tr><td>Odczynnik Prolong Gold Antifade z DAPI</td><td>Invitrogen firmy ThermoFisher</td><td>P36931</td><td>Podłoże montażowe do nakrywki skrawków tkanek po TUNEL</td></tr><tr><td>Proteinaza K</td><td>Fisher BioReagents</td><td>BP1700-50</td><td>CAS#39450-01-6, używany do pobierania antygenu w protokole TUNEL</td></tr><tr><td>Nożyczki, drobne</td><td>FST</td><td>14094-11</td><td>Prosty, ostry</td></tr><tr><td>zestaw do barwienia szkiełek, 12-miejscowy</td><td>Mercedes Scientific&nbsp;</td><td>MER 1011</td><td>Stojak z 12 naczyniami do barwienia i suwakami do histologii błękitu toluidyny</td></tr><tr><td>Octan sodu, bezwodny</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>A1318430</td><td>CAS#127-09-3, używany do wytwarzania bufora do histologii błękitu toluidyny</td></tr><tr><td>Tissue-Tek Accu-Edge Niskoprofilowe ostrza mikrotomu</td><td>VWR</td><td>25608-964</td><td>Do cięcia parafiny</td></tr><tr><td>Błękit toluidynowy O</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>348601000</td><td>CAS#92-31-9</td></tr><tr><td>Wkładka zmniejszająca objętość</td> <td>-</td><td></td> <td>wydrukowana w 3D z plików CAD dostarczonych jako pliki uzupełniające</td></tr><tr><td>Ksyleny</td><td>Leica</td><td>3803665</td><td>4 galony do barwienia histologicznego</td></tr></tbody></table>

mysi model eksplantatu kończyn tylnych do badania mechanobiologii uderzenia ścięgna achillesa

Murine Hind Limb Explant Model for Studying the Mechanobiology of Achilles Tendon Impingement

Uderzenie ścięgna w kość generuje wieloosiowe środowisko mechanicznego obciążenia z wyraźnie podwyższonym poprzecznym napięciem ściskającym, które wywołuje zlokalizowany fenotyp chrząstki włóknistej charakteryzujący się akumulacją matrycy bogatej w glikozaminoglikany (GAG) i przebudową sieci kolagenowej. Podczas gdy chrząstka włóknista jest normalną cechą w dotkniętych obszarach zdrowych ścięgien, nadmierne odkładanie się GAG i dezorganizacja sieci kolagenowej są charakterystycznymi cechami tendinopatii. W związku z tym uderzenie jest klinicznie uznawane za ważny czynnik zewnętrzny w inicjacji i progresji tendinopatii. Niemniej jednak mechanobiologia leżąca u podstaw uderzeń ścięgien pozostaje niedostatecznie zbadana. Wcześniejsze wysiłki mające na celu wyjaśnienie odpowiedzi komórkowej na uderzenie ścięgna polegały na zastosowaniu jednoosiowej kompresji na komórki i wycięciu eksplantatów ścięgien in vitro. Jednak izolowane komórki nie mają trójwymiarowego środowiska zewnątrzkomórkowego kluczowego dla mechanoodpowiedzi, a zarówno badania in vitro, jak i wycięte eksplantaty nie są w stanie odtworzyć wieloosiowego środowiska napięcia generowanego przez uderzenie ścięgna in vivo, które zależy od cech anatomicznych obszaru uderzenia. Co więcej, modele uderzeń ścięgien in vivo nie mają kontroli nad środowiskiem odkształceń mechanicznych. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, przedstawiamy nowatorski model eksplantatu mysich kończyn tylnych, odpowiedni do badania mechanobiologii uderzenia ścięgna Achillesa. Model ten utrzymuje ścięgno Achillesa in situ, aby zachować lokalną anatomię i odtwarza środowisko wieloosiowego obciążenia generowanego przez uderzenie przyczepu ścięgna Achillesa w kość piętową podczas biernie stosowanego zgięcia grzbietowego kostki, zachowując komórki w ich naturalnym środowisku. Opisujemy protokół hodowli tkankowej integralnie związany z tym modelem i przedstawiamy dane potwierdzające trwałą żywotność eksplantacji przez 7 dni. Reprezentatywne wyniki wskazują na zwiększone histologiczne barwienie GAG i zmniejszone wyrównanie włókien kolagenowych wtórne do uderzenia, co sugeruje zwiększone tworzenie chrząstki włóknistej. Model ten można łatwo dostosować do badania różnych schematów obciążenia mechanicznego i pozwala na manipulowanie interesującymi szlakami molekularnymi w celu identyfikacji mechanizmów pośredniczących w zmianie fenotypowej ścięgna Achillesa w odpowiedzi na uderzenie.

Reprezentatywne obrazy przekrojów tkanek barwionych metodą TUNEL wykazują minimalną liczbę apoptotycznych jąder w obrębie ścięgna Achillesa po 7 dniach hodowli eksplantu we wszystkich grupach eksperymentalnych (Rycina 2A). Ilościowa analiza tych obrazów dostarcza dowodów, że protokół hodowli tkankowej utrzymuje średnio do 78% żywotności w obrębie ścięgna Achillesa po 7 dniach hodowli eksplantu przy różnych warunkach obciążenia (Rycina 2B).
<p class="jove_con...

Prezentujemy niestandardową platformę eksperymentalną i protokół hodowli tkankowej, który odtwarza zmiany włóknisto-chrzęstne wywołane uderzeniem przyczepu ścięgna Achillesa w eksplantatach mysich kończyn tylnych o trwałej żywotności komórek, dostarczając model odpowiedni do badania mechanobiologii uderzeń ścięgien.

Mysi model eksplantatu kończyn tylnych do badania mechanobiologii uderzenia ścięgna Achillesa

Tendon impingement upon bone generates a multiaxial mechanical strain environment with markedly elevated transverse compressive strain, which elicits a ...

Badamy mechanobiologię leżącą u podstaw uderzenia ścięgien i proces, w którym to wyjątkowe zapotrzebowanie mechaniczne napędza miejscowe tworzenie chrząstki włóknistej w zdrowiu i chorobie. W tym miejscu staramy się scharakteryzować matrycę do modelowania względem przestrzennie heterogenicznych wzorców wieloosiowych odkształceń mechanicznych generowanych przez uderzenie oraz zidentyfikować mechanizmy molekularne pośredniczące w tej odpowiedzi. Modele in vitro do badania mechanobiologii uderzeń stosowały prostą kompresję do izolowanych komórek ścięgien lub sztuczną jednoosiową kompresję do częściowych i całych eksplantatów ścięgien.Ustalono modele zwierzęce uderzeń ścięgien, manipulując zewnętrznym źródłem uderzenia ścięgna in vivo, najczęściej chirurgicznie, oraz zbadano biologię po wznowieniu aktywności fizycznej. Modele in vitro mają znaczące ograniczenia, ponieważ izolowane komórki nie mają trójwymiarowego środowiska zewnątrzkomórkowego kluczowego dla odpowiedzi McKenny. Podczas gdy wycięte modele eksplantatów obchodzą to ograniczenie, oba nie są w stanie odtworzyć wieloosiowych wzorców odkształceń generowanych przez uderzenie in vivo.I odwrotnie, modele zwierzęce oferują ograni

murine-hind-limb-explant-model-for-studying-mechanobiology-achilles

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Protokół opisuje skuteczne i powtarzalne metody testowania biomechanicznego rozciągania ścięgien mysich za pomocą specjalnie dopasowanych uchwytów drukowanych w 3D.

Badania biomechaniczne ścięgien myszy

Ten protokół przedstawia system testowy używany do wywoływania mierzalnych i kontrolowanych urazów zmęczeniowych u ścięgna Achillesa u szczura dla modelu in vivo tendinopatii wywołanej nadużywaniem. Procedura polega na przymocowaniu kostki szczura do siłownika stawu, który wykonuje pasywne zgięcie grzbietowe kostki za pomocą specjalnie napisanego skryptu MATLAB.

Pasywny system do testowania zgięcia grzbietowego stawu skokowego dla modelu in vivo tendinopatii wywołanej przeciążeniem

Tutaj prezentujemy system modeli assembloid, który naśladuje przesłuch komórkowy ścięgien między tkanką rdzenia ścięgna nośnego a zewnętrznym przedziałem zawierającym populacje komórek aktywowane przez chorobę i uraz. Jako ważny przypadek użycia pokazujemy, w jaki sposób system może zostać wykorzystany do badania istotnej z chorobą aktywacji zewnętrznych komórek śródbłonka.

Inżynieria asembloidów ścięgien do badania przesłuchów komórkowych w chorobach i naprawach

Niniejszy artykuł oraz towarzyszący mu film przedstawiają nasz protokół generowania inżynierowanych tkankowo jelit u myszy, z wykorzystaniem podejścia polegającego na rozmieszczeniu jednostek organoidalnych na rusztowaniu.

Inżynieria tkankowa jelita w modelu mysim

Prezentujemy w tym artykule nowatorską platformę rozciągającą, która może być wykorzystana do badania reakcji pojedynczych komórek na złożone anizotropowe dwuosiowe deformacje mechaniczne i ilościowego określania właściwości mechanicznych tkanek biologicznych.

Nowatorska platforma do rozciągania do zastosowań w mechanobiologii komórek i tkanek

Właściwości mechaniczne i mikrostruktura macierzy zewnątrzkomórkowej silnie wpływają na migrację komórek w 3D. Opisano metodę in vitro do badania czasoprzestrzennego zachowania migracji komórek w zmiennych biofizycznie środowiskach, zarówno na poziomie populacji, jak i poszczególnych komórek.

Koncentryczny system żelowy do badania biofizycznej roli mikrośrodowiska macierzy w migracji komórek 3D

Rusztowania dla inżynierii tkankowej muszą podsumować złożone biochemiczne i biofizyczne mikrośrodowisko niszy komórkowej. W tym miejscu pokazujemy zastosowanie międzyfazowych włókien kompleksowania polielektrolitów jako platformy do tworzenia kompozytowych, wieloskładnikowych rusztowań polimerowych o przedłużonym uwalnianiu biochemicznym.

Rusztowania kompozytowe z międzyfazowych włókien polielektrolitowych do czasowo kontrolowanego uwalniania biomolekuł

Opisano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z przezroczystymi otworami do obrazowania światłem widzialnym i podczerwonym.

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

Ten artykuł instruuje użytkowników skanerów do mikrotomografii komputerowej in vivo (μCT), jak znieczulać, prawidłowo ustawiać i krępować tylną kończynę szczura w celu zminimalizowania ruchu podczas obrazowania kości piszczelowej w wysokiej rozdzielczości. Rezultatem są wysokiej jakości obrazy, które można przetworzyć w celu dokładnego określenia ilościowego mikroarchitektury kości.

Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo

Podczas lądowania, kości dolnej części ciała doświadczają dużych obciążeń mechanicznych i są zdeformowane. Pomiar deformacji kości jest niezbędny, aby lepiej zrozumieć mechanizmy urazów spowodowanych stresem kostnym związanych z uderzeniami. Nowatorskie podejście łączące modelowanie układu mięśniowo-szkieletowego specyficzne dla danego tematu i analizę elementów skończonych służy do pomiaru obciążenia kości piszczelowej podczas ruchów dynamicznych.

Tematyczny model mięśniowo-szkieletowy do badania naprężeń kości podczas ruchu dynamicznego

Odkryj mechanobiologię ucisku ścięgna Achillesa w eksplantatach kończyn tylnych myszy. Ta metoda pozwala badać wieloosiowe wzorce naprężeń i zmiany włóknistej chrząstki w kontrolowanych warunkach in vitro.

Mysi model eksplantatu kończyn tylnych do badania mechanobiologii uderzenia ścięgna Achillesa

Przeglądaj więcej filmów