Name: Zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (DCD) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Poznaj metodę perfuzji maszynowej z kontrolą temperatury do przechowywania wątroby od dawców DCD u świń oraz ortotopowego przeszczepu. Technika ta poprawia jakość przechowywania narządów i zwiększa wskaźniki sukcesu transplantacji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie było wspierane przez Kluczowy Program Badań Naukowych dla rozwoju systemu perfuzji wątroby ex vivo w Foshan City, Chiny[(2020)A007]; Fundacja Podstawowych i Stosowanych Badań Podstawowych i Stosowanych Guang Dong (2020B1515120031); Fundacja Badań Naukowych Guang Zhou (202002030201).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Rozporządzeniem o Zarządzaniu Zwierzętami Doświadczalnymi (Ministerstwo Nauki i Technologii Chińskiej Republiki Ludowej, 2017). Użyto samic świń miniaturowych Bama (40-45 kg). Protokół badania został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Szpitala Ogólnego Dowództwa Południowego Teatru Działań ChALW w Chinach. Świnie były trzymane w ośrodku badawczym przez 1 tydzień przed przeszczepem, a następnie na czczo, ale ze swobodnym dostępem do wody przez 12 godzin przed eksperymentem. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Pozyskanie dawcy
<ol>
	<li>Indukcja znieczulenia i analgezja: Atropinę podawać domięśniowo w dawce 0,02 mg/kg. Następnie należy podać Zoletil 50 domięśniowo w zakresie 2-3,5 mg/kg w celu wywołania sedacji. W przypadku analgezji chlorowodorek tramadolu należy podawać dożylnie w dawce 2 mg/kg.</li>
	<li>Wywołać znieczulenie ogólne przez dożylny wlew propofolu w ilości 2-3 mg/kg/h, za pomocą kaniuli motylkowej 24 G wprowadzonej do zewnętrznej żyły ucha brzeżnego.</li>
	<li>Ułóż świnię na wznak na stole operacyjnym. Wykonaj intubację dotchawiczą i wentylację mechaniczną. Ciągłe monitorowanie tętna i saturacji tlenem odbywa się za pomocą pulsoksymetrii umieszczonej na ogonie. Ustaw stężenie izofluranu w parowniku na 2%.</li>
	<li>Zastosuj 3% roztwór jodu, aby zdezynfekować skórę w okolicy. Po pozostawieniu roztworu jodu do naturalnego wyschnięcia na powietrzu, zetrzyj go 70% alkoholem. Powtórz proces dezynfekcji trzy razy.</li>
	<li>Wykonano laparotomię w linii środkowej, rozciągniętą bocznie w prawo. Uwolnij wątrobę z przyczepów więzadłowych, odizoluj przewód żółciowy i odetnij w pobliżu dwunastnicy po podwiązaniu.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj tętnicę wątrobową (HA) i żyłę wrotną (PV) z otaczającej tkanki. Zmobilizuj oś trzewnej i śledź do aorty brzusznej.</li>
	<li>Rozwiń aortę brzuszną (AA) i żyłę główną dolną (IVC), aby ułatwić pobieranie krwi. Podawać dożylnie bolus heparyny sodowej (25 000 j.) w celu leczenia przeciwzakrzepowego.</li>
	<li>Kankaniuj kolejno AA i IVC i zbieraj krew do worków dekstrozy z cytrynianem kwasu w celu późniejszego użycia dla NMP (około 1800-2000 ml). Dopasuj PV do specjalnego cewnika. Pobraną krew należy przechowywać w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Wywołać zatrzymanie krążenia poprzez dosercową infuzję chlorku potasu (20 mEq). 
	UWAGA: Przedział czasu rozpoczynający się od zatrzymania krążenia jest rejestrowany jako ciepły czas niedokrwienia (WIT). Wątroba przechodzi 30-minutowy WIT bez żadnej manipulacji, a następnie przepłukuje in situ przez aortę brzuszną (AA) i żyłę wrotną (PV) 2 litrami zimnego hipertonicznego roztworu cytrynianu adeniny.</li>
	<li>Wytnij wątrobę, upewniając się, że wszystkie pozostałe naczynia są długie. Zachowaj fragment tkanki aorty brzusznej do kanneulacji tętnic. Dopasuj PV do specjalnego cewnika.</li>
	<li>Umieść wątrobę w sterylnym worku na narządy na lodzie. Podwiązywać wszystkie dystalne gałęzie tętnicze wątroby i kanniulować wspólny przewód żółciowy.</li>
</ol>
2. Inicjacja w trybie DHOPE
<ol>
	<li>Podłącz cewnik żyły wrotnej i aortę brzuszną do urządzenia MP. Perfuzję wątroby za pomocą 1,5 l roztworu perfuzyjnego maszynowego Uniwersytetu Wisconsin (UW-MPS, patrz tabela materiałów), wzbogaconego heparyną sodową (6250 U) i cefoksytyną sodową (1 g).</li>
	<li>Ustaw parametry perfuzji, w których kwas hialuronowy jest utrzymywany pod kontrolą ciśnienia na poziomie 25 mmHg, podczas gdy PV jest pod kontrolą przepływu na poziomie 200 ml/min. Zapewnij nasycenie tlenem, stale pompując 100% tlenu do perfuzatu z szybkością 1 l/min. 
	UWAGA: System autonomicznie monitoruje i rejestruje kluczowe parametry, takie jak temperatura perfuzacji, ciśnienie HA i PV oraz natężenia przepływu w całym procesie perfuzji.</li>
	<li>Ustaw tryb perfuzji na temperaturę 4° C. Perfuj przeszczep wątroby przez 8 godzin (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
</ol>
3. Perfuzja w trybie NMP
<ol>
	<li>Przełóż urządzenie perfuzyjne maszyny w tryb NMP. Podnieś temperaturę systemu do 37 °C. Zalać maszynę 2 litrami mieszaniny składającej się z krwi pełnej i perfuzatu perfuzji maszynowej.</li>
	<li>Przepłukać dawcę 1,5 l roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C i umieścić w misce z lodem. Zmień płyn perfuzyjny i zalej tę samą maszynę w trybie NMP. Przenieś wątrobę do urządzenia po zakończeniu fazy rozgrzewania przez 10 minut (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Ustal stały przepływ tlenu zarówno do żyły wrotnej, jak i tętnicy wątrobowej przed umieszczeniem wątroby. Utrzymuj frakcję wdychanego tlenu (FiO2) na poziomie 60%.</li>
	<li>Ustaw ciśnienie perfuzji tętniczej na 80/60 mmHg (ciśnienie skurczowe/rozkurczowe). Ustawić perfuzję żyły wrotnej na stały przepływ 0,5 ml/min/g (masa wątroby), a następnie zwiększyć go do 0,75 ml/min/g (masa wątroby) po pierwszej godzinie.</li>
	<li>Przez 6 godzin NMP konsekwentnie monitoruj parametry, takie jak ciśnienie, natężenie przepływu i temperatura. Wykonaj test żywotności poprzez ocenę biochemiczną perfuzatu w odstępach 1 godziny, w tym analizę gazometrii, kwasu mlekowego, glukozy we krwi i czynności wątroby.</li>
</ol>
4. Hepatektomia biorcy
<ol>
	<li>Wstrzyknąć domięśniowo świni biorcy Zoletil 50 (2-3,5 mg/kg) i atropinę (0,02 mg/kg). Podawać dożylnie dawkę chlorowodorku tramadolu (2 mg/kg) w celu leczenia bólu.</li>
	<li>Wywołać znieczulenie ogólne za pomocą dożylnego wlewu propofolu (2-3 mg/kg/h). Świnia jest następnie ustawiana w pozycji leżącej na stole operacyjnym wyposażonym w matę grzewczą. Waporyzator izofluranu jest ustawiony na 2%.</li>
	<li>Wykonaj laparotomię w linii środkowej, rozciągniętą bocznie w prawo. Przykryj jelito grube i cienkie sterylnym ręcznikiem. Ułatw umieszczenie retraktora brzusznego, aby uzyskać pełną widoczność.</li>
	<li>Uwolnij wątrobę od przyczepów więzadłowych. Odizoluj przewód żółciowy, podwiąż i odetnij. Wyciąć tętnicę wątrobową wstecz aż do podziału tętnicy żołądkowo-dwunastniczej. Zacisnąć wspólną tętnicę wątrobową proksymalnie do tętnicy żołądkowo-dwunastniczej za pomocą zacisku buldoga. Uwolnij żyłę wrotną (PV) z przylegającej tkanki i zaciśnij ją po stronie dystalnej.</li>
	<li>Zacisnąć górną stronę żyły głównej, a następnie rozwarstwić górną część żyły głównej po stronie przepony, zachowując część tkanki żyły głównej wewnątrz wątroby do późniejszego szycia. Dolna część żyły głównej jest traktowana podobnie, zachowując część tkanki wątroby na żyle głównej. Usuń wątrobę.</li>
	<li>Wykonaj immunosupresję, wstrzykując dożylnie dawkę 500 mg metyloprednizolonu.</li>
</ol>
5. Umieszczenie przeszczepu ortotopowego i zespolenie naczyniowe
<ol>
	<li>Usuń wątrobę dawcy z urządzenia do perfuzji maszynowej. Wyposażyć PV w specjalny cewnik, a następnie przelać zimną solą fizjologiczną w temperaturze 4 °C z cewnika PV. Perfuzja z 5% albuminą w połączeniu z zimną solą fizjologiczną w temperaturze 4 °C z cewnika PV. Proces ten ma kluczowe znaczenie dla eliminacji krwi i schładzania wątroby.</li>
	<li>Wprowadzić specjalistyczny cewnik do żyły wrotnej i zabezpieczyć go przez podwiązanie przed usunięciem oryginalnej wątroby biorcy, umożliwiając połączenie z pasującym cewnikiem na PV dawcy. Jednocześnie zaciśnij żyłę główną dolną przeszczepu dawcy (<silna klasa="xfig">Ryc. 2B).</li>
	<li>Wykonać zespolenie end-to-end zatoki nadwątrobowej za pomocą dwuramiennych nici polipropylenowych 4-0 monofilamentowych.</li>
	<li>Połącz oba końce żyły wrotnej za pomocą pasujących kaniul, aby przywrócić przepływ krwi. Sól fizjologiczna heparyny jest spłukiwana do kaniuli przed wprowadzeniem. Okresowe otwieranie żyły wrotnej i czasowe odblokowanie żyły głównej dolnej ułatwia wypłukiwanie resztek płynu perfuzyjnego.</li>
	<li>Zdjąć zacisk z osłony nadwątrobowej i wykonać zespolenie od końca do końca żyły głównej dolnej za pomocą monofilamentowych szwów polipropylenowych 4-0.</li>
	<li>Przepłucz tętnicę wątrobową dawcy 10 ml heparynizowanego soli fizjologicznej i umieść dodatkowy zacisk buldoga dystalnie, aby zapobiec krwawieniu z pleców. Wykonaj zespolenie end-to-end za pomocą nici polipropylenowej 7-0.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik do dróg żółciowych zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, przy czym cewniki są bezpiecznie zszyte, aby zapewnić stabilność pozycji.</li>
	<li>Usuń cewnik do żyły wrotnej. Wykonać zespolenie end-to-end żyły wrotnej za pomocą nici polipropylenowej 4-0</li>.
</ol>
6. Opieka i monitorowanie po przeszczepie
<ol>
	<li>Utrzymuj wentylację świni biorcy przez kolejne 2 godziny.</li>
	<li>Włącz klimatyzację na oddziale intensywnej terapii, aby podnieść temperaturę w pomieszczeniu. Poduszka grzewcza służy do utrzymywania świni w cieple.</li>
	<li>Regularnie pobieraj próbki krwi w celu zbadania gazometrii krwi oraz czynności wątroby i nerek w odstępie 24 godzin.</li>
	<li>Uszczelnić igłę znajdującą się na miejscu solą fizjologiczną z heparyny. Igła wkłuwająca żyłę uszną świni musi być odpowiednio urządzona, aby uniknąć odpadnięcia po przemieszczeniu świni.</li>
	<li>Zakończ wentylację, gdy świnia będzie w stanie w pełni oddychać.</li>
	<li>Zwróć świnię biorcę do chlewni i umieść ją w drewnianym łóżku o wysokości około 10 cm, aż obudzi się ze znieczulenia. Dno drewnianego legowiska wyściełane jest ręcznikiem, aby zapobiec gromadzeniu się moczu wokół ciała zwierzęcia, a temperaturę utrzymuje 24-godzinna grzałka w chlewie.</li>
	<li>Wstrzyknąć metyloprednizolon w początkowej dawce 250 mg z POD 1, a następnie stopniowo zmniejszać dawkę w celu immunosupresji.</li>
	<li>Podawać dożylnie leki przeciwbólowe na POD 1 (buprenorfina 0,01-0,05 mg/kg). Podawać domięśniowo tramadol na POD2-POD5 (100 mg/kg co 12 godzin). Podawaj doustną dawkę cefalosporyny (2 mg/kg) dwa razy dziennie z POD 2 i dodaj płyny odżywcze. Pobór wody nie jest ograniczony.</li>
	<li>Usunąć kanał żylny około 5 dni po zabiegu.</li>
	<li>Obserwuj objętość i kolor moczu. Obserwuj zmianę koloru stolca po operacji.</li>
	<li>Świnie należy złożyć w ofierze, jeśli cierpią na uporczywą kwasicę, hipoglikemię, objawy krwotoku lub niewydolność wątroby.</li>
	<li>Przeprowadzić eutanazję 5 dni po OLTx przez wykrwawienie w głębokim znieczuleniu izofluranem (5%, >2,5 MAC).</li>
</ol>
7. Technika kontroli SCS na modelu świni
<ol>
	<li>Zastosuj identyczne procedury znieczulenia jak powyżej. Rozwarstwić aortę brzuszną (AA) i żyłę główną dolną (IVC), aby wspomóc drenaż krwi, stosując tę samą metodę heparynizacji. Sekwencyjnie kaniuluj AA i IVC. Szybkie wywołanie zatrzymania krążenia poprzez dosercową infuzję chlorku potasu (20 mEq).</li>
	<li>Wątrobę dawcy należy pobrać niezwłocznie po 30 minutach WIT, zachowując odpowiednią tkankę z bliższej żyły głównej dolnej wątroby.</li>
	<li>Umieścić przeszczep wątroby w woreczku konserwującym i zanurzyć go w zimnym roztworze Uniwersytetu Wisconsin (UW) w celu konserwacji w temperaturze 4 °C przez 8 godzin.</li>
	<li>Utrzymuj wątrobę w NMP w temperaturze 37 °C przez 6 godzin, podczas gdy OLTx wykonuj bezpośrednio z drugim froupem (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1).</li>
</ol>

Orthotopic Pig Liver Transplant Preservation Using Machine Perfusion

<ol><li>de Goeij, F., Schlegel, A., Muiesan, P., Guarrera, J. V., Dutkowski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+oxygenated+machine+perfusion+protects+from+cholangiopathy+in+donation+after+circulatory+death+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Hypothermic oxygenated machine perfusion protects from cholangiopathy in donation after circulatory death liver transplantation.</a> Hepatology. 74 (6), 3525-3528 (2021).</li>
<li>Dutkowski, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolving+trends+in+machine+perfusion+for+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Evolving trends in machine perfusion for liver transplantation.</a> Gastroenterology. 156 (6), 1542-1547 (2019).</li>
<li>Parente, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Machine+perfusion+techniques+for+liver+transplantation%3A+A+meta-analysis+of+the+first+seven+randomized-controlled+trials%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Machine perfusion techniques for liver transplantation: A meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials.</a> J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).</li>
<li>Schlegel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+of+DCD+liver+transplantation+using+organs+treated+by+hypothermic+oxygenated+perfusion+before+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Outcomes of DCD liver transplantation using organs treated by hypothermic oxygenated perfusion before implantation.</a> J Hepatol. 70 (1), 50-57 (2019).</li>
<li>Zhang, Z. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+machine+perfusion+protects+against+liver+ischemia-reperfusion+injury+during+reduced-size+liver+transplantation+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Transplant%22%5BJournal%5D)">Normothermic machine perfusion protects against liver ischemia-reperfusion injury during reduced-size liver transplantation in pigs.</a> Ann Transplant. 24, 9-17 (2019).</li>
<li>Minor, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+reconditioning+by+gaseous+oxygen+improves+survival+after+liver+transplantation+in+the+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Hypothermic reconditioning by gaseous oxygen improves survival after liver transplantation in the pig.</a> Am J Transplant. 11 (12), 2627-2634 (2011).</li>
<li>Linares-Cervantes, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predictor+parameters+of+liver+viability+during+porcine+normothermic+ex+situ+liver+perfusion+in+a+model+of+liver+transplantation+with+marginal+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Predictor parameters of liver viability during porcine normothermic ex situ liver perfusion in a model of liver transplantation with marginal grafts.</a> Am J Transplant. 19 (11), 2991-3005 (2019).</li>
<li>Fu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+partial+liver+transplantation+without+veno-venous+bypass%3A+an+effective+model+for+small-for-size+liver+graft+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Porcine partial liver transplantation without veno-venous bypass: an effective model for small-for-size liver graft injury.</a> Transplant Proc. 43 (5), 1953-1961 (2011).</li>
<li>Brockmann, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequence+of+reperfusion+influences+ischemia%2Freperfusion+injury+and+primary+graft+function+following+porcine+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Sequence of reperfusion influences ischemia/reperfusion injury and primary graft function following porcine liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1214-1222 (2005).</li>
<li>Spetzler, V. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+porcine+liver+procurement+and+orthotopic+transplantation+using+an+active+porto-caval+shunt%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt.</a> J Vis Exp. (99), e52055(2015).</li>
<li>Ceresa, C., Nasralla, D., Pollok, J. M., Friend, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Machine+perfusion+of+the+liver%3A+applications+in+transplantation+and+beyond%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Machine perfusion of the liver: applications in transplantation and beyond.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 19 (3), 199-209 (2022).</li>
<li>Martins, P. N., Buchwald, J. E., Mergental, H., Vargas, L., Quintini, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+normothermic+machine+perfusion+in+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Surg%22%5BJournal%5D)">The role of normothermic machine perfusion in liver transplantation.</a> Int J Surg. 82, 52-60 (2020).</li>
<li>Brüggenwirth, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+dual+hypothermic+oxygenated+machine+preservation+%28DHOPE-PRO%29+in+liver+transplantation%3A+Study+protocol+for+a+stage+2%2C+prospective%2C+dual-arm%2C+safety+and+feasibility+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ+Open+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Prolonged dual hypothermic oxygenated machine preservation (DHOPE-PRO) in liver transplantation: Study protocol for a stage 2, prospective, dual-arm, safety and feasibility clinical trial.</a> BMJ Open Gastroenterol. 9 (1), 000842(2022).</li>
<li>Mergental, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+discarded+livers+following+viability+testing+with+normothermic+machine+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Transplantation of discarded livers following viability testing with normothermic machine perfusion.</a> Nat Commun. 11 (1), 2939(2020).</li>
<li>Nasralla, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+randomized+trial+of+normothermic+preservation+in+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation.</a> Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).</li>
<li>Melandro, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viability+criteria+during+liver+ex-situ+normothermic+and+hypothermic+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Medicina+%28Kaunas%29%22%5BJournal%5D)">Viability criteria during liver ex-situ normothermic and hypothermic perfusion.</a> Medicina (Kaunas). 58 (10), 1434(2022).</li>
<li>Warmuzińska, N., Łuczykowski, K., Bojko, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+current+and+emerging+trends+in+donor+graft-quality+assessment+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Review of current and emerging trends in donor graft-quality assessment techniques.</a> J Clin Med. 11 (3), 487(2022).</li>
<li>OuYang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+ex+vivo+liver+viability+using+a+nuclear+magnetic+resonance+relaxation+time-based+assay+in+a+porcine+machine+perfusion+model%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the ex vivo liver viability using a nuclear magnetic resonance relaxation time-based assay in a porcine machine perfusion model.</a> Sci Rep. 11 (1), 4117(2021).</li>
<li>Sampaziotis, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholangiocyte+organoids+can+repair+bile+ducts+after+transplantation+in+the+human+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cholangiocyte organoids can repair bile ducts after transplantation in the human liver.</a> Science. 371 (6531), 839-846 (2021).</li>
<li>van Leeuwen, O. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+high-risk+donor+livers+after+ex+situ+resuscitation+and+assessment+using+combined+hypo-+and+normothermic+machine+perfusion%3A+A+prospective+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Transplantation of high-risk donor livers after ex situ resuscitation and assessment using combined hypo- and normothermic machine perfusion: A prospective clinical trial.</a> Ann Surg. 270 (5), 906-914 (2019).</li>
<li>van Leeuwen, O. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+hypothermic+and+normothermic+machine+perfusion+enables+safe+transplantation+of+high-risk+donor+livers%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Sequential hypothermic and normothermic machine perfusion enables safe transplantation of high-risk donor livers.</a> Am J Transplant. 22 (6), 1658-1670 (2022).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wątroba MP jest obecnie szeroko wykorzystywana w badaniach klinicznych, ale konieczne są dalsze badania przedkliniczne z wykorzystaniem dużych modeli zwierzęcych 5,6. Hodowla świń OLTx stanowi poważne wyzwanie, które skutkuje niskimi wskaźnikami sukcesu. Wyzwania te obejmują ciepłe niedokrwienie dawcy, różnice anatomiczne i nietolerancję długotrwałego zaciskania żyły głównej i żyły wrotnej 7,8. Faza implantacji nadal stanowi poważną przeszkodę w OLTx świń dla dawców DCD, z powikłaniami, takimi jak arytmia, wstrząs, zaburzenia metaboliczne i hiperkaliemia wynikająca z przekrwienia jelit, niewystarczającego powrotu żylnego i urazu związanego z reperfuzją9. Zastosowano różne techniki w celu złagodzenia przekrwienia przepływu krwi w żyle głównej dolnej w fazie bezwątrobowej. Pasywne obejścia wrotne i żył szyjnych wykazały zdolność do utrzymania stabilności hemodynamicznej u świń w tej fazie10. Model bypass, polegający na czynnej dekompresji żyły głównej dolnej i żyły wrotnej, ułatwia komfortowe zespolenie żyły głównej górnej i żyły wrotnej.
W tym badaniu w protokole wykorzystano kaniule wrotne do bezpośredniego połączenia żyły wrotnej biorcy. Skraca czas trwania fazy bezwątrobowej, utrzymując w ten sposób stabilność hemodynamiczną. Protokół opisuje nowatorskie podejście, które łączy DHOPE i NMP w celu zachowania wątroby dawcy DCD, a następnie OLTx od świń. DHOPE zapewnia większą stabilność i nie jest zależna od ograniczonych zasobów krwi, co czyni ją obiecującą techniką długoterminowego przechowywania i transportu wątroby dawcy. Obecnie najdłuższy czas przechowywania wątroby ex vivo za pomocą NMP zaobserwowano na Uniwersytecie w Zurychu11 dni. Aparatura ta, oparta na zasadach biotechnologicznych, integruje dodatkową dializę i okresową wymianę produktów krwiopochodnych, co wiąże się ze znacznymi kosztami.
Wątroba DCD z WIT wynoszącym 30 minut wykazywała ciężką dysfunkcję przeszczepu po 8 godzinach zachowania SCS podczas NMP (ryc. uzupełniająca 2). Obserwacja ta jest zgodna z trendem wskaźników czynności wątroby obserwowanym w kolejnych eksperymentach OLTx. W grupie SCS wzrost bilirubiny całkowitej wskazywał na dysfunkcję przeszczepu we wczesnym stadium po OLTx. I odwrotnie, w grupie DHOPE-NMP wzrost bilirubiny całkowitej został skutecznie osłabiony w czwartym dniu po OLTx. Sugeruje to, że sekwencyjny DHOPE-NMP odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu ogólnoustrojowej stabilności hemodynamicznej po reperfuzji, umożliwiając długoterminowe przeżycie po OLTx.
Udowodniono, że DHOPE poprawia jakość konserwacji wątroby dawcy DCD4. Badania kliniczne konsekwentnie pokazują, że DHOPE skutecznie utrzymuje poziom ATP w hepatocytach i zmniejsza mitochondrialny dług tlenowy podczas zachowywania w niskiej temperaturze. Prowadzi to do zmniejszenia IRI po reperfuzji. Długoterminowe badania kontrolne wykazały zmniejszenie częstości występowania powikłań związanych ze drogami żółciowymi po przeszczepieniu wątroby dawcy utrzymywanego przez DHOPE4. NMP działa w rygorystycznych warunkach, pracując w temperaturze ciała z natlenioną krwią i składnikami odżywczymi 5,12,13,14. Ważne jest, aby pamiętać, że chociaż NMP oferuje korzyści, takie jak ocena funkcjonalna i skrócenie czasu niedokrwienia zimnem, jego złożoność, koszt i zapotrzebowanie na wyspecjalizowany personel przeszkolony w NMP mogą stanowić wyzwanie15. NMP stanowi solidną platformę do oceny żywotności wątroby ex vivo; Tradycyjne biochemiczne wskaźniki funkcjonalne często nie odzwierciedlają żywotności wątroby16,17. W przeciwieństwie do tego, mniej powszechne wskaźniki, takie jak pH żółci, mleczan i glukoza we krwi, okazały się bardziej obiecujące we wskazaniu witalności wątroby. Obecnie nie ma ustalonego wskaźnika, który dokładnie oceniałby czynność wątroby ex vivo. W poprzednim badaniu kwas etoksybenzylowo-dietylenotriaminooctowy gadolinu (Gd-EOB-DTPA) został wykorzystany jako środek kontrastowy MRI do monitorowania funkcji rezerwy wątroby w czasie rzeczywistym. Szybsze wydalanie żółci środka kontrastowego MRI po reperfuzji obserwowano w wątrobach zakonserwowanych DHOPE w porównaniu z tymi zachowanymi przy użyciu SCS18.
Zespolenie dróg żółciowych jest uważane za trudne w transplantacji wątroby ze względu na wysoki odsetek powikłań 1,19. Kruchość tkanki dróg żółciowych zwiększa ryzyko zwężenia zapalnego i pooperacyjnej niedrożności dróg żółciowych20. Jedna ze świń zmarła z powodu wycieku żółci, który mógł być spowodowany nadmiernym napięciem w przewodzie żółciowym. W przypadku zespolenia dróg żółciowych zastosowaliśmy kompleksowe podejście do stentu żółciowego, wybrane przede wszystkim ze względu na jego zalety oszczędzające czas. Obecność stentów skutecznie zapobiega wczesnej pooperacyjnej niedrożności dróg żółciowych. Ponadto żywienie pooperacyjne u świń było zwykle niskie w grupie SCS, prawdopodobnie z powodu uszkodzenia błony śluzowej żołądka spowodowanego podwyższonym ciśnieniem w żyle wrotnej. Wymagało to supresji kwasu i terapii chroniącej błonę śluzową żołądka.
Inne badania wykazały potencjał sekwencyjnego hipotermicznego MP, po którym następuje NMP, w łagodzeniu szkodliwych skutków ciepłego niedokrwienia w wątrobie DCD. W jednym z godnych uwagi badań oceniono skuteczność połączenia NMP i DHOPE w celu odmłodzenia i oceny żywotności wątroby dawców wysokiego ryzyka, które początkowo uznano za nieodpowiednie do przeszczepu. W tym badaniu porównano dwa nośniki tlenu podczas procesu perfuzji: sztuczny nośnik tlenu na bazie hemoglobiny (HBOC) i czerwone krwinki (RBC)21. Co ciekawe, wskaźniki przeżycia pacjenta po roku od przeszczepu, przeszczepu i pacjentów wynosiły odpowiednio 94% i 100%. Tylko jeden pacjent (3%) wykazywał cholangiopatię po przeszczepie21.
Protokół wprowadza szczegółową procedurę konserwacji wątroby DCD świni w trybie sekwencyjnym DHOPE-NMP, a następnie procedurę OLTx. Metodologia ta jest obiecująca w wydłużaniu czasu trwania perfuzji wątroby ex vivo w przypadku przeszczepów DCD i ustanawianiu stabilnego modelu OLTx. Wspólne wysiłki i kompleksowe badania kliniczne będą miały kluczowe znaczenie dla optymalizacji protokołów, co ostatecznie przyniesie korzyści pacjentom oczekującym na przeszczep wątroby.

Przeszczep wątroby pozostaje jedynym sposobem leczenia schyłkowej choroby wątroby i wybranych nowotworów wątroby. Pomimo znacznego postępu w pobieraniu, konserwacji, technikach operacyjnych i immunosupresji po przeszczepie, wśród pacjentów znajdujących się na liście oczekujących utrzymuje się znacząca śmiertelność z powodu niedoboru odpowiednich narządów od dawców. Podstawowym wyzwaniem jest zachowanie wątroby pozyskanej z DCD, ponieważ narządy te wymagają specjalistycznej opieki w celu złagodzenia urazów niedokrwiennych1. Perfuzja wątroby ex vivo oferuje unikalną metodę zarówno zachowania, jak i oceny przeszczepów wątroby DCD przed przeszczepem2. Badania kliniczne podkreśliły wykonalność i bezpieczeństwo perfuzji ex vivo wątroby zarówno dla dawców standardowych, jak i rozszerzonych, z zastosowaniem warunków hipotermicznych lub normotermicznych3. Co ważne, interwencje terapeutyczne podczas perfuzji ex vivo na maszynie wątrobowej okazały się obiecujące w zmniejszaniu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego (IRI)4.
W celu przedłużenia okresu konserwacji i poprawy jakości przeszczepów wątroby DCD, trwające eksperymenty na zwierzętach mają na celu optymalizację wydajności urządzeń MP i udoskonalenie metody konserwacji wątroby ex vivo5. Świński OLTx służy jako optymalny model dla badań klinicznych, potwierdzając jakość konserwantów MP. Jednak niedokrwienne uszkodzenie dawcy, niestabilność hemodynamiczna i przekrwienie jelit podczas fazy bezwątrobowej OLTx świni łącznie wpływają na wskaźnik przeżycia modelu świni<klasa sup='xref'>6,<klasa sup='xref'>7.
Urządzenie MP o zmiennej temperaturze, które integruje zarówno tryby NMP, jak i DHOPE, zostało wykorzystane do zachowania wątroby DCD świń w następującym protokole. Urządzenie to ułatwia przedłużone przechowywanie ex vivo wątroby DCD i łagodzi uszkodzenie niedokrwienne wątroby dawcy w porównaniu z tradycyjnym SCS. Aparatura zapewnia regulację temperatury, obsługuje transport na duże odległości i zapewnia bioniczną perfuzję wraz z dynamiczną i dokładną oceną jakości dawcy. Protokół zawiera wszystkie informacje potrzebne do stabilnego modelu zachowania wątroby DCD z wykorzystaniem sekwencyjnego trybu DHOPE-NMP, po którym następuje OLTx u świń, w tym przejście ustawień perfuzji, optymalizacja techniki zespolenia i procedura fazy bezwątrobowej.

<table><tbody><tr><td>Respirator anestezjologiczny</td><td>Mindray,Shenzhen</td><td>WATO EX-20&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Automatyczny analizator biochemiczny</td><td>&nbsp; MNCHIP, Chiny</td><td>&nbsp; Celercare V5</td><td></td></tr><tr><td>Bama samice świnek miniaturowych&nbsp;</td><td>Pearl Lab Animal Sci & Tech Co,Ltd (Guangdong, Chiny).&nbsp;</td><td></td><td>40-45 kg&nbsp;</td></tr><tr><td>Analizator parametrów krytycznych krwi&nbsp;</td><td>&nbsp; Monitor EKG firmy Abbott</td><td>STAT300</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shenzhen Ericon Medical Equipment Co., LTD Chiny</td><td>M-9000S</td><td></td></tr><tr><td>W pełni automatyczny lód z płatków śniegu</td><td>Changshu Shenghai Electric Co., Ltd. Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perfuzacja w NMP</td><td></td><td></td><td>5% Albumina surowicy ludzkiej 100-150 ml, Krew pełna 1,2-1,5 l, 2,5% NaHCO3 21 mL, 10% CaCL2 7 ml , Heparyna 5000 U , Cefoxltin 1 g, Metronidazol 500 mg, Taurocholan sodu 5 g, Insulina krótkodziałająca 72 U, Całkowity roztwór do żywienia pozajelitowego 250-500 ml.</td></tr><tr><td>Cewnik potalny</td><td>Technologia Jinxin, Shunde, Chiny</td><td></td><td>Cewnik do żył portalowych do niestandardowej kaniuli o różnej średnicy wewnętrznej (6-8,5 mm)</td></tr><tr><td>Wirówka chłodnicza&nbsp;</td><td>hermo Fisher Scientific - CN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Karta do badania gazometrii CG8/CG4</td><td>&nbsp; </td><td></td><td></td>Abbott</tr><tr><td>Karta testowa CHEM 8</td><td>&nbsp; </td><td></td><td></td>Abbott</tr><tr><td>Urządzenie do perfujonacji wątroby ex vivo</td><td>Devocean Medical Instrument Co., Ltd, Guangdong, Chiny</td><td>DEVOCEAN-LIVER 2000</td><td>Jest to wielomodowe, kontrolowane temperaturą, biomimetyczne urządzenie do perfuzji wątroby ex vivo, zdolne do zachowania wątroby na zewnątrz organizmu przez 24 godziny</td></tr><tr><td>Roztwór do przechowywania w chłodni UW&nbsp; &nbsp;</td><td>Bridge to Life, Ltd., USA</td><td>Belzer UW</td><td>Wątroba w grupie SCS została zachowana w roztworze UW Cold Storage&nbsp;</td></tr><tr><td>UW Rozwiązanie do perfuzji maszynowej</td><td>Bridge to Life, Ltd., Stany Zjednoczone</td><td>Belzer MPS&</td><td>nbsp; Adenina (wolna zasada) 0,68 g, Chlorek wapnia (dwuwodny) 0,068 g, Dekstroza (+) 1,80 g, Glutation (zredukowany) 0,92 g, HEPES (wolny kwas) 2,38 g, Skrobia hydroksyetylowa 50,0 g, Glukonian magnezu 1,13 g, Mannitol 5,4 g, Fosforan potasu (jednozasadowy) 3,4 g, Ryboza, D(-) 0,75 g, Glukonian sodu 17,45 g, Wodorotlenek sodu 0,70 g, Sterylna woda do wstrzykiwań do 1000 ml objętości</td></tr><tr><td>Odkurzacz</td><td>SMAF</td><td>DYX-2A</td><td></td></tr></tbody></table>

zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (dcd) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby

Preservation of Porcine Donation after Circulatory Death (DCD) Liver by Perfusion and Orthotopic Liver Transplantation

Konwencjonalne statyczne przechowywanie w chłodni (SCS) pogłębia uszkodzenie niedokrwienne wątroby DCD, prowadząc do poważnych komplikacji u biorców przeszczepów. Aby rozwiązać ten problem, trwają prace nad klinicznym zastosowaniem technologii MP do konserwacji wątroby dawcy. Równolegle prowadzone są prace nad opracowaniem różnych instrumentów MP, które zostaną zweryfikowane za pomocą odpowiednich eksperymentów na modelach zwierzęcych. Skuteczne badania na dużych zwierzętach odgrywają kluczową rolę w zastosowaniach klinicznych. Nadal jednak istnieją wyzwania związane z konserwacją ex vivo wątroby z DCD i procedurą przeszczepiania u świń. Przeszkody te obejmują zajęcie się przedłużonym przechowywaniem wątroby dawcy, przeprowadzanie testów żywotności, łagodzenie urazów niedokrwiennych i skracanie fazy bezwątrobowej. Zastosowanie urządzenia MP o zmiennej temperaturze ułatwia przedłużone zachowanie wątroby DCD dzięki sekwencyjnym trybom podwójnej hipotermicznej perfuzji utlenionej maszyny (DHOPE) i perfuzji maszyny Normothermicznej (NMP). Protokół ten ulepsza model OLTx świni poprzez poprawę jakości wątroby DCD, optymalizację techniki zespolenia i skrócenie czasu trwania fazy zniewatającej.

Wątroby DCD poddano procedurze DHOPE-NMP jako środkowi ochronnemu przed przeszczepieniem do świń biorców. Procedura DHOPE-NMP przebiegała następująco: wątroby DCD (n = 8) z 30 min WIT były przechowywane w DHOPE przez 8 h w pierwszym etapie, a następnie przeniesione w tryb NMP na kolejne 6 h. Następnie przeszczepy te wykorzystano do LT u świń biorców. Schemat przedstawiający grupy oraz protokół ukazano na Rysunku 1. Schematyczna reprezentacja głównych etapów procedury transplantacji przedstawiona jest na Rysunku 2A-D. Jako miarę porównawczą, przeszczepy wątroby (n = 8) z 30 min WIT w wyniku śmierci krążeniowej, przechowywane w SCS przez 8 h, przeszczepiono bezpośrednio do świń biorców jako grupę kontrolną. Zaobserwowano, że trzy świnie biorcy z grupy kontrolnej padły w ciągu 36 h po transplantacji (Rysunek uzupełniający 1). Czas wybudzania świń w grupie kontrolnej był wydłużony, a w okresie obserwacji wykazywały one spadek apetytu i pogorszenie witalności. Pięć świń biorców z grupy kontrolnej przeżyło do końca okresu obserwacji w 5. dobie po transplantacji. Jednak w grupie poddanej DHOPE-NMP sześć z ośmiu świń biorców przeżyło 5 dni. Jedna świnia w grupie DHOPE-NMP padła z powodu wycieku żółci 3 dni po transplantacji, podczas gdy inna padła w wyniku zatrzymania akcji serca 24 h po OLTx. Próbki krwi pobierano w odstępach 24 h po operacji poprzez cewnik w żyle głębokiej, a następnie przeprowadzono badania poziomu ALT i bilirubiny całkowitej (Rysunek 3A,B).
<img alt="Metody konserwacji narządów: A) układ SCS, B) układ NMP, C) schemat testu żywotności przed przeszczepieniem." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65879/65879fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Przegląd protokołu. Przedstawiono tutaj procedurę konserwacji przeszczepów wątroby DCD z WIT wynoszącym 30 min w grupie SCS (konserwowane w chłodniczym roztworze UW) oraz w grupie DHOPE-NMP przed ich przeszczepieniem do świń biorców. (A) Reprezentatywne zdjęcie przeszczepu wątroby podłączonego do DHOPE w temperaturze 4 °C. (B) Przeszczep wątroby podłączony do NMP w temperaturze 37 °C. (C) Schemat opisujący procedurę, ustawienia i grupy zwierząt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65879/65879fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat procesu transplantacji wątroby; etapy chirurgiczne; hepatektomia; anastomozy naczyniowe; HA, PV." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65879/65879fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Schematyczny opis modelu OLTx u świń z wykorzystaniem MP. (A) Tętnica wątrobowa i żyła wrotna wątroby dawcy są połączone z kaniulami przymocowanymi do aparatury MP, a przepływ żółci jest monitorowany w czasie rzeczywistym. (B) Wątroba biorcy zostaje wyizolowana, a specjalistyczna kaniula zostaje wprowadzona do końcowego odcinka żyły wrotnej biorcy. (C) Po prawidłowym ustawieniu wątroby dawcy wykonuje się anastomozę żyły głównej górnej. Jednocześnie zaciska się żyłę główną dolną w odcinku podwątrobowym, a kaniulę żyły wrotnej dawcy łączy się z odpowiadającą jej kaniulą odbiorczą, aby przywrócić żylny przepływ wrotny. (D) Wykonuje się anastomozę żyły głównej dolnej w odcinku podwątrobowym, a następnie anastomozy tętnicy wątrobowej i przewodu żółciowego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65879/65879fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wyniki przeszczepienia wątroby; poziomy bilirubiny i ALT; wykres porównawczy; metoda SCS vs. DHOPE-NMP." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65879/65879fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Ocena całkowitej bilirubiny i ALT po porcine OLTx w grupie SCS (n = 5) i grupie DHOPE-NMP (n = 6). (A,B) Analiza całkowitej bilirubiny i ALT po porcine OLTx w wskazanych punktach czasowych. Dane przedstawiają średnią ± SD. Do analizy różnic między dwiema grupami zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji (two-way ANOVA). Grupa DHOPE-NMP vs. grupa SCS: *P &lt; 0.05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65879/65879fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
Rycina uzupełniająca 1: Krzywa przeżycia Kaplana-Meiera po przeszczepieniu wątroby (OLTx) u świń w grupie SCS (n = 8) oraz w grupie DHOPE-NMP (n = 8). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65879/Supplementary%20Figure%201.zip" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Rysunek uzupełniający 2: Ocena ciśnienia w żyle wrotnej (ciśnienie żw), mleczanów w surowicy oraz ALT podczas NMP po 8 h traktowania DHOPE (n = 6) lub SCS (n = 6). (A-C) Analiza ciśnienia żw, mleczanów i ALT podczas NMP w wskazanych punktach czasowych. Dane przedstawiono jako średnia ± SD. Do analizy różnic między dwiema grupami zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji (Two-way ANOVA). Grupa DHOPE vs. grupa SCS: *P &lt; 0,05, **P &lt; 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65879/Supplementary%20Figure%202.zip" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Ten protokół przedstawia metodologię tworzenia modelu świń wykorzystującego zmienną perfuzję maszynową (MP) w celu zachowania wątroby dawcy, a następnie ortotopowego przeszczepu wątroby (OLTx). Ma on na celu zwiększenie wskaźnika powodzenia OLTx przy użyciu dawstwa wątroby po śmierci krążeniowej (DCD) i ustanowienie stabilnego modelu.

Zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (DCD) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby

Conventional static cold storage (SCS) exacerbates ischemic injury in the DCD liver, leading to severe complications for transplant recipients. To address ...

Technologia perfuzji maszynowej przyczyniła się do poprawy jakości wątroby dawcy, szczególnie w przypadku wątrób o rozszerzonych kryteriach. Poprzez ciągłe pompowanie tlenu i składników odżywczych przez pompę odśrodkową i natleniacz, utrzymuje aktywność narządów i monitoruje czynność wątroby, poprawiając czas przechowywania i wskaźniki powodzenia transportu. Głównymi wyzwaniami związanymi ze stosowaniem perfuzji maszynowej w wątrobach dawców są odtworzenie warunków wątroby za pomocą zaawansowanego sprzętu i wykwalifikowanych operacji.Ograniczenia w modelach wątroby DCD po miejscu docelowym obejmują pogorszenie jakości wątroby, czasu przechowywania i fazy bezwątrobowej, co prowadzi do niższych wskaźników sukcesu w modelach eksperymentalnych. Aby sprostać wyzwaniom, opracowaliśmy urządzenie do napełniania maszynowego ze zmienną regulacją temperatury i znajdujemy takie pojemniki, które wytrzymują konserwację wątroby, jednocześnie minimalizując uszkodzenia niedokrwienne. Postępy te zwiększają sukces naszego modelu przeszczepu wątroby po miejscu przeszczepu i promują dalsze przezskórne stosowanie profuzji maszynowej.Rozpocznij zabieg na znieczulonej świni umieszczonej w pozycji leżącej na stole operacyjnym, wykonując laparotomię w linii środkowej rozciągniętą bocznie w prawo na zdezynfekowanej skórze. Ostrożnie wypreparuj tętnicę wątrobową i żyłę wrotną z otaczającej tkanki. Następnie zmobilizuj oś trzewnej i prześledź ją do aorty brzusznej.Rozetnij aortę brzuszną i żyłę główną dolną, aby ułatwić pobieranie krwi. Sekwencyjnie kanniuluj aortę brzuszną i żyłę główną dolną. Zbierz krew do worków z dekstrozą cytrynianu kwasu w celu późniejszego użycia, a następnie dopasuj żyłę wrotną za pomocą specjalnego cewnika.Następnie wyciąć wątrobę od zwierzęcia po wywołaniu zatrzymania akcji serca. Zachowaj fragment tkanki aorty brzusznej do kanneulacji tętnic. Umieść wątrobę w sterylnym worku na narządy na lodzie.Podwiązać wszystkie dystalne gałęzie tętnicze wątroby przed kaniulacją wspólnego przewodu żółciowego. Podłącz cewnik żyły wrotnej i aorty brzusznej do urządzenia do perfuzji maszynowej. Wykonaj perfuzję wątroby za pomocą 1,5 litra roztworu perfuzyjnego.Ustaw temperaturę perfuzji na cztery stopnie Celsjusza i czas na osiem godzin, a następnie ustaw parametry perfuzji tak, aby tętnica wątrobowa była pod kontrolą ciśnienia 25 milimetrów słupa rtęci, a żyła wrotna była pod kontrolą przepływu 200 mililitrów na minutę. Gdy urządzenie jest w normalnym trybie perfuzji termicznej maszyny, zwiększ temperaturę systemu do 37 stopni Celsjusza przed zalaniem. Przenieść wątrobę dawcy świń do urządzenia po jej ogrzaniu przez 10 minut.Ustaw ciśnienie w tętnicach i obfitość żyły wrotnej. Zwiększ ciśnienie perfuzji żyły wrotnej do 0,75 mililitra na minutę na gram po pierwszej godzinie. Po usunięciu wątroby dawcy z urządzenia należy wprowadzić cewnik do żyły wrotnej, aby wykonać ją sekwencyjnie przez cewnik do żyły wrotnej.Następnie włóż specjalistyczny cewnik do żyły wrotnej wątroby biorcy i podwiąż cewnik, aby przymocować go do pasującego cewnika na żyle wrotnej dawcy Za pomocą dwuramiennych czterech zerowych monofilamentowych szwów polipropylenowych wykonaj zespolenie od końca do końca nadojelita głównego. Połącz oba końce żyły wrotnej za pomocą pasujących kaniul, aby przywrócić przepływ krwi. Po zdjęciu klamry z jamy nadwątrobowej należy wykonać zespolenie end-to-end żyły głównej dolnej za pomocą czterech zerowych szwów polipropylenowych monofilamentowych.Przepłucz tętnicę wątrobową dawcy 10 mililitrami heparynizowanej soli fizjologicznej i umieść dodatkowy zacisk buldoga dystalnie, aby zapobiec krwawieniu z pleców. Na koniec, po usunięciu cewnika do żyły wrotnej, zespolenie żyły wrotnej za pomocą czteropunktowego szwu polipropylenowego monofilamentowego.

preservation-porcine-donation-after-circulatory-death-dcd-liver

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Badanie fizjologii organów zwierzęcych można uzyskać, przeprowadzając eksperymentalny system perfuzji ex vivo. Dodanie nerki świni, jako narządu homeostatycznego, do naszego wcześniej opracowanego modelu perfuzji wątroby ex vivo, może być głównym krokiem w kierunku osiągnięcia lepszego środowiska fizjologicznego.

Etapy autologicznego eksperymentu ex vivo z perfuzją wątroby i nerek świni

Przeszczepy marginalne, takie jak stłuszczone wątroby, przeszczepy od starszych dawców lub wątroby pobrane po śmierci sercowej (DCD) źle znoszą tradycyjne, zimne przechowywanie statyczne. Opracowaliśmy nowatorski model subnormotermicznej perfuzji wątroby ex vivo w celu zachowania, oceny i naprawy brzeżnych przeszczepów wątroby przed przeszczepem.

Technika subnormotermicznej perfuzji wątroby ex vivo do przechowywania, oceny i naprawy brzeżnych przeszczepów wątroby

Eksperymentalne badania na zwierzętach odgrywają kluczową rolę w rozwoju klinicznej praktyki transplantacyjnej. Ortotopowy model przeszczepiania wątroby u świń (OLTx) jest bardzo zbliżony do warunków panujących u ludzi i jest często stosowany w badaniach klinicznych. Poniższy protokół zawiera wszystkie informacje dotyczące wiarygodnego modelu OLTx świni przy użyciu aktywnej zastawki porto-caval-szyjnej.

Technika pozyskiwania wątroby świń i przeszczepu ortotopowego z wykorzystaniem aktywnej zastawki Porto-Caval

Ten protokół pokazuje proste i elastyczne podejście do oceny nowych czynników kondycjonujących lub strategii zwiększających wykonalność dawstwa serca po śmierci krążeniowej.

Przedkliniczny model dawstwa serca po śmierci krążeniowej

Protokół łączy technikę szybkiego odzyskiwania chłodzenia płuc z normotermiczną perfuzją regionalną w jamie brzusznej do pobierania przeszczepów brzusznych u kontrolowanych dawców asystoli, co jest bezpieczną i użyteczną metodą rozszerzania puli dawców.

Szybkie odzyskiwanie płuc w połączeniu z perfuzją regionalną brzucha łonowniczego w kontrolowanym dawstwie po śmierci krążeniowej

Protokół opisuje model dawstwa dużych zwierząt (świń) po śmierci krążeniowej, po którym następuje normotermiczna perfuzja regionalna klatki piersiowej i brzucha, która ściśle symuluje scenariusz kliniczny w transplantacji serca i może potencjalnie ułatwić badania i strategie terapeutyczne.

Wielkozwierzęcy model dawstwa po śmierci krążeniowej i regionalnej perfuzji normomicznej do oceny serca

W tym protokole opisany jest model ortotopowego przeszczepu wątroby u świń po statycznym przechowywaniu narządów dawcy w chłodni przez 20 godzin bez użycia bypassu żylno-żylnego podczas wszczepienia. Podejście to wykorzystuje uproszczoną technikę chirurgiczną z minimalizacją fazy bezwątrobowej oraz zaawansowanym zarządzaniem objętością i wazopresorem.

Przeszczepienie wątroby świni bez bypassu żylno-żylnego jako model dawcy o rozszerzonych kryteriach

Opisany tutaj świński model normotermicznej perfuzji maszynowej wątroby (NMP) może być z powodzeniem wykorzystany do badania NMP jako strategii zachowania, narzędzia do oceny żywotności i platformy do naprawy narządów. Ma wysoką wartość translacyjną, jednak jest trudny technicznie i pracochłonny.

Chorobowa normemmiczna izolowana perfuzja wątroby u świń

Protokół tutaj opisuje model przeszczepu serca o wysokiej jakości wieprzowinki po oddaniu serca po śmierci krążeniowej, wykorzystujący perfuzję przeszczepu ex vivo .

Model o wysokiej wierności wieprzi ortotopowej transplantacji serca po oddaniu po śmierci krążenia

Opisano metodę szybkiego i całkowitego usuwania składników komórkowych z nienaruszonego serca świni poprzez wsteczną perfuzję. Metoda ta pozwala uzyskać specyficzne dla miejsca rusztowanie macierzy zewnątrzkomórkowej serca, które może być stosowane w wielu zastosowaniach klinicznych.

Procedura decelularyzacji serca świni przez wsteczną perfuzję wieńcową

Poznaj metodę perfuzji maszynowej z kontrolą temperatury do przechowywania wątroby od dawców DCD u świń oraz ortotopowego przeszczepu. Technika ta poprawia jakość przechowywania narządów i zwiększa wskaźniki sukcesu transplantacji.

Zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (DCD) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby

Przeglądaj więcej filmów