Name: Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-01T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Naucz się rekonstrukcji naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy. Ta metoda pozwala badać wpływ zimnej niedokrwienia i ciepłego uszkodzenia reperfuzji na funkcję wątroby.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez podstawowe badania JST (Japońskie Towarzystwo Transplantacyjne) z 2022 roku.

Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet Eksperymentów na Zwierzętach na Uniwersytecie w Kioto. W badaniu wykorzystano myszy C57BL/6 w wieku powyżej 10 tygodni i wadze od 25 g do 30 g, pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów). Wszystkie zwierzęta znieczulono 2,5% izofluranem (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami), utrzymywano w określonych warunkach wolnych od patogenów, a wszystkie procedury eksperymentalne przeprowadzono zgodnie z przepisami Uniwersytetu w Kioto dotyczącymi eksperymentów na zwierzętach. Odpowiednie instrumenty użyte do badania są wymienione w Tabeli Materiałów i przedstawione w Rysunek 1 i <silna klasa="xfig">Rysunek 2.
1. Wybór zwierząt
<ol>
	<li>Używaj myszy o masie ciała 25-30 g. 
	UWAGA: Podczas gdy alloprzeszczepy wątroby myszy 2 są ogólnie akceptowane przez główną barierę kompleksu zgodności tkankowej, zdecydowaliśmy się na syngeniczny model MOLT w tym badaniu, aby skupić się na szczegółowym mechanizmie uszkodzenia reperfuzyjnego zimnego niedokrwienia10. Myszy o masie ciała mniejszej niż 25 g nie są zalecane, ponieważ niemożliwe jest wprowadzenie stentu wewnętrznego do cienkiego przewodu żółciowego. Podobnie myszy o masie ciała powyżej 30 g nie są zalecane ze względu na obecność dużej ilości tłuszczu w jamie brzusznej wokół naczyń.</li>
</ol>
2. Produkcja mankietów
<ol>
	<li>Przygotuj cewniki dożylne 20 G i 16 G odpowiednio dla PV i IHIVC.</li>
	<li>Za pomocą skalpela przetnij cewnik, aby utworzyć mankiet. Główny korpus mankietu powinien mieć długość 2 mm, z przedłużającym uchwytem 1 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A). 
	UWAGA: Jeśli uchwyt jest zbyt duży, włożenie mankietu może być trudne.</li>
	<li>Na powierzchni mankietu utwórz płytki rowek do mocowania nici za pomocą tylnej części ostrza skalpela. 
	UWAGA: Przykładając tylną część ostrza skalpela do mankietu, upewnij się, że końcówka ostrza jest ustawiona pod kątem około 60 stopni (jak pokazano na <silna klasa = "xfig" >Rysunek 3B). Po wykonaniu pierwszego rowka zabezpiecz ostrze skalpela i obróć mankiet. Idealnie zalecane są dwa rowki, ale pojedynczy rowek może wystarczyć bez problemów.</li>
</ol>
3. Mocowanie mankietu
<ol>
	<li>W plastikowym prostokątnym pojemniku umieść małe kostki lodu i umieść na nim mały metalowy kubek (o średnicy 6 cm). Napełnij kubek płynem do konserwacji narządów (patrz Tabela materiałów) i umieść w nim przeszczep syngeniczny.</li>
	<li>Delikatnie zwiń syngeniczny przeszczep wątroby (pobrany od innej myszy dawcy) za pomocą bawełnianego wacika, upewniając się, że porta hepatis jest skierowana do góry. Dokładnie usuń krew zgromadzoną w świetle IVC za pomocą płynu zachowującego narządy.</li>
	<li>Przeciągnij PV przez mankiet za pomocą nici przymocowanej, na przykładample, do żyły śledziony (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 4A).</li>
	<li>Trzymając uchwyt mankietu w pozycji godziny 12, zabezpiecz zarówno uchwyt, jak i mankiet za pomocą bulldoga clamp (patrz Tabela materiałów), ustawiając go w odległości 2 do 3 mm od krawędzi PV.</li>
	<li>Zabezpiecz zacisk buldoga dalej za pomocą dużych kleszczy naczyniowych i formy mocującej, aby ustalić pole operacyjne (patrz <silna klasa = "xfig" >Rysunek 4B).</li>
	<li>Dokładnie sprawdź prześwit PV przy powiększeniu około 15 do 20x. W razie potrzeby kapiąca woda może poprawić widoczność światła.</li>
	<li>Delikatnie chwyć światło PV i uzewnętrznij je przez mankiet.</li>
	<li>Po całkowitym uzewnętrznieniu zabezpiecz go podwójnym podwiązaniem za pomocą 8-0 jedwabna nić wzdłuż rowka mankietu (<klasa mocna = "xfig">Rysunek 4C,D). 
	UWAGA: Upewnij się, że ligatura nie jest luźna. Należy również uważać, aby punkt ligatury nie był zbyt duży, ponieważ może to przeszkadzać w zakładaniu mankietu. Punkt ligatury można ustawić w dowolnym kierunku.</li>
	<li>Przymocuj mankiet do IHIVC, stosując procedurę podobną do tej stosowanej w przypadku PV (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 4E). 
	UWAGA: Podczas zaciskania IHIVC za pomocą mankietu należy unikać wgryzania się w miąższ wątroby. Ponieważ szyjka jest krótsza niż PV, dokładnie określ pozycję zacisku.</li>
	<li>Utwórz węzeł ślizgowy, przesuwając nić wokół podstawy IHIVC, aby tymczasowo podwiązać IHIVC (<silna klasa="xfig">Rysunek 5). Ten gwint zostanie usunięty po reperfuzji.</li>
</ol>
4. Rekonstrukcja żyły wrotnej
<ol>
	<li>Znieczulić mysz biorcę, indukując znieczulenie izofluranem w stężeniu 2,5% i zmniejsz go do 0,6% przed ekstrakcją rodzimej wątroby, jak opisano w opublikowanej literaturze2. Przed laparotomią należy przelać obszar chirurgiczny co najmniej trzy razy naprzemiennie jodoforem i 70% etanolem.</li>
	<li>Upewnij się, że płat wątroby jest prawidłowo ustawiony, a mankiet PV jest wolny od załamań i skręceń.</li>
	<li>Delikatnie chwyć krawędź fotowoltaiki odbiorcy za pomocą kleszczyków grochowych i zabezpiecz ją imadłem. 
	UWAGA: W tym artykule imadło odnosi się do mechanicznego urządzenia służącego do mocowania kleszczy grochowych na stole. Więcej informacji na temat imadła można znaleźć w tabeli materiałów.</li>
	<li>Przyłóż zacisk naczyniowy do PV odbiorcy i przekaż 8-0 jedwabna nić wokół niego.</li>
	<li>Utwórz przekrój 1/4 obwodu około 0,5 mm od krawędzi PV (<silna klasa="xfig">Rysunek 6A). Powiększ otwór, przepuszczając roztwór soli fizjologicznej przez światło za pomocą specjalistycznego przyrządu (igła 27 G z odciętą końcówką i wygiętą w kształt litery L).</li>
	<li>Użyj prostych kleszczy, aby chwycić uchwyt mankietu i włóż go do światła.</li>
	<li>Po całkowitym włożeniu zabezpiecz mankiet za pomocą 8-0 jedwabna nić. Do utrwalenia wystarczy pojedyncze podwiązanie.</li>
	<li>Usuń zacisk naczyniowy i ponownie wykonaj fuzję wątroby.</li>
	<li>Ostrożnie zwolnij kleszczyki grochowe i zakończ rekonstrukcję żyły wrotnej. Cały proces rekonstrukcji PV powinien zająć około 5 minut.</li>
</ol>
5. Rekonstrukcja żyły głównej dolnej podwątrobowej
<ol>
	<li>Ustaw odpowiednio płat wątroby i przesuń kleszczyki grochowe przymocowane do grzbietu biorcy IHIVC do prawego dolnego płata przeszczepu, zabezpieczając go imadłem.</li>
	<li>Wyeliminuj pozostałą tkankę wątroby wokół IVIHC biorcy, delikatnie pocierając bawełnianym wacikiem.</li>
	<li>Podanie 8-0 jedwabna nić wokół IVIHC biorcy.</li>
	<li>Utwórz przekrój 1/4 obwodu w odległości około 0,5 mm od krawędzi IVIHC odbiorcy (<silna klasa="xfig">Rysunek 6B).</li>
	<li>Po wprowadzeniu normalnego roztworu soli fizjologicznej do światła, włóż mankiet do lumenu. 
	UWAGA: Ze względu na krótką szyję mankiet jest często wkładany płytko niż w PV.</li>
	<li>Ostrożnie zabezpiecz mankiet za pomocą 8-0 jedwabną nić, a następnie usuń zacisk naczyniowy i kleszcze grochowe.</li>
</ol>
6. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Użyj poduszki grzewczej i lampy grzewczej, aby ułatwić rekonwalescencję pooperacyjną.</li>
	<li>Stale monitoruj ciśnienie krwi, tętno, częstość oddechów, temperaturę ciała, a także spożycie pokarmu i wody.</li>
	<li>Podawanie karprofenu we wstrzyknięciu podskórnym (5 mg/kg, co 6 godzin lub do momentu, gdy będzie to potrzebne) w celu złagodzenia bólu pooperacyjnego. Postępuj zgodnie z lokalnymi wytycznymi instytucjonalnymi. 
	UWAGA: Jeśli stan myszy ulegnie pogorszeniu, eksperyment zostanie natychmiast przerwany, a myszy zostaną poddane eutanazji przez wdychanie dwutlenku węgla.</li>
	<li>Aby pobrać próbkę tkanki, należy ponownie znieczulić myszy i poddać je eutanazji metodą zatwierdzoną przez IACUC.</li>
</ol>

Strategies for Efficient Vascular Anastomosis in Mouse Liver Transplantation

<ol><li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li>
<li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li>
<li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li>
<li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation%3A+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li>
<li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li>
<li>Tian, Y., Rüdiger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice%3A+Prowess+or+relevant+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li>
<li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li>
<li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li>
<li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li>
<li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+transplantation+in+the+mouse%3A+Insights+into+liver+immunobiology%2C+tissue+injury%2C+and+allograft+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie ma do ujawnienia żadnego konfliktu interesów.

Nauka rekonstrukcji naczyń krwionośnych jest najtrudniejszym aspektem osiągnięcia udanego MOLT. Jakość mankietu znacząco wpływa na trudność rekonstrukcji, biorąc pod uwagę niewielkie rozmiary myszy5. Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół przygotowania, zakładania i rekonstrukcji mankietu.
Chociaż nie ma większych różnic w stosunku do poprzednich raportów dotyczących przygotowania mankietu i połączenia 2,5, na...

Mysi ortotopowy przeszczep wątroby (MOLT) to skuteczna metoda eksperymentalna, po raz pierwszy opisana w 1991 roku1. Ten eksperymentalny model, który wykorzystuje genetycznie zmodyfikowane myszy i różne odczynniki badawcze, odegrał kluczową rolę w badaniu ciepłych i zimnych niedokrwień oraz urazów reperfuzyjnych. Jednak wysoki stopień złożoności technicznej modelu utrudnił rozwój podstawowej medycyny do przeszczepiania wątroby2. MOLT obejmuje trzy główne etapy: (1) pobranie wątroby od myszy dawcy, (2) operację tylnego stołu oraz (3) wszczepienie wątroby biorcy. Spośród tych zabiegów biorców największym wyzwaniem jest zespolenie naczyniowe. Podczas gdy zespolenie żyły głównej dolnej nadwątrobowej jest zwykle uzupełniane przez ręczne zszywanie2, żyła podwątrobowa dolna główna (IHIVC) i żyła wrotna (PV) mogą być zrekonstruowane bardziej efektywnie za pomocą plastikowych mankietów zamiast ręcznie szytych szwów.
Okres bezwątrobowy oznacza przerwę między usunięciem natywnej wątroby biorcy a implantacją przeszczepu. Aby zapewnić spójne wyniki, konieczne jest ograniczenie czasu znieczulenia do mniej niż 20 minut. W związku z tym badania wykorzystujące ten model zostały ograniczone do konkretnych instytucji3,4,5,6,7,8,9. Spośród różnych etapów MOLT, osiągnięcie płynnej rekonstrukcji PV i IHIVC ma kluczowe znaczenie dla zminimalizowania czasu znieczulenia i zapewnienia udanego przeszczepu.
Rekonstrukcja PV i IVC jest zazwyczaj przeprowadzana przy użyciu mankietów naczyniowych, ponieważ technika mankietowa upraszcza zespolenie naczyniowe w porównaniu do szwów szytych ręcznie2,5,8. Technika związana z przygotowaniem mankietu naczyniowego i bezpiecznym mocowaniem mankietu znacząco wpływa na złożoność rekonstrukcji naczyniowej biorcy. Naszym celem jest zapewnienie szczegółowych wskazówek wizualnych dla wielu wskazówek technicznych związanych z metodą mankietu, zmniejszając w ten sposób krzywą uczenia się. Te klipy wideo zapewnią jasne zrozumienie, jak przymocować mankiet do naczyń i zrekonstruować PV i IHIVC podczas operacji biorcy.

<table><tbody><tr><td>Cewnik dożylny 16 G</td><td>TERUMO</td><td>SR-FF2032</td><td>Mankiet IHIVC</td></tr><tr><td>Cewnik dożylny 20 G</td><td>TERUMO</td><td>SR-FF1651</td><td>Mankiet PV</td></tr><tr><td>8-0 warkocz jedwabny</td><td>Natsume Seisakusho</td><td>CR9-80B2</td><td>8-0 jedwab</td></tr><tr><td>Belzer UW Rozwiązanie do chłodni&nbsp;</td><td>Astellas</td><td></td><td>Płyn do konserwacji narządów</td></tr><tr><td>Zacisk Bulldog</td><td>B BRAUN</td><td>FB329R</td><td>Zacisk Bulldog</td></tr><tr><td>C57BL/6 myszy&nbsp; &nbsp;</td><td>Oriental Bio Service</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Izofluran roztwór do inhalacji</td><td>Viatris</td><td></td><td>Anesthesic</td></tr><tr><td>Micro Blunted Tips 0,1 mm x 0,06 mm&nbsp;</td><td>FST</td><td>11253-20</td><td>Proste mikrokleszcze</td></tr><tr><td>Micro Serrefine Clamp Aplikator z zamkiem</td><td>FST</td><td>18056-14</td><td>Aplikator do naczyń</td></tr><tr><td>Micro Serrefines&nbsp;</td><td>FST</td><td>18055-4</td><td>Zacisk do naczynia</td></tr><tr><td>nr 11 Ostrza zapasowe</td><td>Maszynka do golenia FEATHER</td><td>11</td><td>ostrzy</td></tr><tr><td>Nożyczki okulistyczne, okrągły uchwyt</td> B <td>Mikronożyczki</td><td>BRAUN</td><td>FD103R</td></tr><tr><td>Plastikowy pojemnik w kształcie prostokąta&nbsp; &nbsp;</td><td>Daiso</td><td></td><td>10 cm długości, 15 cm szerokości i 6 cm wysokości</td></tr><tr><td>SuperGrip Końcówki</td><td>F.S.T</td><td>00649-11&nbsp;</td><td>Zakrzywione mikrokleszcze</td></tr><tr>Imadło <td>mikroskopowe</td> <td>SZX7</td><td>Olympus</td><td>SZX7</td></tr><tr><td></td><td>Niigataseiki</td><td>00505351</td><td>Mechaniczne narzędzie do mocowania kleszczyków do grochu na stole</td></tr></tbody></table>

rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

Przeszczep ortotopowy wątroby u myszy jest skuteczną metodologią badania mechanizmów leżących u podstaw niedokrwienia wątroby i uszkodzenia reperfuzyjnego. Jednak wyzwania techniczne stanowią barierę w wykorzystaniu tego cennego modelu eksperymentalnego i przekazaniu tych umiejętności następnemu pokoleniu. Najtrudniejszym aspektem tej procedury jest rekonstrukcja naczyń krwionośnych, w tym żyły wrotnej (PV), żyły podwątrobowej dolnej (IHIVC) i żyły głównej dolnej nadwątrobowej. Zastosowanie plastikowych mankietów, zamiast szwów, pozwala na płynniejszą rekonstrukcję PV i IHIVC. Naczynia są rekonstruowane poprzez przymocowanie mankietu wykonanego z cewnika dożylnego do końcówki naczynia przeszczepu i włożenie mankietu do naczynia biorczego. Dwa najważniejsze aspekty to odpowiednia wizualizacja wewnętrznego światła naczynia oraz unikanie użycia nadmiernej siły. Naszym celem jest przedstawienie technicznego przeglądu rekonstrukcji naczyń krwionośnych z wykorzystaniem techniki mankietowej w chirurgii biorcy. Oczekuje się, że te wskazówki techniczne dotyczące techniki mankietu pomogą mikrochirurgom ułatwić rekonstrukcję naczyń krwionośnych i przyspieszyć ich badania.

Rekonstrukcja żyły wrotnej (PV) jest udana, gdy po zwolnieniu zacisku na żyłę wrotnej nie występuje skręcanie naczynia, a wątroba jest jednorodnie ukrwiona. Czas anhepatyczny nie powinien przekraczać 20 min, ponieważ czas anhepatyczny przekraczający 25 min zwiększa ryzyko śmiertelności myszy. Rekonstrukcja dolnej części żyły głównej w obrębie wątroby (IHIVC) uznawana jest za udaną, jeśli nie występuje cofanie się krwi z przeszczepu.
Przechowywanie przeszczepu w niskich temperaturach przez 1 h ...

Ten protokół dostarcza informacji technicznych dotyczących rekonstrukcji naczyń krwionośnych przy użyciu techniki mankietowej w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy.

Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

Nasze badania koncentrujemy na transplantacji wątroby, a w szczególności na niedokrwieniu zimnem i uszkodzeniach cieplno-reperfuzyjnych. W tym celu wykorzystujemy model przeszczepu wątroby myszy jako narzędzie badawcze. Ponieważ technika jest trudna, więc nauczenie się i osiągnięcie spójnych rezultatów może zająć dużo czasu.W przyszłości chcielibyśmy prowadzić badania nad stłuszczeniem wątroby. Jest to nadal problem do pokonania w klinicznym przeszczepieniu wątroby. Na początek przygotuj cewniki dożylne o rozmiarze 16 i 20 dla żyły wrotnej lub PV i żyły podwątrobowej dolnej lub IHIVC.Za pomocą skalpela przetnij cewnik, aby utworzyć mankiet. Następnie grzbietem skalpela utwórz płytki rowek na powierzchni mankietu w celu zamocowania nici. Umieść małe kostki lodu w prostokątnym plastikowym pojemniku i umieść mały metalowy kubek na górze pojemnika.Napełnij kubek płynem do konserwacji narządów i umieść w nim syngeniczny przeszczep wątroby. Pod ośmio- do 10-krotnym powiększeniem delikatnie zwiń przeszczep wątroby za pomocą bawełnianego wacika, upewniając się, że porta hepatis jest skierowana do góry. Przewlecz PV przez mankiet za pomocą nici przymocowanej do żyły śledziony.Gdy uchwyt mankietu znajduje się w pozycji godziny 12, zabezpiecz uchwyt i mankiet za pomocą zacisku buldoga, ustawiając go w odległości od dwóch do trzech milimetrów od krawędzi PV. Ponadto zabezpiecz zacisk buldoga za pomocą dużych kleszczy naczyniowych i formy mocującej, aby ustalić pole operacyjne. Następnie zwiększ powiększenie do 15 do 20X i dokładnie sprawdź lumen PV.Po uchwyceniu światła PV uzewnętrznij cienką ścianę PV przez wewnętrzne światło mankietu. Zabezpiecz w pełni zewnętrzny strumień świetlny PV za pomocą podwójnej ligacji za pomocą 8-O Jedwabną nić wzdłuż rowka mankietu, a następnie przeciąć sznurek. Podobnie przymocuj mankiet do światła IHIVC i zamocuj go za pomocą 8-O jedwabna nić.Następnie, aby utworzyć węzeł ślizgowy, przeciągnij nić wokół podstawy IHIVC, aby tymczasowo ją podwiązać. Po wyekstrahowaniu natywnej wątroby ze znieczulonej myszy biorcy, delikatnie chwyć żyłę wrotną wątroby biorcy lub krawędź PV za pomocą kleszczy grochowych i zabezpiecz ją imadłem. Zdaj 8-O jedwabną nić wokół PV i umieść na niej zacisk naczyniowy.Utwórz jedną czwartą obwodu w odległości około 0,5 milimetra od krawędzi PV. Przepuszczając sól fizjologiczną przez otwór, użyj specjalistycznego instrumentu, aby powiększyć otwór. Chwyć uchwyt mankietu za pomocą prostych kleszczy i włóż go do światła.Następnie zabezpiecz mankiet za pomocą 8-O jedwabna nić. Usuń zacisk naczyniowy z PV, aby umożliwić reperfuzję wątroby. Na koniec ostrożnie zwolnij kleszczyki grochowe, aby zakończyć rekonstrukcję PV.Po ustawieniu płata wątroby przesuń kleszczyki pear przymocowane do grzbietu biorcy IHIVC do prawego dolnego płata przeszczepu. Następnie zabezpiecz IHIVC za pomocą imadła. Zetrzyj pozostałą tkankę wątroby wokół IHIVC biorcy za pomocą bawełnianego wacika.Zdaj 8-O jedwabna nić wokół IHIVC odbiorcy. Utwórz jedną czwartą obwodu w odległości około 0,5 milimetra od krawędzi IHIVC odbiorcy. Po przepłukaniu światła solą fizjologiczną włóż mankiet do światła IHIVC.Ostrożnie zabezpiecz mankiet za pomocą 8-O jedwabna nić. Na koniec zdejmij zacisk naczyniowy i kleszcze do ukłucia. Zachowanie przeszczepu w niskich temperaturach przez jedną godzinę spowodowało, że poziom aminotransferazy alaninowej w surowicy wynosił średnio około 2000 jednostek na litr po sześciu godzinach od reperfuzji.Wskaźnik przeżycia wynoszący 100% zaobserwowano po siedmiu dniach od przeszczepu.

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Tutaj przedstawiono protokół polegający na ponownym przeszczepieniu wątroby szczurowi. W szczególności 70% wątroby wycięto in vivo przy użyciu zaktualizowanej techniki hepatektomii zorientowanej na naczynia. Tętnicę wątrobową zrekonstruowano w sposób end-to-side. Technika mankietu została zmodyfikowana w celu skrócenia czasu zespolenia żyły podwątrobowej głównej.

Ponownie zarteryalizowany częściowy przeszczep wątroby szczura z 70% hepatektomią in vivo zorientowaną na naczynia

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Celem tego badania jest modyfikacja modelu ortotopowego przeszczepu wątroby u szczurów, aby lepiej reprezentowała przeszczep wątroby u człowieka i poprawiła przeżywalność biorców. Przedstawiona metoda przywraca dopływ tętniczy wątrobowej poprzez połączenie wspólnej tętnicy wątrobowej wątroby dawcy z właściwą tętnicą wątrobową biorcy.

Zmniejszone powikłania po ponownym połączeniu tętnic w szczurzym modelu ortotopowego przeszczepu wątroby

Wprowadzamy podejście z rurką wewnętrzną do techniki mankietu do heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, aby pomóc w przeprowadzeniu naczynia nad mankietem. Odkryliśmy, że współpraca dwóch doświadczonych chirurgów znacznie skraca czas operacji.

Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

W tym protokole omawiamy implementację modelu udanego ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy. Dodatkowo omówiono adiuwanty do dalszej analizy drożności przeszczepu allogenicznego po udanym OLT u myszy, w szczególności z wykorzystaniem skanów tomografii mikrokomputerowej (microCT).

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Naucz się rekonstrukcji naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy. Ta metoda pozwala badać wpływ zimnej niedokrwienia i ciepłego uszkodzenia reperfuzji na funkcję wątroby.

Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Przeglądaj więcej filmów