Name: Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-10T12:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 15 s
Description: Poznaj model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnej tchawicy do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc. Metoda pozwala analizować odpowiedzi immunologiczne i angiogenne w przeszczepach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Jerome'owi Valero za redakcję tego manuskryptu. Rysunek 1 i rysunek 3I,J,L zostały utworzone za pomocą BioRender.com.

Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z wytycznymi określonymi przez Kanadyjską Radę ds. Opieki nad Zwierzętami w Przewodniku po Opiece i Użytkowaniu Zwierząt Doświadczalnych. Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Instytutu Badawczego Szpitala Ogólnego w Toronto, Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia.
1. Chirurgia dawcy
UWAGA: Myszy BALB/c są używane jako przykład dawców w eksperymencie. Wszystkie zabiegi muszą być wykonywane przy użyciu sterylnej techniki.
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy zanotować wagę każdej myszy.</li>
	<li>Poddaj mysz eutanazji za pomocą komory CO2</li>.
	<li>Gdy śmierć zostanie potwierdzona, ustaw mysz w pozycji leżącej na plecach i zabezpiecz kończyny taśmą.</li>
	<li>Przygotuj obszar operacyjny, sterylizując go 70% alkoholem izopropylowym. 
	UWAGA: W razie potrzeby i zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etyki zwierząt, przytnij futro z miejsca nacięcia.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od połowy brzucha i rozciągając się do przedniej części szyjki macicy.</li>
	<li>Uzyskaj dostęp do tchawicy, ostrożnie cofając poduszeczki tłuszczowe, przesuwając bocznie mięśnie paska i oddzielając tchawicę od otaczającej tkanki łącznej. Użyj kleszczy, aby stworzyć przestrzeń między tchawicą a przełykiem.</li>
	<li>Podnieś mieczyk mieczykowaty i przetnij membranę.</li>
	<li>Podnieś mostek, zapewniając wolną drogę od mostka do okolicy szyi, wkładając hemostat. Zaciśnij klatkę piersiową po obu stronach i przetnij mostek, rozciągając się w górę przez mięśnie szyi.</li>
	<li>Usuń grasicę i tłuszcz lub mięśnie blokujące tchawicę, aby odsłonić rozwidlenie tchawicy.</li>
	<li>Przetnij oba główne oskrzela i ostrożnie oddziel drogi oddechowe od przełyku.</li>
	<li>Przetnij krtań i usuń ją.</li>
	<li>Spryskaj wypreparowaną tchawicę sterylnym roztworem soli fizjologicznej lub roztworem konserwującym sterylną gazą nasączoną sterylną solą fizjologiczną lub roztworem konserwującym i umieść ją na lodzie, aby zachować jej żywotność.</li>
</ol>
2. Operacja biorcy
UWAGA: myszy C57BL/6 są używane jako przykład odbiorców w eksperymencie.
<ol>
	<li>Buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu należy podawać podskórnie w dawce 1 mg/kg mc. rano w dniu zabiegu.</li>
	<li>Wywołać znieczulenie w komorze indukcyjnej przy użyciu 5% izofluranu.</li>
	<li>Gdy mysz zostanie lekko znieczulona, wstrzyknij dootrzewnowo koktajl składający się z (0,1 mg/g) ksylazyny i (0,01 mg/g) ketaminy.</li>
	<li>Umieść mysz z powrotem w komorze indukcyjnej z 2-3% izofluranem.</li>
	<li>Ogolić sierść w miejscu operacji. Bupiwakainę należy również podawać podskórnie wzdłuż planowanego miejsca indukcji w dawce 7 mg/kg mc. w postaci bloku linii.</li>
	<li>Potwierdź brak odruchowej reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed intubacją jamy ustnej i tchawicy. Zaintubuj mysz ustno-tchawiczo za pomocą cewnika dożylnego 20 G i podłącz ją do respiratora o objętości oddechowej 500 μl, częstości oddechów 120 uderzeń na minutę, 100% tlenu i 2% izofluranu. Aby ułatwić tę procedurę, użyj stojaka z zaciskiem przyłożonym do języka, trzymając zwierzę w pozycji pionowej z wyciągniętą szyją.</li>
	<li>Aktywuj poduszkę grzewczą i ustaw mysz w prawej pozycji bocznej na górze podkładki, z głową odwróconą od chirurga i ogonem skierowanym w stronę chirurga (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Zabezpiecz kończyny taśmą. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Wyszoruj obszar operacyjny 7,5% jodowidonu, wysterylizuj 70% alkoholem izopropylowym i ponownie wyszoruj 10% jodowidonu. Zastosuj sterylne obłożenia chirurgiczne, aby zakryć obszar operacyjny. </li>
	<li>W tym czasie załaduj tchawicę dawcy do cewnika dożylnego 16 G (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C,D).</li>
	<li>Za pomocą skalpela należy wykonać nacięcie w skórze biorcy i kauteryzować mięśnie oraz tkankę łączną.</li>
	<li>Otwórz piątą lub szóstą przestrzeń międzyżebrową i przytrzymaj klatkę piersiową otwartą za pomocą dwóch zwijaczy.</li>
	<li>Wypreparuj dolne więzadło płucne za pomocą wacików i nożyczek.</li>
	<li>Symuluj tworzenie ścieżki dla tchawicy dawcy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3G, H).</li>
	<li>Zabezpiecz rurkę odpływową respiratora, częściowo zasłaniając ją trójdrożnym kurkiem, aby ułatwić napompowanie lewego płuca.</li>
	<li>Stwórz ścieżkę, nakłuwając lewe płuco igłą o sile 20 G. Upewnienie się, że głębokość nakłucia jest w przybliżeniu równa długości alloprzeszczepu tchawicy. Wybierz miejsce nakłucia na krawędzi płuca (jak wskazano w Rysunek 3I), upewniając się, że ścieżka biegnie równolegle do blatu (zgodnie z niebieskim kółkiem w Rysunek 3J). 
	UWAGA: Kąt wprowadzenia w górę spowoduje penetrację warstwy opłucnej, podczas gdy głębszy kąt może prowadzić do krwawienia z głównych naczyń (oznaczonych czerwonymi krzyżykami w <silna klasa = "xfig" >Rysunek 3J).</li>
	<li>Wprowadzić cewnik dożylny 16 G do lewego płuca i wyciągnąć tchawicę dawcy do lewego płuca. Po wprowadzeniu alloprzeszczepu tchawicy należy zwolnić trójdrogowy kran odcinający, aby umożliwić niezakłócony przepływ wydechowy przez rurkę odpływową.</li>
	<li>Zamknij miejsce wstrzyknięcia opłucnej klipsem (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3K, L). Umieść klips dokładnie w miejscu nakłucia, tak aby jego krawędź była wyrównana tak, aby pasowała do konturu krawędzi płuca (oznaczonej niebieskim kółkiem w <silna klasa="xfig">Rysunek 3L). 
	UWAGA: Niewłaściwe umiejscowienie miejsca klipsowania może skutkować nieskutecznym uszczelnieniem i wyciekiem powietrza, podczas gdy niewystarczająca głębokość klipsa może prowadzić do odłączenia klipsa po operacji (jak pokazano na czerwonych krzyżykach w <silna klasa="xfig">Rysunek 3L).</li>
	<li>Wypełnij klatkę piersiową roztworem soli fizjologicznej i wchłonij sól fizjologiczną gazą.</li>
	<li>Ponownie napompuj lewe płuco i zamknij żebra za pomocą techniki szwu biegowego.</li>
	<li>Zamknij mięsień i skórę przerwanymi szwami.</li>
	<li>Meloksykam przeciwbólowy należy podawać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc. pod koniec zabiegu.</li>
	<li>Obserwuj mysz odbiorcy, dopóki się nie obudzi. Następnie wyjmij rurkę dotchawiczą i umieść mysz biorcę w klatce. 
	UWAGA: Myszy biorcy powinny być trzymane pojedynczo.</li>
	<li>Meloksykam (5 mg/kg) należy podawać raz na dobę we wstrzyknięciu podskórnym, rozpoczynając 24 godziny po zabiegu i kontynuując przez 3 dni po operacji.</li>
</ol>
3. Pobieranie próbek od myszy biorców
<ol>
	<li>Wywołać znieczulenie w komorze indukcyjnej przy użyciu 5% izofluranu.</li>
	<li>Potwierdź brak odruchowej reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed intubacją ustno-tchawiczą. Metoda intubacji i ustawienie respiratora są takie same jak w chirurgii biorcy.</li>
	<li>Ustaw mysz w pozycji leżącej na plecach i zabezpiecz kończyny.</li>
	<li>Przygotuj obszar operacyjny, sterylizując go 70% alkoholem izopropylowym.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od połowy brzucha i rozciągając się do przedniej części szyjki macicy.</li>
	<li>Wykrwawić mysz przez żyłę główną dolną za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml podłączonej do igły 25 G, co skutkuje eutanazją.</li>
	<li>Otwórz klatkę piersiową i uzyskaj dostęp do tchawicy w taki sam sposób, jak mysz dawcy. Owiń tchawicę wokół rurki intubacyjnej jedwabiem 7-0.</li>
	<li>Usuń grasicę, tłuszcz i mięśnie, aby odsłonić serce.</li>
	<li>Przetnij lewe przedsionek, prawe przedsionek i żyłę główną dolną. Wykonać fuzję płuc za pomocą 3 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej przez prawą komorę.</li>
	<li>W celu analizy histologicznej napompuj płuca 10% formaliną przez rurkę intubacyjną.</li>
	<li>Ekstubować rurkę wentylacyjną i związać tchawicę jedwabiem 7-0.</li>
	<li>Podziel krtań i przełyk. Pociągnij je w dół kierunku, a następnie wyjmij blok serca i płuc, umieszczając go w 10% formalinie.</li>
</ol>

Exploring Obliterative Airway Disease in Lung Transplants

<ol><li>Chambers, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+International+Thoracic+Organ+Transplant+Registry+of+the+International+Society+for+Heart+and+Lung+Transplantation%3A+Thirty-fifth+adult+lung+and+heart-lung+transplant+report-2018%3B+Focus+theme%3A+Multiorgan+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation.</a> J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).</li>
<li>Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproduction+of+the+obliterative+bronchiolitis+lesion+after+heterotopic+transplantation+of+mouse+airways%5BTitle%5D)+AND+%22American+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways.</a> American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).</li>
<li>Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+re-growth+is+associated+with+inhibition+of+obliterative+airway+disease+in+orthotopic+tracheal+allografts+in+non-immunosuppressed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats.</a> Transplantation. 70 (6), 857(2000).</li>
<li>Dutly, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+for+post-transplant+obliterative+airway+disease+reveals+angiogenesis+from+the+pulmonary+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation.</a> Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).</li>
<li>Wagnetz, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rejection+of+tracheal+allograft+by+intrapulmonary+lymphoid+neogenesis+in+the+absence+of+secondary+lymphoid+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs.</a> Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).</li>
<li>Hirayama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+long-term+expression+of+lentivirally+delivered+IL-10+in+the+lung+attenuates+obliteration+of+intrapulmonary+allograft+airways%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways.</a> Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).</li>
<li>Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recipient+bone+marrow-derived+IL-17+receptor+A-positive+cells+drive+allograft+fibrosis+in+a+mouse+intrapulmonary+tracheal+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Immunol%22%5BJournal%5D)">Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model.</a> Transpl Immunol. 69, 101467(2021).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spleen+tyrosine+kinase+modulates+fibrous+airway+obliteration+and+associated+lymphoid+neogenesis+after+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation.</a> Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).</li>
<li>Suzuki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+CTLA4-Ig+on+Obliterative+bronchiolitis+in+a+mouse+intrapulmonary+tracheal+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model.</a> Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).</li>
<li>Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potent+anti-angiogenic+factor%2C+vasohibin-1%2C+ameliorates+experimental+bronchiolitis+obliterans%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans.</a> Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).</li>
<li>Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphoid+neogenesis+in+chronic+inflammatory+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases.</a> Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).</li>
<li>Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+secondary+and+tertiary+lymphoid+structures+in+the+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin.</a> Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).</li>
<li>Sato, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+intrapulmonary+de+novo+lymphoid+tissue+in+obliterative+bronchiolitis+after+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation.</a> J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).</li>
<li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+airway+epithelium+in+acutely+rejection+orthotopic+vascularized+mouse+lung+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22A+J+Resp+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants.</a> A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).</li>
<li>Yamada, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+airway+fibrosis+in+orthotopic+mouse+lung+transplantation+models-an+experimental+reappraisal%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal.</a> Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).</li>
<li>Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+B+cell-dependent+pathway+drives+chronic+lung+allograft+rejection+after+ischemia-reperfusion+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice.</a> Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).</li>
<li>Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vendor-specific+microbiome+controls+both+acute+and+chronic+murine+lung+allograft+rejection+by+altering+CD4%2BFoxp3%2B+regulatory+T+cell+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels.</a> Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).</li>
</ol>

Autorzy tego manuskryptu nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Mysia procedura IPTT obejmuje krytyczne etapy. Jeśli chodzi o znieczulenie, pierwszym kluczowym krokiem jest intubacja dotchawicza. Konieczne jest trzymanie myszy na odpowiedniej wysokości z nogami na stole, aby uwidocznić struny głosowe i ułatwić natychmiastową intubację. Dodatkowo konieczna jest ostrożna regulacja objętości oddechowej i dodatniego ciśnienia wydechowego (PEEP). Zazwyczaj objętość oddechowa 500 μL i PEEP 2 cmH2O są wystarczające dla myszy o wadze 25-30 g. Jednak większe myszy biorcy mogą doświ...

Transplantacja płuc została uznana za skuteczną metodę leczenia pacjentów ze schyłkowymi chorobami układu oddechowego. Jednak mediana przeżywalności u biorców przeszczepu płuc wynosi tylko około 6 lat, przy czym rozwój obliteracyjnego zapalenia oskrzelików (OB), rodzaju choroby obturacyjnych dróg oddechowych (OAD), jest główną przyczyną zgonów po pierwszym roku po przeszczepie1.
Kilka modeli zwierzęcych zostało wykorzystanych do zbadania mechanizmu leżącego u podstaw OAD. Jednym z takich modeli jest heterotopowy przeszczep tchawicy (HTT) model2. W tym modelu przeszczepy tchawicy są wszczepiane do tkanki podskórnej lub sieci biorcy. Dochodzi do indukowanej niedokrwieniem utraty komórek nabłonka tchawicy przeszczepu, a następnie infiltracji alloreaktywnych limfocytów i apoptozy komórek nabłonka dawcy. Fibroblasty i miofibroblasty migrują wokół tchawicy, wytwarzając macierz zewnątrzkomórkową. Wreszcie dochodzi do całkowitego włóknistego zaniku światła dróg oddechowych. Model HTT jest technicznie prosty, zapewnia środowisko in vivo i oferuje wysoką powtarzalność.
Innym modelem do badania OAD jest model orttopowego przeszczepu tchawicy (OTT) u szczurów, w którym przeszczepy tchawicy są wprowadzane do tchawicy biorcy w celu utrzymania wentylacji fizjologicznej3. W tym modelu wywołane niedokrwieniem zubożenie komórek nabłonka dawcy powoduje ich zastąpienie komórkami nabłonkowymi biorcy w tchawicy, tworząc niedrożne drogi oddechowe, którym towarzyszy umiarkowane zwłóknienie. Chociaż modele te przyczyniły się do zrozumienia obliteracji dróg oddechowych po przeszczepieniu płuc, mają ograniczenia w zakresie rekapitulacji mikrośrodowiska miąższu płuc.
Nasza grupa badawcza wprowadziła model dopłucnego przeszczepu tchawicy szczura (IPTT), w którym przeszczepy tchawicy są wszczepiane do płuca biorcy4 (Rysunek 1). Model IPTT wykazuje włókniste zacieranie światła dróg oddechowych zachodzące w mikrośrodowisku płuc. Co więcej, został z powodzeniem zastosowany do myszy, które są technicznie trudniejsze niż szczur IPTT5,6,7,8,9,10. Ta adaptacja mysiego modelu IPTT pozwoliła nam zagłębić się w zawiłe szczegóły środowiska immunologicznego płuc OAD po przeszczepie płuc przy użyciu myszy transgenicznych.
Model IPTT posiada kilka unikalnych cech. Jednym z nich jest neoangiogeneza, która jest ułatwiana przez krążenie płucne i odgrywa kluczową rolę w niszczeniu dróg oddechowych4,10. Ponadto model IPTT wykazuje agregaty limfoidalne, z których niektóre mają wysokie żyłki śródbłonka wyrażające adresinę węzłów obwodowych, co wskazuje, że są to trzeciorzędowe narządy limfatyczne (TLO)7,8. TLO przypominają węzły chłonne i składają się z limfocytów T, limfocytów B i często centrum rozrodczego, któremu towarzyszą pęcherzykowe komórki dendrytyczne11,12. TLO zostały zgłoszone w różnych przewlekłych chorobach zapalnych, w tym w obliteracji dróg oddechowych, co sprawia, że model IPTT jest odpowiedni do badania roli TLO w zacieraniu dróg oddechowych7,8,11,12,13. W artykule przedstawiono metodologię mysiego modelu IPTT, którego celem jest zapoznanie badaczy z tym modelem i ułatwienie dalszych badań nad obliteracją dróg oddechowych po przeszczepieniu płuc.

<table><tbody><tr><td>BALB/cJ</td><td>Laboratorium Jacksona</td><td>8-10 tygodni 25-30 g</td><td>Mężczyzna, dawca</td></tr><tr><td>BD 1 mL Strzykawka</td><td>Becton Dickinson</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Igła PrecisionGlide Aiguile BD PrecisionGlide</td><td>Becton Dickinson</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture</td><td>Bovie</td><td>DEL1</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Laboratorium Jacksona</td><td>8-10 tygodni 25-30 g</td><td>Pies, Biorca</td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Kleszcze</td><td>F&middot; S&middot; T</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Ethicon Ligaclip Wielokrotne aplikatory do klipsów-Ethicon</td><td></td> <td>LX107</td><td></td></tr><tr><td>Ekstra cienkie kleszcze Graefe</td><td>F&middot; S&middot; T</td><td>11150-10</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Glover Bulldog</td><td>Integra</td><td>320-127</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatyki Halsted-Mosquito</td><td>F&middot; S&middot; T</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Tytanowe klipsy podwiązywalne Horizon</td><td>Teleflex</td><td>001201</td><td></td></tr><tr><td>Leica M651 Ręczny mikroskop chirurgiczny do zabiegów mikrochirurgicznych</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Magnetix Fixator z zamkiem sprężynowym</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-001</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki mikrochirurgiczne</td><td>Jarit</td><td>277-051</td><td></td></tr><tr><td>Respirator dla myszy i szczurów okołoporodowych Model 687</td><td>Harvard</td><td>55-0001</td><td></td></tr><tr><td>Perfadex Plus</td><td>XVIVO</td><td>19850</td><td></td></tr><tr><td>Końcówka zwijacza - 2,5 mm</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-011</td><td></td></tr><tr><td>stolik dla małych zwierząt</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-003</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro Blue 24" CV-1 stożek, dwuramienny</td><td>Covidien</td><td>VP702X</td><td></td></tr><tr><td>Systane maść</td><td>Alconn</td><td>1444062</td><td></td></tr><tr><td>System Elastomer</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-007</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik Terumo Surflo IV, 20 G x 1 cal</td><td>Terumo Medical Corporation</td><td>SR-OX2025CA</td><td></td></tr><tr><td>VMT stołowy</td><td>Blat benson</td><td>91803300</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Mysi dopłucny przeszczep tchawicy (IPTT) jest używany jako model zarostowej choroby dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Model ten, początkowo zgłoszony przez nasz zespół, zyskał zastosowanie w badaniu OAD ze względu na jego wysoką powtarzalność techniczną i przydatność do badania zachowań immunologicznych i interwencji terapeutycznych.
W modelu IPTT przeszczep tchawicy gryzonia jest wprowadzany bezpośrednio do płuca biorcy przez opłucną. Model ten różni się od modelu heterotopowego przeszczepu tchawicy (HTT), w którym przeszczepy są przeszczepiane do miejsc podskórnych lub omentalnych, oraz od modelu ortotopowego przeszczepu tchawicy (OTT), w którym tchawica dawcy zastępuje tchawicę biorcy. 
Pomyślne wdrożenie modelu IPTT wymaga zaawansowanych umiejętności anestezjologicznych i chirurgicznych. Umiejętności anestezjologiczne obejmują intubację dotchawiczą biorcy, ustawienie odpowiednich parametrów wentylacji oraz odpowiednio czasową ekstubację po wyzdrowieniu ze znieczulenia. Umiejętności chirurgiczne są niezbędne do precyzyjnego umieszczenia przeszczepu w płucu i zapewnienia skutecznego uszczelnienia opłucnej trzewnej, aby zapobiec wyciekowi powietrza i krwawieniu. Ogólnie rzecz biorąc, proces uczenia się trwa około 2 miesięcy.
W przeciwieństwie do modeli HTT i OTT, w modelu IPTT, w procesie allogenicznego drogi oddechowe rozwijają zatarcie dróg oddechowych w odpowiednim mikrośrodowisku płuc. Dzięki temu badacze mogą badać specyficzne dla płuc procesy immunologiczne i angiogenne związane z obliteracją dróg oddechowych po przeszczepie płuc. Co więcej, model ten jest również wyjątkowy, ponieważ wykazuje trzeciorzędowe narządy limfatyczne (TLO), które są również widoczne w ludzkich alloprzeszczepach płuc. TLO składają się z populacji komórek T i B i charakteryzują się obecnością wysokich żyłek śródbłonka, które kierują rekrutacją komórek odpornościowych; W związku z tym prawdopodobnie będą odgrywać kluczową rolę w akceptacji i odrzuceniu przeszczepu. Wnioskujemy, że model IPTT jest użytecznym narzędziem do badania wewnątrzpłucnych szlaków immunologicznych i profibrotycznych zaangażowanych w rozwój obliteracji dróg oddechowych w alloprzeszczepie płuc.

W oparciu o nasze doświadczenie, osiągnięcie biegłości w tym modelu zazwyczaj wymaga około 2 miesięcy szkolenia. Po uzyskaniu biegłości procedury dla dawcy zajmują zazwyczaj 15 min, natomiast procedury dla biorcy wymagają około 30 min. Oczekiwana śmiertelność w przypadku przeszkolonego operatora wynosi 0%.
Na Rycynie 4A alloprzeszczep tchawicy wykazuje całkowitą niedrożność z powodu tkanki fibroblastycznej, a komórki nabłonka są widocznie zniszczone. Z kolei na <s...

Model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnego tchawicy (IPTT) jest cenny do badania choroby zarostowej dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Oferuje wgląd w specyficzne dla płuc zachowania immunologiczne i angiogenne w znoszeniu dróg oddechowych po allotransplantacji z wysoką odtwarzalnością. W tym miejscu opisujemy procedurę IPTT i jej oczekiwane efekty.

Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Nasze badania dotyczą przewlekłej dysfunkcji alloprzeszczepu płuc po przeszczepie płuc. Po przeszczepieniu płuca u ponad połowy pacjentów rozwinie się włókniste zatarcie lub nieprawidłowości w drogach oddechowych. Zrozumienie tego jest kluczem do zrozumienia długoterminowego przeżycia po przeszczepie płuc.Znaczenie tego modelu międzypłucnego przeszczepu tchawicy polega na tym, że przeszczepiona tchawica jest umieszczana w środowisku samego płuca, a zatem można spojrzeć na przeszczep allogeniczny w porównaniu z izoprzeszczepem pod względem jego odpowiedzi po przeszczepie. Najbardziej fascynujący jest fakt, że przeszczep, mimo że miał to samo niedokrwienie i ten sam uraz, całkowicie wraca do zdrowia i ma normalną anatomię, ale u alloprzeszczepu rozwija się włókniste zanik, a zrozumienie, dlaczego tak się dzieje w przeszczepie allograficznym, jest kluczem do zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw zwłóknienia w przeszczepie płuc. Aby rozpocząć, zapisz wagę każdej myszy.Następnie ustaw uśpioną mysz w pozycji leżącej na plecach i zabezpiecz jej kończyny taśmą. Użyj 70% alkoholu izopropylowego do sterylizacji obszaru operacyjnego. Następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od połowy brzucha do przedniego odcinka szyjki macicy.Aby uzyskać dostęp do tchawicy, ostrożnie cofnij poduszeczki tłuszczowe, przesuń bocznie mięśnie paska i oddziel tchawicę od otaczającej tkanki łącznej. Za pomocą kleszczy utwórz przestrzeń między tchawicą a przełykiem. Następnie podnieś mieczyk mieczykowaty i przetnij membranę.Włóż hemostat, aby podnieść mostek, aby uzyskać niezakłóconą ścieżkę od mostka do okolicy szyi. Zaciśnij klatkę piersiową po obu stronach i przetnij mostek, rozciągając się przez mięśnie szyi. Teraz usuń grasicę i tłuszcz lub mięśnie blokujące tchawicę, aby odsłonić rozwidlenie tchawicy.Przetnij główne oskrzela i ostrożnie oddziel drogi oddechowe od przełyku. Następnie przetnij krtań i usuń ją. Spryskaj wypreparowaną tchawicę sterylnym roztworem soli fizjologicznej lub roztworem konserwującym.Użyj sterylnej gazy nasączonej sterylną solą fizjologiczną lub roztworem konserwującym i umieść ją na lodzie, aby zachować żywotność. Po lekkim znieczuleniu myszy w komorze indukcyjnej, dootrzewnowo wstrzyknąć koktajl składający się z ksylazyny i ketaminy. Umieść mysz z powrotem w komorze indukcyjnej z 2 do 3% izofluranem.Następnie ogol sierść w miejscu operacji. Potwierdź brak odruchowej reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed intubacją jamy ustnej i tchawicy. Za pomocą cewnika dożylnego o rozmiarze 20 zaintubuj mysz ustnie i tchawiczo i podłącz ją do respiratora z 50% tlenem i 2% izofluranem.Teraz aktywuj poduszkę grzewczą i ustaw mysz w prawej pozycji bocznej na podkładce, z głową odwróconą od chirurga i ogonem w kierunku chirurga. Następnie zabezpiecz kończyny taśmą. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.Najpierw wyszoruj obszar operacyjny 7,5% jodonu powidonu, następnie 70% alkoholu izopropylowego, a na końcu 10% jodu powidonu. W tym czasie załaduj tchawicę dawcy do cewnika dożylnego o rozmiarze 16. Po wykonaniu nacięcia w skórze biorcy należy kauteryzować mięsień i tkankę łączną.Za pomocą dwóch retraktorów otwórz piątą lub szóstą przestrzeń międzyżebrową i przytrzymaj klatkę piersiową otwartą. Następnie użyj bawełnianych wacików i nożyczek, aby wypreparować dolne więzadło płucne. Zasymuluj tworzenie ścieżki dla tchawicy dawcy.Aby zabezpieczyć rurkę odpływową respiratora, należy ją częściowo zatkać trójdrożnym kranem, aby ułatwić napompowanie lewego płuca. Nakłuj lewe płuco igłą o rozmiarze 20, aby utworzyć ścieżkę. Następnie wprowadzić cewnik dożylny o rozmiarze 16 do lewego płuca i wprowadzić do niego tchawicę dawcy.Po wprowadzeniu alloprzeszczepu tchawicy należy zwolnić trójdrogowy kran odcinający, aby umożliwić niezakłócony przepływ wydechowy przez rurkę odpływową. Aby zamknąć miejsce wstrzyknięcia do opłucnej, należy umieścić klips dokładnie w miejscu wkłucia, tak aby jego krawędź była wyrównana z konturem krawędzi płuca. Następnie napełnij klatkę piersiową roztworem soli fizjologicznej i wchłonij sól fizjologiczną gazą.Ponownie napompuj lewe płuco, a następnie zamknij żebra za pomocą szwu biegowego. Zamknij mięsień i skórę przerwanymi szwami. Teraz wyłącz izofluran i podawaj podskórnie meloksykam przeciwbólowy pod koniec operacji.Obserwuj mysz biorcy, dopóki się nie obudzi, a następnie wyjmij rurkę dotchawiczą i umieść mysz biorcę w klatce. Przeszczep allogeniczny tchawicy wykazywał całkowitą niedrożność tkanki fibroblastycznej, a komórki nabłonkowe były widocznie zniszczone. I odwrotnie, iprzeszczep tchawicy pozostał opatentowany, a komórki nabłonkowe zostały zachowane.Agregaty limfoidalne obserwowano w płucach po przeszczepionym alloprzeszczepie tchawicy.

murine-intrapulmonary-tracheal-transplantation-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym filmie przedstawiono i porównano dwa modele eksperymentalne służące do badania rozwoju obliteracyjnej choroby dróg oddechowych (OAD) u myszy: model heterotopowej oraz ortotopowej transplantacji tchawicy.

Heterotopowe i ortotopowe przeszczepy tchawicy u myszy wykorzystywane jako modele do badania rozwoju obliteracyjnej choroby dróg oddechowych

Zatarczeniowe zapalenie oskrzelików jest kluczową przeszkodą w długoterminowym przeżyciu biorców przeszczepów płuc, a brak wiarygodnego modelu przedklinicznego uniemożliwia badanie immunopatogenezy tego schorzenia. W przeciwieństwie do innych przeszczepów narządów miąższowych, transplantacja unaczynionego płuca mysiego została opracowana dopiero niedawno. W niniejszej pracy przedstawiamy opracowany przez nas model zatarczeniowego zapalenia oskrzelików po ortotopowym przeszczepieniu pojedynczego...

Rozwój zapalenia obliteracyjnego oskrzelików w mysim modelu ortotopowego przeszczepienia płuc

Użycie modelu, który naśladuje stan chorób płuc u ludzi, jest kluczowe dla badania patofizjologii i/lub etiologii danej choroby oraz dla opracowania interwencji terapeutycznej. W artykule przedstawiono nieinwazyjną metodę intubacji dotchawiczej, która może bezpośrednio dostarczać materiały egzogenne do płuc myszy.

Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

Ten artykuł przedstawia szybką i prostą metodę podawania bleomycyny bezpośrednio do tchawicy myszy poprzez intubację. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest wysoce powtarzalna, łatwa do opanowania i nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu rekonwalescencji.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Zwężenie przeszczepu stanowi krytyczną przeszkodę w wymianie dróg oddechowych za pomocą inżynierii tkankowej. Aby zbadać mechanizmy komórkowe leżące u podstaw zwężenia, wykorzystujemy mysi model wymiany tchawicy za pomocą inżynierii tkankowej z wysiewanymi komórkami jednojądrzastymi szpiku kostnego (BM-MNC). Tutaj szczegółowo opisujemy nasz protokół, w tym produkcję rusztowań, izolację BM-MNC, siew przeszczepu i implantację.

Wysiew i implantacja biosyntetycznego przeszczepu tchawicy zmodyfikowanego tkankowo w modelu mysim

Różne modele zwierzęce wrodzonej przepukliny przeponowej i niedrożności tchawicy płodu prezentują zalety i wady dotyczące kwestii etycznych, kosztów, trudności chirurgicznych, rozmiaru, wskaźników przeżycia i dostępności narzędzi genetycznych. Model ten zapewnia nowe narzędzie do badania wpływu zarówno niedrożności tchawicy, jak i zwiększonego ciśnienia świetlnego na rozwój płuc.

Przezmaciczny model niedrożności tchawicy płodu u myszy

Celem tego manuskryptu jest opisanie mikrochirurgicznych kroków wymaganych do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu krtani u myszy. Zaletami tego mysiego modelu w porównaniu z innymi zwierzęcymi modelami przeszczepu krtani są jego opłacalność oraz dostępność testów i danych immunologicznych.

Heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Przeszczepianie wyizolowanych wysepek zostało zaproponowane jako potencjalna metoda leczenia cukrzycy typu 1. W niniejszym materiale opisujemy metodę izolacji wysepek z trzustek myszy oraz ich transplantacji do przestrzeni podtorebkowej nerki.

Metoda izolacji wysepek mysich i przeszczepiania podtorebkowego do nerki

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Poznaj model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnej tchawicy do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc. Metoda pozwala analizować odpowiedzi immunologiczne i angiogenne w przeszczepach.

Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

Przeglądaj więcej filmów