Name: Model balonu do Vena Cava Vena Cava Gryzonia (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-24T14:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Poznaj model balonu do angioplastyki żyły głównej dolnej u gryzoni w celu badania zakrzepicy żylnej i odpowiedzi immunologicznej. Ta metoda pozwala ocenić skuteczność interwencji endowaskularnych oraz mechanizmy rozwiązywania zakrzepów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie jest wspierane przez grant badawczy American Venous Forum (AVF) 2023 Basic Science oraz Surmodics, Inc.

Poniższy protokół jest zgodny z polityką i wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu w Michigan (UMICH), zasadami rządu USA dotyczącymi wykorzystania i opieki nad kręgowcami używanymi w testach, badaniach i szkoleniach oraz wytycznymi ARRIVE 2.0. Porozumienie UMICH w zakresie dobrostanu zwierząt jest zgodne z wymogami OLAW i USDA oraz posiada pełną akredytację AAALAC International. Protokół ten został zatwierdzony pod numerem PRO00010841. Wykorzystano samce szczurów Sprague Dawley z linii outbred z laboratorium Charles River Laboratories, o masie 450 g i wieku 15 tygodni.
1. Znieczulenie szczura
<ol>
	<li>Wyjąć zwierzęta z klatki i umieścić je w komorze indukcyjnej do znieczulenia przedoperacyjnego z zastosowaniem 5% isofluranu i 100% tlenu przy przepływie od 0,8 do 1 L/min (sterowanym przez parowar), aby wprowadzić w stan narkozy ogólnej.</li>
	<li>Po sedacji szczurów w komorze indukcyjnej wyjąć je z komory, zważyć, nasmarować oczy sterylną maścią okulistyczną, a następnie ułożyć w pozycji na plecach na urządzeniu grzewczym z cyrkulacją ciepłej wody. Potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia za pomocą odruchu stopowego (mocne uciśnięcie palca).</li>
	<li>Ogolić brzuszną stronę brzucha za pomocą trymera elektrycznego. Utrzymywać narkozę ogólną przy zastosowaniu 2,5% isofluranu i 100% tlenu przy przepływie 0,8 do 1 L/min za pomocą obiegu nieoddychającego przez maskę nosową.</li>
</ol>
2. Skanowanie ultradźwiękowe szczura
<ol>
	<li>Monitoruj parametry fizjologiczne, w tym częstość oddechów, tętno i temperaturę, podczas obrazowania.</li>
	<li>W celu obrazowania brzusznego żyły głównej dolnej (IVC), nałóż żel przewodzący i ustaw przetwornik w pozycji poprzecznej. Podczas wstępnej konfiguracji dla naczyń obwodowych, korzystając z trybu obrazowania dwuwymiarowego lub trybu B, przyłóż liniową głowicę (10 MHz) do środka brzucha, regulując głębokość poprzez ucisk, aż do pojawienia się naczyń brzusznych w polu widzenia.</li>
	<li>Odróżnij IVC od aorty brzusznej, oceniając podatność na ucisk oraz przepływ, wykorzystując zarówno kolorowy Doppler, jak i Doppler pulsacyjny z wysokoczęstotliwościową głowicą liniową (10 MHz).
	<ol>
		<li>Podczas przykładania ucisku głowicą ultradźwiękową, odróżnij oba naczynia: IVC jest podatna na ucisk, podczas gdy aorta zachowuje swój kształt i drożność.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oceń kierunek i prędkość przepływu krwi, korzystając z kolorowego Dopplera oraz Dopplera pulsacyjnego. Okno kolorowego Dopplera reprezentuje przepływ w stronę głowicy kolorem czerwonym, a przepływ oddalający się od głowicy kolorem niebieskim. Przełącz urządzenie w tryb Dopplera pulsacyjnego (tryb Duplex), aby ocenić kierunek i prędkość przepływu krwi w czasie. Pozyskaj niezbędne obrazy przepływu, korzystając z automatycznego narzędzia przechwytywania obrazu w aparacie USG (dokładne specyfikacje pozyskiwania obrazów mogą się różnić w zależności od systemu USG).
	<ol>
		<li>Stosuj następującą metodę oceny: aorta wykazuje przepływ krwi w stronę głowicy i posiada falę trójfazową, podczas gdy IVC wykazuje spontaniczny przepływ oddalający się od głowicy o znacznie niższej amplitudzie.</li>
		<li>Jeśli w proksymalnym odcinku IVC widoczna jest prawidłowa fala, a w odcinku dystalnym wykryta zostanie fala niefazowa lub brak fali (linia płaska), rozważ możliwość wystąpienia niedrożności żylnej pomiędzy tymi punktami badania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zlokalizowaniu IVC, zidentyfikuj odcinek środkowy, znajdujący się w środkowej jednej trzeciej, poniżej żył nerkowych i powyżej rozwidlenia IVC, najprawdopodobniej w miejscu przebiegu żył lędźwiowych.</li>
	<li>Zmierz średnicę od ściany do ściany IVC w odcinku środkowym w przekroju poprzecznym, korzystając z obrazu w trybie B, zapisując największą średnicę naczynia. Sposób pozyskiwania obrazów może się różnić w zależności od modelu aparatu USG. Przechowuj dane na płytach CD w plikach DICOM.</li>
</ol>
3. Mikrochirurgia i rekonwalescencja szczura
<ol>
	<li>Oczyść brzuch gazikiem nasączonym preparatem do mycia na bazie chlorheksydyny oraz roztworem chlorheksydyny (3x), aby zapewnić aseptyczne warunki chirurgiczne. Podaj buprenorfinę w zawiesinie do wstrzykiwań o przedłużonym uwalnianiu w dawce 0,65 mg/kg podskórnie (SC) jako lek przeciwbólowy dla szczurów, ponieważ nie wpływa ona na panele biomarkerów cząsteczek zapalnych podczas analizy białek.</li>
	<li>Załóż sterylną folię stretch jako osłonę chirurgiczną, aby zakryć klatkę piersiową i obszar brzuszny szczura, pokrętła mikroskopu (powiększenie i ostrość) oraz okular.</li>
	<li>Wykonaj cięcie w linii środkowej brzucha (3 cm) około 2 cm poniżej wyrostka mieczykowatego nożyczkami irydowymi przez skórę i ścianę brzucha, odsłaniając zawartość jamy brzusznej. Użyj sterylnej gazy o wymiarach 2 cal x 2 cale nasączonej solą fizjologiczną, aby odsunąć jelita na prawą stronę zwierzęcia.</li>
	<li>W celu odsłonięcia IVC przeprowadź tępe rozczłonkowanie za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianym końcem. Umieść rozwieracz drutowy w nacięciu, co umożliwi wizualizację IVC.</li>
	<li>Wypal wszystkie gałęzie lędźwiowe IVC za pomocą nisko-temperaturowego koagulatora z cienką końcówką, od żył nerkowych do rozwidlenia biodrowego, a gałęzie boczne podwiąż nićmi z niewchłanialnego polipropylenu 7-0.</li>
	<li>Załóż proksymalny zakrzywiony mikroklips naczyniowy na IVC w miejscu oddzielonym od aorty, tuż poniżej żył nerkowych. Załóż prosty mikroklips na dystalnym odcinku IVC, oddzielonym od aorty i powyżej rozwidlenia IVC.</li>
	<li>Załóż szew w kształcie litery U z nylonu 8-0 gudiowo do lewej żyły nerkowej, centrując go na przedniej powierzchni IVC.</li>
	<li>Wprowadź zaostrzony drut prowadzący o średnicy 0,014 mm z nałożonym balonem do wenoplastyki, retrograde do kierunku przepływu krwi, do podnerkowego odcinka IVC, gudiowo względem zakrzywionego mikroklipsa.</li>
	<li>Przesuń balon do środkowego odcinka IVC, stosując technikę Seldingera. Usuń zaostrzony drut prowadzący i nadmuchaj balon do wenoplastyki przez 3 min, stosując nadrozciągnięcie IVC o 10% do 15% przy użyciu strzykawki do nadmuchiwania o pojemności 20 mL, aby wygenerować nadciśnienie w zakresie 0-30 Atm. Przed kaniulacją IVC przepłucz wszystkie systemy sterylną solą fizjologiczną, aby uniknąć zatoru powietrznego. 
	UWAGA: IVC o średnicy 2,8 mm zostałoby poddane wenoplastyce do 3,22 mm (nadrozciągnięcie o 15%). Wymagane ciśnienie nadmuchiwania w celu osiągnięcia pożądanego nadrozciągnięcia jest określone przez charakterystykę balonu i jest podane na opakowaniu producenta.</li>
	<li>Zaciśnij szew w kształcie litery U po spuszczeniu powietrza z balonu do wenoplastyki i jego usunięciu. Usuń mikroklipsy.</li>
	<li>Zamknij miejsce laparotomii dwuwarstwowo. Użyj wchłanialnej syntetycznej nici z poliglaktyny 5-0 w szwie ciągłym do zamknięcia zarówno ściany brzusznej, jak i skóry.</li>
	<li>Poddaj szczury rekonwalescencji w oddzielnych klatkach, obserwuj je pooperacyjnie (30 min) pod lampą grzewczą (minimalna odległość - 24 cale od klatki), a następnie przenieś je z powrotem do pierwotnych jednostek mieszkalnych.</li>
	<li>W przypadku zwierząt z grupy pozorowanej (sham) z każdej grupy eksperymentalnej wykonaj jedynie rozczłonkowanie, bez podwiązywania gałęzi IVC, wypalania i kaniulacji.</li>
	<li>W przypadku warunków pozakrzepowych załóż proksymalny prosty mikroklips naczyniowy na IVC, oddzielony od aorty, tuż poniżej żył nerkowych, na 24 h. Zastosuj te same techniki rozczłonkowania i zamykania.
	<ol>
		<li>Sprawdź ultradźwiękowe oznaki okluzji IVC, które obejmują wizualizację klipsa IVC, potwierdzenie braku przepływu w dystalnym odcinku IVC oraz poszerzenie wspólnych żył biodrowych. Punkty czasowe obserwacji można dostosować do specyfikacji badania.</li>
		<li>Aby zaobserwować modelowane zmiany fizjologiczne, wybierz punkty czasowe w ciągu pierwszych 72 h dla wczesnego tworzenia się zakrzepów oraz od 3 do 7 dni po zabiegu dla późniejszej rezolucji zakrzepów. Późniejsze punkty czasowe testowane w tym modelu obejmują okres od 7 do 28 dni5,13.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj technik opisanych w krokach 3.5-3.9 do pozakrzepowej wenoplastyki balonowej z następującymi zastrzeżeniami: może być wymagane wyższe ciśnienie insuflatora, aby osiągnąć pożądane nadrozciągnięcie, ponieważ średnica IVC zwiększa się w warunkach pozakrzepowych.</li>
	<li>Przeprowadź eutanazję zgodnie z zaleceniami zawartymi w aktualnych Wytycznych Amerykańskiego Stowarzyszenia Lekarzy Weterynarii (AVMA) dotyczącymi eutanazji gryzoni, stosując dwie metody potwierdzające (usunięcie krwi i usunięcie organów żywotnych), aby upewnić się, że zwierzę nie odzyska przytomności.</li>
</ol>
<img alt="Wykres rozrzutu korelujący masę szczura z średnicą IVC; pokazuje R²=0,3250, analiza statystyczna." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Rozkład pomiarów duplex przezbrzusznych średnicy poprzecznej IVC (środkowy odcinek podnerkowy). Pomiar przeprowadzono w zależności od masy zwierzęcia. Nie stwierdzono istotnej korelacji między masą a średnicą IVC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
4. Przygotowanie próbek
<ol>
	<li>Przeprowadź potwierdzający transfer tkanek balonów do wenoplastyki pokrytych lekiem, stosując technikę analizy wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC).</li>
	<li>Wypreparuj żyłę główną dolną (IVC) oraz aortę i usuń je en bloc w celu utrwalenia w formalinie, zatopienia w parafinie i analizy histologicznej.</li>
	<li>Do analizy białek użyj buforu RIPA w stężeniu rozcieńczającym 60 000 µg/g próbki; homogenizuj tkankę za pomocą homogenizatora w pomieszczeniu o niskiej temperaturze w 4 °C, a po obróbce przechowuj w temperaturze -80 °C.</li>
</ol>

Rodent Venoplasty Balloon Model for Deep Vein Treatment Studies

<ol><li>Prandoni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+long-term+clinical+course+of+acute+deep+venous+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Inter+Med%22%5BJournal%5D)">The long-term clinical course of acute deep venous thrombosis.</a> Ann Inter Med. 125 (1), 1-7 (1996).</li>
<li>Prandoni, P., Kahn, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-thrombotic+syndrome%3A+prevalence%2C+prognostication+and+need+for+progress%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Haematol%22%5BJournal%5D)">Post-thrombotic syndrome: prevalence, prognostication and need for progress.</a> Br J Haematol. 145 (3), 286-295 (2009).</li>
<li>Gloviczki, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+2023+Society+for+Vascular+Surgery%2C+American+Venous+Forum%2C+and+American+Vein+and+Lymphatic+Society+clinical+practice+guidelines+for+the+management+of+varicose+veins+of+the+lower+extremities.+Part+II%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vas+Surg+Venous+Lymph+Diso%22%5BJournal%5D)">The 2023 Society for Vascular Surgery, American Venous Forum, and American Vein and Lymphatic Society clinical practice guidelines for the management of varicose veins of the lower extremities. Part II.</a> J Vas Surg Venous Lymph Diso. 12 (1), 101670(2024).</li>
<li>Henke, P., Sharma, S., Wakefield, T., Myers, D., Obi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+from+experimental+post-thrombotic+syndrome+and+potential+for+novel+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Insights from experimental post-thrombotic syndrome and potential for novel therapies.</a> Transl Res. 225, 95-104 (2020).</li>
<li>Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choosing+a+mouse+model+of+venous+thrombosis%3A+A+consensus+assessment+of+utility+and+application%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscl+Thrombo+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Choosing a mouse model of venous thrombosis: A consensus assessment of utility and application.</a> Arterioscl Thrombo Vasc Biol. 39 (3), 311-318 (2019).</li>
<li>Lee, Y. U., Lee, A. Y., Humphrey, J. D., Rausch, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+biomechanical+changes+in+a+mouse+model+of+venous+thrombus+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Biorheology%22%5BJournal%5D)">Histological and biomechanical changes in a mouse model of venous thrombus remodeling.</a> Biorheology. 52 (3), 235-245 (2015).</li>
<li>Xie, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correspondence+of+ultrasound+elasticity+imaging+to+direct+mechanical+measurement+in+aging+DVT+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Correspondence of ultrasound elasticity imaging to direct mechanical measurement in aging DVT in rats.</a> Ultrasound Med Biol. 31 (10), 1351-1359 (2005).</li>
<li>Moini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venoplasty+and+stenting+in+post-thrombotic+syndrome+and+non-thrombotic+iliac+vein+lesion%5BTitle%5D)+AND+%22Minim+Invasive+Ther+Allied+Technol%22%5BJournal%5D)">Venoplasty and stenting in post-thrombotic syndrome and non-thrombotic iliac vein lesion.</a> Minim Invasive Ther Allied Technol. 29 (1), 35-41 (2020).</li>
<li>Chaitidis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+post-thrombotic+syndrome%3A+A+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Pharma+Des%22%5BJournal%5D)">Management of post-thrombotic syndrome: A comprehensive review.</a> Curr Pharma Des. 28 (7), 550-559 (2022).</li>
<li>Dangas, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-stent+restenosis+in+the+drug-eluting+stent+era%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">In-stent restenosis in the drug-eluting stent era.</a> J Am Coll Cardiol. 56 (23), 1897-1907 (2010).</li>
<li>Neglén, P., Berry, M. A., Raju, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endovascular+surgery+in+the+treatment+of+chronic+primary+and+post-thrombotic+iliac+vein+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Euro+J+Vas+Endovas+Surg%22%5BJournal%5D)">Endovascular surgery in the treatment of chronic primary and post-thrombotic iliac vein obstruction.</a> Euro J Vas Endovas Surg. 20 (6), 560-571 (2000).</li>
<li>Sharifi, M., Mehdipour, M., Bay, C., Smith, G., Sharifi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endovenous+therapy+for+deep+venous+thrombosis%3A+The+TORPEDO+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Catheter+Cardiovasc+Interv%22%5BJournal%5D)">Endovenous therapy for deep venous thrombosis: The TORPEDO trial.</a> Catheter Cardiovasc Interv. 76 (3), 316-325 (2010).</li>
<li>Nicklas, J. M., Gordon, A. E., Henke, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+of+deep+venous+thrombosis%3A+Proposed+immune+paradigms%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Sci%22%5BJournal%5D)">Resolution of deep venous thrombosis: Proposed immune paradigms.</a> Int J Mol Sci. 21 (6), 2080(2020).</li>
<li>Li, J., Kim, S. G., Blenis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapamycin%3A+One+drug%2C+many+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabol%22%5BJournal%5D)">Rapamycin: One drug, many effects.</a> Cell Metabol. 19 (3), 373-379 (2014).</li>
<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapamycin+regulates+Akt+and+ERK+phosphorylation+through+mTORC1+and+mTORC2+signaling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Carcinogen%22%5BJournal%5D)">Rapamycin regulates Akt and ERK phosphorylation through mTORC1 and mTORC2 signaling pathways.</a> Mol Carcinogen. 49 (6), 603-610 (2010).</li>
<li>Diaz, J. A., Farris, D. M., Wrobleski, S. K., Myers, D. D., Wakefield, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inferior+vena+cava+branch+variations+in+C57BL%2F6+mice+have+an+impact+on+thrombus+size+in+an+IVC+ligation+%28stasis%29+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thromb+Haemo%22%5BJournal%5D)">Inferior vena cava branch variations in C57BL/6 mice have an impact on thrombus size in an IVC ligation (stasis) model.</a> J Thromb Haemo. 13 (4), 660-664 (2015).</li>
<li>Schönfelder, T., Jäckel, S., Wenzel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+deep+vein+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Gef%C3%A4sschirurgie%22%5BJournal%5D)">Mouse models of deep vein thrombosis.</a> Gefässchirurgie. 22 (1), 28-33 (2017).</li>
<li>de Barros, R. S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphometric+analysis+of+rat+femoral+vessels+under+a+video+magnification+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Bras%22%5BJournal%5D)">Morphometric analysis of rat femoral vessels under a video magnification system.</a> J Vasc Bras. 16 (1), 73-76 (2017).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

VBM można wykonać na szczurach o masie ≥ 250 g przy użyciu balonów w zakresie 2,5-3,5 mm. W przypadku szczurów o masie ciała przekraczającej 750 g technika ta jest ograniczona przez większą ilość tkanki tłuszczowej w jamie brzusznej i wielkość narządu, a nie zmiany średnicy IVC. Z naszego doświadczenia wynika, że potrzeba 10 lub więcej zwierząt w grupie, aby uzyskać istotność statystyczną między grupami do analizy białek w ścianie żył lub testów aktywności i histologii. Okresowa kontrola temperatury i nadzór nad częstością oddechów podczas zabiegów chirurgicznych są bardzo ważne dla zagwarantowania powodzenia zabiegu, a także starannego postępowania pooperacyjnego.
VBM jest bezpieczny (91,2% przeżywalności, 83/91 wykonanych zabiegów) i powtarzalny, a średni czas zabiegu wynosi 30 minut. Zachorowalność związana z zabiegiem obejmuje powikłania anestezjologiczne (1%, 1/91), działania niepożądane opioidów (1%, 1/91), krwawienie (2,1%, 2/91) i zakrzepicę (4,3%, 4/91). Krwawienie IVC zostało znacznie zmniejszone podczas opracowywania modelu dzięki zastosowaniu wstecznego podejścia kanaulacyjnego IVC z punktem wstawienia obok IVC podnerkowego, co zapewnia szerszy kąt wprowadzania drutu przy mniejszej ingerencji ze strony narządów jamy brzusznej. Również podczas faz wprowadzania i wdmuchiwania zalecamy asystenta chirurgicznego, który gwarantuje prawidłowe podawanie ciśnienia, czas pompowania i zaostrzone zwijanie drutu prowadzącego. Po opróżnieniu należy zapewnić prawidłowe wyjęcie balonu do wenoplastyki, aby zapobiec rozerwaniu ścianki IVC w miejscu wprowadzenia. Pomiary ciśnienia są przestrzegane przez producenta, aby uniknąć hiperinflacji i pęknięcia balonu. Ogólnie rzecz biorąc, pomiary te przyczyniają się do bardziej stabilnego podejścia, zmniejszając powikłania krwotoczne i poprawiając przeżywalność zwierząt.
Krwawienie IVC można również złagodzić, stosując następujące środki ostrożności. Najpierw sprawdź całkowitą kauteryzację tylnych gałęzi i podwiązania gałęzi bocznych. Gwarantuje to również powtarzalność wyników opartych na wcześniejszej analizie podwiązania IVC u gryzoni 5,16,17. Po drugie, sprawdź poprawność okluzji za pomocą klipsów proksymalnych i dystalnych, aby zagwarantować pełną kontrolę hemostatyczną. Na koniec sprawdź całkowitą okluzję szwu U po usunięciu balonu przed zdjęciem klipsów IVC. Jeśli występuje krwawienie, delikatny ucisk na IVC za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką, aż do uzyskania kontroli hemostatycznej, zwykle zatrzyma krwawienie. W przypadku krwawienia można zastosować dodatkowe środki kontroli hemostatycznej, takie jak wchłanialna żelatyna w proszku.
Powikłania zakrzepowe powinny być minimalne, jeśli czas napompowania balonu, opróżnienia i zamknięcia szwu U jest krótszy niż 5 minut. W razie potrzeby można podać leki przeciwzakrzepowe. Do tej pory nie ma całkowicie przezskórnej procedury naśladującej minimalnie inwazyjne wenoplastyki, które są obecnie wykonywane u ludzi. Rozmiar naczynia dostępowego (żyły udowej szczura) jest znacznie mniejszy (średnio 0,81 mm)18 niż zewnętrzna średnica najmniejszej dostępnej na rynku osłonki 4F (1,61 mm), która byłaby wymagana do przeprowadzenia całkowicie wewnątrznaczyniowego zabiegu. Ograniczenia obejmują potrzebę wykwalifikowanych mikrochirurgów i konieczność posiadania specjalistycznego sprzętu.
Podsumowując, model VBM ściśle symuluje scenariusz kliniczny wenoplastyki żył głębokich po zakrzepicy żył głębokich. Jest to cenne narzędzie do badania wewnątrznaczyniowego wpływu balonów do plastyki żył na IVC z różnymi alternatywami leków w wielu punktach czasowych. Przyszłe zastosowania tej techniki obejmują badania przedkliniczne innych wyrobów medycznych, w tym stentów, cewników do trombektomii, powłok balonowych i nowatorskich terapii farmakologicznych.

Niedrożność żył głębokich spowodowana nierozwiązanymi skrzeplinami jest częstą konsekwencją zakrzepicy żył głębokich (DVT) i jest jedną z przyczyn zespołu pozakrzepowego (PTS), kosztującego miliardy dolarów w opiece zdrowotnej i znacząco wpływającego na jakość życia1,2,3. PTS to wyjątkowa patologia zapalna z wynikającym z niej zwłóknieniem ściany żyły4 nie jest w pełni uchwycona w modelach DVT małych zwierząt5,6,7, a co ważniejsze, poprzednie modele nie mogą ocenić odpowiedzi na interwencje terapeutyczne. Zakrzepowe niedrożności żylne są często leczone za pomocą stentowania i wenoplastyki balonowej8,9; Takie interwencje są utrudnione przez wysoki wskaźnik reinterwencji spowodowany restenozą i okluzją10,11,12.
Pomimo dostępności balonów powlekanych lekiem do leczenia zwężeń/niedrożności specyficznych dla tętnic, nie ma ich dla żył głębokich. Molekularny mechanizm stojący za restenozą jest słabo poznany w żyłach i nie ma bezpośredniej terapii4. Dlatego naszym celem jest zaprezentowanie modelu zwierzęcego, który może testować miejscowo dostarczane terapie za pomocą balonów do wenoplastyki symulujących niedrożność żył głębokich po zakrzepowej. Model ten odtwarza stan pozakrzepowy i ocenia, w jaki sposób różne rodzaje balonów do venoplastyki wpływają na ścianę żyły in vivo.

<table><tbody><tr><td>3-0 DemeCRYL</td><td>DemeTech</td><td>G183019F4P</td><td>12 w pudełku</td></tr><tr><td>5-0 DemeCRYL</td><td>DemeTech</td><td>G285017B0P</td><td>12 w pudełku</td></tr><tr><td>7-0 DemeLENE</td><td>DemeTech</td><td>PM197011F13M</td><td>12 w pudełku</td></tr><tr><td>8-0 DemeLON</td><td>DemeTech</td><td>NL868007C7P</td><td>12 w pudełku</td></tr><tr><td>Kątowy klips aplikacyjny</td><td>SCANLAN</td><td>3795-01A</td><td>7-1/4&Prime; (18,5 cm)</td></tr><tr><td>Baxter 0,9% butelka do nawadniania chlorkiem sodu</td><td>Baxter</td><td>SKU: 195-7124</td><td>Butelka 1000 ml</td></tr><tr><td>Bovie Cautery Niskotemperaturowa cienka końcówka</td><td>Symetria chirurgiczna Inc</td><td>AA00</td><td>10 / bx</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Fidelis Zdrowie zwierząt</td><td>SKU- 099114</td><td>1,3 mg / ml, 3 ml</td></tr><tr><td>CD (Sprague Dawley) Szczury</td><td></td> Charles <td>River Kod szczepu 001</td><td>Mężczyzna, 400 g</td></tr><tr><td>Clip-It Identyfikowalny zegar</td><td>PRODUKTY IDENTYFIKOWALNE</td><td>Kat. Nr 5046</td><td></td></tr><tr><td>Aplikator z bawełnianą końcówką 3"</td> <td>Dukal Corporation</td><td>922-00037BX100</td><td>1000/BOX</td></tr><tr><td>Enzymatyczny detergent do narzędzi chirurgicznych i Presoak</td><td>Medline</td><td>MDS88000B9</td><td>1 galon</td></tr><tr><td>Eye Lube</td><td>Optixcare</td><td>SKU-065441</td><td>20gm&nbsp;</td></tr><tr><td>Gaymar T/Pump Stryker Miejscowy system terapii ocieplającej/chłodzącej</td><td>Stryker</td><td>TP700</td><td></td></tr><tr><td>Heifetz Microclips 12mmx2.25mm</td><td>SCANLAN</td><td>3795-20</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklipsy proste Heifetz 12mmx2.25mm</td><td>SCANLAN</td><td>3795-28</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklipsy Heifetz zakrzywione 8mmx1.75mm&nbsp;</td><td>SCANLAN</td><td>3795-14</td><td>Mikroklipy proste</td></tr><tr><td>Heifetz 8mmx1,75mm&nbsp;</td><td>SCANLAN</td><td>3795-18</td><td>Zakrzywione</td></tr><tr><td>urządzenie do pompowania&nbsp;</td><td>Merit Medical</td><td>IN4130</td><td>BasixCOMPAK z wyświetlaczem analogowym</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>MFR VETONE</td><td>SKU-501017</td><td>100mL, płyn do inhalacji</td></tr><tr><td>Zestaw mikrochirurgiczny zawierający pęsetę i kleszcze</td><td>Dostosowany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tlen, E-tank</td><td>Medline</td><td>MDM1630</td><td></td></tr><tr><td>Zaostrzony prowadnik</td><td>Dostosowany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylny zadowolony Press-n-Seal</td><td>Glad</td><td>SKU # PSS-140</td><td>ETO</td></tr><tr><td>Exposed Sterylne gąbki z włókniny z gazy 2s 4ply 4x4&nbsp;</td><td>Medline</td><td>SKU PRM21444H</td><td>100Ct</td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>S100 / OPMI pico</td><td></td></tr><tr><td>Peeling chirurgiczny & Mycie rąk</td><td>Vetoquinol</td><td>NDC: 17030-003-16</td><td>16 uncji</td></tr><tr><td>Żel ultradźwiękowy</td><td>Medline</td><td>CTR001305</td><td>8.5 uncji, 12/CS</td></tr><tr><td>System ultrasonograficzny</td><td>Siemens</td><td>ACUSON Antares</td><td>3-D, kolor, fala ciągła (CW), fala pulsacyjna (PW), balon spektralny do</td></tr><tr><td>plastyki żył</td> CW / CW <td>Dostosowany</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

model balonu do vena cava vena cava gryzonia

Rodent Inferior Vena Cava Venoplasty Balloon Model

Plastyka żył balonowych jest powszechnie stosowaną techniką kliniczną w leczeniu zwężenia żył głębokich i niedrożności w wyniku urazu, wrodzonych nieprawidłowości anatomicznych, ostrej zakrzepicy żył głębokich (DVT) lub stentowania. Przewlekła niedrożność żył głębokich charakteryzuje się histopatologicznie zakrzepicą, zwłóknieniem lub jednym i drugim. Obecnie nie jest dostępne bezpośrednie leczenie ukierunkowane na te procesy patologiczne. W związku z tym niezbędny jest wiarygodny model zwierzęcy in vivo do testowania nowatorskich interwencji. Model balonu do wenoplastyki żyły głównej dolnej (IVC) (VBM) umożliwiający badanie wenoplastyki balonów w warunkach niezakrzepowych i pozakrzepowych w wielu punktach czasowych. Miejscowy i ogólnoustrojowy wpływ powlekanych i niepowlekanych balonów venoplastyki można określić ilościowo za pomocą testów tkanek, skrzeplin i krwi, takich jak reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym (RT-PCR), western blot, test immunoenzymatyczny (ELISA), zymografia, analiza komórkowa ściany żyły i skrzepliny, testy krwi pełnej i osocza oraz analiza histologiczna. VBM jest powtarzalny, replikuje interwencje chirurgiczne u ludzi, może identyfikować lokalne zmiany białkowe w ścianie żyły i skrzeplinach i umożliwia wielokrotne analizy z tej samej próbki, zmniejszając liczbę zwierząt wymaganych w grupie.

VBM to model służący do oceny wpływu balonów do wenoplastyki na całkowitą kontrolę hemostazy. W pierwszej kolejności, w celu prawidłowego doboru rozmiaru balonu, zmierzyliśmy średnicę IVC (środkowy odcinek podnerkowy), co przedstawiono na Rysunku 1. Po drugie, opracowana krok po kroku technika mikrochirurgiczna została zilustrowana na Rysunku 2, a przykłady kluczowych etapów przedstawiono na Rysunku 3. Należy zwrócić uwagę na zastosowanie podejścia wstecznego podczas kanulacji IVC z użyciem zaostrzonego drutu prowadzącego.
<img alt="Schemat procedury laparotomii: przygotowanie zwierzęcia, sekcja, odsłonięcie IVC i etapy ligacji naczyniowej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Technika mikrochirurgiczna do testowania balonów do wenoplastyki u szczurów.Tutaj opisano zastosowaną technikę. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej z uchwytem do igieł, klipsami i balonem powlekanym sirolimusem do zastosowań w układzie sercowo-naczyniowym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Obrazy in vivo techniki wdrażania. (A) Kontrola hemostatyczna. (B) Szew w kształcie litery U na podnerkowym odcinku IVC. (C) Wprowadzenie drutu przez szew w kształcie litery U z balonem 3 mm powlekanym sirolimusem. (D) Retrogardowe wdrożenie weno-plastyki balonowej (powlekanej sirolimusem). Skróty: IVC = żyła główna dolna; AO = aorta; CBV = weno-plastyka balonem powlekanym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Inne pomiary prawidłowych naczyń żylnych oraz różnice między IVC a aortą przedstawiono na Rysunku 4. Wyniki badania USG w przypadku zakrzepicy przedstawiono na Rysunku 5. Na koniec, na Rysunku 6 można zaobserwować porównanie średnicy w badaniu USG przed operacją oraz pomiarów po zakrzepicy. Średnia prędkość przepływu w dopplerowskim badaniu falowym (mm/s) w żyle głównej dolnej przed i po założeniu klipsa na naczynie przedstawiono na Rysunku 7.
<img alt="Obrazowanie ultrasonograficzne; wymiary, analiza przepływu krwi; Doppler, skala szarości; narzędzie diagnostyki medycznej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 4"> 
Rysunek 4: Reprezentatywne obrazy duplex przezbrzuszne, z przykładami pomiaru średnicy IVC w przekroju poprzecznym. (A) Proksymalna część IVC. (B) Środkowa część IVC poniżej nerek. (C) Dystalna część IVC. Analiza kolorowym dopplerem (D) środkowej części IVC poniżej nerek oraz (E) aorty brzusznej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat obrazowania ultradźwiękowego rozmieszczenia klipsa IVC przedstawiający ocenę przepływu naczyniowego przed i po założeniu klipsa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Obrazy przedstawiające stan przed i po założeniu klipsa. (A) Wyniki badania USG po założeniu klipsa potwierdzające okluzję IVC. (B) Przepływ w aorcie proksymalnej i dystalnej. (C) Przepływ w IVC proksymalnej. (D) Wspólne żyły biodrowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat ultrasonograficzny przepływu krwi przed i po umieszczeniu klipsa; widoki IVC i AO, analiza prędkości." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6. Obrazy ultrasonograficzne. Zmiany w obrazie USG przed oraz po 15 min, 30 min i 45 min, potwierdzające zamknięcie IVC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący prędkość przepływu (mm/s) w grupach IVC sham i clip, wskazano analizę statystyczną." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Średnia prędkość przepływu w dopplerowskim badaniu falowym. Średnia prędkość przepływu (mm/s) w żyle głównej dolnej przed i po założeniu klipsa (**: P ≤ 0.01, wykonano test Manna-Whitneya). Słupki błędów przedstawiają błąd standardowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Aby przeanalizować wyniki różnych interwencji wenoplastycznych z zastosowaniem nowatorskich powłok, zalecamy pomiar białek efektorowych, które mogą wykazać celowy efekt badanego leku. W przypadku zastosowanego tutaj balonu do wenoplastyki powleczonego sirolimusem, zmierzono poziomy ufosforylowanego białka AKT (p-AKT) w lizatach IVC szczura, co potwierdziło zahamowanie szlaku mTOR, ponieważ p-AKT jest białkiem downstream, którego poziom spada w odpowiedzi na sirolimus14,15. Na Rycynie 8 można zaobserwować, że po wenoplastyce balonem powleczonym (CBV) poziom p-AKT jest znacząco obniżony w porównaniu z grupą pozorowaną.
<img alt="Wykres słupkowy poziomów p-AKT; grupy Sham i CBV prezentujące dane oraz istotność statystyczną." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig08.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Poziomy białka p-AKT. Poziomy białka w lizatach IVC szczurów w grupie sham w porównaniu z grupą angioplastyki balonem powlekanym (CBV) w warunkach prawidłowych, potwierdzające efekt celowany poprzez hamowanie ścieżki mTOR przy użyciu balonów do angioplastyki żył powlekanych sirolimusem. (**: P ≤ 0.01, wykonano test Mann-Whitneya). Słupki błędów przedstawiają błąd standardowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig08large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Protokół przedstawia model gryzonia przeżywającego do testowania interwencji balonem venoplasty (VB) w żyłach głębokich niezakrzepowych, zakrzepowych i pozakrzepowych.

Model balonu do Vena Cava Vena Cava Gryzonia

Balloon venoplasty is a commonly used clinical technique to treat deep vein stenosis and occlusion as a consequence of trauma, congenital anatomic ...

W naszym laboratorium prowadzonym przez dr Andrea T.Obi badamy rodzaj nieprawidłowej zakrzepicy żylnej krzepnięcia krwi. W rzeczywistości jesteśmy jednym z niewielu laboratoriów na świecie pracujących w tym obiecującym obszarze odkryć. Naszym celem jest wykorzystanie naszych ustaleń i przełożenie ich na nowe, bezpieczniejsze i skuteczniejsze podejścia do leczenia zakrzepicy żylnej.Nasza praca skłoniła nas do bliższego przyjrzenia się roli układu odpornościowego, w tym obecności infekcji w tworzeniu skrzepliny, a także szlaków prowadzących do ustąpienia zakrzepów, zwłóknienia żylnego, w tym bliznowacenia ścian żył i zespołu pokrzepiowego. Żaden wcześniejszy model zwierzęcy nie był w stanie odtworzyć złożonych interakcji immunologicznych, które występują w żylnej chorobie zakrzepowo-zatorowej u ludzi. Ponadto żaden model nie był w stanie scharakteryzować odpowiedzi na leczenie wewnątrznaczyniowe, po którym następuje badanie ultrasonograficzne.Wnosimy ważny wkład w zrozumienie, w jaki sposób różne typy komórek odpornościowych wchodzą w interakcje ze środowiskiem wokół skrzepu krwi i jak te interakcje mogą prowadzić do zmian w ekspresji kodu genetycznego komórek, procesu znanego jako regulacja epigenetyczna. Wierzymy, że model balonu do wentylacji żyły głównej dolnej przyspieszy rozwój nowych prototypów angioplastyki balonowej do leczenia zakrzepicy żylnej i możliwości zapobiegania zespołowi pozakrzepowemu. Aby rozpocząć, ustaw znieczulonego szczura do skanowania ultrasonograficznego żyły głównej dolnej lub IVC.Nałóż żel przewodzący na brzuch i ustaw przetwornik w pozycji poprzecznej. Korzystając z trybu obrazowania dwuwymiarowego lub trybu B, opuść sondę liniową o częstotliwości 10 megaherców na środku brzucha. Kiedy naczynia brzuszne pojawią się w polu widzenia, odróżnij IVC od aorty brzusznej za pomocą oceny ściśliwości i przepływu.Po zlokalizowaniu IVC zidentyfikuj brzuch w środkowej trzeciej części, poniżej żył nerkowych i powyżej rozwidlenia IVC. W przekroju środkowym IVC zmierz średnicę od ściany do ściany w widoku poprzecznym, korzystając z obrazu w trybie przekroju poprzecznego, rejestrując najszerszą średnicę naczynia. Przechowuj dane na płytach kompaktowych jako pliki DICOM.Oczyść brzuch trzykrotnie nasączonym gazą peelingiem z chlorheksydyną i roztworem chlorheksydyny. Umieść wysterylizowaną folię spożywczą jako owijkę chirurgiczną, aby przykryć klatkę piersiową i okolice brzucha szczura. Za pomocą nożyczek do tęczówki wykonaj trzycentymetrowe brzuszne nacięcie linii środkowej około dwóch centymetrów poniżej wyrostka mieczykowatego przez skórę i ścianę brzucha.Za pomocą sterylnej gazy nasączonej solą fizjologiczną odbij jelita po prawej stronie zwierzęcia. Umieść wziernik druciany w nacięciu, aby umożliwić wizualizację IVC. Następnie za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką wykonaj rozwarstwienie.Stosując kauteryzację cienkiej końcówki w niskiej temperaturze, kauteryzuj wszystkie gałęzie lędźwiowe IVC od żył nerkowych do rozwidlenia biodrowego i podwiązuj boczne gałęzie za pomocą niewchłanialnych szwów polipropylenowych 7O. Umieść proksymalny zakrzywiony mikroklips naczyniowy na IVC, który jest oddzielony od aorty i znajduje się poniżej żył nerkowych. Umieść prosty mikroklips na dystalnym IVC powyżej bifurkacji biodrowej.Umieść 8O nylonowy szew UIT do lewej żyły nerkowej wyśrodkowanej na przedniej powierzchni IVC. Włóż zaostrzony drut prowadzący o średnicy 0,014 milimetra z balonem do venoplastyki z powrotem załadowanym wstecz, aby przepływ krwi do podnerkowego domięśnia IVC do zakrzywionego mikroklipsa. Przesuń balon do środkowego IVC za pomocą techniki Seldingera.Usuń zaostrzony drut doprowadzający i za pomocą 20-mililitrowej strzykawki do pompowania napompuj balon do venoplastyki przez trzy minuty z nadmiernym rozciągnięciem IVC od 10 do 15%. Przed kaniulacją IVC należy przepłukać wszystkie systemy sterylną solą fizjologiczną, aby uniknąć zatorowości powietrznej. Zaciśnij ścieg U po opróżnieniu i usunięciu balonu do venoplastyki.Następnie usuń mikroklipsy i zamknij miejsce laparotomii w sposób dwuwarstwowy. Za pomocą wchłanialnego syntetycznego szwu poliglaktynowego 3O zamknij zarówno ścianę brzucha, jak i skórę w ciągły wzór. Odzyskaj szczura w indywidualnej klatce i obserwuj go przez 30 minut pod lampą grzewczą, umieszczoną w odległości 24 cali od klatki, zanim wrócisz do pierwotnej jednostki mieszkalnej.Średnia prędkość przepływu dopplerowskiego fali pulsacyjnej w żyle głównej dolnej szczurów po umieszczeniu klipsa w naczyniu była znacznie zmniejszona.

rodent-inferior-vena-cava-venoplasty-balloon-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Elektrolityczna indukcja aktywacji śródbłonka wewnętrznej powierzchni żyły głównej dolnej prowadzi do powstania zakrzepu typu żylnego w wyniku aktywacji śródbłonka oraz częściowej stagnacji krwi, które są dwoma komponentami triady Virchowa.

Elektrolityczny model żyły głównej dolnej (EIM) zakrzepicy żylnej

Myszie kompletne model stazy w zakrzepicy żyły głównej dolnej pozwala na uzyskanie mierzalnych ilości tkanki ściany żyły oraz zakrzepu. Model ten okazał się użyteczny w ocenie oddziaływań między ścianą żyły a zakrzepem zamykającym światło naczynia oraz w analizie przejścia od stanu ostrego do chronicznego stanu zapalnego.

Myszy w całkowitym modelu zastoju zakrzepicy żyły głównej dolnej

Aby poszerzyć naszą wiedzę na temat komórkowego i molekularnego tworzenia się nowotworów, niedawno opracowano mysi model TEVG. Przeszczepy wszczepiono jako przeszczepy z interpozycją żyły głównej podnerkowej u myszy C57BL/6. Model ten osiąga wyniki podobne do tych osiągniętych w naszym badaniu klinicznym, ale w znacznie krótszym czasie.

Implantacja przeszczepu interpozycji żyły głównej dolnej w modelu mysim

Ten protokół wykorzystuje cewnik balonowy do spowodowania uszkodzenia śródświetlnego tętnicy szyjnej szczura i wywołania przerostu neointimalu. Jest to dobrze ugruntowany model do badania mechanizmów przebudowy naczyń krwionośnych w odpowiedzi na uraz. Jest również szeroko stosowany do określania ważności potencjalnych podejść terapeutycznych.

Uszkodzenie balonu naczyniowego i podanie śródświetlne w tętnicy szyjnej szczura

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) to choroba tętniczek płucnych, która prowadzi do ich zatarcia i rozwoju niewydolności prawej komory. Modele WWA u gryzoni mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia patofizjologii WWA. Tutaj pokazujemy charakterystykę hemodynamiczną, z cewnikowaniem prawego serca i echokardiografią, u myszy i szczura.

Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Ustaliliśmy model angioplastyki z plastrem osierdziowym, który może być stosowany zarówno w żyłach o małej średnicy, jak i tętnicach. Model ten można wykorzystać do porównania powstawania przerostu nowozewnętrznego żył i tętnic.

Angioplastyka plastrów w aorcie szczura lub żyłie głównej dolnej

Opisujemy tutaj zwężenie w żyle głównej dolnej jako mysi model zakrzepicy żył głębokich. Model ten podsumowuje ograniczenie przepływu krwi, jeden z głównych czynników wywołujących zakrzepicę żylną u ludzi.

Zwężenie żyły głównej dolnej: mysi model zakrzepicy żył głębokich

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Przetoka aortalno-bębenkowa powstała poprzez przebicie mysiej aorty podnerkowej przez obie ściany do żyły głównej dolnej, a następnie powstało zwężenie w jej odpływie poprzez częściowe podwiązanie żyły głównej dolnej. Ten powtarzalny model może być wykorzystany do badania zwężenia żyły centralnej.

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Obecny protokół ma na celu eksperymentalne stworzenie przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył działaniu ciśnienia krwi tętniczej w celu opracowania strategii osłabienia przerostu żył wewnętrznych po operacji rewaskularyzacji za pomocą przeszczepów żyłowych.

Model wstawiania żył królika naśladujący operację rewaskularyzacji przy użyciu przeszczepów żył do oceny przerostu błony wewnętrznej pod ciśnieniem tętniczym krwi

Opisano szczegółową metodologię tworzenia minimalnie inwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Podano również dodatkowe metody ilościowego określania obszaru zawału i wizualizacji drzewa tętnicy płucnej.

Opracowanie małoinwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi

Poznaj model balonu do angioplastyki żyły głównej dolnej u gryzoni w celu badania zakrzepicy żylnej i odpowiedzi immunologicznej. Ta metoda pozwala ocenić skuteczność interwencji endowaskularnych oraz mechanizmy rozwiązywania zakrzepów.

Model balonu do Vena Cava Vena Cava Gryzonia

Przeglądaj więcej filmów