Name: Model eksperymentalnego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 47 s
Description: Poznaj metodę kontrolowanego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis w badaniach klinicznych. Protokół umożliwia wygodne karmienie się kleszczy przy jednoczesnym zachowaniu codziennych aktywności uczestników.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Intramural Research Program NIH, National Institute of Allergy and Infectious Diseases. Dziękujemy Linden T. Hu, Samowi R. Telfordowi III, Kennethowi Dardickowi, Carli Williams, Erin Chung i Christinie Brandeburg za ich udział w opracowaniu procedur.

Narażanie ochotników na ukąszenia kleszczy jest metodą eksperymentalną i musi być przeprowadzone zgodnie z protokołem badań klinicznych zatwierdzonym przez odpowiednie organy regulacyjne. Badania kliniczne (NCT01143558, NCT02446626 i NCT05036707) zostały zatwierdzone przez odpowiednie instytucjonalne komisje oceniające, przeprowadzone na podstawie wyłączeń dla badanych wyrobów przyznanych przez amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków oraz przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Dobrej Praktyki Klinicznej. Ponadto badania te zostały zarejestrowane w ClinicalTrials.gov i uzyskano pisemną świadomą zgodę od wszystkich uczestników.
1. Przygotowanie opatrunku zabezpieczającego
<ol>
	<li>Aby utworzyć szablon pomiarowy, skseruj hydrokoloidowy opatrunek zabezpieczający o wymiarach 3" x 3" wzdłuż boku linii pomiarowych (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A i tabela materiałów).</li>
	<li>Wytnij skserowany szablon wzdłuż linii 1". Następnie przetnij wzdłuż linii 2", tworząc 2-calowy okrąg ze środkiem 1" (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B).</li>
	<li>Korzystając z tego szablonu, wytnij nieprzywierający opatrunek piankowy, aby utworzyć 2-calowy okrąg z 1-calowym środkiem (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A,B i tabela materiałów).</li>
	<li>Korzystając z tego samego szablonu, wytnij 2-calowy okrąg w środku bardzo cienkiego opatrunku hydrokoloidowego o wymiarach 4" x 4" (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2C,D).</li>
	<li>Przeciąć warstwę hydrokoloidową opatrunku zabezpieczającego 3" x 3" na linii 11/2".</li>
	<li>Odciągnąć papierową warstwę ochronną warstwy hydrokoloidowej opatrunku zabezpieczającego, aby odsłonić klej. Umieść wycięty opatrunek piankowy w 2-calowym okręgu kleju (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 3A). Zapewni to, że opatrunek piankowy będzie wystawał poza otwór opatrunku zabezpieczającego. Umieść papierową wyściółkę na warstwie hydrokoloidowej opatrunku (<klasa silna = "xfig">Rysunek 3B). 
	UWAGA: Pomiary te wykorzystano do badań z udziałem do 10 larw kleszczy I. scapularis. W przypadku badań z udziałem do 30 larw kleszczy I. scapularis szablon środka piankowego został przecięty między oznaczeniami 1" i 11/2", aby umożliwić umieszczenie większego obszaru. Pomiary opatrunku zabezpieczającego mogą być dostosowane odpowiednio do projektu badania.</li>
</ol>
2. Umieszczenie znacznika
<ol>
	<li>Przechowywanie kleszczy
	<ol>
		<li>Larwy kleszczy I. scapularis należy przechowywać w lodówce klasy medycznej o temperaturze ustawionej na 9-10 °C.</li>
		<li>Przechowuj kleszcze w fiolce pokrytej siatkową nasadką, aby umożliwić odpowiedni przepływ powietrza. Zapakuj fiolkę z kleszczami w zamykaną plastikową torbę z lekko zwilżoną gąbką, aby utrzymać wilgotność i zapobiec wysuszeniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieszczanie znaczników
	<ol>
		<li>Wyjmij kleszcze z lodówki, aby mogły ogrzać się do temperatury pokojowej. Kleszcze mogą uaktywnić się już po 15 minutach poza lodówką.</li>
		<li>Umieść biały arkusz wokół obszaru umieszczania, aby łatwo zwizualizować wszelkie przypadkowo upuszczone znaczniki.</li>
		<li>Zwilż gazik o wymiarach 4 x 4 cale czystą wodą lub solą fizjologiczną i użyj go do oczyszczenia skóry w miejscu umieszczenia. Obszar należy osuszyć lub pozostawić do wyschnięcia na powietrzu. 
		UWAGA: Wybierając miejsce na ciele do umieszczenia kleszcza, weź pod uwagę obszary, które nie ograniczają codziennej aktywności wolontariusza i w których uczestnik może łatwo monitorować integralność opatrunku. Nie umieszczaj kleszczy w miejscach, w których mogłyby zostać zmiażdżone z powodu bezpośredniego nacisku (np. na plecach). Oceń owłosienie na ciele uczestnika i, jeśli to konieczne, ostrożnie przytnij nadmierne owłosienie na ciele za pomocą nożyczek w miejscu kleju, unikając uszkodzenia skóry. Unikaj używania maszynki do golenia do depilacji, ponieważ może to zwiększyć ryzyko obrażeń skóry i infekcji.</li>
		<li>Po wyschnięciu skóry usuń samoprzylepną wyściółkę ze strony hydrokoloidowej przygotowanego opatrunku i mocno przymocuj ją do skóry w miejscu umieszczenia, upewniając się, że warstwa siatki pozostaje otwarta.</li>
		<li>Przełam drewniany wacik (patrz tabela materiałów) na pół, aby odsłonić postrzępione końce.</li>
		<li>Ostrożnie otwórz fiolkę z kleszczami.</li>
		<li>Używając wyszczerbionego końca drewnianego wacika, przenieś aktywne kleszcze z fiolki i umieść je na skórze w opatrunku zabezpieczającym (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4A). Poproś dodatkowego członka zespołu, aby monitorował miejsce umieszczania kleszczy, aby upewnić się, że kleszcze pozostają w opatrunku zabezpieczającym. Użyj taśmy klejącej, aby złapać kleszcze, które wydostaną się z fiolki podczas tego procesu. 
		UWAGA: Złamanie drewnianego wacika i użycie wyszczerbionego końca jest skuteczne w przypadku manipulacji i przenoszenia kleszczy bez powodowania uszkodzeń kleszczy. Mała szczoteczka z miękkim włosiem w jasnym kolorze sprawdza się również do przenoszenia kleszczy z pojemnika na miejsce skóry.</li>
		<li>Po umieszczeniu określonej liczby kleszczy do badania, usunąć samoprzylepną warstwę ochronną z warstwy siatki opatrunku zabezpieczającego i zamknąć ją nad otworem.</li>
		<li>Po upewnieniu się, że klej jest bezpiecznie przymocowany, nałóż przygotowany bardzo cienki opatrunek hydrokoloidowy o wymiarach 4" x 4" na opatrunek zabezpieczający dla dodatkowego bezpieczeństwa (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 4B). 
		UWAGA: Dodatkowe informacje na temat wolnej od patogenów kolonii kleszczy I. scapularis oraz czasu trwania procedur ekspozycji na kleszcze stosowanych w cytowanych badaniach można znaleźć w sekcjach dotyczących metod opublikowanych badań19,22.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Pielęgnacja witryny
<ol>
	<li>Zapewnij uczestnikowi badania osłonę bariery wodnej i 2-calową taśmę hipoalergiczną (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Podaj instrukcje dotyczące pielęgnacji miejsca przechowywania kleszczy.
	<ol>
		<li>Okresowo sprawdzaj opatrunek i monitoruj krawędzie pod kątem bezpiecznego przylegania do skóry. W razie potrzeby nałóż dodatkową taśmę, aby wzmocnić krawędzie opatrunku.</li>
		<li>Nie należy drapać miejsca opatrunku i nie otwierać ani zdejmować opatrunku w okresie badania.</li>
		<li>Unikaj kąpieli i moczenia w wodzie. Unikaj również gorących pryszniców i ogranicz czas trwania prysznica. Przed wzięciem prysznica należy zabezpieczyć opatrunek zabezpieczający za pomocą dołączonej osłony bariery wodnej i zdjąć go po zakończeniu kąpieli. Delikatnie osusz opatrunek i sprawdź go, aby upewnić się, że pozostaje bezpieczny.</li>
		<li>Unikaj czynności, które mogą prowadzić do obfitego pocenia się i zagrażać integralności opatrunku (np. ćwiczenia aerobowe, długie wędrówki).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Usuwanie kleszczy
<ol>
	<li>Przygotowanie fiolek do pobierania
	<ol>
		<li>Oznacz fiolki do pobierania kleszczy żądanymi identyfikatorami (np. kodem badania, datą).</li>
		<li>Jeśli konieczne jest zachowanie żywych kleszczy, należy przebić otwory w wieczku fiolek igłą 20 G. Użyj warstwy siatki nylonowej lub poliestrowej wraz z nakrętką, aby uszczelnić fiolkę. Umieść mały kawałek wilgotnej gąbki w zamykanej torbie z fiolką z kleszczami, aby utrzymać wilgotność.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuwanie kleszczy
	<ol>
		<li>Umieść białe prześcieradła wokół miejsca bandaża i upewnij się, że miska na śmieci jest w zasięgu ręki.</li>
		<li>Za pomocą chusteczek nasączonych alkoholem ostrożnie zdejmij bandaż ze skóry.</li>
		<li>Po całkowitym usunięciu umieść bandaż w misce zbiorczej i sprawdź go pod kątem obecności oderwanych kleszczy.</li>
		<li>Oceń miejsce umieszczania pod kątem dołączonych kleszczy. Kleszcze, które dopełniły się do wyczerpania, odczepią się (<silna klasa="xfig">Rysunek 5A). W przypadku pozostałych przyczepionych kleszczy użyj kleszczyków z cienką końcówką do usunięcia (<silna klasa="xfig">Rysunek 5B).</li>
		<li>Oczyść skórę chusteczkami nasączonymi alkoholem lub wodą z mydłem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Human Exposure to Larval Ticks for Tickborne Disease Research

<ol><li>Yeh, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determining+the+duration+of+Ixodes+scapularis+%28Acari%3A+Ixodidae%29+attachment+to+tick-bite+victims%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Determining the duration of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) attachment to tick-bite victims.</a> J Med Entomol. 32 (6), 853-858 (1995).</li>
<li>Piesman, J., Mather, T. N., Sinsky, R. J., Spielman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duration+of+tick+attachment+and+Borrelia+burgdorferi+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Duration of tick attachment and Borrelia burgdorferi transmission.</a> J Clin Microbiol. 25 (3), 557-558 (1987).</li>
<li>Vora, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ticks+elicit+variable+fibrinogenolytic+activities+upon+feeding+on+hosts+with+different+immune+backgrounds%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Ticks elicit variable fibrinogenolytic activities upon feeding on hosts with different immune backgrounds.</a> Sci Rep. 7, 44593(2017).</li>
<li>Narasimhan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunity+against+Ixodes+scapularis+salivary+proteins+expressed+within+24+hours+of+attachment+thwarts+tick+feeding+and+impairs+Borrelia+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Immunity against Ixodes scapularis salivary proteins expressed within 24 hours of attachment thwarts tick feeding and impairs Borrelia transmission.</a> PLoS One. 2 (5), 451(2007).</li>
<li>Nazario, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+Borrelia+burgdorferi+transmission+in+guinea+pigs+by+tick+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Trop+Med+Hyg%22%5BJournal%5D)">Prevention of Borrelia burgdorferi transmission in guinea pigs by tick immunity.</a> Am J Trop Med Hyg. 58 (6), 780-785 (1998).</li>
<li>Krause, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dermatologic+changes+induced+by+repeated+Ixodes+scapularis+bites+and+implications+for+prevention+of+tick-borne+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+Zoonotic+Dis%22%5BJournal%5D)">Dermatologic changes induced by repeated Ixodes scapularis bites and implications for prevention of tick-borne infection.</a> Vector Borne Zoonotic Dis. 9 (6), 603-610 (2009).</li>
<li>Anderson, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ticks%2C+Ixodes+scapularis%2C+feed+repeatedly+on+white-footed+mice+despite+strong+inflammatory+response%3A+an+expanding+paradigm+for+understanding+tick-host+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Immunol%22%5BJournal%5D)">Ticks, Ixodes scapularis, feed repeatedly on white-footed mice despite strong inflammatory response: an expanding paradigm for understanding tick-host interactions.</a> Front Immunol. 8, 1784(2017).</li>
<li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs%3A+trends+in+reported+vectorborne+disease+cases+-+United+States+and+Territories%2C+2004-2016%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morb+Mortal+Wkly+Rep%22%5BJournal%5D)">Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and Territories, 2004-2016.</a> MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 67 (17), 496-501 (2018).</li>
<li>Paules, C. I., Marston, H. D., Bloom, M. E., Fauci, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tickborne+diseases+-+confronting+a+growing+threat%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Tickborne diseases - confronting a growing threat.</a> N Engl J Med. 379 (8), 701-703 (2018).</li>
<li>Tardy, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanistic+movement+models+to+predict+geographic+range+expansions+of+ticks+and+tick-borne+pathogens%3A+Case+studies+with+Ixodes+scapularis+and+Amblyomma+americanum+in+eastern+North+America%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+Tick+Borne+Dis%22%5BJournal%5D)">Mechanistic movement models to predict geographic range expansions of ticks and tick-borne pathogens: Case studies with Ixodes scapularis and Amblyomma americanum in eastern North America.</a> Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102161(2023).</li>
<li>Molaei, G., Eisen, L. M., Price, K. J., Eisen, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Range+expansion+of+native+and+invasive+ticks%3A+a+looming+public+health+threat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Range expansion of native and invasive ticks: a looming public health threat.</a> J Infect Dis. 226 (3), 370-373 (2022).</li>
<li>Marques, A. R., Strle, F., Wormser, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Lyme+disease+in+the+United+States+and+Europe%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Comparison of Lyme disease in the United States and Europe.</a> Emerg Infect Dis. 27 (8), 2017-2024 (2021).</li>
<li>Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+frequency+of+Lyme+disease+diagnoses%2C+United+States%2C+2010-2018%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Estimating the frequency of Lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018.</a> Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).</li>
<li>Schwartz, A. M., Kugeler, K. J., Nelson, C. A., Marx, G. E., Hinckley, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((use+of+commercial+claims+data+for+evaluating+trends+in+lyme+disease+diagnoses%2C+United+States%2C+2010-2018%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">use of commercial claims data for evaluating trends in lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018.</a> Emerg Infect Dis. 27 (2), 499-507 (2021).</li>
<li>Hook, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Economic+burden+of+reported+Lyme+disease+in+high-incidence+areas%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Economic burden of reported Lyme disease in high-incidence areas, United States.</a> Emerg Infect Dis. 28 (6), 1170-1179 (2022).</li>
<li>Eisen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tick+species+infesting+humans+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+Tick+Borne+Dis%22%5BJournal%5D)">Tick species infesting humans in the United States.</a> Ticks Tick Borne Dis. 13 (6), 102025(2022).</li>
<li>Embers, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+manifestations%2C+diverse+seroreactivity+and+post-treatment+persistence+in+non-human+primates+exposed+to+Borrelia+burgdorferi+by+tick+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Variable manifestations, diverse seroreactivity and post-treatment persistence in non-human primates exposed to Borrelia burgdorferi by tick feeding.</a> PLoS One. 12 (12), 0189071(2017).</li>
<li>Hodzic, E., Imai, D., Feng, S., Barthold, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resurgence+of+persisting+non-cultivable+Borrelia+burgdorferi+following+antibiotic+treatment+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Resurgence of persisting non-cultivable Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice.</a> PLoS One. 9 (1), 86907(2014).</li>
<li>Marques, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenodiagnosis+to+detect+Borrelia+burgdorferi+infection%3A+a+first-in-human+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Xenodiagnosis to detect Borrelia burgdorferi infection: a first-in-human study.</a> Clin Infect Dis. 58 (7), 937-945 (2014).</li>
<li>Hodzic, E., Imai, D. M., Escobar, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generality+of+post-antimicrobial+treatment+persistence+of+Borrelia+burgdorferi+strains+N40+and+B31+in+genetically+susceptible+and+resistant+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Generality of post-antimicrobial treatment persistence of Borrelia burgdorferi strains N40 and B31 in genetically susceptible and resistant mouse strains.</a> Infect Immun. 87 (10), e00442(2019).</li>
<li>Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+attenuated%2C+noninfectious+spirochetes+in+Borrelia+burgdorferi-infected+mice+after+antibiotic+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment.</a> J Infect Dis. 186 (10), 1430-1437 (2002).</li>
<li>Turk, S., Williams, C., Marques, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTurk%2C+S+%22in+Borrelia+burgdorferi%3A+Methods+in+Molecular+Biology%22">in Borrelia burgdorferi: Methods in Molecular Biology</a>. Pal, U., Buyuktanir, O. , Springer. New York. 337-346 (2018).</li>
<li>Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistence+of+Borrelia+burgdorferi+following+antibiotic+treatment+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice.</a> Antimicrob Agents Chemother. 52 (5), 1728-1736 (2008).</li>
</ol>

Dr Adriana Marques posiada patent US 8,926,989 B2; i jest bezpłatnym doradcą naukowym Global Lyme Alliance oraz American Lyme Disease Foundation. Siu Ping Turk i Aleah Eschman nie mają ze sobą związku, który mógłby powodować konflikt interesów. Treść tej publikacji niekoniecznie odzwierciedla poglądy lub politykę Departamentu Zdrowia i Opieki Społecznej, a wzmianka o nazwach handlowych, produktach komercyjnych lub organizacjach nie oznacza poparcia ze strony rządu Stanów Zjednoczonych.

Podczas gdy badania na zwierzętach obejmujące narażenie na kleszcze 4,5,6,7,21 były nieocenione w zwiększaniu naszej wiedzy na temat reakcji gospodarza na choroby przenoszone przez kleszcze i ukąszenia kleszczy, modele te mają ograniczenia w tym, jak dobrze przewidują reakcję ludzkiego gospodarza. Model ten, który opisuje metodologię wystawiania ludzi na ukąsz...

Kleszcze twarde (Ixodidae: Acari) są obowiązkowymi pasożytami zewnętrznymi żywiącymi się krwią, które występują na całym świecie i są zdolne do przenoszenia szerokiej gamy patogenów, w tym bakterii, wirusów i pasożytów, o dużym znaczeniu medycznym i weterynaryjnym. Kleszcze Ixodid muszą pozostać przyczepione do żywiciela przez kilka dni, aby zakończyć posiłek z krwi, i mają zdolność do pozostawania przyczepionymi do skóry, unikając rozpoznania, zapobiegając miejscowej krzepnięciu krwi i ułatwiając długotrwałe karmienie1,2,3. Badania na zwierzętach wykazały, że żywiciele niepobłażliwi nabywają odporność na ukąszenia kleszczy przy powtarzających się ekspozycjach na kleszcze, co może prowadzić do zmniejszenia zdolności do przenoszenia patogenu, podczas gdy kleszcze mogą wielokrotnie pasożytować na pobłażliwych żywicielach. Nabyta odporność na kleszcze zależy od charakteru odpowiedzi immunologicznej gospodarza4,5,6,7.
Choroby przenoszone przez kleszcze stanowią coraz większe zagrożenie w Stanach Zjednoczonych (USA), a liczba zgłoszonych przypadków wzrosła ponad dwukrotnie między 2004 a 2016 rokiem8,9. Ze względu na zmiany klimatyczne zasięgi geograficzne różnych znaczników nadal się rozszerzają10,11. Do wiodących chorób przenoszonych przez kleszcze w USA należą: borelioza, anaplazmoza, erlichioza, riketsjoza gorączki plamistej, babeszjoza, tularemia i choroba wirusa Powassan8. Borelioza, wywoływana przez zakażenie Borrelia burgdorferi sensu lato, jest najczęstszą chorobą przenoszoną przez kleszcze w USA i Europie12. Z około 476 000 osób diagnozowanych z boreliozą rocznie w USA, istnieje zarówno obciążenie zdrowia publicznego, jak i ekonomiczne dla jednostek i społeczeństwa13,14,15.
Ixodes scapularis (kleszcz czarnonogi lub jeleń) jest głównym wektorem boreliozy, a także anaplazmozy, babeszjozy, choroby Borrelia miyamotoi i choroby wirusa Powassan w USA. Inne ważne z medycznego punktu widzenia gatunki kleszczy w USA to Amblyomma americanum (kleszcz samotnej gwiazdy), Dermacentor variabilis (amerykański kleszcz ps), Ixodes pacificus (zachodni kleszcz czarnonogi), Dermacentor andersoni (kleszcz drzewny Gór Skalistych), Ixodes cookei (kleszcz świstaka), Dermacentor occidentalis (kleszcz wybrzeża Pacyfiku), Rhipicephalus sanguineus (brązowy kleszcz psa) i Amblyomma maculatum (kleszcz wybrzeża Zatoki Meksykańskiej)16. 
Opracowanie metody narażania ochotników na ukąszenia kleszczy wspiera badania wykorzystujące naturalny wektor do poszukiwania dowodów infekcji, procedurę znaną jako xenodiagnosis17,18,19,20,21, a także dowiedzieć się więcej o odporności wywołanej ekspozycją na kleszcze, która może przyczynić się do odkrycia szczepionki przeciw kleszczom5,6,7. Opisana tutaj procedura została opracowana i wykorzystana w pierwszym badaniu naukowym na ludziach z wykorzystaniem hodowanych w laboratorium larw Ixodes scapularis do ksenodiagnostyki zakażenia B. burgdorferi po antybiotykoterapii (NCT01143558), opublikowanym w 2014 roku19. System został z powodzeniem wykorzystany w badaniu fazy 2 sprawdzającym, czy pozytywna ksenodiagnoza koreluje z utrzymywaniem się objawów po antybiotykoterapii boreliozy (NCT02446626) oraz w badaniu badającym reakcję gospodarza na ukąszenia kleszczy (NCT05036707).
Ten protokół procedury opisuje proces tworzenia opatrunku zabezpieczającego, procedurę umieszczania kleszczy i procedurę usuwania kleszczy, a także pielęgnację miejsca potrzebną do utrzymania opatrunku zabezpieczającego. Szczegóły dotyczące wolnej od patogenów kolonii kleszczy I. scapularis i procedur ekspozycji na kleszcze stosowanych w wyżej cytowanych badaniach zostały wcześniej opisane19,22. Metodologia ta oferuje elastyczne narzędzie badawcze, które można dostosować do badania różnych aspektów reakcji człowieka na ukąszenia kleszczy, skuteczności leków zapobiegających kleszczom, a także boreliozy i innych chorób przenoszonych przez kleszcze.

<table><tbody><tr><td>Igła 20 G</td><td>Dowolna marka</td><td></td><td>Do nakłuwania nakrętki fiolki.</td></tr><tr><td>Opatrunek zabezpieczający 3 "x 3"</td><td>Monarch Labs Names</td><td>LeFlap</td><td>https://www.monarchlabs.com/ordering</td></tr><tr><td>4 "x 4" bardzo cienki opatrunek hydrokoloidowy</td><td>ConvaTec</td><td>DuoDerm</td><td>https://www.convatec.com/products/advanced-wound-care/brand-names/pc-wound-duoderm-granluflex/duoderm-extra-thin-dressing/</td></tr> <tr><td>4" x 4"</td><td>gaza Monarch Labs Nazwy</td><td></td><td>Do oczyszczania skóry</td></tr><tr><td>Czysta woda lub sól fizjologiczna</td><td></td><td></td><td>Do oczyszczania skóry</td></tr><tr><td>Bariera wilgoci (np. 7" x 7")</td><td>AquaGuard</td><td>TIDI</td><td>Do kąpieli pod prysznicem, ttps://www.tidiproducts.com/product-listing/aquaguard-shower-cover-sheets&nbsp;</td></tr><tr><td>Nieprzywierający opatrunek piankowy</td><td>Coloplast</td><td>Biatain</td><td>https://www.coloplast.us/biatain-non-adhesive-en-us.aspx</td></tr><tr><td>Rolka 2-calowej taśmy hipoalergicznej</td><td>Monarch Labs Names</td><td>Durapore</td><td>Do wzmacniania opatrunku zabezpieczającego.</td></tr><tr><td>Rolka taśmy</td><td></td><td></td> klejącej <td>Do łapania kleszczy</td></tr><tr><td>Fiolki do pobrania (np. kriowiale)</td><td>Ependorf</td><td>ECC200</td><td></td></tr></tbody></table>

model eksperymentalnego narażenia ludzi na larwy kleszczy ixodes scapularis

A Model for Experimental Exposure of Humans to Larval Ixodes scapularis Ticks

Choroby przenoszone przez kleszcze są poważnym problemem zdrowia publicznego w Stanach Zjednoczonych i na całym świecie. Kleszcze są obowiązkowymi stawonogami żywiącymi się krwią; Kleszcz Ixodid musi pozostać przyczepiony do skóry żywiciela i zakończyć wielodniowy proces żerowania, aby uzyskać posiłek z krwi. Narażanie zwierząt na kontakt z kleszczami jest powszechną praktyką w badaniu reakcji żywiciela na ukąszenia kleszczy i choroby przenoszone przez kleszcze. Opracowaliśmy procedurę, przeprowadziliśmy pierwsze badanie na ludziach i opublikowaliśmy wyniki dotyczące wystawiania ochotników na działanie niezakażonych larw kleszczy Ixodes scapularis. W tym artykule opisano metodologię zastosowaną do skonstruowania opatrunku zabezpieczającego, sposób nakładania i zabezpieczania kleszczy do żywiciela, sposób konserwacji opatrunku oraz sposób usuwania kleszczy z żywiciela. Narażenie ochotników na ukąszenia kleszczy jest procedurą eksperymentalną i musi być przeprowadzone zgodnie z protokołem badań klinicznych zatwierdzonym przez odpowiednie organy regulacyjne. Metoda ta pozwala na prowadzenie badań translacyjnych w celu lepszego zrozumienia reakcji człowieka na ukąszenia kleszczy i wspierania rozwoju diagnostyki, profilaktyki i terapii chorób przenoszonych przez kleszcze.

Badanie wykazało, że procedura jest bezpieczna i dobrze tolerowana, a głównym zdarzeniem niepożądanym był łagodny świąd w miejscu ugryzień, zaobserwowany w 58% procedur. Nie wystąpiły żadne poważne zdarzenia niepożądane związane z procedurą przy użyciu czystych, hodowanych laboratoryjnie larw kleszczy I. scapularis19. W 43 przeprowadzonych procedurach średni procent odzyskania przyczepionych kleszczy w stosunku do liczby umieszczonych kleszczy wyniósł 45% ± 27% (SD), przy medianie wynoszą...

Ten artykuł przedstawia metodologię wystawiania ludzi na działanie larw Ixodes scapularis do badań klinicznych. Technika jest stosunkowo prosta, tolerowana przez ochotników biorących udział w badaniu i może być modyfikowana w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Takie badania z udziałem ludzi muszą być prowadzone zgodnie z protokołami badań klinicznych zatwierdzonymi przez właściwe organy regulacyjne.

Model eksperymentalnego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick ...

Protokół ten oferuje skuteczną metodę kontrolowanego narażenia ludzi na kleszcze. Na potrzeby badań naukowych protokół może być wykorzystany do zbadania odpowiedzi immunologicznej człowieka na ukąszenia kleszczy, a także do opracowania diagnostyki i profilaktyki przeciwko chorobom przenoszonym przez kleszcze. Nie opublikowano żadnych procedur umieszczania kleszczy na ochotnikach biorących udział w badaniach.Wyzwanie polegało na opracowaniu systemu, który pozwoliłby kleszczom żerować przez wiele dni, a jednocześnie byłby wygodny dla uczestników. Model ten zawiera kleszcze na czas karmienia i pozwala uczestnikom badania na kontynuowanie codziennych czynności z niewielkimi zmianami w stylu życia. Aby rozpocząć, skseruj opatrunek hydrokoloidowy o wymiarach trzy na trzy cale wzdłuż boku linii pomiarowych, aby utworzyć szablon pomiarowy.Wytnij skserowany szablon wzdłuż jednocalowej linii, a następnie dwucalowej linii, aby utworzyć dwucalowy okrąg z jednocalowym środkiem. Użyj tego szablonu, aby przeciąć nieprzywierający opatrunek piankowy, tworząc dwucalowy okrąg z jednocalowym środkiem. Użyj tego samego szablonu, aby wyciąć dwucalowy okrąg w środku bardzo cienkiego opatrunku hydrokoloidowego o wymiarach cztery na cztery cale.Przeciąć warstwę hydrokoloidową opatrunku zabezpieczającego o wymiarach trzy na trzy cale na linii półtora cala. Odciągnąć papierową warstwę ochronną warstwy hydrokoloidowej opatrunku zabezpieczającego, aby odsłonić klej. Umieść wycięty opatrunek piankowy w dwucalowym okręgu kleju.Aby rozpocząć, utwórz widoczne pole, umieszczając biały arkusz wokół obszaru umieszczania. Użyj gazika o wymiarach cztery na cztery cale zwilżonego czystą wodą lub solą fizjologiczną, aby oczyścić skórę w miejscu umieszczenia. Osusz miejsce czystą gazą.Wziąć przygotowany opatrunek zabezpieczający i usunąć klej ochronny od strony hydrokoloidu. Przymocuj opatrunek do skóry w miejscu umieszczenia. Przełam drewniany wacik na pół, aby odsłonić postrzępione końce.Teraz ostrożnie otwórz fiolkę z kleszczami. Za pomocą wyszczerbionego końca drewnianego wacika przenieść aktywne kleszcze z fiolki na skórę w opatrunku zabezpieczającym. Następnie usuń samoprzylepną warstwę ochronną z warstwy siatki opatrunku zabezpieczającego i zamknij warstwę siatki nad otworem, upewniając się, że klej jest bezpiecznie przymocowany.Nałóż przygotowany bardzo cienki opatrunek hydrokoloidowy o wymiarach cztery na cztery cale na opatrunek zabezpieczający, aby zapewnić dodatkowe bezpieczeństwo. Zapewnij uczestnikowi badania osłonę bariery wodnej i dwucalową hipoalergiczną taśmę. Okresowo sprawdzaj przyleganie brzegów opatrunku do skóry.W razie potrzeby nałóż dodatkową taśmę, aby wzmocnić krawędzie. Nakłuć otwory w nasadce fiolki za pomocą igły o rozmiarze 20, jeśli konieczne jest zachowanie żywych kleszczy. Użyć siatki nylonowej lub poliestrowej i nakrętki, aby uszczelnić fiolkę.Oznaczyć fiolki do zbierania kleszczy wymaganymi identyfikatorami. Aby utrzymać wilgotność, umieść fiolkę z kleszczami w zamykanej torbie z wilgotną gąbką. Ułóż białe prześcieradła wokół miejsca bandaża.Za pomocą chusteczek nasączonych alkoholem ostrożnie zdejmij bandaż ze skóry. Umieść usunięty bandaż w misce zbiorczej i sprawdź, czy nie ma oderwanych kleszczy. Oceń skórę w miejscu umieszczenia pod kątem przyczepionych kleszczy.Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby usunąć przyczepione kleszcze. W pierwszym badaniu Human Xeno Diagnosis Study przeprowadzono łącznie 43 procedury. W porównaniu z liczbą umieszczonych kleszczy, średni odsetek odzyskanych przyczepionych kleszczy wyniósł około 45%

a-model-for-experimental-exposure-humans-to-larval-ixodes-scapularis

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Pozyskiwanie hemolimfy, gruczołów ślinowych i śliny z zakażonych kleszczy jest istotne dla badania mechanizmów wywoływania chorób przez patogeny przenoszone przez kleszcze. W niniejszym protokole demonstrujemy sposób pobierania hemolimfy i gruczołów ślinowych z żerujących nimf Ixodes scapularis. Przedstawiamy również metodę pobierania śliny od dorosłych samic I. scapularis.

Pozyskiwanie śliny, wydzieliny gruczołów ślinowych oraz hemolimfy z kleszczy Ixodes scapularis

Borelioza jest najczęściej zgłaszaną chorobą przenoszoną przez wektory w Ameryce Północnej.  Czynnik sprawczy, Borrelia burgdorferi, jest bakterią krętkową przenoszoną przez kleszcze Ixodid.  Przenoszenie i wykrywanie infekcji w modelach zwierzęcych jest optymalizowane przez zastosowanie żywienia kleszczy, które opisujemy tutaj.

Karmienie kleszczy zwierząt w celu przeniesienia i ksenodiagnozy w badaniach nad boreliozą

Produkcja zdrowych kleszczy hodowanych w laboratorium jest niezbędna do badań nad biologią kleszczy i interakcjami kleszcz-patogen. Tutaj pokazujemy prosty protokół karmienia niedojrzałych kleszczy, który jest opłacalny i mniej stresujący dla myszy.

Hodowla Ixodes scapularis, kleszcza czarnonogiego: karmienie niedojrzałych stadiów na myszach

Analiza hemolimfy kleszczowej stanowi ważne źródło informacji o tym, jak niektóre patogeny wywołują choroby i jak kleszcze reagują immunologicznie na tę infekcję. Niniejsze badanie pokazuje, jak zaszczepić propagule grzybów i zebrać hemolimfę od nabrzmiałych samic Rhipicephalus microplus.

Ujawnienie zbierania hemolimfy i inokulacji blastospor Metarhizium do kleszczy Rhipicephalus microplus w kierunku badań patologii bezkręgowców

W tym badaniu, system żywienia dla nimfalnych i larwalnych stadiów kleszcza twardego został opracowany za pomocą kapsułki dołączonej do myszy laboratoryjnej. Kapsuła do karmienia jest wykonana z elastycznych materiałów i pozostaje mocno przymocowana do myszy przez co najmniej tydzień i umożliwia wygodne monitorowanie żerowania kleszczy.

Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

Przedstawiona tutaj jest metoda nawożenia kleszczy krwią in vitro za pomocą systemu sztucznej błony, aby umożliwić częściowe lub pełne zagęszczenie różnych etapów życia kleszcza.

Karmienie sztuczną membraną kleszcza dla Ixodes scapularis

Autoimmunologiczne zapalenie przysadki można wywołać u myszy poprzez wstrzyknięcie ekstraktu z białek przysadki mysiej.

Przygotowanie immunogenu z przysadki mysiej do indukcji eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia przysadki

Opisano metodę interferencji RNA (RNAi) poprzez wstrzykiwanie dsRNA do niekarmionych kleszczy. RNAi jest najszerzej stosowaną techniką wyciszania genów u kleszczy, w przypadku których zastosowanie innych metod manipulacji genetycznych było ograniczone.

Interferencja RNA u kleszczy

Tutaj prezentujemy protokół generowania i obrazowania zlokalizowanej infekcji bakteryjnej w pęcherzyku zewnętrznym danio pręgowanego.

Nieinwazyjne obrazowanie wrodzonej odpowiedzi immunologicznej w modelu larwalnym zakażenia Streptococcus iniae u larwala danio pręgowanego

Zakażenie gruźlicą u ludzi jest złożonym procesem, który jest trudny do modelowania in vitro. W tym miejscu opisujemy nowatorski model 3D ludzkiej tkanki płucnej, który podsumowuje dynamikę zachodzącą podczas infekcji, w tym migrację komórek odpornościowych i wczesne tworzenie ziarniniaka w środowisku fizjologicznym.

Model 3D ludzkiej tkanki płucnej do badań funkcjonalnych nad zakażeniem Mycobacterium tuberculosis

Poznaj metodę kontrolowanego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis w badaniach klinicznych. Protokół umożliwia wygodne karmienie się kleszczy przy jednoczesnym zachowaniu codziennych aktywności uczestników.

Model eksperymentalnego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis

Przeglądaj więcej filmów