Name: Stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 30 s
Description: Poznaj protokół SFEMG do oceny transmisji w złączach nerwowo-mięśniowych u szczurów. Ta metoda umożliwia pomiar jitter i blokowania potencjałów czynnościowych w badaniach przedklinicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować dr Martinowi Brandhøj Skovowi z NMD Pharma za cenne porady dotyczące dawkowania rokuronium oraz Arashowi Karimi z Wydziału Inżynierii Biomedycznej Uniwersytetu Stony Brook za pomoc w obliczeniach. Badanie to było częściowo wspierane przez finansowanie z NIH dla WDA (R01AG067758 i R01AG078129).

Wszystkie protokoły zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z przepisami ustanowionymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) na Uniwersytecie Missouri.
1. Przygotowanie zwierząt i podanie znieczulenia
<ol>
	<li>Założyć odpowiedni sprzęt ochrony osobistej.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem procedury zmierzyć masę ciała szczura, aby określić odpowiednią dawkę leków obliczaną na podstawie masy ciała oraz ustawienia respiratora.</li>
	<li>Wprowadzić w stan anestezji przy użyciu 3%-5% izofluranu drogą inhalacyjną. Po osiągnięciu odpowiedniego poziomu znieczulenia ułożyć szczura w pozycji brzusznej i podtrzymywać anestezię, stosując 1%-3% izofluranu drogą inhalacyjną.</li>
	<li>Zweryfikować głębokość anestezji, delikatnie uciskając pęciny kończyny tylnej pęsetą w celu sprawdzenia braku odruchu cofania.</li>
	<li>Utrzymywać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.</li>
	<li>Nanieść na oczy zatwierdzoną przez lekarza weterynarii maść na bazie wazeliny, aby zapobiec ich wysuszeniu. Monitorować głębokość anestezji, obserwując częstość oddechów i oceniając występowanie odruchów cofania podczas wywierania nacisku na pęcinę za pomocą pęsety.</li>
	<li>Ogolić kończynę tylną przeznaczoną do oceny za pomocą trymera. Po skutecznym usunięciu włosów, przy użyciu taśmy klejącej, ustabilizować badaną kończynę tak, aby staw skokowy był zgięty grzbietowo pod kątem około 90°, kolano wyprostowane, a biodro w odwiedzeniu.</li>
	<li>Przez cały czas trwania eksperymentu stale monitorować oddech i częstość akcji serca szczura. 
	UWAGA: Wzrost częstości akcji serca jest powszechnie stosowany jako wskaźnik niewystarczającej głębokości znieczulenia.</li>
	<li>Podać izofluran w dawce 5% lub wyższej w celu eutanazji szczura, aż do ustania oddechu na co najmniej 3 min. Potwierdzić eutanazję poprzez dekapitację.</li>
</ol>
2. Rozmieszczenie i konfiguracja elektrod
UWAGA: Przewodnictwo NMJ nerwu kulszowego i mięśnia brzuchate łydki jest oceniane przy użyciu systemu elektromiografii (EMG). Należy zapoznać się z Tabelą materiałów.
<ol>
	<li>Wprowadź parę izolowanych jednobiegunowych igieł 28 G do stymulacji nerwu kulszowego, umieszczając katodę w obszarze bliższym kończyny tylnej, natomiast anodę bardziej proksymalnie w tkance podskórnej nad kością krzyżową.</li>
	<li>Upewnij się, że elektrody stymulujące nie są umieszczone w bezpośrednim sąsiedztwie nerwu kulszowego ani zbyt głęboko, aby uniknąć bezpośredniego uszkodzenia nerwu kulszowego lub innych przyległych struktur.</li>
	<li>Umieść jednorazową elektrodę uziemiającą na przeciwległej kończynie tylnej lub ogonie.</li>
	<li>Ostrożnie wprowadź elektrodę igłową o rozmiarze 27 G i długości 25 mm, przeznaczoną specjalnie do SFEMG, z powierzchnią rejestrującą wykonaną z materiału platyno-irydowego, do prawego mięśnia brzuchatego łydki. Przed każdym użyciem upewnij się, że elektrody SFEMG zostały poddane autoklawowaniu w celu zachowania sterylności.</li>
	<li>Wprowadź igłową elektrodę SFEMG równolegle do włókien mięśnia brzuchatego łydki, aby zarejestrować potencjały czynnościowe pojedynczych włókien (SFAPs).</li>
	<li>Unikaj uszkodzenia mięśnia podczas wprowadzania i manewrowania igłą SFEMG w obrębie mięśnia.</li>
</ol>
3. Procedura stymulowanej elektromiografii pojedynczego włókna (SFEMG)
<ol>
	<li>Zastosuj stymulację prądem stałym prawego nerwu kulszowego z częstotliwością 10 Hz, przy zakresie natężenia od 0,3-10 mA i czasie trwania impulsu 0,1 ms.</li>
	<li>Skonfiguruj ustawienia filtrów, stosując filtr niskich częstotliwości 1 kHz oraz filtr wysokich częstotliwości 10 kHz. Dostosuj wzmocnienie (Gain) od 200 µV do 1000 µV na dywizję, aby ułatwić wizualizację potencjałów. Ustaw prędkość przesuwu na 500 µs na dywizję.</li>
	<li>Dostosuj natężenie bodźca, aby wywołać i wyizolować SFAP do zapisu i późniejszej analizy.
	<ol>
		<li>Aby zidentyfikować i przeanalizować odpowiedź jako SFAP, upewnij się, że spełnione są następujące kryteria: czas narastania od szczytu linii bazowej do fazy ujemnej musi być krótszy niż 500 µs, minimalna amplituda (od szczytu linii bazowej do fazy ujemnej) musi wynosić co najmniej 200 µV, a odpowiedź musi konsekwentnie wykazywać charakterystykę „wszystko albo nic” (stabilna wielkość i kształt między odpowiedziami). 
		UWAGA: Niezbędne jest, aby powtarzające się odpowiedzi wykazywały spójne fazy wzrostowe bez żadnych wcięć lub punktów przegięcia. Należy pamiętać, że ostatnie kryterium jest kluczowe dla odróżnienia sygnału wysokiej jakości od sumowania wielu sygnałów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oblicz jitter, czyli zmienność latencji SFAP (czas między stymulacją a fazą narastającą ujemnego szczytu SFAP) pomiędzy kolejnymi wyładowaniami, po co najmniej 50 stymulacjach (50-100 stymulacji), a następnie oceń i ilościowo określ blokowanie. 
	UWAGA: Blokowanie można oceniać jako obecność lub brak w każdej synapsie lub jako procent stymulacji, które nie wywołały generowania potencjału czynnościowego pojedynczego włókna. Jitter oblicza się za pomocą następującego równania7 (jitter jest zazwyczaj automatycznie obliczany przez kliniczne systemy elektromiograficzne): 
	<img alt="Schemat formuły MCD Jitter; oblicza różnice międzyinterwałowe dla analizy sygnału." src="/files/ftp_upload/66452/66452eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Równanie 1"> 
	MCD = średnia wartość różnicy kolejnych pomiarów (Mean value of Consecutive Difference) 
	IPI = interwał między potencjałami (Interpotential Interval)</li>
	<li>Powtórz proces dla dodatkowych odpowiedzi SFAP. Średnio oceń 10 synaps z każdego zwierzęcia, aby obliczyć jitter, a następnie wyznacz wartości średnie dla każdego zwierzęcia.</li>
	<li>Wyklucz z analiz SFAP z jitterem mniejszym niż 4 µs, aby uniknąć włączenia potencjałów, które mogły zostać wywołane bezpośrednią stymulacją mięśni11.</li>
	<li>Podczas rejestracji potencjałów wykazujących przerywane blokowanie, zwiększ natężenie bodźca, aby zweryfikować, czy brak SFAP nie wynika ze stymulacji podmaksymalnej.</li>
</ol>

SFEMG in Rodents: Assessing NMJ Function in Health and Disease

<ol><li>Stalberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propagation+velocity+in+human+muscle+fibers+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+Scand+Suppl%22%5BJournal%5D)">Propagation velocity in human muscle fibers in situ.</a> Acta Physiol Scand Suppl. 287, 1-112 (1966).</li>
<li>Stålberg, E., Trontelj, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+study+of+normal+and+abnormal+neuromuscular+transmission+with+single+fibre+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">The study of normal and abnormal neuromuscular transmission with single fibre electromyography.</a> J Neurosci Methods. 74 (2), 145-154 (1997).</li>
<li>Sanders, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+single+fiber+EMG%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Guidelines for single fiber EMG.</a> Clin Neurophysiol. 130 (8), 1417-1439 (2019).</li>
<li>Chugh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+junction+transmission+failure+is+a+late+phenotype+in+aging+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular junction transmission failure is a late phenotype in aging mice.</a> Neurobiol Aging. 86, 182-190 (2020).</li>
<li>Padilla, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+age-related+muscle+weakness+and+wasting%3A+Neuromuscular+junction+transmission+as+a+driver+of+age-related+physical+decline%5BTitle%5D)+AND+%22GeroScience%22%5BJournal%5D)">Profiling age-related muscle weakness and wasting: Neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline.</a> GeroScience. 43 (3), 1265-1281 (2021).</li>
<li>Selvan, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-fiber+EMG%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Indian+Acad+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single-fiber EMG: A review.</a> Ann Indian Acad Neurol. 14 (1), 64-67 (2011).</li>
<li>Sanders, D. B., Kouyoumdjian, J. A., Stålberg, E. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+fiber+electromyography+and+measuring+jitter+with+concentric+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Single fiber electromyography and measuring jitter with concentric needle electrodes.</a> Muscle Nerve. 66 (2), 118-130 (2022).</li>
<li>Juel, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+fiber+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22Handb+Clin+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single fiber electromyography.</a> Handb Clin Neurol. 160, 303-310 (2019).</li>
<li>Chung, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+dying-back+axonal+degeneration+in+age-associated+skeletal+muscle+decline%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Evidence for dying-back axonal degeneration in age-associated skeletal muscle decline.</a> Muscle Nerve. 55 (6), 894-901 (2017).</li>
<li>Iyer, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Follistatin-induced+muscle+hypertrophy+in+aged+mice+improves+neuromuscular+junction+innervation+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Follistatin-induced muscle hypertrophy in aged mice improves neuromuscular junction innervation and function.</a> Neurobiol Aging. 104, 32-41 (2021).</li>
<li>Meekins, G. D., Carter, G. T., Emery, M. J., Weiss, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+degeneration+in+the+trembler-j+mouse+demonstrated+by+stimulated+single-fiber+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Axonal degeneration in the trembler-j mouse demonstrated by stimulated single-fiber electromyography.</a> Muscle Nerve. 36 (1), 81-86 (2007).</li>
<li>Gooch, C. L., Mosier, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulated+single+fiber+electromyography+in+the+mouse%3A+Techniques+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Stimulated single fiber electromyography in the mouse: Techniques and normative data.</a> Muscle Nerve. 24 (7), 941-945 (2001).</li>
<li>Chung, T., Tian, Y., Walston, J., Hoke, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+single-fiber+jitter+level+is+associated+with+reduction+in+motor+function+with+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Phys+Med+Rehabil%22%5BJournal%5D)">Increased single-fiber jitter level is associated with reduction in motor function with aging.</a> Am J Phys Med Rehabil. 97 (8), 551-556 (2018).</li>
<li>Sokolow, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+neuromuscular+transmission+and+skeletal+muscle+fiber+necrosis+in+mice+lacking+na%2Fca+exchanger+3%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Investig%22%5BJournal%5D)">Impaired neuromuscular transmission and skeletal muscle fiber necrosis in mice lacking na/ca exchanger 3.</a> J Clin Investig. 113 (2), 265-273 (2004).</li>
<li>Añor, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+jitter+by+stimulated+single-fiber+electromyography+in+normal+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vet+Intern+Med%22%5BJournal%5D)">Evaluation of jitter by stimulated single-fiber electromyography in normal dogs.</a> J Vet Intern Med. 17 (4), 545-550 (2003).</li>
<li>Mizrachi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NMO-IgG+and+AQP4+peptide+can+induce+aggravation+of+eamg+and+immune-mediated+muscle+weakness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Res%22%5BJournal%5D)">NMO-IgG and AQP4 peptide can induce aggravation of eamg and immune-mediated muscle weakness.</a> J Immunol Res. 2018, 5389282(2018).</li>
<li>Lin, T. S., Cheng, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulated+single-fiber+electromyography+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Stimulated single-fiber electromyography in the rat.</a> Muscle Nerve. 21 (4), 482-489 (1998).</li>
<li>Finley, D. B., Wang, X., Graff, J. E., Herr, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+fiber+electromyographic+jitter+and+detection+of+acute+changes+in+neuromuscular+function+in+young+and+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Single fiber electromyographic jitter and detection of acute changes in neuromuscular function in young and adult rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 59 (2), 108-119 (2009).</li>
<li>Khan, Z. H., Hajipour, A., Zebardast, J., Alomairi, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+relaxants+in+anesthesia+practice%3A+A+narrative+review%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Anesthesiol+Crit+Care%22%5BJournal%5D)">Muscle relaxants in anesthesia practice: A narrative review.</a> Arch Anesthesiol Crit Care. 4 (4), 547-552 (2018).</li>
<li>Padua, L., Caliandro, P., Stålberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+approach+to+the+measurement+of+motor+conduction+velocity+using+a+single+fibre+emg+electrode%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">A novel approach to the measurement of motor conduction velocity using a single fibre emg electrode.</a> Clin Neurophysiol. 118 (9), 1985-1990 (2007).</li>
<li>Khoo, A., Hay Mar, H., Borghi, M. V., Catania, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiologic+evaluation+of+myasthenia+gravis+and+its+mimics%3A+Real-world+experience+with+single-fiber+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22Hosp+Pract%22%5BJournal%5D)">Electrophysiologic evaluation of myasthenia gravis and its mimics: Real-world experience with single-fiber electromyography.</a> Hosp Pract. 50 (5), 373-378 (2022).</li>
<li>Nannan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+role+of+lamin+a%2Fc+in+preventing+neuromuscular+junction+decline+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A role of lamin a/c in preventing neuromuscular junction decline in mice.</a> J Neurosci. 40 (38), 7203(2020).</li>
<li>Alley, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Grip+strength+cutpoints+for+the+identification+of+clinically+relevant+weakness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gerontol+A+Biol+Sci+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Grip strength cutpoints for the identification of clinically relevant weakness.</a> J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (5), 559-566 (2014).</li>
<li>Juel, V. C. Clinical Neurophysiology of Neuromuscular Junction Disease. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJuel%2C+VC+%22Handbook+of+Clinical+Neurology%22">Handbook of Clinical Neurology</a>. 161, Elsevier. 291-303 (2019).</li>
<li>Rich, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+control+of+neuromuscular+transmission+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscientist%22%5BJournal%5D)">The control of neuromuscular transmission in health and disease.</a> Neuroscientist. 12 (2), 134-142 (2006).</li>
<li>Juel, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+neuromuscular+junction+disorders+in+the+electromyography+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Clin%22%5BJournal%5D)">Evaluation of neuromuscular junction disorders in the electromyography laboratory.</a> Neurol Clin. 30 (2), 621-639 (2012).</li>
<li>Arnold, W. D., Clark, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+junction+transmission+failure+in+aging+and+sarcopenia%3A+The+nexus+of+the+neurological+and+muscular+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Ageing+Res+Rev%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular junction transmission failure in aging and sarcopenia: The nexus of the neurological and muscular systems.</a> Ageing Res Rev. 89, 101966(2023).</li>
<li>Kokubun, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reference+values+for+concentric+needle+single+fiber+EMG%5BTitle%5D)+AND+%22Rinsho+Shinkeigaku%22%5BJournal%5D)">Reference values for concentric needle single fiber EMG.</a> Rinsho Shinkeigaku. 52 (11), 1246-1248 (2012).</li>
<li>Testelmans, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rocuronium+exacerbates+mechanical+ventilation-induced+diaphragm+dysfunction+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Rocuronium exacerbates mechanical ventilation-induced diaphragm dysfunction in rats.</a> Crit Care Med. 34 (12), 3018-3023 (2006).</li>
<li>Suzuki, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+infusion+of+rocuronium+bromide+prolongs+emergence+from+propofol+anesthesia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Intravenous infusion of rocuronium bromide prolongs emergence from propofol anesthesia in rats.</a> PLoS One. 16 (2), e0246858(2021).</li>
<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reference+values+for+jitter+recorded+by+concentric+needle+electrodes+in+healthy+controls%3A+A+multicenter+study%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Reference values for jitter recorded by concentric needle electrodes in healthy controls: A multicenter study.</a> Muscle Nerve. 53 (3), 351-362 (2016).</li>
</ol>

W. David Arnold otrzymał fundusze na badania od NMD Pharma i Avidity Biosciences i jest konsultantem dla NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics i Catalyst Pharmaceuticals.

SFEMG jest powszechnie stosowany do badań diagnostycznych u pacjentów z podejrzeniem autoimmunologicznych, nabytych i genetycznych postaci choroby NMJ. SFEMG jest uważany za najbardziej czuły test w diagnostyce zaburzenia NMJ, miastenii20,21. Powtarzalna stymulacja nerwów (RNS) to kolejna metoda, która jest częściej stosowana w klinicznych testach diagnostycznych i polega na stymulacji nerwu obwodowego za pomocą ciągu bodźców i ilościowym określeniu zsumowanej złożonej odpowiedzi potencjału czynnościowego mięśni unerwionegomięśnia 5,22. Konsekwentnie wykazano, że RNS ma znacznie niższą czułość w porównaniu z SFEMG 23,24. Zaletą SFEMG jest możliwość selektywnej oceny pojedynczych włókien mięśniowych i ilościowego określenia nie tylko niepowodzenia transmisji NMJ (blokowanie), ale także zmienności (jitter)2,25,26. Chociaż SFEMG jest uznanym i czułym testem w warunkach klinicznych, rzadko stosuje się go w badaniach przedklinicznych 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16 . Zwierzęce modele chorób nerwowo-mięśniowych odgrywają kluczową rolę w określaniu mechanizmów leżących u podstaw chorób u ludzi i opracowywaniu interwencji terapeutycznych. Zdolność do stosowania miar wyników i biomarkerów, takich jak SFEMG, w odniesieniu do różnych gatunków może usprawnić i przyspieszyć przejście obiecujących odkryć przedklinicznych do badań klinicznych na ludziach27. Na przykład wieloośrodkowe badanie przeprowadzone w Japonii koncentrowało się na ustaleniu wartości referencyjnych dla SFEMG przy użyciu koncentrycznych igieł u zdrowych ludzi. Badanie wykazało, że zalecane wartości odcięcia dla poszczególnych MCD wynosiły 58,8 μs dla stymulowanego SFEMG w mięśniu prostownika palca publicznego (EDC)28. Warto zauważyć, że mięsień brzuchaty łydki nie jest powszechnie poddawany SFEMG, a najbliższym badanym w tym kontekście mięśniem jest EDC. W związku z tym zaobserwowano, że wartości jittera, które uzyskaliśmy od szczurów, były niższe niż te zgłaszane w badaniach klinicznych. Rozbieżności te sugerują, że rozkład współczynnika bezpieczeństwa różni się w zależności od mięśnia i rozważanego gatunku.
W niniejszym raporcie przedstawiamy stopniowe podejście do stosowania stymulowanego SFEMG u gryzoni, w tym etapy przygotowania zwierząt, umieszczania elektrod, rejestrowania potencjału czynnościowego pojedynczego włókna i analiz. Dodatkowo przedstawiamy reprezentatywne dane w indukowanym modelu niepowodzenia NMJ (podawanie rokuronium), aby pomóc w jasnym zademonstrowaniu koncepcji zwiększonego jittera i blokowania, a także koncepcji "wszystko albo nic" potencjału czynnościowego pojedynczego włókna w zapisie SFEMG. Wcześniej, w badaniu eksperymentalnym, szczur bez środka blokującego wykazał niewielką zmianę MCD (około 10 μs) bez blokady w ciągu pierwszych 3000 s. W przeciwieństwie do tego, szczur, któremu wstrzyknięto 0,08 mg / kg wekuronium, wykazywał zwiększony jitter po 200 s, co prowadziło do zablokowania około 500 s, z początkowym MCD około 50 μs, co jest zgodne z naszymi wynikami17. Ustalenie prawidłowej dawki rokuronium u szczurów było niezbędne do osiągnięcia docelowego poziomu blokady nerwowo-mięśniowej przy jednoczesnym złagodzeniu potencjalnych powikłań. Podczas gdy w różnych badaniach stosowano dawki od 0,1 mg/kg do 5 mg/kg w celu wywołania paraliżu mięśni 17,29,30, my zdecydowaliśmy się na dawkę 0,05 mg/kg. Ten wybór jest zgodny z uznaniem, że upośledzenie NMJ rozpoczyna się przed wystąpieniem paraliżu mięśni.
Pozyskiwanie odpowiedzi potencjału czynnościowego pojedynczego włókna za pomocą SFEMG obejmuje kilka kluczowych etapów. Warto zauważyć, że uzyskanie selektywnych nagrań wymaga praktyki w wykonywaniu kilku zadań jednocześnie, w tym odpowiedniego dostarczania stymulacji nerwów przy jednoczesnym uzyskiwaniu odpowiednich reakcji. Podczas nagrań elektroda rejestrująca SFEMG jest ostrożnie wkładana i regulowana małymi, równomiernymi ruchami, aby zminimalizować uraz mięśni i poprawić wydajność. Po zidentyfikowaniu potencjału czynnościowego należy dokonać niewielkich korekt położenia elektrody stymulacyjnej i rejestrującej, aby zoptymalizować amplitudę i "ostrość" potencjału czynnościowego pojedynczego włókna (krótki czas narastania). Po zidentyfikowaniu potencjału i zoptymalizowaniu amplitudy i czasu narastania, ruchy elektrod muszą zostać zminimalizowane, aby zapewnić stabilność odpowiedzi "wszystko albo nic". Stabilne ustawienie elektrod ma kluczowe znaczenie, ponieważ nawet niewielkie przesunięcia w położeniu igły rejestrującej mogą powodować wahania charakterystyki potencjału czynnościowego, w tym kształtu, amplitudy i opóźnienia. Ważne jest, aby upewnić się, że potencjały czynnościowe są stabilne i zgodne z zasadą "wszystko albo nic". Zmienność odpowiedzi może być związana z ruchem elektrody lub nałożeniem się wielu potencjałów czynnościowych pojedynczego włókna z różnych NMJ. Razem czynniki te odgrywają kluczową rolę w osiągnięciu odtwarzalności i stabilnego pomiaru potencjału czynnościowego 2,26. Ponadto wykluczenie z analiz SFAP o fluktuacji mniejszym niż 4 μs jest ostrożnym podejściem zapewniającym wiarygodność wyników. To rygorystyczne kryterium pomaga uniknąć uwzględniania potencjałów, które potencjalnie mogą być artefaktami wywołanymi przez bezpośrednią stymulację mięśni, zwiększając w ten sposób dokładność oceny11. Innym ważnym czynnikiem w badaniach nad jitterem stymulacji jest stymulacja podprogowa, szczególnie w stanach patologicznych, gdzie wiele skoków najwyraźniej zwiększyło jittera. Istotne jest, aby polegać na operatorze w zakresie zapewnienia, że intensywność bodźca przekroczy próg dla wszystkich takich skoków, ponieważ ustalenia tego nie można dokonać z mocą wsteczną31.
Stymulowana technika SFEMG opisana w tym manuskrypcie wykorzystuje specjalistyczną elektrodę SFEMG, a nie standardową koncentryczną elektrodę igłową do elektromiografii. Nasza elektroda SFEMG ma powierzchnię zapisu 0,0005 mm2, w przeciwieństwie do około 0,019 mm2 powierzchni zapisu standardowej koncentrycznej elektrody igłowej do elektromiografii koncentrycznej o rozmiarach pediatrycznych. To rozróżnienie ma kluczowe znaczenie, ponieważ większe koncentryczne elektrody igłowe, o mniejszej selektywności ze względu na większe powierzchnie zapisu, mogą być odpowiednie dla dobrowolnego SFEMG do wychwytywania pozornych par potencjałów czynnościowych pojedynczych włókien. Jednak w stymulacji SFEMG, gdzie wiele aksonów lub jednostek motorycznych jest często stymulowanych jednocześnie, zastosowanie większych koncentrycznych elektrod igłowych staje się trudniejsze7.
Należy wziąć pod uwagę kilka ograniczeń. Należy również podkreślić, że SFEMG nie może ustalić mechanizmu leżącego u podstaw defektu przekaźnictwa nerwowo-mięśniowego, co można osiągnąć w przypadku nagrań wewnątrzkomórkowych wykonywanych ex vivo27. Inną istotną kwestią dotyczącą SFEMG jest jego ograniczenie w selektywnym rejestrowaniu z określonych typów włókien mięśniowych. W związku z tym zapisy SFEMG prawdopodobnie reprezentują zmienną mieszaninę różnych typów włókien mięśniowych5.

Elektromiografia pojedynczego włókna (SFEMG) została początkowo opracowana przez Stålberga i Ekstedta w latach 60. w celu identyfikacji i analizy potencjałów czynnościowych z poszczególnych włókien mięśniowych, głównie do badania zmęczenia mięśni1. SFEMG jest najbardziej czułą techniką kliniczną do oceny transmisji połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) 2. SFEMG jest prowadzony przez selektywne rejestrowanie potencjałów czynnościowych pojedynczego włókna (SFAPs)3. Transmisja NMJ może być zagrożona z powodu takich czynników, jak starzenie się4,5 oraz różne zaburzenia nerwowo-mięśniowe, takie jak miastenia i stwardnienie zanikowe boczne6. Ponadto stany takie jak niedokrwienie, wahania temperatury i stosowanie środków blokujących przewodnictwo nerwowo-mięśniowe mogą powodować niedobory w transmisji NMJ, objawiające się zwiększoną zmiennością transmisji NMJ i występowaniem niepowodzenia NMJ2.
Istnieją dwa podejścia do nagrywania SFEMG: stymulowane i dobrowolne SFEMG. Dobrowolna SFEMG polega na rejestrowaniu SFAP z dwóch NMJ dostarczanych przez ten sam akson motoryczny za pomocą koncentrycznej elektrody igłowej wprowadzonej do badanego mięśnia podczas dobrowolnej aktywacji7. W związku z tym, dobrowolny SFEMG wymaga współpracy ze strony podmiotu i może oceniać tylko niskoprogowe jednostki motoryczne (aktywowane podczas słabych skurczów)3. Stymulowany SFEMG wykorzystuje parę elektrod stymulujących do stymulacji aksonów motorycznych podczas rejestrowania SFAP z elektrodą igłową SFEMG włożoną do badanego mięśnia7.
Zarówno w dobrowolnym, jak i stymulowanym SFEMG, jitter i blokowanie to dwa parametry używane do oceny i ilościowego określenia transmisji NMJ8. Jitter opisuje zmienność czasu (opóźnienie) między kolejnymi SFAP. Podczas dobrowolnego SFEMG jitter jest określany ilościowo poprzez ocenę różnic opóźnień między parą SFAP (dostarczanych przez ten sam akson motoryczny) podczas 50 do 100 kolejnych wyładowań. Podczas stymulowanego SFEMG jitter jest określany ilościowo, oceniając różnice opóźnień między czasem stymulacji a początkiem SFAP podczas 50 do 100 kolejnych wyładowań. Blokowanie wskazuje na niepowodzenie transmisji NMJ w celu wyzwolenia odpowiedzi SFAP i może być określone ilościowo jako obecność lub brak każdej pary SFAP podczas dobrowolnego SFEMG lub dla każdego NMJ podczas stymulowanego SFEMG2,7.
Chociaż SFEMG jest uznanym i czułym testem w warunkach klinicznych, rzadko był stosowany w badaniach przedklinicznych4,5,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18. W niniejszym raporcie przedstawiamy podejście do wykonywania i analizy nagrań SFEMG w przedklinicznych modelach gryzoni. Ponadto przedstawiamy reprezentatywne dane, które podkreślają reprezentatywne wyniki dotyczące SFEMG, które wskazują na upośledzenie transmisji NMJ po podaniu niedepolaryzującego środka blokującego nerwowo-mięśniowe, rokuronium.

<table><tbody><tr><td>&nbsp; Elektroda igłowa wielokrotnego użytku wielokrotnego użytku z pojedynczym włóknem</td><td>Technomed</td><td>202860-000</td><td>Elektroda nagrywająca z pojedynczym włóknem</td></tr><tr><td>2 ml Szklana strzykawka</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Odłączany</td><td>Technomed</td><td>202845-0000</td><td>do podłączenia elektrody rejestratora do maszyny elektrodiagnostycznej</td></tr><tr><td>Jednorazowa elektroda tarczowa 2" x 2" z przewodami</td><td>Cadwell</td><td>302290-000</td><td>elektroda uziemiająca</td></tr><tr><td>jednorazowe igły monopolarne 28 G</td><td>Technomed</td><td>202270-000</td><td>elektrody stymulujące katodę i anodę</td></tr><tr><td>igłowy EMG (skrzynka przełączników Amp/stim)</td><td>Cadwell</td><td>190266-200</td><td>do podłączenia elektrod monopolarnych do stymulatora elektrodiagnostycznego</td></tr><tr><td>Helping Hands zacisk krokodylkowy z żelazną podstawą</td><td>Radio Shack</td><td>64-079</td><td>Utrzymanie umieszczenia elektrody nagrywającej&nbsp;</td></tr><tr><td>Izofluran (butelka 250 ml)</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>strzykawka do irygacji z zakrzywioną końcówką</td><td>81412012</td><td>Covidien służy do nakładania żelu elektrodowego</td><td></td></tr><tr><td>System monitorowania fizjologicznego PhysioSuite z homeotermicznym ociepleniem RightTemp</td> Kent <td>Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Zawiera podkładkę rozgrzewającą na podczerwień, sondę doodbytniczą i sondę temperatury podkładki</td></tr><tr><td>Profesjonalny trymer Pet Zestaw do pielęgnacji</td><td>Oster</td><td>078577-010-003</td><td>maszynki do strzyżenia do depilacji</td></tr><tr><td>Rurki dotchawicze dla szczurów (16 g)</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bromek rocronium</td><td>Sigma</td><td>PHR2397-500MG</td> środek <td>blokujący nerwowo-mięśniowy</td></tr><tr><td>System EMG Sierra Summit</td><td>Cadwell Industries, Inc., Kennewick, WA</td><td>Przenośny</td><td>system elektrodiagnostyczny</td></tr><tr><td>NA SomnoSuite Low-Flow Cyfrowy system anestezjologiczny</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Zawiera adapter do butelki z zabezpieczeniem przed rozlaniem i parą; Rurka adaptera Y; Filtr przedmuchujący węgiel drzewny</td></tr><tr><td>Weterynaryjna maść okulistyczna na bazie ropy naftowej&nbsp;</td><td>Puralube</td><td>26870</td><td>stosowany podczas znieczulenia w celu uniknięcia uszkodzenia rogówki</td></tr></tbody></table>

stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (sfemg) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni

Stimulated Single Fiber Electromyography (SFEMG) for Assessing Neuromuscular Junction Transmission in Rodent Models

Jako końcowe połączenie między układem nerwowym a mięśniami, transmisja w połączeniu nerwowo-mięśniowym (NMJ) jest kluczowa dla prawidłowych funkcji motorycznych. Elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) jest klinicznie istotną i czułą techniką, która mierzy potencjalne odpowiedzi na pojedyncze włókna mięśniowe podczas dobrowolnych skurczów lub stymulacji nerwów w celu oceny transmisji NMJ. Ocena i kwantyfikacja transmisji NMJ obejmuje dwa parametry: jitter i blokowanie. Jitter odnosi się do zmienności czasu (opóźnienia) między kolejnymi potencjałami czynnościowymi pojedynczego włókna (SFAP). Blokowanie oznacza, że transmisja NMJ nie inicjuje odpowiedzi SFAP. Chociaż SFEMG jest dobrze ugruntowanym i czułym testem w warunkach klinicznych, jego zastosowanie w badaniach przedklinicznych było stosunkowo rzadkie. W niniejszym raporcie przedstawiono kroki i kryteria stosowane w wykonywaniu stymulowanego SFEMG w celu ilościowego określenia jittera i blokowania w modelach gryzoni. Technika ta może być wykorzystana w badaniach przedklinicznych i klinicznych w celu uzyskania wglądu w funkcję NMJ w kontekście zdrowia, starzenia się i choroby.

Aby zademonstrować zwiększony jitter oraz blokowanie w kontekście niewydolności przekaźnictwa NMJ, przeprowadzono stymulowane SFEMG z dożylną administracją rokuronium oraz bez niej. Rokuronium jest średnio działającym, niedepolaryzującym lekiem blokującym przewodnictwo nerwowo-mięśniowe, powszechnie stosowanym w warunkach klinicznych do wywoływania paraliżu mięśni podczas operacji lub procedur medycznych. Działa on poprzez konkurencyjne wiązanie się z nikotynowymi receptorami acetylocholiny w NMJ19. Przed podaniem rokuronium, dorosłego szczura typu dzikiego (Sprague Dawley) przygotowano i znieczulono zgodnie z opisem w sekcji 1. Ze względu na paraliż wywołany przez rokuronium, w celu uzyskania reprezentatywnych danych zastosowano inwazyjne wsparcie wentylacyjne (w przeciwieństwie do typowego podejścia do znieczulenia podczas rejestracji SFEMG opisanego powyżej w sekcji 1). Wprowadzono rurkę endotrachealną i utrzymywano wentylację na poziomie 60 oddechów/min w trybie sterowanym ciśnieniem, przy ciśnieniu 17 mmHg i dodatnim ciśnieniu końcowowydechowym 3 cm H2O, przy jednoczesnym podawaniu 2%-3% izofluranu. Po uzyskaniu wsparcia wentylacyjnego i znieczulenia, zarejestrowano potencjały czynnościowe pojedynczych włókien z leczeniem rokuronium (bolus 0,05 mg/kg bromku rokuronium dożylnie) oraz bez niego. Rycina 1 przedstawia trzy reprezentatywne rejestracje potencjałów czynnościowych pojedynczych włókien z tego samego NMJ u dorosłego szczura. Rycina 1A pokazuje typową morfologię potencjału czynnościowego pojedynczego włókna (po pojedynczej stymulacji) z czasem narastania krótszym niż 500 µs od linii bazowej do szczytu ujemnego i minimalną amplitudą (od szczytu do szczytu) co najmniej 200 µV. Rycina 1B przedstawia cechy zwiększonego jitteru i przerywanego blokowania po wstrzyknięciu rokuronium. Rycina 1C pokazuje normalizację jitteru i blokowania w tej samej synapsie po ustąpieniu blokady NMJ. Dla ułatwienia przeglądania, Rycina 1B,C przedstawiają jedynie odpowiedzi po 9 kolejnych stymulacjach. Ponadto, dla lepszego zrozumienia, Rycina 2 pokazuje dodatkowy przykład trzech nałożonych na siebie potencjałów czynnościowych pojedynczych włókien zaobserwowanych po 10 kolejnych stymulacjach, wykazując zwiększony jitter i blokowanie.
Aby ilościowo ocenić wpływ rokuronium na przewodzenie w NMJ z wykorzystaniem stymulowanego SFEMG, dokonano rejestracji z 5 NMJ bez żadnej obróbki oraz z 5 NMJ po podaniu rokuronium, a następnie przeanalizowano je pod kątem jittera i blokowania (Rysunek 3). Po podaniu rokuronium zaobserwowano istotny wzrost jittera (Rysunek 3A) oraz blokowania (Rysunek 3B).
<img alt="Wykresy potencjałów czynnościowych pojedynczego włókna przedstawiające czas narastania, jitter oraz analizę blokowania stymulacji." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66452/66452fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Trzy reprezentatywne zapisy elektromiografii pojedynczego włókna z tej samej złącza neuromięśniowego (NMJ). (A) Przykład potencjału czynnościowego pojedynczego włókna po pojedynczej stymulacji nerwu, przedstawiający kryteria amplitudy (amplituda od linii bazowej do ujemnego szczytu co najmniej 200 µV) oraz czasu narastania (od linii bazowej do ujemnego szczytu poniżej 500 µs), które są wymagane do uznania go za potencjał pojedynczego włókna. (B) Przykład nałożonych na siebie potencjałów czynnościowych pojedynczego włókna po 9 kolejnych stymulacjach, wykazujący zwiększony jitter oraz blokowanie, co wskazuje na zaburzenie przekaźnictwa w NMJ po podaniu rokuronium (jitter: 68,35 µs). (C) Przykład nałożonych na siebie potencjałów czynnościowych pojedynczego włókna po 9 kolejnych stymulacjach, wykazujący zmniejszony jitter oraz brak blokowania, co wskazuje na normalizację przekaźnictwa w NMJ po ustąpieniu działania rokuronium (jitter: 21,7 µs). Reprezentatywne ślady SFEMG ukazują potencjały czynnościowe pojedynczych włókien mięśniowych zarejestrowane z prawidłowej synapsy, bez blokowania i z prawidłowym jitterem w widoku nałożonym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66452/66452fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres EMG z pojedynczego włókna: potencjał czynnościowy vs opóźnienie; zablokowana stymulacja; badanie neurofizjologiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66452/66452fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Trzy nałożone na siebie potencjały czynnościowe pojedynczych włókien (SFAP) zarejestrowane po kolejnych stymulacjach podczas podawania rokuronium. Zarejestrowano trzy nałożone na siebie potencjały czynnościowe pojedynczych włókien (SFAP) po 10 kolejnych stymulacjach podczas podawania rokuronium, co wskazuje na zwiększony jitter i blokowanie. Wartości jittera dla A, B i C wynosiły odpowiednio 24.3 µs, 46.9 µs oraz 88.7 µs. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66452/66452fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykresy słupkowe jittera i blokowania przekaźnictwa w NMJ porównują brak leczenia z efektami blokerów NMJ." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66452/66452fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Ocena przekaźnictwa w złączu nerwowo-mięśniowym (NMJ) za pomocą jednowłóknowej elektromiografii (SFEMG) po podaniu niedepolaryzującego środka blokującego NMJ. (A) Podczas podawania rokuronium (0.05 mg/kg), SFEMG wykazała zwiększoną zmienność przekaźnictwa (jitter) w porównaniu ze stanem zdrowym (brak leczenia: 12.9 µs, 95% CI [7.2-16.9 µs] versus rokuronium: 40.70 µs, 95% CI [34.7-70.7 µs]) (test Manna-Whitneya: p = 0.0079). (B) Procent stymulacji z blokowaniem NMJ z każdej synapsy w SFEMG był zwiększony w porównaniu ze stanem zdrowym (brak leczenia: 0%, 95% CI [0-0%] versus rokuronium: 31%, 95% CI [14.0-59.0%]) (test Manna-Whitneya: p= 0.0079). Wszystkie pomiary (jitter i procenty stymulacji z blokowaniem NMJ) uzyskano od jednego szczura, n = 5 synaps bez leczenia i n = 5 synaps po podaniu rokuronium. Dane przedstawiono jako mediana ± 95% przedział ufności. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66452/66452fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

W tym badaniu demonstrujemy wyrafinowany protokół elektromiografii pojedynczego włókna (SFEMG), który umożliwia pomiar in vivo transmisji połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) w modelach gryzoni. Opisano podejście krok po kroku do techniki SFEMG, aby umożliwić ilościowe określenie zmienności transmisji NMJ i niewydolności mięśnia brzuchatego łydki szczura.

Stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni

As the final connection between the nervous system and muscle, transmission at the neuromuscular junction (NMJ) is crucial for normal motor function. ...

W niniejszym raporcie przedstawiamy stopniowe podejście do stymulacji EMG pojedynczego włókna u gryzoni. Dodatkowo, w szczurzym modelu niewydolności połączeń nerwowo-naczyniowych wywołanej przez brocorion, demonstrujemy całkowite lub niepojawienie się potencjałów czynnościowych pojedynczego włókna i podajemy reprezentatywne przykłady zwiększonego jitera i blokowania. EMG z pojedynczym włóknem jest dobrze ugruntowanym klinicznym testem diagnostycznym, ale jego zastosowanie w badaniach przedklinicznych jest ograniczone.Nasz protokół wypełnia tę lukę, jasno określając kroki proceduralne kwalifikacji i blokowania jittera w celu scharakteryzowania modeli starzenia się gryzoni w chorobie nerwowo-mięśniowej. Nasze laboratorium koncentruje się na translacyjnej fizjologii nerwowo-mięśniowej w kontekście zdrowia, starzenia się i choroby. Dzięki wykorzystaniu technik, które można zastosować zarówno w badaniach przedklinicznych, jak i klinicznych, nasze odkrycia mogą być łatwiej przełożone na poprawę zdrowia ludzkiego.

stimulated-single-fiber-electromyography-sfemg-for-assessing

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano mysi model przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwowo-mięśniowej (NMES), bezpiecznej i niedrogiej metody klinicznej, zastosowany do mięśni przedziału przedniego. Model ten ma tę zaletę, że wykorzystuje zmodyfikowane, powszechnie dostępne urządzenie kliniczne w celu wywołania ukierunkowanych i specyficznych skurczów mięśni u myszy.

Mysi model treningu mięśniowego za pomocą neuromuskularnej stymulacji elektrycznej

Ta nowa metoda umożliwia jednoczesną rejestrację wewnątrzkomórkową pojedynczego motoneuronu dorosłej myszy oraz pomiar siły generowanej przez jego włókna mięśniowe. Połączone badanie właściwości elektrycznych i mechanicznych jednostek motorycznych u zwierząt zdrowych i modyfikowanych genetycznie stanowi przełom w badaniach nad układem nerwowo-mięśniowym.

Symultaniczne rejestrowanie wewnątrzkomórkowe lędźwiowego motoneuronu oraz siły generowanej przez jego jednostkę motoryczną u dorosłej myszy in vivo

Ten film demonstruje metodę oceny funkcjonalnych połączeń nerwowo-mięśniowych. Za pomocą bioreaktora zawierającego tkankę mięśniową i neurony ruchowe, wraz z mikroskopią fluorescencyjną, wrażliwe na światło kanały w neuronach są stymulowane do generowania sygnałów elektrycznych, powodując skurcze włókien mięśniowych.

Ocena funkcjonalnego połączenia nerwowo-mięśniowego za pomocą jednoczesnej stymulacji optycznej i nagrywania wideo

Źródło: Marinello, M., et al. Charakterystyka połączeń nerwowo-mięśniowych u myszy za pomocą połączonej mikroskopii konfokalnej i superrozdzielczej. J. Vis. Exp. (2021)Ten film przedstawia przygotowanie, barwienie immunologiczne i obrazowanie połączeń nerwowo-mięśniowych w tkance mięśniowej szczura przy użyciu mikroskopii konfokalnej i superrozdzielczej do wizualizacji i analizy struktur presynaptycznych i postsynaptycznych.

Charakterystyka połączeń nerwowo-mięśniowych u myszy za pomocą połączonej mikroskopii konfokalnej i superrozdzielczej

Ocena funkcjonalna połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) może dostarczyć istotnych informacji na temat komunikacji między mięśniem a nerwem. W tym miejscu opisujemy protokół kompleksowej oceny zarówno NMJ, jak i funkcjonalności mięśni przy użyciu dwóch różnych preparatów mięśniowo-nerwowych, tj. płaszczkowato-kulszowego i przeponowo-przeponowego.

Pomiar funkcjonalności połączenia nerwowo-mięśniowego

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Zdolność do dokładnego wykrywania komponentów połączenia nerwowo-mięśniowego jest kluczowa w ocenie zmian w jego architekturze spowodowanych procesami patologicznymi lub rozwojowymi. Poniżej przedstawiamy pełny opis prostej metody uzyskiwania wysokiej jakości obrazów całych połączeń nerwowo-mięśniowych, które można wykorzystać do wykonywania pomiarów ilościowych.

Rozwarstwienie pojedynczych włókien mięśni szkieletowych do analiz immunofluorescencyjnych i morfometrycznych połączeń nerwowo-mięśniowych w całości

Ten protokół opisuje metodę analizy morfometrycznej połączeń nerwowo-mięśniowych za pomocą połączonej mikroskopii konfokalnej i STED, która jest używana do ilościowego określania zmian patologicznych w mysich modelach SMA i CMS związanych z ColQ.

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić in vivo (przy użyciu matryc elektrod powierzchniowych i igłowych) oraz ex vivo (przy użyciu ogniwa dielektrycznego) mięsień brzuchaty łydki gryzonia. Zademonstruje technikę zarówno na myszach, jak i szczurach oraz szczegółowo omówi dostępne modyfikacje (np. otyłe zwierzęta, młode).

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Opisujemy powtarzalny, zautomatyzowany i bezstronny system obrazowania do charakteryzowania funkcji połączeń nerwowo-mięśniowych przy użyciu ludzkiej tkanki mięśniowej i optogenetycznych neuronów ruchowych. System ten pozwala na funkcjonalną kwantyfikację połączeń nerwowo-mięśniowych w czasie i wykrywa zmniejszone funkcje nerwowo-mięśniowe spowodowane przez neurotoksyny i surowicę pacjenta z miastenią.

Inżynieria i charakterystyka modelu optogenetycznego ludzkiego połączenia nerwowo-mięśniowego

Protokół pokazuje metodę badania korelacji przestrzennej między zakończeniami presynaptycznymi, receptorami postsynaptycznymi i okołosynaptycznymi komórkami Schwanna w mięśniu brzuchatym łydki szczura przy użyciu immunohistochemii fluorescencyjnej z różnymi biomarkerami, a mianowicie: neurofilamentem 200, pęcherzykowym transporterem acetylocholiny, alfa-bungarotoksyną i S100.

Wizualizacja cech morfologicznych połączenia nerwowo-mięśniowego w mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowym szczura

Poznaj protokół SFEMG do oceny transmisji w złączach nerwowo-mięśniowych u szczurów. Ta metoda umożliwia pomiar jitter i blokowania potencjałów czynnościowych w badaniach przedklinicznych.

Stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni

Przeglądaj więcej filmów