Name: Tworzenie modelu ubytku ubytku ubytku w kości korowej kości udowej szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-21T14:50:00.000+00:00
Duration: 2 min 56 s
Description: Poznaj tworzenie modelu ubytku w kości korowej kości udowej szczura do oceny biomateriałów pod obciążeniem biomechanicznym. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów regeneracji kości in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane z grantów Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin 82101000 (H. W.), U21A20368 (L. Y.) i 82100982 (F. L.), oraz wspierane przez Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.).

Wszystkie procedury na zwierzętach w tym badaniu zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet Etyczny Zachodniochińskiej Szkoły Stomatologii Uniwersytetu Sichuan (WCHSIRB-D-2021-597). Do badań wykorzystano szczury Sprague-Dawley (samice, masa ciała 300 g).
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Przygotowanie instrumentu
	<ol>
		<li>Patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1A dla narzędzi chirurgicznych używanych w tym badaniu: golarka elektryczna, nożyczki do tkanek, nożyczki okulistyczne, kleszcze okulistyczne, jednorazowy skalpel, separator okostnej, ustna rękojeść o niskiej prędkości, sonda doustna, jednorazowy odkurzacz irygacyjny, uchwyt na igłę, szew 3.0.</li>
		<li>Przygotuj sondę ustną i zaznacz duży zakrzywiony koniec sondy markerem zgodnie ze średnicą wady (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B). Na tej podstawie można określić wielkość ubytku podczas zabiegu.</li>
		<li>Przed użyciem wysterylizuj wszystkie materiały i narzędzia chirurgiczne używane do wykonania zabiegu. Zapakuj żądane materiały w złożoną szmatkę lub papier pakowy i zaklej je taśmą autoklawu do sterylizacji parowej (125-135°C przez 20-25 min).</li>
		<li>Przygotowanie pola operacyjnego: Zdezynfekować stół operacyjny i otoczenie wokół stołu, spryskując go 75% alkoholem. Stwórz sterylny obszar o wymiarach około 60 cm x 90 cm z autoklawowanymi obłożami na stole operacyjnym</li>.
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie znieczulenia
	<ol>
		<li>Znieczulenie szczurów dootrzewnowo 10% chlorowodorkiem ketaminy (50-100 mg / kg) i 2% ksylazyną 2 mg / kg). Stosować podskórne wstrzyknięcie karprofenu (5 mg/kg) w przypadku analgezji przedoperacyjnej i śródoperacyjnej. Zbadaj głębokość znieczulenia za pomocą testu szczypania palców u stóp. Po znieczuleniu nałóż sterylną maść do oczu na oczy, aby zapobiec wysuszeniu oczu i uszkodzeniom rogówki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Zabieg chirurgiczny
<ol>
	<li>Umieść szczura w bocznej pozycji leżącej na sterylnym stole operacyjnym i usuń włosy kończyn dolnych za pomocą golarki elektrycznej.</li>
	<li>Użyj 5% roztworu jodoforu i 75% alkoholu do dezynfekcji tkanki skórnej w obszarze operacyjnym</li>.
	<li>Zlokalizuj bliższą i dalszą część kości udowej i wykonaj 2,5 cm nacięcie wzdłuż długiej osi kości udowej, aby przeciąć tkankę skórną szczura.
	<ol>
		<li>Oddziel warstwę skóry od powięzi za pomocą kleszczy okulistycznych i nożyczek do tkanek i odsłoń boczne podejście do kości udowej przez biceps femoris i boczne mięśnie udowe.</li>
		<li>Zlokalizuj przecięcie dwóch przegród mięśniowych (biała linia tkanki) i ostrożnie oddziel jednorazowym ostrzem chirurgicznym wzdłuż granicy mięśnia, aż do osiągnięcia powierzchni kości udowej. 
		UWAGA: W przypadku używania jednorazowego ostrza do oddzielenia mięśnia, ważne jest, aby oddzielić go wzdłuż przegrody mięśniowej i uważać, aby nie spowodować uszkodzenia naczyń w tkance miękkiej. Początkujący i osoby niezaznajomione z anatomią muszą używać kleszczy okulistycznych i separatorów okostnej w rozwarstwieniu między dwiema masami mięśniowymi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zastosuj separator okostnej, aby tępo oddzielić mięśnie powierzchni kości udowej i odsłonić środek trzonu kości udowej.</li>
	<li>Za pomocą sterylnego markera zaznacz obszar miejsca wady na środkowej powierzchni trzonu kości udowej, znajdujący się w górnej części bocznego 1/3 skośnego grzebienia głowy kości udowej.</li>
	<li>Użyj ustnej rękojeści wolnoobrotowej z wiertłem kulkowym w zwolnionym tempie o średnicy 1.2 mm, aby wywiercić mały otwór prostopadły do powierzchni kości w zaznaczonym miejscu, niszcząc okostną i korę kostną o głębokości wystarczająco głębokiej, aby dotrzeć do jamy szpiku kostnego. Na tym poziomie głębokości wiercenia zwiększ rozmiar otworu równolegle do tej głębokości we wszystkich kierunkach, przycinając w celu uzyskania kształtu wnęki skrzynkowej.</li>
	<li>Użyj oznakowanej sondy doustnej równolegle do krawędzi defektu, aby określić średnicę i morfologię wady w trakcie i po przygotowaniu.</li>
	<li>Zamknij warstwy mięśni i skóry odpowiednio wchłanialnymi szwami monofilamentowymi 3-0 i zdezynfekuj obszar operacyjny 5% jodoforem od wewnątrz na zewnątrz.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Po zabiegu należy podać podskórnie karprofen (5 mg/kg) i umieścić szczura na poduszce grzewczej o stałej temperaturze do czasu wyzdrowienia ze znieczulenia. Kiedy szczur odzyska przytomność, delikatnie przenieś go do klatki, w której znajduje się sucha, autoklawizowana ściółka.</li>
	<li>Kontynuuj analgezję przez 24 godziny i monitorowanie pooperacyjne przez 1 tydzień po zabiegu.</li>
</ol>
4. Pobieranie i analiza próbek
<ol>
	<li>Ludzka eutanazja szczura po operacji poprzez wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu 100-200 mg / kg dootrzewnowo. Ostrożnie oddzielić tkankę mięśniową i powięziową na powierzchni kości udowej i całkowicie usunąć kość udową po stronie operowanej. Zbierz próbki po 0 dniach (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A, B), 2 tygodnie, 4 tygodnie i 6 tygodni po operacji.</li>
	<li>Utrwal próbki kości udowej w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny. Przeanalizuj strukturę kości udowej za pomocą mikrotomografii komputerowej. Ustaw parametry skanowania w następujący sposób: potencjał lampy rentgenowskiej, 70 kVp; filtr, AL 0,5 mm; natężenie promieniowania rentgenowskiego, 0,2 mA; wielkość woksela, 17 μm; i czas integracji, 1 × 300 ms. Rekonstrukcja obrazów modeli 3D przy użyciu danych bitmapowych.</li>
	<li>Odwapnić próbki w 10% EDTA przez 8 tygodni przed odwodnieniem próbek kości udowej w stopniowanej serii rozcieńczeń etanolu. Następnie osadź próbki w wosku parafinowym 15.
	<ol>
		<li>Pociąć osadzone próbki na skrawki parafiny o wielkości 5 μm od płaszczyzny strzałkowej.</li>
		<li>Skrawki barwienia za pomocą zestawu do barwienia hematoksyliny i eozyny (H&E) oraz zestawu do barwienia Massona. Obserwuj gojenie się obszaru ubytku za pomocą histopatologii.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Establishment and Evaluation of a Rat Femoral Box: Cavity Defect Model

<ol><li>Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing%3A+mechanisms+and+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing: mechanisms and interventions.</a> Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).</li>
<li>Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing+under+healthy+and+inflammatory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing under healthy and inflammatory conditions.</a> Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).</li>
<li>Holmes, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonunion+bone+fracture%3A+a+quicker+fix%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Nonunion bone fracture: a quicker fix.</a> Nature. 550 (7677), S193(2017).</li>
<li>Dimitriou, R., Jones, E., McGonagle, D., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+regeneration%3A+current+concepts+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Med%22%5BJournal%5D)">Bone regeneration: current concepts and future directions.</a> BMC Med. 9, 66(2011).</li>
<li>Schmidt, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+bone+graft%3A+Is+it+still+the+gold+standard%3F+Injury%5BTitle%5D)+AND+%2252+%28Suppl+2%29%22%5BJournal%5D)">Autologous bone graft: Is it still the gold standard? Injury.</a> 52 (Suppl 2). , S18-S22 (2021).</li>
<li>Baldwin, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autograft%2C+allograft%2C+and+bone+graft+substitutes%3A+Clinical+evidence+and+indications+for+use+in+the+setting+of+orthopaedic+trauma+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Trauma%22%5BJournal%5D)">Autograft, allograft, and bone graft substitutes: Clinical evidence and indications for use in the setting of orthopaedic trauma surgery.</a> J Orthop Trauma. 33 (4), 203-213 (2019).</li>
<li>Muscolo, D. L., Ayerza, M. A., Aponte-Tinao, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massive+allograft+use+in+orthopedic+oncology%5BTitle%5D)+AND+%22Orthop+Clin+North+Am%22%5BJournal%5D)">Massive allograft use in orthopedic oncology.</a> Orthop Clin North Am. 37 (1), 65-74 (2006).</li>
<li>Yu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomimetic+periosteum-bone+substitute+composed+of+preosteoblast-derived+matrix+and+hydrogel+for+large+segmental+bone+defect+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Biomimetic periosteum-bone substitute composed of preosteoblast-derived matrix and hydrogel for large segmental bone defect repair.</a> Acta Biomater. 113, 317-327 (2020).</li>
<li>Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+implant+biomaterial+research+in+bone%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Animal models for implant biomaterial research in bone: a review.</a> Eur Cell Mater. 13, 1-10 (2007).</li>
<li>McGovern, J. A., Griffin, M., Hutmacher, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+bone+tissue+engineering+and+modelling+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Animal models for bone tissue engineering and modelling disease.</a> Dis Model Mech. 11 (4), dmm033084(2018).</li>
<li>Bigham-Sadegh, A., Oryan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selection+of+animal+models+for+preclinical+strategies+in+evaluating+the+fracture+healing%2C+bone+graft+substitutes+and+bone+tissue+regeneration+and+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Connect+Tissue+Res%22%5BJournal%5D)">Selection of animal models for preclinical strategies in evaluating the fracture healing, bone graft substitutes and bone tissue regeneration and engineering.</a> Connect Tissue Res. 56 (3), 175-194 (2015).</li>
<li>Horner, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+bone+defect+models+for+tissue+engineering+applications%3A+criteria+for+choice%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Long bone defect models for tissue engineering applications: criteria for choice.</a> Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 263-271 (2010).</li>
<li>Vajgel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+review+on+the+critical+size+defect+model%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Oral+Implants+Res%22%5BJournal%5D)">A systematic review on the critical size defect model.</a> Clin Oral Implants Res. 25 (8), 879-893 (2014).</li>
<li>Samsonraj, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+protocol+for+studying+calvarial+bone+defect+healing+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">A versatile protocol for studying calvarial bone defect healing in a mouse model.</a> Tissue Eng Part C Methods. 23 (11), 686-693 (2017).</li>
<li>Yu, F., Li, F., Zheng, L., Ye, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetic+controls+of+Sonic+hedgehog+guarantee+fidelity+of+epithelial+adult+stem+cells+trajectory+in+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">Epigenetic controls of Sonic hedgehog guarantee fidelity of epithelial adult stem cells trajectory in regeneration.</a> Sci Adv. 8 (29), eabn4977(2022).</li>
<li>Colnot, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+cell+fate+decisions+within+periosteum+and+bone+marrow+during+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Skeletal cell fate decisions within periosteum and bone marrow during bone regeneration.</a> J Bone Miner Res. 24 (2), 274-282 (2009).</li>
<li>Bhandari, M., Shaughnessy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+minimally+invasive+percutaneous+technique+of+intramedullary+nail+insertion+in+an+animal+model+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Orthop+Trauma+Surg%22%5BJournal%5D)">A minimally invasive percutaneous technique of intramedullary nail insertion in an animal model of fracture healing.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 121 (10), 591-593 (2001).</li>
<li>Muschler, G. F., Raut, V. P., Patterson, T. E., Wenke, J. C., Hollinger, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+design+and+use+of+animal+models+for+translational+research+in+bone+tissue+engineering+and+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">The design and use of animal models for translational research in bone tissue engineering and regenerative medicine.</a> Tissue Eng Part B Rev. 16 (1), 123-145 (2010).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Primer+on+the+Metabolic+Bone+Diseases+and+Disorders+of+Mineral+Metabolism%22">Primer on the Metabolic Bone Diseases and Disorders of Mineral Metabolism</a>. Clifford, J., Rosen, M. D. , Wiley-Blackwell, UK. (2019).</li>
<li>Wong, R. M. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+review+of+current+osteoporotic+metaphyseal+fracture+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+Joint+Res%22%5BJournal%5D)">A systematic review of current osteoporotic metaphyseal fracture animal models.</a> Bone Joint Res. 7 (1), 6-11 (2018).</li>
</ol>

Wszystkie oryginalne dane i obrazy są zawarte w tym artykule. Autorzy deklarują brak konfliktu interesów

Przedkliniczne modele zwierzęce są niezbędne do badania gojenia się kości i wpływu biomateriałów na regenerację kości. Protokół ten ilustruje model ubytku w jamie skrzynkowej kości udowej odwzorowujący proces tworzenia kości śródbłoniastej związany z kliniczną regeneracją kości. Obszar ubytku został śródoperacyjnie ustandaryzowany za pomocą wstępnie oznaczonej sondy ustnej. Wyniki mikrotomografii komputerowej i barwienia histopatologicznego wykazały postępujące gojenie w ciągu 6 tygodni, z pogrubieniem okostnej i tworzen...

Złamana i uszkodzona kość często wynika z urazów, nowotworów, stanów zapalnych i wad wrodzonych1,2. Chociaż tkanka kostna u młodych, zdrowych osób zazwyczaj posiada silne zdolności regeneracyjne3, wady przekraczające rozmiar krytyczny lub przeszkody w gojeniu spowodowane chorobami ogólnoustrojowymi (np. cukrzyca, osteoporoza i infekcje) mogą nadal prowadzić do powikłań, takich jak nieciągłość kości lub zaburzenia gojenia4. Aby sprostać temu wyzwaniu klinicznemu, powszechnie stosuje się przeszczepy kostne lub biomateriały w celu zastąpienia poważnie uszkodzonej kości lub rekonstrukcji dużych segmentów kości. Zabiegi te mają jednak ograniczenia. Na przykład, chociaż uważany za złoty standard, autologiczny przeszczep kości cierpi z powodu ograniczonej podaży dawcy i potencjalnych powikłań w miejscu dawczym5,6. Przeszczepy allogeniczne wiążą się również z pewnymi zagrożeniami, takimi jak odrzucenie przeszczepu o podłożu immunologicznym, potencjalne przenoszenie chorób oraz negatywny wpływ na właściwości biomechaniczne i biologiczne przeszczepu7.
Ostatnie lata przyniosły gwałtowny wzrost badań skupiających się na mechanizmach leczenia wad kostnych. Zastosowanie alternatywnych biomateriałów i postęp w inżynierii tkankowej stały się ważnymi tematami w dziedzinie regeneracji kości8. Zanim te biomateriały będą mogły zostać zastosowane w terapii u ludzi, muszą zostać przetestowane in vitro i in vivo, aby zapewnić ich skuteczność i bezpieczeństwo. Jednak zmniejszona złożoność środowisk in vitro oraz brak odpowiedzi immunologicznych i zapalnych ograniczają ocenę różnych biomateriałów in vitro. W związku z tym konieczne jest stworzenie modeli zwierzęcych dla różnych typów ubytków tkanki kostnej9. Modele zwierzęce umożliwiają ocenę biomateriałów w różnych warunkach obciążenia, ułatwiają zrozumienie cech kości specyficznych dla danego gatunku oraz dostarczają wglądu w podobieństwo między modelami zwierzęcymi a sytuacjami klinicznymi u ludzi. Zalety te są niezbędne do badania interakcji między kością a rusztowaniem i przekładania wyników badań na praktykę kliniczną9,10.
Obecnie, modele zwierzęce mechanicznego uszkodzenia kości są powszechnie używane do walidacji działania biomateriałów, przy czym modele ubytków kostnych czaszki i segmentowe modele ubytków kostnych są najczęściej stosowanymi metodami11. Segmentalne modele ubytków kostnych, często wykorzystywane do naśladowania ciężkiego urazu kości długiej lub piszczelowego kończącego się brakiem zrostu kostnego, są korzystne ze względu na ich jednolite wymiary i określone pozycje anatomiczne, upraszczając radiologiczną lub histologiczną ocenę tworzenia się nowej kości i rewaskularyzacji. Modele te wymagają jednak metalowych implantów w celu ustabilizowania obustronnych segmentów złamania i wymagają złożonego procesu gojenia obejmującego zarówno kostnienie śródchrzęstne, jak i śródbłoniaste12. Z drugiej strony, modele ubytków kości kalwarycznej stały się podstawowym narzędziem przesiewowym do oceny biomateriałów ze względu na ich standaryzowane średnice ubytków, wygodny dostęp chirurgiczny oraz wspomagającą funkcję opony twardej i tkanek miękkich13. Chociaż są one szeroko stosowane do modelowania wewnątrzbłoniastego tworzenia się kości w klinicznie istotnych scenariuszach, nie nadają się do oceny gojenia kości w warunkach obciążenia biomechanicznego ze względu na ich nienośny charakter podczas procesu gojenia14.
Aby rozwiązać te ograniczenia, stworzyliśmy model ubytku kości korowej w tkance trzonu kości udowej szczurów. Wykorzystując mikrotomografię komputerową (CT), trójwymiarową rekonstrukcję (3D) i barwienie histopatologiczne (Hematoksylina i eozyna [HE] oraz Masson), przeanalizowaliśmy proces gojenia się tego modelu w warunkach hemostazy. Naszym celem jest zaoferowanie nowych spostrzeżeń na temat oceny wydajności biomateriału w warunkach obciążenia biomechanicznego oraz do badania bioinżynierii i mechanizmu regeneracji kości w odniesieniu do kostnienia śródbłoniastego.

<table><tbody><tr><td>Wiertarka kulkowa wolnoobrotowa 1,2 mm</td><td>Dreybird Medical Equipment Co., Ltd.</td><td>RA3-012</td><td>Do przygotowania ubytków ubytków w pudełku</td></tr><tr><td>3.0 szew</td><td>Chengdu Shifeng Co., Ltd.</td><td>Brak</td><td>Do szycia ran</td></tr><tr><td>4% paraformaldehydu</td><td>Biosharp</td><td>BL539A</td><td>Do mocowania próbek kości udowej</td></tr><tr><td>Waciki</td><td>Haishi Hainuo Group Co., &nbsp; Ltd.</td><td>20120047</td><td>Do sterylizacji skóry i czyszczenia pola operacyjnego</td></tr><tr><td>Patyczki bawełniane</td><td>Lakong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>M6500R</td><td>Do dezynfekcji skóry</td></tr><tr><td>Szlifierka dla techników dentystycznych</td><td>Marathon</td><td>N3-140232</td><td>Do przygotowania ubytków w pudełku</td></tr><tr><td>Skalpel jednorazowy</td><td>Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.</td><td>20100227</td><td>Do tworzenia nacięć skórnych, a także do ostrego oddzielania tkanki mięśniowej</td></tr><tr><td>Golarka elektryczna</td><td>JASE</td><td>BM320210</td><td>Usuwanie tkanki włosowej z obszaru operacyjnego</td></tr><tr><td>Zestaw do barwienia Hematoksyliną i Eozyną</td><td>Biosharp</td><td>C1005</td><td>Do analizy histologicznej próbek</td></tr><tr><td>Masson' s Zestaw bejc trichromowych</td><td>Solarbio</td><td>G1340</td><td>Do analizy histologicznej próbek</td></tr><tr><td>Micro CT</td><td>Scanco medical ag</td><td>&micro; CT 45</td><td>Do analizy gojenia się ubytków w próbkach kości udowej</td></tr><tr><td>Uchwyt igły</td><td>Chengdu Shifeng Co., Ltd.</td><td>Brak Do</td><td>igieł do przytrzymywania szwów</td></tr><tr><td>Olympus Research Grade Whole Slide Scanning System VS200</td><td>Chengdu Knowledge Technology Co.</td><td>VS200</td><td>Do analizy wyników barwienia HE i barwienia Massonem</td></tr><tr><td>Kleszcze okulistyczne</td><td>Chengdu Shifeng Co., Ltd.</td><td>Brak Do</td><td>zaciskania skóry, tkanki mięśniowej</td></tr><tr><td>Nożyczki okulistyczne</td><td>Chengdu Shifeng Co., Ltd.</td><td>Brak Do</td><td>tworzenia dostępu do nacięcia skóry</td></tr><tr><td>Rękojeść ustna o niskiej prędkości</td><td>Marathon</td><td>Y221101003</td><td>Do przygotowania ubytków jamy skrzynkowej</td></tr><tr><td>Sonda doustna</td><td>Shanghai Sangda Medical Insurance Co., Ltd.</td><td>20000143</td><td>Do pomiaru średnicy defektów</td></tr><tr><td>Separator okostnej</td><td>Chengdu Shifeng Co., Ltd.</td><td>Brak Do</td><td>oddzielania tkanki mięśniowej</td></tr><tr><td>Sprague&ndash; Szczury Dawley</td><td>Byrness Weil Biotech Ltd</td><td>Brak Do</td><td>ustalenia ubytku kości udowej pudełkowatej jamy</td></tr><tr><td>Nożyczki do tkanek</td><td>Chengdu Shifeng Co., Ltd.</td><td>Brak Do</td><td>tworzenia podejścia z nacięciem skóry</td></tr></tbody></table>

tworzenie modelu ubytku ubytku ubytku w kości korowej kości udowej szczura

Creating a Box-Cavity Defect Model in the Cortical Bone of Rat Femora

Poważne wady kości lub skomplikowane złamania mogą powodować poważne komplikacje, takie jak brak zrostu lub niedostateczne gojenie się kości. Inżynieria tkankowa, która polega na zastosowaniu komórek, rusztowań i cytokin, jest uważana za obiecujące rozwiązanie w zakresie regeneracji kości. W związku z tym różne modele zwierzęce, które symulują ubytki kostne, odgrywają kluczową rolę w badaniu potencjału terapeutycznego inżynierii tkankowej w leczeniu kości. W tym badaniu ustaliliśmy pudełkowy model korowego ubytku kostnego w środkowej części kości udowej szczurów, który może służyć jako idealny model do oceny funkcji biomateriałów w promowaniu gojenia kości. Ten pudełkowy ubytek kości korowej został wywiercony za pomocą ustnej rękojeści o niskiej prędkości i ukształtowany za pomocą igły tokarki. Natychmiast przeprowadzono pooperacyjną analizę mikrotomografii komputerowej, która potwierdziła pomyślne ustalenie ubytku kostnego w jamie skrzynkowej. Kości udowe po stronie operowanej szczurów zostały następnie pobrane w wielu punktach czasowych po operacji (0 dni, 2 tygodnie, 4 tygodnie i 6 tygodni). Proces gojenia się defektu każdej próbki oceniano za pomocą mikrotomografii komputerowej, barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz barwienia trichromem Massona. Wyniki te wykazały wzorzec gojenia zgodny z kostnieniem błoniastym, przy czym gojenie zasadniczo zakończyło się po 6 tygodniach. Kategoryzacja procesu gojenia w tym modelu zwierzęcym zapewnia skuteczną metodę in vivo do badania nowych biomateriałów i leków, które celują w kostnienie błoniaste podczas gojenia ubytków tkanki kostnej.

W niniejszym protokole z powodzeniem stworzyliśmy model ubytku w kości udowej szczura w formie pustego prostopadłościanu o wymiarach 4,5 mm x 1,5 mm poprzez wiercenie. W celu analizy procesu gojenia pobrano tkankę kości udowej po stronie operowanej w 0. dniu, 2. tygodniu, 4. tygodniu i 6. tygodniu po zabiegu, co stanowi kluczowe punkty czasowe dla kostnienia chrzęstnego, kostnienia błoniastego oraz przebudowy kości podczas procesu gojenia urazów kości udowej u szczurów2<...

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia defektu w tkance trzonu kości udowej szczura. Model ten może oceniać wydajność biomateriału pod wpływem stresu biomechanicznego i badać mechanizmy regeneracji kości związane z osteogenezą błoniastą.

Tworzenie modelu ubytku ubytku ubytku w kości korowej kości udowej szczura

Severe bone defects or complex fractures can result in serious complications such as nonunion or insufficient bone healing. Tissue engineering, which ...

Różne modele zwierzęce z ubytkami kostnymi są wykorzystywane do badania potencjału terapeutycznego inżynierii tkankowej w leczeniu kości. Jednak większość z nich nie jest w stanie generować standardowych defektów w warunkach obciążenia biomechanicznego, co jest ważne w ocenie efektu gojenia kości przez materiały jelitowe. W porównaniu z tradycyjnymi modelami ubytków kostnych, najnowszy model ubytku kości korowej w jamie skrzynkowej oferuje znaczne postępy.Nie tylko zapewnia ustandaryzowane miejsce ubytku kostnego w celu dokładniejszego ilościowego określenia gojenia kości, ale także pozwala na ocenę materiałów biologicznych w warunkach obciążenia biomechanicznego bez konieczności dodatkowego mocowania. Nasz protokół zapewnia kompleksowe i uogólnione podejście do badania tworzenia się kości międzyczłonowej w ramach badania in vivo modeli regeneracji kości. Jest to szczególnie korzystne dla dziedziny inżynierii tkanki kostnej.Na początek umieść znieczulonego szczura w bocznej pozycji leżącej na sterylnym stole operacyjnym. Usuń włosy na kończynach dolnych za pomocą golarki elektrycznej. Zdezynfekuj obszar operacyjny okrężnymi ruchami 5% roztworu iota four, a następnie 75% alkoholu.Po zlokalizowaniu bliższej i dalszej części kości udowej wykonaj 2,5-centymetrowe nacięcie wzdłuż długiej osi kości udowej, aby przeciąć tkankę skórną. Za pomocą kleszczyków okulistycznych i nożyczek do tkanek oddziel warstwę skóry od powięzi. Odsłoń boczne podejście do kości udowej przez biceps femoris i boczne mięśnie udowe.Zlokalizuj przecięcie dwóch przegród mięśniowych i ostrożnie oddziel jednorazowym ostrzem chirurgicznym wzdłuż granicy mięśnia, aż do osiągnięcia powierzchni kości udowej. Następnie zastosuj separator okostnej, aby tępo oddzielić mięśnie powierzchni kości udowej i odsłonić środek trzonu kości udowej. Za pomocą sterylnego markera zaznacz obszar miejsca ubytku na środkowej powierzchni trzonu kości udowej.Następnie za pomocą rękojeści ustnej o niskiej prędkości wywierć mały otwór prostopadły do powierzchni kości w zaznaczonym miejscu, niszcząc okostną i korę kostną na głębokość sięgającą jamy szpiku kostnego. Rozwiń otwór we wszystkich kierunkach, aby uzyskać kształt wnęki pudełkowej. Teraz trzymaj oznakowaną sondę ustną równolegle do krawędzi wady, aby określić średnicę i morfologię wady.Szew zamykający warstwy mięśni i skóry. Na koniec zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą 5%iota four od wewnątrz na zewnątrz.

creating-a-box-cavity-defect-model-in-the-cortical-bone-of-rat-femora

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W tym filmie opisujemy procedurę chirurgiczną polegającą na wygenerowaniu modelu kalwaryjnego królika w celu oceny zdolności do regeneracji kości interesujących materiałów do substytucji próbek kości.

Generowanie modelu ubytku kości nazębnej królika: zabieg chirurgiczny mający na celu utworzenie okrągłych ubytków w górnej części czaszki królika w celu oceny materiałów substytucyjnych kości pod kątem zdolności regeneracji kości

Jednym z ograniczeń badań przedklinicznych w dziedzinie naprawy kości jest brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie gojącej się zmiany kostnej. Przedstawiamy projekt i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego do naprawy kości z możliwością zmiany sztywności stabilizatora in vivo.

Regulowana sztywność, stabilizator zewnętrzny do osteotomii kości udowej szczura i modele segmentalnych ubytków kostnych

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Celem tego protokołu jest wygenerowanie modelu złamania kompresyjnego kręgów związanego z osteoporozą u nagich szczurów, który może być oceniany in vivo za pomocą półautomatycznej ilościowej analizy strukturalnej opartej na mikrotomografii komputerowej.

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą

Modele in vivo krytycznych wymiarów kości u ssaków są niezbędne dla badaczy badających mechanizmy leczenia i terapie ortopedyczne. W tym miejscu wprowadzamy protokół tworzenia powtarzalnych, segmentowych ubytków kości udowej u szczurów stabilizowanych za pomocą stabilizacji zewnętrznej.

Wiarygodny i powtarzalny model segmentalnej wady kości udowej o krytycznej wielkości u szczurów stabilizowany za pomocą niestandardowego stabilizatora zewnętrznego

Tutaj prezentujemy protokół chirurgiczny u królików, którego celem jest ocena materiałów zastępczych kości pod kątem zdolności do regeneracji kości. Za pomocą cylindrów PEEK przymocowanych do czaszek królików, osteokondukcja, osteoindukcja, osteogeneza i waskulogeneza wywołane przez materiały mogą być oceniane zarówno na żywych, jak i uśpionych zwierzętach.

Kalwaryjny model augmentacji kości u królika do oceny wzrostu kości i neowaskularyzacji w materiałach kościozastępczych

Tutaj prezentujemy protokół jatrogennego złamania trzonu kości udowej szczurów albinosów Wistar i śledzenia rozwoju modzela. Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom ocenić proces gojenia się złamań i zbadać, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań.

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

Ten protokół ustanawia model pełnogrubych wad chrząstki (FTCD) poprzez wiercenie otworów w rowku bloczkowym kości udowej szczurów i mierzenie późniejszego zachowania bólowego i zmian histopatologicznych.

Opracowanie i ocena szczurzego modelu ubytków chrząstki pełnej grubości

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Opisujemy szczegółowe procedury chirurgiczne ubytków kompozytowych szwów kalwarycznych u szczurów, a także badania nad krótko- i długoterminowymi prognozami modelu. Naszym celem jest skonstruowanie ustandaryzowanego modelu do opracowania terapii regeneracyjnych szwów.

Ustalenie ubytków kompozytowych szwów kalwarycznych u szczurów: ustandaryzowany model badania terapii regeneracyjnej szwów

Badanie to ustanowiło model defektu półsegmentalnego szczura kości udowej do oceny mechanicznej i osteogenicznej wydajności materiałów zastępczych kości w warunkach nośnych, bez użycia wewnętrznego lub zewnętrznego fiksacji.

Model defektu kości dwułopowatej półsegmentalnej u szczurów do oceny wydajności substytucji kości w obszarach nośnych

Poznaj tworzenie modelu ubytku w kości korowej kości udowej szczura do oceny biomateriałów pod obciążeniem biomechanicznym. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów regeneracji kości in vivo.

Tworzenie modelu ubytku ubytku ubytku w kości korowej kości udowej szczura

Przeglądaj więcej filmów